Amendement en biochars: Effets sur l'activité et la structure des … · 2018-04-25 · Amendement en biochars : Effets sur l’activité et la structure des microorganismes et sur

Amendement en biochars : Effets sur l’activité et la structure des microorganismes et sur les rendements

de la tomate et du poivron de serre

Thèse

Vicky Lévesque

Doctorat en microbiologie agroalimentaire

Philosophiae doctor (Ph.D.)

Québec, Canada

© Vicky Lévesque, 2017

Amendement en biochars : Effets sur l’activité et la structure des microorganismes et sur les rendements

de la tomate et du poivron de serre

Thèse

Vicky Lévesque

Sous la direction de :

Hani Antoun, directeur de recherche

Noura Ziadi, codirectrice de recherche

Martine Dorais, codirectrice de recherche

iii

Résumé

Le biochar, charbon produit par pyrolyse et utilisé comme amendement, présente

plusieurs avantages et s’avère une avenue prometteuse pour une agriculture durable.

Cependant, les méthodes de fabrication actuelles, les conditions de pyrolyse et les

biomasses utilisées produisent des biochars de qualités très variables qui peuvent affecter

différemment la productivité du sol et les rendements de la plante. Actuellement, aucune

étude ne permet d’élucider l’influence des propriétés physicochimiques des biochars sur la

structure et la diversité des communautés microbienne du sol. Le but de ce projet de

doctorat visait à bien comprendre comment les propriétés physicochimiques d’un biochar

affectent sa capacité à : (i) réduire les émissions des gaz à effet de serre; (ii) améliorer la

croissance de la tomate et du poivron de serre; (iii) améliorer l’efficacité de l’utilisation des

engrais et de l’eau; et (iv) modifier la structure et la diversité des communautés

bactériennes dans un substrat horticole et dans un sol minéral. Cinq biochars ont été

produits et évalués: écorces d’érable pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin

pyrolysés à 700°C et copeaux de saule pyrolysés à 400°C. Les résultats obtenus ont

permis d’identifier les propriétés physicochimiques du biochar responsables de la

réduction des émissions en N2O et des apports d’engrais et celles permettant

l’amélioration de l’efficacité d’utilisation de l’eau tout en favorisant la croissance de la

plante. De plus, les résultats démontrent que l’ajout de biochar peut stimuler certains

groupes de bactéries impliqués dans les cycles du carbone et de l’azote et possiblement

ceux impliqués dans le développement de la plante. Ces travaux identifient les propriétés

physicochimiques importantes des biochars qui pourront mieux guider le producteur

agricole et les industries fabriquant des substrats à base de tourbe dans le choix d’un

biochar favorable à la croissance de la tomate et du poivron et à une agriculture plus

durable.

iv

Abstract

The biochar, charcoal produced by pyrolysis and used as an amendment, has several

advantages and is a promising avenue for sustainable agriculture. However, the

production methods, the pyrolysis conditions and the biomass types produce biochars with

variable properties which have different effects on soil productivity and crop yields.

Presently, there are no studies to elucidate the influence of the physicochemical properties

of biochars on the structure and the diversity of soil microbial communities. The purpose of

this PhD project was to understand how the physicochemical properties of biochar affect

its ability to : (i) mitigate greenhouse gas emissions; (ii) improve growth of greenhouse

tomato and pepper; (iii) improve fertilizer and water use efficiency; and (iv) modify the

structure and the diversity of bacterial communities in a growing medium and a mineral

soil. Five biochars were produced and evaluated: maple bark pyrolyzed at 400˚C, 550˚C

and 700˚C, pine chips pyrolyzed at 700˚C, and willow chips pyrolyzed at 400˚C. The

results demonstrated that some physicochemical properties are key drivers of the ability of

biochars to efficiently mitigate N2O emissions, to reduce fertilizer inputs and to improve

water use efficiency while promoting plant growth. Moreover, the results show that biochar

amendment can stimulate specific bacterial groups involved in carbon and nitrogen cycles

and possibly those involved in plant development. This work identifies key

physicochemical properties of biochars that could better guide agricultural producers and

industries producing peat-based growing media, in the choice of biochar promoting tomato

and pepper growth and contributing to a sustainable agriculture.

v

Table des matières

Résumé ................................................................................................................. iii

Abstract ................................................................................................................. iv

Table des matières ................................................................................................ v

Liste des tableaux ................................................................................................ ix

Liste des figures ................................................................................................... xi

Liste des abréviations ........................................................................................ xiii

Remerciements .................................................................................................. xvii

Avant-propos ...................................................................................................... xix

Chapitre 1 ............................................................................................................... 1 1.0 Introduction Générale ............................................................................................ 1 1.1 Revue de littérature ................................................................................................ 2

1.1.1 Procédés de formation du biochar ..................................................................... 2 1.1.1.1 Description ................................................................................................................. 2

1.2 Les propriétés physicochimiques d’un biochar .................................................. 3 1.2.1 Propriétés physiques ......................................................................................... 3

1.2.1.1 Porosité ...................................................................................................................... 3 1.2.1.2 Surface spécifique ...................................................................................................... 3 1.2.1.3 Capacité de rétention en eau ..................................................................................... 4

1.2.2 Propriétés chimiques ......................................................................................... 5 1.2.2.1 Composition minérale................................................................................................. 5 1.2.2.2 Production de composés toxiques ............................................................................. 5 1.2.2.3 Capacité d’échange cationique .................................................................................. 6 1.2.2.4 Minéralisation et séquestration du carbone ............................................................... 6 1.2.2.5 pH et conductivité électrique ...................................................................................... 7

1.3 Effets du biochar sur les propriétés physicochimiques du sol .......................... 8 1.4 Effets du biochar sur les émissions des gaz à effet de serre ............................. 9 1.5 Effets du biochar sur la croissance de la plante ................................................ 11 1.6 Effets du biochar sur la biologie du sol ............................................................. 12 1.7 Objectifs et hypothèses ....................................................................................... 14 1.8 Références............................................................................................................ 16

Chapitre 2 ............................................................................................................. 21 2.0 An incubation study on the mitigation of CO2 and N2O emissions from a nitrogen fertigated horticultural growing medium supplemented with biochars and compost ...................................................................................................................... 21

Sommaire ................................................................................................................ 21 Abstract .................................................................................................................... 22

2.1 Introduction .......................................................................................................... 23 2.2 Material and methods .......................................................................................... 24

2.2.1 Biochar production and characterization .......................................................... 24 2.2.1.1 Chemical characteristics of biochars ........................................................................ 25 2.2.1.2 Physical characteristics ............................................................................................ 28

2.2.2 Peat-based GM formulations ........................................................................... 28

vi

2.2.2.1 Peat-based GM properties ....................................................................................... 29 2.2.3 Incubation ....................................................................................................... 29

2.2.3.1 Chemical analysis .................................................................................................... 30 2.2.3.2 Biological analysis .................................................................................................... 30 2.2.3.3 Gas sampling ........................................................................................................... 31

2.2.4 Statistical analysis ........................................................................................... 31 2.3 Results .................................................................................................................. 32

2.3.1 Biochar characterization .................................................................................. 32 2.3.2 Effect of incubation time on the chemical properties of the saturated media extracts .................................................................................................................... 33 2.3.3 Effect of incubation time on the biological properties of the peat-based GM .... 36 2.3.4 Effect of incubation time on greenhouse gas emissions from peat-based GM . 39

2.4 Discussion ............................................................................................................ 43 2.4.1 GHG emissions from peat-based GM amended biochars ................................ 43

2.4.1.1 Carbon dioxide ......................................................................................................... 43 2.4.1.2 Methane ................................................................................................................... 44 2.4.1.3 Nitrous oxide ............................................................................................................ 45

2.4.2 GHG emissions from peat-based GM amended biochar and enriched with compost ................................................................................................................... 46 2.4.3 Time effect and successive applications of N fertilizer on GHG emissions from peat-based GM amended biochar ............................................................................ 47

2.5 Conclusion ........................................................................................................... 49 2.6 References............................................................................................................ 50

Chapitre 3 ............................................................................................................. 55 3.0 Effets de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du poivron ............................................ 55

Sommaire ................................................................................................................ 55 3.1 Introduction .......................................................................................................... 56 3.2 Matériel et méthodes ........................................................................................... 57

3.2.1 Biochar et les substrats de croissance ............................................................ 57 3.2.2 Propriétés chimiques des substrats de croissance .......................................... 58 3.2.3 Propriétés physiques des formulations des substrats de croissance ............... 59 3.2.4 Préparation des pots ....................................................................................... 59 3.2.5 Conditions environnementales de la serre ....................................................... 60 3.2.6 Germination des semences ............................................................................. 60 3.2.7 Fertilisation et irrigation ................................................................................... 61 3.2.8 Dispositif expérimental .................................................................................... 63 3.2.9 Mesures des paramètres physicochimiques des substrats de croissance ....... 63

