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I) EXAME DIRETO
EXAME MACROSCÓPICO DE PREPARAÇÕES A FRESCO
O diagnóstico é realizado pela observação microscópica dos oocistos entre lâminas e lamínulas. O
exame direto a fresco é realizado diretamente das fezes diarreicas, ou após a diluição das fezes
pastosas, em solução salina a 0,85% (1:5). Examinar com objetiva de imersão. A microscopia de
contraste de fase facilita a observação dos parasitas.
Observações: O oocisto no exame direto aparece maior que aqueles observados nos esfregaços
fixados e corados. Os oocistos apresentam-se como elemento esféricos de 5 a 6 µm de diâmetro,
com membrana externa fina, com um citoplasma finalmente granulado, e com mancha negra
proeminente, central ou lateral, quer representa os corpos residuais. Os quatro esporozoítos livres
aparecem como pequenas manchas dispostas na periferia em forma de "C". O núcleo é visto no
centro do organismo (GARCIA et al., 1983; LEMETEIL, 1987; MEHLHORN, 1988).
2) Método de Faust e cols: centrífugo - flutuação
1) Princípio do teste
A pesquisa de cistos nas fezes pode ser realizada por diferentes métodos. O método de Faust
está baseado na centrifugação e na flutuação em uma solução de Sulfato de zinco. Uma alíquota
de fezes é filtrada e posteriormente centrifugada. O sobrenadante é colocado numa solução de
Sulfato de zinco e centrifugado. O material a examinar é retirado da parte superficial, tratado com
solução de lugol e observado ao microscópio.
2) Aplicação clínica
A principal aplicação do método de Faust é a pesquisa de cistos de protozoários, destacando-se a
pesquisa de cistos de Iodameba bütschlii, Entamoeba histolytica, Entamoeba coli, Endolimax
nana. Outros cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos podem ser pesquisados.
3) Reagentes
3.1 – Lugol
1 g de Iodo é macerada com 2 g de Iodeto de potássio. Medir 200 mL de água Tipo I. Adicionar
lentamente pequena quantidade desta água com homogeneização constante. Quando houver
solubilização total, adicionar o volume restante desta água. Armazenar em um frasco de vidro
âmbar e rotular. Transferir 20 mL para um frasco conta-gotas âmbar, o qual será usado no dia-
a-dia.
3.2 – Sulfato de zinco a 33 %
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Preparar uma solução em água Tipo I de modo produzir uma solução de Sulfato de zinco a 33 %
com densidade 1.180 g/L. Habitualmente a solução de Sulfato de zinco a 33 % apresenta
densidade 1.180 g/L, mas a densidade deve ser medida e corrigida conforme necessário.
4) Outros insumos
4.1 – Borrel ou frasco de vidro.
4.2 – Funil de plástico pequeno.
4.3 – Palito de sorvete
4.4 – Tubo cônico de plástico.
4.5 – Caneta para marcar tubo.
4.6 – Gaze tipo queijo ou tamiz metálico de 80 a 100 malhas/cm2.
4.7 – Estante.
4.8 – Lâmina de vidro.
4.9 – Lamínula de vidro.
4.10 – Alça de inoculação ou pipeta Pasteur.
5) Equipamentos
5.1 – Centrífuga.
5.2 – Microscópio.
6) Procedimento detalhado
OBS: Para executar este procedimento é indispensável o uso de luvas, máscara e avental.
1 – Preparar uma suspensão 1:10 de fezes em água Tipo II num frasco do tipo Borrel,
identificado com o número de registro do paciente.
2 – Adaptar a gaze ao funil de vidro.
3 – Identificar um tubo cônico com o número de registro do paciente.
4 - Filtrar a suspensão para este tubo cônico.
5 – Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto.
6 – Desprezar o sobrenadante.
7 – Adicionar 3 mL de água Tipo II e misturar.
8 – Repetir os itens 5, 6 e 7 mais duas vezes.
9 – No último sedimento, adicionar 3 mL de solução de Sulfato de zinco.
10 – Agitar e completar o volume do tubo com o Sulfato de zinco.