3.2.9.1 Analyse minérale des lixiviats et des substrats de croissance ................................ 63 3.2.9.2 Analyse de la masse volumique apparente dans la culture du poivron ................... 64

3.2.10 Mesure des paramètres biologiques du substrat ........................................... 64 3.2.10.1 Analyse de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne ........................ 64 3.2.10.2 Respiration du sol ................................................................................................... 64

3.2.11 Mesure des paramètres physiologiques ........................................................ 65 3.2.11.1 Rendement des fruits et biomasse totale ............................................................... 65 3.2.11.2 Surface foliaire ....................................................................................................... 65 3.2.11.3 Analyses minérales de la biomasse ....................................................................... 66

3.2.12 Analyses statistiques ..................................................................................... 66 3.3 Résultats ............................................................................................................... 67

3.3.1 Propriétés chimiques des substrats ................................................................. 67 3.3.2 Activité microbienne dans les substrats ........................................................... 71 3.3.3 Biomasses des plants de tomate et de poivron ............................................... 73

vii

3.3.4 Teneur en azote et en phosphore dans les tissus de la plante ........................ 80 3.3.5 Efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation ........................................................ 81

3.4 Discussion ............................................................................................................ 82 3.4.1 Effets du biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron 82 3.4.2 Effets de la dose en biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron ..................................................................................................................... 86 3.4.3 Effet de la dose de fertilisation sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron ................................................................................................................ 86 3.4.4 Effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation ........................ 87

3.5 Conclusion ........................................................................................................... 88 3.6 Références............................................................................................................ 89

Chapitre 4 ............................................................................................................. 92 4.0 Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des communautés bactériennes après une culture de la tomate ou du poivron ................................................................................................ 92

Sommaire ................................................................................................................ 92 4.1 Introduction .......................................................................................................... 93 4.2 Matériel et méthodes ........................................................................................... 95

4.2.1 Description de l’étude ...................................................................................... 95 4.2.2 Analyse métagénomique ................................................................................. 96

4.2.2.1 Extraction de l’ADN .................................................................................................. 96 4.2.2.2 Quantification des bactéries totales ......................................................................... 97 4.2.2.3 Construction des librairies Illumina .......................................................................... 97 4.2.2.4 Analyse du séquençage ........................................................................................... 99

4.2.3 Analyses statistiques ..................................................................................... 100 4.3 Résultats ............................................................................................................. 101

4.3.1 Diversité bactérienne ..................................................................................... 101 4.3.2 Structure des communautés bactériennes .................................................... 102 4.3.3 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées ................................................................................ 108

4.4 Discussion .......................................................................................................... 110 4.4.1 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes .......................................................................................................... 110 4.4.2 Effet du pH sur la composition des communautés bactériennes .................... 111 4.4.3 Effet de la disponibilité en carbone sur la composition des communautés bactériennes .......................................................................................................... 112

4.5 Conclusion ......................................................................................................... 114 4.6 Références.......................................................................................................... 115

Chapitre 5 ........................................................................................................... 119 5.0 Effets de différents biochars sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre et les propriétés physicochimiques et biologiques du sol ............................................................... 119

Sommaire .............................................................................................................. 119 5.1 Introduction ........................................................................................................ 120 5.2 Matériel et méthodes ......................................................................................... 122

5.2.1 Biochars et sol ............................................................................................... 122 5.2.2 Préparation des mélanges de sol .................................................................. 122 5.2.3 Incubation – Expérience I .............................................................................. 123

5.2.3.1 Analyses chimiques................................................................................................ 124 5.2.3.2 Analyses biologiques.............................................................................................. 125

viii

5.2.3.3 Analyses des gaz (CO2, CH4 et N2O) ..................................................................... 125 5.2.3.4 Analyses métagénomiques .................................................................................... 126

5.2.4 Incubation – Expérience II ............................................................................. 126 5.2.4.1 Analyses chimiques................................................................................................ 127 5.2.4.2 Technique de diffusion 15N ..................................................................................... 128 5.2.4.3 Abondance du 15N .................................................................................................. 129

5.2.5 Analyses statistiques ..................................................................................... 129 5.3 Résultats ............................................................................................................. 130

5.3.1 Propriétés chimiques du sol .......................................................................... 130 5.3.2 Propriétés biologiques du sol ........................................................................ 131 5.3.3 Disponibilité de l’azote ................................................................................... 133 5.3.4 Émissions de gaz à effet de serre ................................................................. 133 5.3.5 Diversité alpha des communautés bactériennes ........................................... 136 5.3.6 Structure des communautés bactériennes et compositions taxonomiques .... 136 5.3.7 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées ................................................................................ 141

5.4 Discussion .......................................................................................................... 144 5.4.1 Effets des biochars sur les propriétés chimiques et biologiques .................... 144 5.4.2 Effets des biochars sur l’atténuation des émissions des gaz à effet de serre . 146

5.4.2.1 Dioxyde de carbone ............................................................................................... 146 5.4.2.2 Méthane ................................................................................................................. 147 5.4.2.3 Protoxyde d’azote ................................................................................................... 148

5.4.3 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes .......................................................................................................... 150 5.4.4 Effets des biochars sur les communautés bactériennes impliquées dans le cycle du carbone et de l’azote ......................................................................................... 151

5.5 Conclusion ......................................................................................................... 155 5.6 Références.......................................................................................................... 156

Chapitre 6 ........................................................................................................... 161 6.0 Discussion générale .......................................................................................... 161 6.1 Références.......................................................................................................... 167

Chapitre 7 ........................................................................................................... 169 7.0 Conclusion générale .......................................................................................... 169 7.1 Perspectives de recherche ................................................................................ 171

Annexe ............................................................................................................... 174 Chapitre 2: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 174 Chapitre 3: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 183 Chapitre 4: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 211 Chapitre 5: Matériel Supplémentaire ...................................................................... 214

ix

Liste des tableaux

Table 2.1 Physicochemical characteristics of biochars. ................................................... 27

Table 2.2 Effect of different biochars and a compost on microbial biomass carbon (MBC) and nitrogen (MBN) in a peat-based GM after 58 days of incubation. .............................. 39

Table 2.3 Effect of different biochars and a compost on the total cumulative CO2, CH4 and N2O emissions from a peat-based GM during 58-days incubation. .................................. 41

Tableau 3.1 Formulation des substrats de croissance ..................................................... 58

Tableau 3.2 Composition minérale des solutions fertilisantes pour les traitements ayant reçu 50% de la dose recommandée (F50) et la dose complète (F100) pour la culture de la tomate et du poivron. ....................................................................................................... 62

Tableau 3.3 Potentiels matriciels utilisés pour enclencher les irrigations selon la dose de biochar dans le substrat. .................................................................................................. 62

Tableau 3.4 Analyses chimiques des substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours. .................................................................... 69

Tableau 3.5 Analyses chimiques des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours............................................................................ 70

Tableau 3.6 Taux d’hydrolyse de la FDA dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). .......... 72

Tableau 3.7 Comparaison de la biomasse aérienne, des fruits et des racines entre le substrat amendé de biochar fertilisé à F50 et le substrat non amendé (témoin) fertilisé à F100 pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). ............... 78

Tableau 3.8 Effet de la dose en fertilisation (F50 vs F100) de chaque traitement sur la biomasse aérienne, des fruits et des racines pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin). ............................................................................................. 79

Tableau 3.9 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom). .................................................... 81

Tableau 4.1 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100). ............................................................................... 106

Tableau 4.2 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100). ................................................................... 107

Tableau 4.3 Coefficients de corrélation SPEARMAN significatifs entre les espèces des familles bactériennes et les variables environnementales de la rhizosphère de la tomate et du poivron. ..................................................................................................................... 109

x

Tableau 5.1 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours. .................................. 133

Tableau 5.2 Indices de diversité bactérienne dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation. .............................................................................. 136

Tableau 5.3 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac dans les différents traitements sans compost au jour 338 de l’incubation. .............................................................................. 138

Tableau 5.4 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation. .. 140

Tableau 5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les traitements de sol sans compost au jour 338 de l’incubation. ...................................................................................................................................... 141

Tableau 5.6 Nombre d’OTUs observé dans chaque traitement biochar sans compost significativement différent du témoin et coefficient de corrélation entre l’abondance relative des séquences des groupes bactériens et les variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation. ................................................................................................. 143

xi

Liste des figures

Fig. 2.1 Effect of different biochars and a compost on total dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3

-) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. ..... 35

Fig. 2.2 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic carbon (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method............................................................................................................................. 36

Fig. 2.3 Effect of biochars and a compost on microbial activity in a peat-based GM as reflected by fluorescein diacetate (FDA) hydrolysis. ......................................................... 38

Fig. 2.4 Effect of biochars and a compost on the cumulative CO2 and N2O emissions from a peat-based GM during 58 days of incubation. ............................................................... 42

Fig. 3.1 Schéma des pots utilisés pour la culture de la tomate et du poivron. .................. 61

Fig. 3.2 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) ou du poivron (cv. Redskin). .... 73

Fig. 3.3 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de tomate (cv. Micro-Tom). ............................................................................................................................... 76

Fig. 3.4 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de poivron (cv. Redskin). ......................................................................................................................... 77

Fig. 4.1 Sachet en Nitex utilisé pour l’étude des communautés bactériennes .................. 96

Fig. 4.2 Effet des différents biochars sur les indices de la diversité bactérienne à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. ......................................................... 102

Fig. 4.3 L’analyse principale de coordination (PCoA) vue sur trois axes (PC1, PC2, PC3) des communautés bactériennes dans les différents substrats à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. ....................................................................................... 103

Fig. 4.4 Diagramme de Venn, où chaque ovale présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés à la fin d’une culture de la tomate (a) et du poivron (b) de serre. ........................................................................................ 104

Fig. 5.1 Schéma et photo de la multiseringue à dix aiguilles construite pour l’application uniforme de la solution fertilisante. ................................................................................. 124

Fig. 5.2 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les propriétés chimiques et l’activité enzymatique d’un sol minéral après 338 jours d’incubation. ........ 132

Fig. 5.3 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les émissions cumulatives moyennes de CO2, CH4 et N2O dans un sol minéral durant 338 jours d’incubation. .................................................................................................................. 135

xii

Fig. 5.4 Vue d’ensemble sur trois axes (PC1, PC2, PC3) de la structure des communautés bactériennes dans les traitements de sol avec ou sans compost aux jours 44 et 338 de l’incubation. .................................................................................................................... 137

Fig. 5.5 Diagramme de Venn, où chaque rond présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés au jour 338 dans les traitements sans compost. ........................................................................................................................ 138

xiii

Liste des abréviations

ADN Acide désoxyribonucléique

ANOVA Analyse de la variance

ARN Acide désoxyribonucléique

BD Bulk density

CE / EC Conductivité électrique / Electrical conductivity

CCE Calcium carbonate equivalence

CEC Capacité d’échange cationique / Cation exchange capacity

CMA Champignons mycorhiziens arbusculaires

DIC Carbone Inorganique dissous / Dissolved inorganic carbon

DMP Diamètre moyen pondéré

DN Azote total dissous / Total dissolved nitrogen

DOC Carbone organique dissous / Dissolved organic carbon

Ds/Do Diffusion des gaz

EUE Efficacité d’utilisation de l’eau

FDA Fluorescéine diacétate (activité enzymatique)

GE Gas emissions

Ksat Conductivité hydraulique saturée

m/m Masse / masse

MBC Biomasse microbienne du carbone

MBN Biomasse microbienne de l’azote

MVA Masse volumique apparente

OTU Unité taxonomique opérationnelle

PA Porosité de l’air

pb Paires de bases

PCR Réaction de polymérisation en chaîne

PD Particle density

PT / TP Porosité totale / Total porosity

PVC Polychlorure de vinyle

qPCR Réaction de polymérisation en chaîne quantitative

RFU Réserve en eau facilement utilisable

RU Réserve utile en eau

SME Extraction de milieu saturé en eau / Saturated Media Extract

SPE / WFPS Saturation des pores en eau / Water-filled pore space

TC Carbone total / Total carbon

TOC Carbone organique totale

TN Azote total / Total nitrogen

Tort Tortuosité

TSA Tryptic Soy Agar

U.E. Unités expérimentales

UFC Unité formant colonie

v/v Volume / volume

w/v Weight / volume

xiv

xv

xvi

The role of the infinitely small in nature is

infinitely great − Louis Pasteur

xvii

Remerciements

Pour arriver au dépôt de cette thèse, j’ai relevé de nombreux défis, parfois stressants mais

par contre, très stimulants et enrichissants. Ayant déjà franchi la ligne d’arrivée d’un

marathon, je me permets de comparer cette thèse à un ultra-marathon. Il m’a fallu

beaucoup de détermination, du temps et de la discipline pour y parvenir. C’est grâce au

support moral de ma famille, de mes amis, de mes collaborateurs et de mes superviseurs

de recherche que j’ai pu atteindre mes objectifs ambitieux.

Je tiens d’abord à remercier mon directeur, Hani Antoun, de m’avoir transmis ses

connaissances en microbiologie des sols et sa passion de la recherche. Je tiens à vous

remercier pour vos petites attentions, pour votre confiance et pour les opportunités offertes

tout au long de mon cheminement de doctorat. Je tiens également à vous remercier pour

votre rigueur scientifique et votre inspiration. Cela a été un réel plaisir de travailler avec

vous et j’ai grandement apprécié nos nombreuses discussions. Dommage que vous soyez

maintenant à la retraite et c’est un honneur pour moi d’être la dernière étudiante que vous

avez dirigé dans le cadre de votre carrière de professeur à l’Université Laval!

Je remercie aussi ma codirectrice, Martine Dorais, qui m’a soutenue depuis le début de

ma maîtrise et tout au long de mon doctorat. Merci beaucoup, Martine, pour tes

commentaires pertinents et rigoureux, tes conseils, tes idées innovantes et ton

dynamisme. Je tiens également à te remercier de ta confiance. Malgré ton horaire très

chargé, tu as toujours réussi à trouver du temps pour moi. Ce fut grandement apprécié. Je

remercie également ma codirectrice, Noura Ziadi, pour sa générosité, sa rigueur et ses

nombreux conseils. À chaque fois que j’entrais dans ton bureau, il y avait toujours un vent

de fraîcheur! Merci beaucoup pour ton écoute, ta confiance et ton support. Tes

commentaires et ton aide m’ont été très utiles.

La réalisation de ce projet a été rendue possible grâce à la participation de nombreux

collaborateurs. Je tiens d’abord à remercier les chercheurs Philippe Rochette et Martin

Chantigny d’Agriculture et Agroalimentaire Canada (AAC), Richard Hogue de l’Institut de

Recherche et de Développpement en Agroenvironnement (IRDA), ainsi que Martin

Trépanier et Rémi Naaz de la compagnie Premier Tech. Merci beaucoup d’avoir accepté

de collaborer avec moi dans ce projet et de votre confiance au succès de ce projet. De

plus, un immense merci à l’entreprise Premier Tech pour m’avoir fourni gracieusement de

la tourbe pour réaliser mes diverses expériences en serre et en laboratoire.

xviii

Le travail considérable en laboratoire et en serre n’aurait pu être réalisé sans l’aide et les

conseils des nombreux professionnels de recherche et techniciens (Sylvie Côté, Johanne

Tremblay, Claude Lévesque, Annie Robichaud, Josée Bourassa, Carole Boily, Mireille

Thériault, Réjean Bacon, Claudine Ménard, Danielle Mongrain, Daniel Marcotte, Gabriel

Lévesque et Sébastien Lange), de l’équipe des serres (Carole Martinez, Rachel Daigle,

Nicolas Pelletier, Nicole Bolduc et Normand Massicotte) et des étudiants et des collègues

de travail (Marc-Antoine Bisson, Jean-Michel Fortin, Laetitia Roy, Stéphanie Houde,

Salma Taktek et Hélà Selmi). Merci énormément pour votre généreux temps et votre

professionnalisme.

Plus particulièrement, un grand merci à Normand Bertrand, professionnel de recherche du

Dr Philippe Rochette, pour son aide et sa patience pour les nombreuses heures passées

devant le GC afin d’analyser mes échantillons de gaz! Un merci spécial à Thomas Jeanne,

professionnel de recherche du Dr Richard Hogue, pour son expertise en bio-informatique.

Thomas, tu m’as été d’une aide incroyable. Sans toi, je n’aurais pas encore terminé cette

thèse. Un grand merci pour tes disponibilités afin de répondre à mes questions, autant la

semaine que le weekend, et pour m’avoir transmis tes connaissances en bio-informatique.

J’aimerais également remercier Martin Chantigny, Steeve Pépin et Joann K. Whalen, qui

ont accepté, aux côtés de mon directeur et de mes deux codirectrices de recherches,

d’évaluer cette thèse de doctorat et de faire partie du jury lors de ma soutenance.

Bien entendu, je tiens à remercier mes proches, soit ma famille, mes ami(e)s et ma belle-

famille pour leur soutien et leurs encouragements. Je tiens particulièrement à remercier

Nicole de m’avoir accueillie à bras ouverts chez elle au début et à la fin de mon doctorat.