11 – Centrifugar a 2500 rpm por 1 minuto.
12 – Aspirar a película superior.
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13 – Identificar a lâmina de vidro com o número de registro do paciente.
13 – Colocar 1 gota na lâmina de vidro.
14 – Colocar 1 gota de lugol na lâmina de vidro.
15 – Homogeneizar.
16 – Colocar a lâminula de vidro.
17 – Observar no microscópio, inicialmente com pequeno aumento.
18 – Registrar o resultado na Planilha de exame
7) Leitura
1 – A riqueza de cistos pode ser verificada com pequeno aumento do microscópio.
2 – As características de cada espécie são observadas com grande aumento ou imersão.
3 – Observar: o número de nucléolos dos cistos, a sua estrutura, a distribuição, a coloração e o aspecto
do glicogênio neles contido.
8) Limitações do método
1 – Amostra do paciente contendo poucos cistos pode fornecer resultado falso negativos.
2 – A incapacidade do observador em identificar as características morfológicas das
diferentes espécies poderá causar resultados enganosos.
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III) Técnica de Coloração por Hematoxilina Férrica
A hematoxilina férrica utilizando fezes preservadas é sem dúvida, o método que maior segurança
oferece na identificação e no diagnóstico da E. histolytica.
Os trofozoítas apresentam uma cor cinza-azulada, diferenciando-se de estruturas de tonalidades
escuras. Seu tamanho varia entre 15 a 60 micra.
O citoplasma é distinto e observa-se uma nítida diferenciação entre o ectoplasma e o
endoplasma, principalmente se a forma observada estava emitindo pseudópodes quando da sua
fixação. O ectoplasma apresenta-se hialino com uma coloração cinza-clara, diferenciando-se do
endoplasma, que se apresenta granuloso e mais intensamente corado. No seu interior pode-se
observar uma ou mais hemácias coradas de negro, evidenciadas nitidamente por um halo claro em
toda sua parte externa. O núcleo geralmente não é central, permanecendo em local afastado da
emissão dos pseudópodes, corando suas estruturas em negro. O cariossoma geralmente é central,
mais corado, os grânulos de cromatina são escuros e distribuídos uniformemente no interior da
membrana nuclear.
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A forma pré-cistica é geralmente esférica, podendo apresentar-se oval, corando em azul-
acinzentado e não apresentando diferenciação entre o ectoplasma e o endoplasma. O vacúolo
ocupa 2/3 do parasito, que é o vacúolo de glicogênio, pouco corado. Os corpos cromatóides, corados
em negro, se apresentam como um ou dois bastonetes de tamanhos diferentes. O núcleo se
apresenta um pouco maior na forma pré-cistica. O cariosoma é grande, de aspecto geralmente
uniforme.
Já nos cistos pode-se observar uma nítida membrana cística corada em negro e o citoplasma se
apresenta em uma cor cinza-azulada contendo um vacúolo de glicogênio grande e não corado. Os
corpos cromatóides, mais freqüentes nos cistos imaturos, coram em negro e apresentam-se em
quantidades variáveis, porém dificilmente são observados nos cistos tetranucleados. Outros
protozoários de interesse nos exames de fezes são: E. coli, E. hartmani, Endolimax nana,
Iodamoeba butschlii, Isospora belli, Balantidium coli. Pode usar para pesquisa de Trichomonas
vaginalis (secreção vaginal e uretral)
Procedimento Prático
I) Material para análise: fezes diarréicas obtidas por purgantes (30 gramas de
sulfato de sódio dissolvidos em água). Evacuação deve ser feita no laboratório
II) Fezes muito pastosas ou endurecidas devem ser colocadas em fixador de
preferência o de Schaudinn (veneno).
III) Utilizar lamínulas limpas e desengorduradas presas a um suporte de borracha
para facilitar a manipulação (figura 1).
IV) Com uma pázinha de sorvete espalhar as fezes fazendo um esfregaço e após
emergir ema placa de Petri contendo o fixador de Schaudinn.