De plus, j’aimerais remercier profondément mes parents, Julien et Johanne, qui m’ont

toujours encouragée dans mes études et qui m’ont appuyée dans mes choix de vie. Vous

avez cru en moi et vous m’avez donnée la chance d’étudier dans un domaine qui me

passionne. Je vous en suis très reconnaissante pour tout ce que vous avez fait pour moi.

Mille fois merci!!

Finalement, je tiens à remercier mon amoureux, Clement, qui était là pour m’appuyer et

me réconforter dans mes moments un peu plus difficiles. J’ai une chance unique de t’avoir

à mes côtés. Ton calme, ta compréhension et ta joie de vivre m’ont permis d’aller jusqu’au

bout de ce projet. Merci encore pour ton aide et ta participation au projet. Je te dois une

fière chandelle!

xix

Avant-propos

Cette thèse a été réalisée dans le cadre d’un projet intitulé « Développement d’un biochar

favorable à l’établissement d’une microflore bénéfique chez la tomate et le poivron cultivés

en serres» financé par le Programme de Soutien à l’Innovation en Agroalimentaire (PSIA),

un programme issu de l’accord du cadre Cultivons l’avenir conclu entre le Ministère de

l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation du Québec (MAPAQ) et Agriculture et

Agroalimentaire Canada (AAC). Mes études doctorales ont aussi été réalisées grâce aux

bourses du Fonds de Recherche sur la Nature et les Technologies (FRQNT), de

l’Université Laval, du Centre Sève et de l’Association Québécoise de Spécialistes en

Sciences du Sol (AQSSS).

Cette thèse est composée de sept chapitres. Le chapitre 1 comprend une introduction

générale et une revue de la littérature. Ce premier chapitre permet d’atteindre des

connaissances générales sur le sujet, de dégager les problématiques et d’énoncer les

hypothèses et les objectifs de recherche. Les chapitres 2 à 5 sont le cœur de la thèse et

sont écrits sous forme d’articles scientifiques. Le chapitre 2 est écrit en anglais. Les

articles sont présentement en préparation et seront prochainement publiés dans des

journaux scientifiques avec comité de lecture. Le chapitre 2 présente l’effet de cinq

biochars sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un substrat à base de tourbe

enrichie ou pas avec un compost sur les émissions des gaz à effet de serre, durant une

courte étude d’incubation sans plante. Le titre de ce chapitre est «An incubation study on

the mitigation of CO2 and N2O emissions from nitrogen fertigated horticultural growing

medium supplemented with biochars and compost». Le chapitre 3 concerne l’effet d’un

amendement de biochar sur les rendements d’une culture de la tomate ou du poivron, et

son effet sur la réduction des apports en nutriments et l’amélioration de l’efficacité

d’utilisation de l’eau. Le titre de ce chapitre est «Effets de l’ajout de différents biochars à

un substrat à base de tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du

poivron». Le chapitre 4 est la continuité du chapitre 3, mais celui-ci s’attarde à la diversité

et à la structure des communautés bactériennes de la rhizosphère. Le titre de ce chapitre

est «Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la

diversité et la structure des communautés bactériennes après une culture de la tomate ou

du poivron». Le chapitre 5 aborde les effets d’un amendement de biochars sur les

xx

communautés bactériennes en relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de

serre et sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un sol agricole. Ce chapitre

permet d’approfondir le sujet sur la capacité du biochar à améliorer la productivité du sol et

à modifier les populations bactériennes. Ce chapitre s’intitule «Effets de différents biochars

sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz

à effet de serre et les propriétés physicochimiques et biologiques du sol». Le chapitre 6

comprend une discussion générale qui permet de faire le lien entre les chapitres 2 à 5 et

de répondre aux hypothèses proposées en introduction. Enfin, le chapitre 7 présente une

conclusion générale permettant de faire le point sur les objectifs de ce projet de thèse et

souligne l’originalité des travaux effectués. De plus, ce dernier chapitre propose des pistes

de réflexion pour de futurs projets de recherche dans ce domaine. En annexe, on retrouve

des résultats supplémentaires des chapitres 2 à 5 qui permettent de supporter les

renseignements fournis dans cette thèse.

Mes résultats de recherche ont été présentés dans le cadre de plusieurs congrès

internationaux et un colloque provincial. J’ai effectué une présentation lors du colloque les

«Journées du Centre Sève», le 7 et 8 novembre 2013 à l’Hôtel Wendake (QC, Canada)

et le titre de ma présentation orale était : « Développement d’un biochar de qualité

favorable à la croissance des plantes et des microorganismes». De plus, j’ai présenté mes

résultats de recherche lors de trois congrès internationaux : 1- le congrès conjoint Soil

Interfaces for Sustainable Development organisé par la International Union of Soil

Science (IUSS), la Canadian Society of Soil Science (CSSS) et l’AQSSS du 5 au 10 juillet

2015 à l’Université McGill (QC, Canada) et le titre de ma présentation orale était : «Soil

CO2 and N2O emissions: «Is the mitigation efficiency of biochars impacted by periodic

applications of mineral nitrogen fertilizer?»; 2- The Rhizosphere 4 organisé par

Wageningen University et Netherlands Institute of Ecology (NIOO) du 21 au 25 juin 2015

au Maastricht Exposition and Congress Centre (MECC) (Maastricht, Pays-Bas), et le titre

de mon affiche était: «Effect of different biochars on the establishment of the symbiosis

between Rhizophagus irregularis and leek grown in peat-based substrate»; et 3- 16th

International Symposium on Microbial Ecology (ISME16) organisé par International

Society for Microbial Ecology du 21 au 26 août 2016 au Palais des Congrès de Montréal

(QC, Canada), et le titre de mon affiche était: «Soil bacterial community structure and

greenhouse gas emissions as affected by the addition of biochar»., J’ai également été

invitée, le 6 avril 2017, à présenter un séminaire au Centre de Recherche et de

xxi

Développement de Québec − AAC (QC, Canada). Le titre du séminaire s’intitulait :

«Amendement en biochar : Effet sur les rendements des cultures en serre et leur impact

environnemental». Cette présentation orale sera diffusée par le Centre de Référence en

Agriculture et Agroalimentaire du Québec (CRAAQ) dans les prochains mois et sera

accessible sur le site Internet d’Agri-Réseau. Enfin, j’ai présenté mes résultats de

recherche lors de la «Journée de la Recherche de la FSAA» organisée par la Faculté

des Sciences de l’Agriculture et de l’alimentation (FSAA), le 18 mai 2017 à l’Université

Laval (QC, Canada), et le titre de ma présentation orale était : «Amendement en biochars :

Effets sur les rendements de la tomate et du poivron de serre».

J’ai obtenu le 3e prix pour la meilleure présentation orale lors du congrès annuel de

l’AQSSS tenu à l’Université McGill lors du congrès international conjoint

IUSS−CSSS−AQSSS en juillet 2015. De plus, j’ai obtenu des bourses de mérite pour

assister aux différents congrès internationaux, dont une bourse de 1000$ offert par le

Centre Sève et une autre de 1000$ offert par le Centre de Recherche en Innovation sur

les Végétaux (CRIV) pour participer au congrès The Rhizosphere 4, en juin 2015; et une

bourse de mérite de 750$ offert par l’AQSSS pour participer au congrès international

conjoint IUSS−CSSS−AQSSS, en juillet 2015.

1

Chapitre 1

1.0 Introduction Générale

Dans le centre de l’Amazonie où l’on retrouve des terres infertiles se trouvent des régions

localisées où les sols ont une fertilité exceptionnelle et où l’activité microbiologique y est

des plus développées. Ces terres noires nommées Terra Preta (do Indigo) sont

particulièrement riches en composés carboniques et en minéraux. Elles possèdent trois

fois plus de matière organique, d’azote, de phosphore et de calcium et 70 fois plus de

carbone que les sols des régions avoisinantes (Barrow, 2012; Glaser, 2007). Ces sols se

seraient formés il y a plusieurs milliers d’années à partir de résidus carbonisés (charbon),

d’excréments, d’os et de résidus organiques provenant d’élevage semi-intensif (Barrow,

2012; Glaser, 2007). Après plusieurs décennies, ce type de sol à l’origine très pauvre a

évolué et est devenu très intéressant pour l’agriculture d’aujourd’hui vu la stabilité du

carbone présent (Barrow, 2012). Les groupements aromatiques polycondensés retrouvés

dans la structure du charbon des sols de Terra Preta expliqueraient en grande partie sa

stabilité biochimique et par conséquent le faible dégagement en CO2 (Liang et al., 2008).

Des études récentes démontrent que des sols fortement fertiles, suite à l’application de

charbon pyrolysé (biochar), étaient structurellement comparables à ceux des sols de Terra

Preta (Mao et al., 2012).