V) Passar esta preparação pelos seguintes líquidos:
1- Álcool iodado - 1 minuto
2- Álcool a 95% - 1 minuto
3- Água corrente para lavagem – 1 minuto dentro da cuba
4- Mordente (alumínio de ferro) – 3 minutos
5- Água corrente - 1 minuto dentro da cuba
6- Solução de Hematoxilina férrica – 5 minutos
7- Água corrente - 1 minuto dentro da cuba
8- Diferenciador (alumínio de ferro) até que o esfr egaço adquira uma
transparência adequada. (muita experiência): momento crucial
9- Água corrente - 2 minutos dentro da cuba.
10- Álcool absoluto – 2 minutos.
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11- Álcool a 95% - 2 minutos
12- Álcool creosoto - 2 minutos
13- Creosoto de Faia - 2 minutos
14- Montar com bálsamo do Canadá: sobre uma lâmina limpa e desengordurada colocar
uma gota de bálsamo, e sem deixar bolhas de ar, colocar a preparação com o
esfregaço voltado para baixo, sobre o mesmo.
A preparação poderá ser colocada em estufa a 37º C para a secagem do bálsamo do
Canadá, limpando-se o excesso com auxílio de xilol e papel de filtro. Examinar com
objetiva de imersão e ocular 5x ou 10x.
Entamoeba histolytica
Giardia lamblia
cisto
Trofozoíto
cisto
Trofozoíto
Entamoeba coli (trofozoíto e cisto)
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Protozoários sanguíneos
Preparação do esfregaço sanguíneo e coloração – Mét odo de GIEMSA:
(diagnóstico do tripanosomas, dos plasmódios, das l eishmanias e Toxoplasma).
I) Preparo de esfregaço sanguíneo
A) Sangue com EDTA
B) Preparam-se esfregaços finos tocando uma lâmina limpa, desengordurada,
em uma pequena gota de sangue, de modo que fique próximo de uma
extrimidade da lâmina. Uma segunda lâmina espalhadora (lâmina de
extensão) é segurada pelas bordas, em ângulo de 30 graus sobre a lâmina
que tem o material e recuada sobre a gota fazendo que se espalhe ao longo
da borda da lâmina espalhadora. Com suavidez e rapidez, empurre a lâmina
espalhadora para frente, de modo que o sangue se espalhe e corra em
camada plana.
C) Deixe secar ao ar e core conforme a descrição.
II) Procedimento de coloração
A) Identificação do Trypanosoma cruzi – hemoflagelado
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Objetivos da aula: reconhecer as seguintes formas evolutivas: tripomastigotas,
amatigostas e epimastigotas de T. cruzi.
1) Tripomastigotas
• Examinar lâmina de esfregaço sanguíneo corado pelo método Giemsa
(visualizar o parasito entre as hemáceas).
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo, membrana
ondulante e flagelo.
B) Identificação de Leishmania spp.
Objetivos da aula: reconhecer as seguintes formas evolutivas: promastigotas e
amastigotas de Leishamnia ssp.
1) Promastigotas
• As promastigotas de Leishmania ssp são encontradas no trato intestinal do
mosquisto Flebotomíneo (mosquito palha), mas também podem ser encontrados em
culturas in vitro
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo e flagelo.
2) Amastigotas
Epimastigota de T.cruzi
Amastigota de T. cruzi
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• As amastigotas serão encontradas em células do sistema fagocitário, presentes
no sangue circulante ou nos órgãos de indivíduos infectados.
• Examinar lâminas obtidas de amstigotas obtidas em linfonodo.
• Descrever a posição do cinestoplasto, posição do núcleo e flagelo.
D) Identificação de Plasmódios ( Plasmodium sp)
Objetivos da aula: reconhecimento das formas sanguíneas dos palsmódios
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D) Identificação de Toxoplasma gondii.
Objetivos da aula: reconhecimento dos principais estágios parasitários de gondii, diferenciando
estágios encontrados na fase aguda (taquizoítos) da fase crônica (bradizoítos em cistos
teciduais).