La stabilité du carbone dans les sols amazoniens, les bilans négatifs des émissions en

CO2 et l’effet positif du carbone sur la croissance de la plante ont beaucoup attiré l’intérêt

des chercheurs. Plusieurs études démontrent que le biochar a des propriétés uniques qui

permettent d’accroître la santé et la croissance des plantes, et la productivité du sol, mais

aussi qu’il est un outil indispensable permettant la séquestration du carbone dans les sols

durant de nombreuses années (Barrow, 2012; Chan et Xu, 2009; Glaser, 2007; Lehmann

et al., 2009; Revell et al., 2012; Schimmelpfennig et Glaser, 2012; Schulz et Glaser, 2012).

De plus, les nombreuses études effectuées au cours de la dernière décennie sur

l’utilisation du biochar comme amendement démontrent qu’il possède plusieurs avantages

biologiques et physicochimiques et qu’il s’avère une avenue prometteuse pour l’agriculture

durable. Cependant, les méthodes de fabrication actuelles, les conditions de pyrolyse et

les biomasses utilisées produisent des biochars de qualités très différentes qui, suite à

2

leur utilisation, affectent de façon variable la productivité du sol et les rendements de la

plante (Anderson et al., 2011 ; Ding et al., 2016 ; Gul et al., 2015 ; Liu et a l., 2016).

Ce projet de doctorat visait donc à bien comprendre comment les propriétés

physicochimiques d’un biochar affectent la productivité du sol, l’activité et la composition

des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Finalement, cette étude va

fournir des informations utiles pour le développement de recettes industrielles pour la

production de biochars de bonne qualité, en faisant varier la température de la pyrolyse et

en employant différentes biomasses.

Ce premier chapitre introduit les facteurs influençant les propriétés physicochimiques d’un

biochar sur les propriétés physicochimiques et biologiques du sol, sur les émissions des

gaz à effets de serre et sur la croissance de la plante. Ce chapitre permet d’atteindre des

connaissances générales et d’énoncer les hypothèses et les objectifs visant à mettre en

évidence certaines propriétés physicochimiques essentielles du biochar pour améliorer la

productivité du sol, d’atténuer les émissions des gaz à effet de serre et de favoriser la

croissance de la plante et la diversité microbienne.

1.1 Revue de littérature

1.1.1 Procédés de formation du biochar

1.1.1.1 Description

Le biochar est la partie solide produite par la pyrolyse, processus de dégradation d’une

biomasse organique par la chaleur en absence d’oxygène. Il existe différents biochars,

selon le matériel utilisé et la température de pyrolyse (Brewer et al., 2011). Les biomasses

organiques utilisées pour former le biochar sont d’origines végétales ou animales et riches

en carbone comme le bois, les résidus de récoltes, les excréments d’animaux et les

déchets organiques. Lors de la dégradation de la biomasse, trois phases sont générées

par la pyrolyse. Il y a une partie solide (biochar), une partie liquide organique (biohuile) et

une partie gazeuse. La quantité de chaque composante (gaz, liquide et biochar) est

différente selon la méthode de pyrolyse utilisée. Plusieurs systèmes de pyrolyse existent.

Les systèmes les plus utilisés sont les pyrolyseurs rapides et lents (Brewer et al., 2012;

Bruun et al., 2012). Un système de pyrolyse rapide va chauffer très rapidement (au-

3

dessus de 1000°C s-1) la biomasse sèche en absence d’oxygène et le temps de séjour

dans le système est très court (environ 2 secondes). Le but d’une pyrolyse rapide est de

maximiser la production de la biohuile. C’est pour cette raison que le chauffage est très

rapide et de courte durée. Pour ce qui est du système traditionnel (la pyrolyse lente), la

biomasse sèche est chauffée très lentement (1°C à 20°C min-1) en absence d’oxygène et

avec un temps de séjour dans le système variant de quelques heures à quelques jours

(Dutta et al., 2012).

1.2 Les propriétés physicochimiques d’un biochar

La matière première, la température, la vitesse d’élévation de la température, le temps de

chauffage et la grosseur des particules peuvent affecter les propriétés physicochimiques

et la qualité d’un biochar (Brewer et al., 2011; Lehmann et Joseph, 2009; Pituello et al.,

2015). Parmi les propriétés physicochimiques qui distinguent un biochar, il y a la porosité,

la surface spécifique, la capacité de rétention en eau, le contenu en éléments minéraux et

organiques, la capacité d’échange cationique (CEC) et le pH.

1.2.1 Propriétés physiques

1.2.1.1 Porosité

Lors de la formation du biochar, la température de la pyrolyse choisie influence la porosité.

Dutta et al. (2012) ont observé que les biochars produits entre 350°C et 400°C avaient une

porosité totale plus élevée que ceux produits à 300°C. Aussi, Bagreev et al. (2001) ont

démontré qu’une température de pyrolyse entre 400°C et 600°C a augmenté

considérablement la porosité du biochar. L’augmentation des pores serait créée par un

accroissement de molécules d’eau relâchées suite à l’action de l’hydroxylation à haute

température (Bagreev et al., 2001). Aussi, le temps de séjour de la biomasse dans le

pyrolyseur pourrait avoir un impact sur la porosité du biochar (Novak et al., 2009a).

1.2.1.2 Surface spécifique

La surface spécifique d’un adsorbant est par définition une surface par unité de masse (m2

g-1). Cette surface est créée essentiellement par les micro- et mésopores. Plus la surface

spécifique est grande plus la surface de contact est élevée et plus la quantité de matières

4

adsorbées est importante. Ce paramètre est obtenu en appliquant la théorie de Brunauer,

Emmet et Teller, d’où l’appellation surface BET (Schimmelpfennig et Glaser, 2012).

D’après la littérature, la surface spécifique des biochars varie beaucoup selon la

température et les conditions de la pyrolyse. Il a été démontré qu’un biochar de paille de

blé produit à partir d’une pyrolyse lente (6°C min-1, température finale à 525°C et

maintenue durant 2 heures) a eu une plus faible surface spécifique (0,6 m2 g-1)

comparativement à la production de ce biochar à partir d’une pyrolyse rapide (250 à

1000°C s-1, température finale à 525°C et maintenue durant quelques secondes, 1,6 m2 g-

1) (Bruun et al., 2012). Novak et al. (2009a) ont déterminé que plus la température

augmente, plus la surface spécifique s’élève et plus il y a augmentation de la teneur en

cendres.

Aussi, la surface spécifique est influencée par la nature de la biomasse utilisée. Pour une

température donnée (entre 400°C et 450°C), des biochars fabriqués à partir de bois de

pin, de litières de volaille et de tiges de maïs avaient une surface spécifique inférieure à 50

m2 g-1, tandis qu’un biochar de bois d’aulne avait une surface spécifique comprise entre

350 m2 g-1 et 400 m2 g-1 et celui d’écales de noisettes avait une surface spécifique

supérieure à 500 m2 g-1. En général, les biochars provenant de produits de bois ont une

surface spécifique supérieure à 400 m2 g-1 (Downie et al., 2009). Selon l’étude de

Schimmelpfennig et Glaser (2012), un biochar ayant une surface spécifique supérieure à

100 m2 g-1 serait bénéfique dans l’amélioration de la fertilité des sols et permettrait la

séquestration du carbone.

1.2.1.3 Capacité de rétention en eau

Le rapport O:C d’un biochar serait un indicateur potentiel pour déterminer son caractère

hydrophile et sa polarité. Normalement, lorsque la température de la pyrolyse augmente,

le biochar a une faible teneur en oxygène et donc un rapport O:C très faible. Selon une

étude de Wang et al. (2006) l’augmentation de la température de la pyrolyse peut diminuer

la polarité sur la surface du biochar résultant en une diminution de sa capacité de rétention

en eau. Cependant, Kinney et al. (2012) ont observé une faible hydrophobicité de trois

différents biochars pyrolysés entre 400°C à 600°C.

5

1.2.2 Propriétés chimiques

1.2.2.1 Composition minérale

Selon la littérature, la composition et la disponibilité des éléments minéraux des biochars

varient beaucoup. La matière première et les conditions de la pyrolyse seraient la source

de cette variation (Ding et al., 2016). Chan et Xu (2009) ont observé une grande variation

du contenu en phosphore selon la biomasse et les conditions de la pyrolyse utilisées. Pour

ce qui est du contenu en azote, celui-ci tend à être plus faible dans le biochar lorsque la

température de pyrolyse augmente. De plus, il a été rapporté que lorsque la température

de pyrolyse atteint 500˚C, plus de la moitié du contenu en azote et en soufre de la

biomasse peut être perdu (Bagreev et al., 2001; Chan et Xu, 2009; Lang et al., 2005). La

réduction de l’azote pourrait être causée par une perte de composés organiques volatils

lors de la pyrolyse. L’augmentation de la température de pyrolyse peut favoriser la

libération plus grande de matières volatiles piégées dans le biochar (Bagreev et al., 2001 ;

Dutta et al., 2012).