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Método de Lutz ou de Hoffmann (sedimentação espontâ nea)
Princípio do método:
Método baseado na sedimentação espontânea, específico para a pesquisa de ovos de Schistosoma
mansoni, porém é altamente eficiente e amplamente utilizado para a pesquisa de todos os parasitos.
Material necessário:
1. Cálice de decantação
2. Peneira
3. Gaze dobrada em 4
4. Água corrente ou destilada
5. Espátula de madeira (tipo abaixador de língua)
6. Lâmina e lamínula
Tomar cerca de 2 g de fezes recém emitidas, dissolvê-las no próprio recipiente de coleta (frasco padrão
para coleta de amostra) utilizando um pouco de água. Transferir o material dissolvido para um cálice de
decantação fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. Completar até ¾ do volume de água e
deixar repousar em superfície firme e livre de vibrações por no mínimo 2 horas.
Retirar o sedimento com um canudo ou pipeta Pasteur e transferir para lâmina de vidro adicionando 2
gotas de solução de Lugol e cobrindo com lamínula. Observar ao microscópio em objetiva de 10x.
Taenia sp
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FLUTUAÇÃO SIMPLES - WILLIS (flutuação em salina sat urada)
Essa técnica se baseia na propriedade que alguns ovos de helmintos apresentam de flutuarem na
superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este procedimento é específico
para a pesquisa de ovos de Ancilostomídeos.
1. A solução saturada de cloreto de sódio é feita adicionando aproximadamente 40g de NaCl a 100mL
de água sob aquecimento até o ponto em que o sal não se dissolva mais na água. A densidade desta
solução deve ser de aproximadamente 1,20g/mL.
2. Colocar uma quantidade de fezes (aproximadamente 2 g) coletadas de várias partes do bolo fecal em
uma pequena cuba contendo uma parte de solução saturada de cloreto de sódio, dissolver as fezes
nesta solução e acrescentar água até a borda.
3. Colocar sob a borda da cuba uma lâmina de vidro quase tocando a solução saturada e deixar de 30 a
45 minutos . Após este tempo, inverter a lâmina rapidamente e observar ao microscópio.
Ancylostoma sp
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COLETA PARA PESQUISA DE ENTEROBIUS VERMICULARIS
(TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL NOTURNO)
Material necessário
1. Fita de celofane adesiva e transparente (tipo Durex)
2. Toluol (tolueno), Xilol (xileno) ou Iodo-xilol
3. Lâmina para microscopia.
Técnica
1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente em uma espátula de madeira tipo abaixador de língua
com a parte adesiva voltada para fora
2. Pressionar firmemente a espátula contendo a fita adesiva contra as pregas anais e perianais
3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente identificada
4. No momento da execução do exame, levantar cuidadosamente a fita da lâmina e pingar uma gota de
toluol ou xileno e pressionar novamente a fita contra a lâmina. A preparação ficará clara ou levemente
corada, tornando os ovos bem visíveis.
Caso o material não seja examinado imediatamente, não acrescentar o toluol.
Ovos da coleta do anal swab
Fita gomada ou anal swab
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DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP
PROTOZOÁRIOS INTESTINAIS E CAVITÁRIOS
AMEBAS PARASITAS E COMENSAIS
Entamoeba histolytica
cisto Entamoeba histolytica
cisto (corado pelo lugol) Entamoeba histolytica
cisto
Entamoeba histolytica
trofozoíta Entamoeba histolytica
trofozoíta Entamoeba histolytica
trofozoíta
Entamoeba coli
cisto (corado pelo lugol) Entamoeba coli
cisto (corado pelo lugol) Entamoeba coli
trofozoíta Entamoeba coli
trofozoíta
Iodamoeba bütchlii
cisto Endolimax nana
cisto Endolimax nana
trofozoíta
FLAGELADOS INTESTINAIS E CAVITÁRIOS
Giardia lamblia
trofozoíta Giardia lamblia
trofozoíta Giardia lamblia
cisto Giardia lamblia
cisto Trichomonas vaginalis
CILIADOS INTESTINAIS
Balantidium coli
cisto Balantidium coli
trofozoíta Balantidium coli em corte de
intestino Balantidium coli em corte do
intestino grosso
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DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP
PROTOZOÁRIOS DO SANGUE E OUTROS TECIDOS
Plasmodium falciparum
trofozoíta Plasmodium falciparum
gametócitos Plasmodium falciparum
microgametócito Plasmodium falciparum
macrogametócito
Plasmodium vivax
trofozoíta Plasmodium vivax
esquizonte Plasmodium vivax
merozoíto Plasmodium vivax microgametócito
Plasmodium vivax macrogametócito
Trypanosoma cruzi
epimastigota Trypanosoma cruzi
tripomastigota Trypanosoma cruzi
tripomastigota Trypanosoma cruzi
amastigota
Leishmania sp.