La biomasse utilisée lors de la pyrolyse peut avoir un effet sur la concentration en

éléments minéraux retrouvés dans le biochar (Unger et al., 2011). De façon générale, le

contenu en éléments minéraux semble être plus élevé dans les biochars d’origine animale,

de déchets alimentaires et de maïs, que dans les biochars de produits forestiers (pin,

chêne et noix) (Rajkovich et al., 2012). D’ailleurs, Chan et Xu (2009) ont constaté que les

concentrations en phosphore et en azote étaient plus élevées dans les biochars produits à

partir de litières d’animaux que dans les biochars de biomasses végétales. Pour ce qui est

du carbone, Antal et Grønli (2003) mentionnent que le contenu en carbone dans le biochar

varie selon le type de biomasse. Un biochar dont la matière première provient de bois durs

a un contenu plus élevé en carbone comparativement à des résidus de cultures ou de la

litière de volaille.

1.2.2.2 Production de composés toxiques

Le type de biomasse et la température de la pyrolyse ont une influence sur la

concentration des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAPs) et des dioxines dans

le biochar (Schimmelpfennig et Glaser, 2012). De plus, les conditions de la pyrolyse

peuvent aussi influencer la concentration des HAPs (Brown et al., 2006). Lors de la

6

pyrolyse, les composés organiques contenus dans la biomasse sont partiellement

fragmentés en de plus petits composés instables. Ces fragments sont composés de

radicaux libres hautement réactifs qui se combinent pour former un nouveau composé

plus stable par des réactions de recombinaison et forment les HAPs (Hale et al., 2012).

Selon Stanmore (2004), les dioxines seraient essentiellement formées lorsque la

température de la pyrolyse est entre 200°C et 400°C. Dans le cas des HAPs, Manya

(2012) rapporte qu’une biomasse pyrolysée à des températures plus élevées que 700°C

génère une forte concentration d’HAP. Concernant l’étude de Hale et al. (2012), une faible

concentration d’HAP a été observée dans les biochars produits à des températures de

pyrolyse variant entre 500°C et 600°C. Étant donné la variabilité, Schimmelpfennig et

Glaser (2012) recommandent une teneur en HAPs plus faible que celle retrouvée

normalement dans le sol.

1.2.2.3 Capacité d’échange cationique

Il a été établi que plus la température de la pyrolyse est faible plus la CEC est faible et

vice versa (Lehmann, 2007). De plus, l’amendement avec un biochar possédant une

surface spécifique élevée peut favoriser davantage la CEC des sols (Liang et al., 2006).

La CEC du biochar est attribuée en partie à une augmentation de l’oxygénation des

groupements fonctionnels retrouvés sur la surface du biochar (Cheng et al., 2006). Ces

différents groupes fonctionnels qui interagissent avec le milieu sont les groupements

pyrannes, phénoliques, carboxyliques, lactones et les amines (Brennan et al., 2001). Ces

groupes peuvent agir sur l’agrégation des particules du sol, sur la matière organique

dissoute et sur le transport des gaz et de l’eau (Joseph et al., 2009). Selon certains

chercheurs, l’oxydation de la surface du biochar mènerait à une plus grande CEC par

unité de carbone dans le sol (Liang et al., 2006; Mao et al., 2012). Toutefois, l’ajout de

biochar peut aussi avoir un effet nul sur la CEC du sol et cela pourrait dépendre du type

de biomasse utilisée. Par exemple, Novak et al. (2009b) rapportent que l’amendement

avec un biochar de coquilles de noix de pécan pyrolysé à 700°C n’a eu aucun effet sur la

CEC d’un sol incubé pendant 67 jours.

1.2.2.4 Minéralisation et séquestration du carbone

À des températures élevées lors de la pyrolyse, le carbone aliphatique se convertit en

carbone aromatique. Par exemple, lorsque la température de la pyrolyse augmente de

7

150°C à 550°C, les groupements OH et CH3 de la matière organique diminuent et les

liaisons doubles C=C augmentent. De plus, les ratios H:C et O:C du biochar diminuent

lorsque la température de la pyrolyse augmente. En général, des biochars produits à des

températures élevées, entre 500°C à 700°C, sont bien carbonisés et stables. Ces biochars

possèdent un faible ratio H:C (< 0,1) et une grande surface spécifique. À l’inverse, des

biochars produits à de faibles températures (300 °C et 400°C) sont partiellement

carbonisés et moins stables. Dans ce cas, le ratio H:C et la concentration en oxygène sont

élevés et le biochar possède une faible surface spécifique. La présence de groupements

aromatiques engendre une réduction du taux de minéralisation du carbone et par

conséquent une réduction de la disponibilité des nutriments tels l’azote, le phosphore et le

soufre (Ameloot et al., 2013; Chan et Xu, 2009; Xiao et Yang, 2013).

Certains biochars peuvent être très récalcitrants, dont ceux possédant une forte proportion

de carbone avec des structures aromatiques condensées. La nature récalcitrante du

biochar peut être intéressante si l’objectif principal est de séquestrer le carbone. Par

contre, si l’objectif est d’améliorer la fertilité des sols et d’augmenter également la

séquestration du carbone, les groupes structurels du biochar doivent être plus oxydables

et avoir un faible ratio C:N (Novak et al., 2009b). Dans le cas où le biochar est utilisé

comme amendement, Schimmelpfennig et Glaser (2012) recommandent d’avoir un

biochar avec un ratio O:C < 0,4, un ratio H:C < 0,6 et un contenu en C total > 15%.

1.2.2.5 pH et conductivité électrique

La température de la pyrolyse peut influencer le pH du biochar. Par exemple, Novak et al.

(2009a) ont observé qu’un biochar produit à une température élevée (700°C) avait un pH

plus élevé comparativement à un biochar produit à faible température (250°C). Une autre

étude rapporte une augmentation de 2 unités de pH entre les biochars produits à une

température de 300°C et de 600°C (Rajkovich et al., 2012). L’augmentation de la

température de pyrolyse peut favoriser la production de cendre et une augmentation du

contenu en cations basiques (Na+, K+, Mg2+ et Ca2+) qui sont directement corrélés avec le

pH du biochar (Singh et al., 2015). La matière première choisie peut également faire varier

le pH du biochar, allant d’un pH = 4 à un pH = 12 (Cheng et al., 2006; Lehmann, 2007;

Rogovska et al., 2012). Un biochar produit à partir de bois, un matériel très ligneux,

possède en général un pH plus élevé qu’un biochar produit à partir de résidus de cultures

car son contenu en Ca2+ est plus élevé (Singh et al., 2015). Toutefois, une récente revue

8

littérature rapport aucun effet du contenu en lignine sur le pH du biochar (Ding et al.,

2016). Le pH du biochar est plutôt proportionnel avec la température de pyrolyse propre à

chacune des biomasses végétales. D’autre part, la méthode de pyrolyse (rapide ou lente)

peut influencer le pH du biochar. Bruun et al. (2012) ont observé qu’un biochar produit à

partir de pailles de blé et pyrolysé lentement (vitesse de 6°C min-1 ; température maximale

de 525°C maintenue durant 2 heures) avait un pH plus élevé (pH = 10,1) qu’un biochar

pyrolysé rapidement (pH = 6,8 ; pyrolyse en continu avec un temps de résidence de

quelques secondes ; vitesse de 250 à 1000°C s-1).

Par rapport à la conductivité électrique (CE), celle-ci semble varier plus en fonction du

type de biomasse que de la température de la pyrolyse (Rajkovich et al., 2012). Par

exemple, la CE dans des biochars d’origine animale (bovin et volaille) et de maïs

présentées dans l’étude de Rajkovich et al. (2012) n’a pas été influencée avec

l’augmentation de la température de la pyrolyse, allant de 300 à 600 °C. En excluant les

résidus alimentaires et ceux des boues de papetières, la CE des biochars dans l’étude de

Rajkovich et al. (2012) est généralement plus élevée dans les biochars d’origine animale

(200 à 500 mS m-1) que ceux d’origine végétale (3,8 à 203 mS m-1). Sing et al. (2015)

mentionnent que le contenu en sels du matériel original influence la CE du biochar.

1.3 Effets du biochar sur les propriétés physicochimiques du sol

Selon la littérature, l’amendement en biochar peut améliorer les propriétés physiques du

sol, telles que la masse volumique apparente, la porosité, la capacité de rétention en eau,

la stabilité et la formation d’agrégats (Ding et al., 2016). Toutefois, des effets divergents

ont été rapportés. Par exemple, Watts et al. (2005) n’ont observé aucune amélioration de

l’agrégation de leur sol argileux amendé en biochar, sans apport supplémentaire en

matière organique. Selon Warnock et al. (2007), il est possible que l’agrégation soit

seulement possible lorsqu’il y a interaction entre la matière organique et l’activité des

microorganismes. D’autre part, Cheng et al. (2006) mentionnent que l’effet du biochar sur

l’agrégation du sol serait plutôt lié à sa CEC et au pH du sol. Comme c’est le cas avec les

argiles, une CEC élevée peut favoriser l’agrégation du sol.

Pour ce qui est des propriétés chimiques, une méta-analyse de 371 études indépendantes

rapporte que l’ajout de biochar dans le sol permet d’augmenter le contenu en azote,

phosphore, potassium et celui du carbone total (Biederman et Harpole, 2013 ; Mukherjee

9

et al., 2014). De plus, l’apport en biochar dans un sol acide tend à augmenter le pH, la CE

et la CEC (Chintala et al., 2014 ; Nemati et al., 2014). Le potentiel chaulant du biochar

peut être attribué à son haut contenu en cations basiques qui peut améliorer la

disponibilité des nutriments essentiels à la plante dans un sol acide. Toutefois, cela va

dépendre de la dose appliquée et de la composition chimique du biochar (Chintala et al.,

2014).

Le type de sol pourrait influencer l’effet bénéfique du biochar (Unger et Killorn, 2011). Les

résultats obtenus après l’application de 10 t ha-1 d’un biochar fabriqué à partir des rebuts

de pâtes et papiers sur un sol ferreux ont permis d’améliorer la qualité du sol et le

rendement des cultures. Par contre, l’application de ce biochar sur un sol calcaire a

présenté des effets négatifs, en particulier en présence d’engrais. Le pouvoir chaulant du

biochar provenant des rebuts de pâtes et papiers serait très bénéfique dans les sols

acides, où la concentration très élevée en aluminium limite la croissance de la plante. Par

contre, le pouvoir chaulant du biochar serait moins bénéfique pour les sols calcaires (Van

Zwieten et al., 2010). Certains biochars alcalins peuvent contenir une forte concentration

en sels et influencer à la hausse de la salinité des sols calcaires pouvant nuire à la

croissance de la plante et à l’activité microbienne (Van Zwieten et al., 2010; Hussain et al.,

2016).

1.4 Effets du biochar sur les émissions des gaz à effet de serre

Les principales propriétés physicochimiques du biochar impliquées dans l’atténuation des

émissions en CO2 du sol sont : sa capacité de rétention en eau et en carbone ; sa

porosité ; la stabilité du carbone ; et son contenu en composés toxiques (Fornes et al.,

2015; Jones et al., 2011; Laird et al., 2009; Liu et al., 2016; Maestrini et al., 2015). Par

exemple, l’augmentation du contenu du sol en carbone facilement dégradable (carbone

labile), suite à l’ajout de biochar, peut favoriser l’activité microbienne et contribuer aux

émissions en CO2 (Ameloot et al., 2013).

Il existe trois fractions de carbone labile : le carbone minéral (soluble à l’eau) ; le carbone

organique (soluble à l’eau et rapidement minéralisé par les microorganismes) ; et le

carbone difficilement oxydable provenant de la partie amorphe ou microcristalline de la

structure du biochar. Le carbone labile du biochar est défini comme étant la fraction

minéralisée en CO2 au cours d’une courte période. Cette minéralisation serait occasionnée

10

par des effets abiotiques ou biotiques. La minéralisation du biochar comporte

généralement deux phases : la minéralisation rapide suivie d’une minéralisation lente.

Selon un test d’incubation, la phase rapide de minéralisation se manifeste dans la

première semaine ou les premiers mois, suite à l’application du biochar dans un sol

(Joseph et al., 2009). L’épuisement du carbone labile engendre, par la suite, une

diminution des émissions en CO2 dans le sol amendé en biochar (Case et al., 2012;

Maestrini et al., 2015; Yoo et Kang, 2012).

Pour ce qui est des émissions en CH4, il a été observé dans la littérature que les sols

amendés avec du biochar émettaient des concentrations très variées selon le type de

biochar et le type de sol (Liu et al., 2016 ; Manya et al., 2012 ; Yoo et Kang, 2012). Les

émissions en CH4 vont dépendre de la présence de matières organiques facilement

décomposables, de la teneur en eau du sol et du potentiel redox. De plus, une

concentration élevée en potassium dans le biochar peut favoriser l’activité des

microorganismes méthanotrophes et inhiber ceux impliqués dans la méthanogenèse

(Babu et al., 2006 ; Lehmann et Joseph, 2009 ; Le Mer et Roger, 2001).

Selon la littérature, les émissions en N2O semblent diminuées suite à l’amendement en

biochar. Plusieurs mécanismes biotiques impliqués dans l’atténuation du N2O dans les

sols amendés en biochar ont été proposés (Clough et al., 2013; Cayuela et al., 2014; Van

Zwieten et al., 2014). Parmi ces mécanismes, il y a: (i) augmentation de l’aération du sol

en inhibant le processus de dénitrification par la présence d’oxygène ; (ii) le contenu en

carbone labile du biochar favorisant la dénitrification complète de l’azote (formation de

N2) ; (iii) accroissement du pH par le biochar créant un environnement optimal pour

l’activité de la N2O réductase où celle-ci contribue à la formation du N2; (iv) réduction de la

disponibilité de l’azote inorganique aux microorganismes impliqués dans la nitrification

et/ou la dénitrification qui produit le N2O; et (v) relâchement de composés toxiques

inhibant l’activité biologique du sol.

Des mécanismes abiotiques ont aussi été proposés dans l’atténuation des émissions de

N2O dans les sols amendés en biochar (Cayuela et al., 2014). Il y a la chimiodenitrification

qui réfère à des réactions chimiques abiotiques qui mènent à la formation de monoxyde

d’azote (NO), N2O et de N2. Parmi ces réactions, il y a la décomposition chimique de: (i)

l’hydroxylamine (NH2OH) ; (ii) du NO2- ; et (iii) du nitrate d’ammonium (NH4NO3)) en

présence de lumière, d’humidité et d’une surface réactive. Un autre mécanisme abiotique

11

plausible est l’adsorption du N2O sur la surface du biochar dû à la présence

d’hydroquinone de fer, de cuivre et de manganèse. De plus, Cayuela et al. (2013)

mentionnent que le biochar pourrait possiblement agir comme un transporteur «electron

shuttle» favorisant le transport d’électrons aux microorganismes compétitionnant avec les

microorganismes dénitrificateurs, réduisant ainsi les émissions en N2O.

1.5 Effets du biochar sur la croissance de la plante

L’amendement en biochar peut avoir un effet bénéfique sur la croissance des plantes

(Biedermann et Harpole, 2013). Par exemple, Graber et al. (2010) ont étudié l’apport de

biochar de citronnier (1, 3 et 5% m/m) sur la croissance de la tomate et du poivron dans

de la fibre de coco. Selon leurs résultats, la croissance de la tomate et du poivron a été

significativement plus élevée dans les substrats amendés en biochar que dans le témoin

sans amendement. Une autre étude a démontré un effet bénéfique sur la croissance de la

tomate et du poivron suite à un amendement en biochar dans un sol sableux (Harel et al.,

2012). Par contre, aucun effet significatif sur la croissance de la plante entre les deux

doses d’applications de biochar (1 et 3% m/m) n’a été observé. Pour ce qui est de l’étude

de Vaughn et al. (2013), des effets divergents ont été observés sur la croissance des

plants de tomate et de Marigold amendés avec une dose de 5, 10 ou 15% (v/v) de biochar

de bois ou de paille.

Bien qu’un amendement de biochar peut avoir des effets positifs, ceci peut aussi

occasionner des effets neutres et même nuisibles à la croissance de la plante. Ceci peut

dépendre des propriétés physicochimiques du biochar (Manya et al., 2012). C’est le cas

des biochars fabriqués à partir de litières de volaille. Ces biochars possèdent

généralement une forte concentration en sodium. Selon une étude réalisée par Revell et

al. (2012), l’application de 2,5% (m/m) de biochar, fabriqué à partir de litières de volaille,

avait une concentration en sels solubles (1,2 dS m-1) très élevée. Ils constatent que la

concentration en sels était beaucoup trop élevée pour la croissance du poivron. Rajkovich

et al. (2012) ont également mesuré une concentration élevée en sodium dans les biochars

de litières de volaille, mais aussi dans ceux de bovin et de rebuts de pâtes et papiers.

Cette concentration élevée en sels expliquerait la réduction de la croissance du maïs dans

leur étude. Enfin, Rajkovich et al. (2012) mentionnent qu’une application supérieure à 2%

(m/m) (≈ 26 t ha-1) de biochar n’a pas amélioré la croissance du maïs. Ils mentionnent que

12

l’effet du biochar varie beaucoup avec le type de sol et le type de culture et qu’une

interaction entre la plante, le sol et le type de biochar est possible.