amastigota Leishmania sp.
amastigota Leishmania sp. –
promastigota Toxoplasma gondii
trofozoíta Toxoplasma gondii
cisto
VETORES Barbeiros
Triatoma Panstrongylus Rhodnius
Anophelini
Ovos Larva Pupa Macho Fêmea
Adultos Posição de pouso do adulto
Culicini
Ovos Larvas Pupa Macho Fêmea
Adultos Posição de pouso do adulto
DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGIA
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INSTITUTO DE BIOLOGIA / UNICAMP
HELMINTOS INTESTINAIS
Ovo de
Ancilostomatídeo Ovo larvado de
Ancilostomatídeo Ovo de Ancilostomatídeo Ovo de Enterobius
vermicularis Ovos de Enterobius
vermicularis
Ovo de Ascaris
(fertilizado) Ovo de Ascaris (fertilizado) Ovo de Ascaris (larvado e
decorticado) Ovo de Ascaris
(infértil) Ovo de Ascaris (infértil)
Ovo de Schistosoma
mansoni Ovo de Fasciola hepatica Ovos de Taenia Ovo de Taenia Proglote grávido
Taenia solium
Ovo de Hymenolepis
diminuta Ovo de Hymenolepis
nana Ovo de Trichuris trichiura Ovo larvado de
Trichuris trichiura Proglote grávido Taenia saginata
Cápsula bucal
Ancilostoma duodenale Cápsula bucal Ancilostoma
duodenale Cápsula bucal
Necator americanus Cápsula bucal Necator americanus
Bolsa copuladora de A. duodenale
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Bibliografia Consultada
- DE CARLI, G.A. – Parasitologia Clínica – Seleção de Métodos e Técnic as de Laboratório para
o Diagnóstico das Parasitoses Humanas – Editora Atheneu, São Paulo, 2001.
- CIMERMAN, B. & FRANCO, M.A. - Atlas de parasitologia: artrópodes, protozoários e helmintos.
São Paulo, Ed. Atheneu, 1999.
- LEVENTHAL, R. & CHEADLE, R.- Parasitologia Médica. Texto e Atlas. 4ªed. Editora Premiere,
2000.
- NEVES, D.P. - Parasitologia humana . 10ª ed. Editora Atheneu (SP), 2003
- REY, L. - Bases da parasitologia médica. 2ª ed. Guanabara Koogan (RJ), 2002.
- VALLADA, E.P.; -Manual de Exames de Fezes - coprología e parasitolo gia. Editora Atheneu
São Paulo, 1993
- NEVES, D.P. - Parasitologia dinâmica . 1ª ed. Editora Atheneu (SP), 2003.
- FERREIRA, M.U. e SCHHUMAKER, T.T.S. – Fundamentos Biológicos da Parasitologia
Humana. Editora Manole, São Paulo, 2003.
- VERONESI, R. & FOCACCIA, R. - Tratado de Infectologia. São Paulo, Editora Atheneu, 1999
Páginas de internet: WWW.dpd.cdc.gov/dpdx/Default.htm : página do Center for Disease Control and Prevention com imagens e textos sobre parasitos de importância em saúde pública. www.cdfound.to.it/html/atlas.htm www.fcfrp .usp.br /dactb/Parasitologia/ATLAS_DE_PARASITOLOGIA .htm www.farmacia.ufmg.br/ACT/atlas/