D’autre part, une étude récente rapporte que l’ajout de 5% (m/m) de biochar (mélange

d’écorces de riz et de coton) dans un loam sableux a permis de réduire les apports en eau

sans affecter les rendements d’une culture de la tomate (Akhtar et al., 2014). Selon les

auteurs de cette étude, l’augmentation du pouvoir de rétention dans le sol amendé en

biochar pourrait avoir contribué à réduire le nombre d’irrigations. Toutefois, des effets

divergents peuvent se manifester et cela va dépendre des exigences nutritionnelles, du

type de cultivar et du stade de développement de la plante (Vaccari et al., 2015).

1.6 Effets du biochar sur la biologie du sol

Dans la plupart des études, il a été démontré que la biomasse microbienne avait

augmenté suite à l’ajout de biochar dans les sols (Gul et al., 2015). De plus, l’apport en

biochar aurait créé des changements importants dans la composition des communautés

microbiennes incluant les mycorhizes et l’activité des enzymes (Anderson et al., 2011; Gul

et al., 2015; Warnock et al., 2007). Selon Anderson et al. (2011), l’ajout de biochar pourrait

potentiellement influencer la croissance de certains groupes de microorganismes

impliqués dans le cycle de l’azote, du carbone et du phosphore dans le sol. De plus, le

biochar pourrait avoir un impact positif sur la composition des communautés microbiennes

du sol et favoriser certaines espèces impliquées dans la dénitrification complète de l’azote

(Xu et al., 2014 ; Harter et al., 2014 ; 2016). Cependant, peu d’études existent à ce jour

sur les relations entre le type de biochar et la diversité des populations microbiennes dans

le sol (Ding et al., 2016 ; Gul et al., 2015 ; Harter et al., 2016).

Des études rapportent que l’amendement de biochar peut favoriser la croissance de

certains groupes d’organismes bénéfiques à la croissance de la plante (Graber et al.,

2010 ; Kolton et al., 2011 ; Harel et al., 2012). Par exemple, Graber et al. (2010) ont

observé une augmentation de Pseudomonas spp., Trichoderma spp et de Bacillus spp

dans la rhizosphère d’une culture du poivron amendé en biochar comparativement au

témoin sans amendement. Pour ce qui est de l’étude de Kolton et al. (2011), ceux-ci ont

observé des effets divergents sur les populations bactériennes. D’après leurs résultats, il y

a eu une augmentation de 12 à 30% des bacteroidetes et une diminution de 71 à 47% des

Proteobacteria suite à l’amendement en biochar. Pour leur part, Harel et al. (2012) ont

13

constaté une augmentation de la population bactérienne totale et de Bacillus spp suite à

un apport de 1 à 3% (m/m) de biochar. Par contre, aucun effet apparent sur le

développement des bactéries du genre Pseudomonas spp., et des champignons du genre

Actinomycetes spp n’a été observé. Dans le cadre d’une autre étude, l’amendement de

biochar semble avoir eu un rôle important dans l’induction d’une réponse systémique chez

la plante contre des microorganismes pathogènes. Elad et al. (2010) ont constaté que

l’addition de biochar provenant de bois de citronnier (1, 3 et 5% m/m) dans un mélange de

substrat horticole et dans un sol sableux a permis une meilleure résistance contre deux

champignons pathogènes foliaires (Botrytis cinerea et Leveillula taurica) chez la tomate et

le poivron. Toutefois, une récente étude rapporte que l’ajout de 50% (v/v) de biochar de

pin pyrolysé à 475˚C dans un substrat organique a favorisé le développement du Pythium

ultimum, un agent pathogène, dans différentes cultures de serre (géranium, basilic, laitue

et poivron) (Gravel et al., 2013). Cependant, aucun effet négatif visible sur la plante n’a été

observé dans leur étude. Selon une récente revue littérature, le biochar pourrait altérer les

signaux entre la plante et les microorganismes du sol et modifier l’équilibre de la

microchaîne trophique du sol (Soil Food Web) favorisant ainsi certaines espèces

microbiennes au détriment d’autres organismes (Ding et al., 2016).

Selon Matsubara et al. (2002), le biochar peut augmenter l’efficacité des champignons

mycorhiziens arbusculaires à protéger les racines de leur plante hôte contre les infections

transmises par des organismes pathogènes. Dans certains cas, il a été démontré que les

pores du biochar pouvaient servir de refuge pour les bactéries et les champignons dans le

sol. Par la grosseur de ses pores, le biochar peut servir d’habitat aux microorganismes

(0,3 à 3,0 μm pour les bactéries; 2 – 80 μm pour les champignons; et 7 – 30 μm pour les

protozoaires) qui les protègent contre les microarthropodes, des prédateurs du sol

(Warnock et al., 2007; Gul et al., 2015). Toutefois, la biodisponibilité des certains éléments

minéraux tels que le carbone, l’azote, le phosphore, et le sodium dans le sol amendé en

biochar peut influencer négativement les populations microbiennes. De plus, la libération

de produits toxiques retrouvés dans le biochar pourrait aussi jouer un rôle important sur

l’inhibition du développement des microorganismes du sol (Ding et al., 2016 ; Warnock et

al., 2007). Récemment, l’International Biochar Initiative (IBI, 2015) a établi des normes

pour qu’un biochar puisse être utilisé comme amendement. Le IBI (2015) propose des

concentrations limites en hydrocarbure (HAPs, dioxine et éthylènes) et en métaux lourds

pour ne pas nuire à la croissance de la plante et à la microflore du sol.

14

Il est maintenant connu que les propriétés physicochimiques des biochars, telles que la

sorption, la structure des pores, la surface spécifique, le pH et la matière minérale jouent

un rôle important sur la biologie du sol. Toutefois, peu d’études existent dans la littérature

sur les interactions entre le biochar, le sol, les microorganismes et la plante,

simultanément (Gul et al., 2015 ; Ding et al., 2016). Selon Lehmann et al. (2011), cette

lacune entrave la connaissance des mécanismes par lesquels le biochar influence les

microorganismes du sol, la faune et la rhizosphère.

L’arrivée de nouveaux outils de séquençage haut débit, depuis seulement quelques

années, permet d’analyser plus précisément la composition de ces communautés

microbiennes et les interactions entre les différentes populations. Ces nouveaux outils

représentent une opportunité pour mieux comprendre les acteurs-clés des cycles

biogéochimiques que sont les microorganismes, afin de répondre aux défis posés en

agriculture (Bardgett et al., 2014).

En somme, voyant la grande variabilité des résultats dans la littérature concernant les

propriétés physicochimiques des biochars, d’autres recherches sont nécessaires afin

d’approfondir nos connaissances dans les mécanismes et les interactions du biochar avec

le sol, les microorganismes et la plante. Ces recherches permettront d’élaborer des

biochars de qualités favorables à la productivité du sol et à la croissance de la plante. De

plus, ces recherches permettront de bien conseiller les entreprises et les agriculteurs afin

qu’ils puissent participer à une agriculture plus durable.

1.7 Objectifs et hypothèses

En se basant sur la littérature, les hypothèses de ce travail sont que les propriétés

physicochimiques d’un biochar utilisé comme amendement vont influencer :

1) Les propriétés physicochimiques du sol ;

2) Les émissions des gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) ;

3) Les rendements de la plante ;

4) La disponibilité des éléments minéraux et de l’eau ;

5) L’activité et la structure des communautés microbiennes.

L’objectif général de la thèse est de comprendre comment les propriétés


15

des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Les objectifs spécifiques de

la recherche sont d’évaluer l’effet d’un amendement en biochar sur sa capacité à :

1) Réduire les émissions des gaz à effet de serre ;

2) Améliorer la croissance de la tomate et du poivron de serre ;

3) Améliorer l’efficacité de l’utilisation des engrais et de l’eau ;

4) Modifier l’activité et la structure des communautés bactériennes dans un substrat

horticole et dans un sol minéral.

16

1.8 Références

Akhtar, S.S., Li, G., Andersen, M.N., Liu, F., 2014. Biochar enhances yield and quality of tomato under reduced irrigation. Agricultural Water Management 138, 37–44.

Ameloot, N., Graber, E.R., Verheijen, F.G.A., De Neve, S., 2013. Interactions between biochar stability and soil organisms: review and research needs. European Journal of Soil Science 64, 379–390.

Anderson, C.R., Condron, L.M., Clough, T.J., Fiers, M., Stewart, A., Hill, R.A., Sherlock, R.R., 2011. Biochar induced soil microbial community change: Implications for biogeochemical cycling of carbon, nitrogen and phosphorus. Pedobiologia 54, 309–320.

Antal, M.J., Grønli, M., 2003. The art, science, and technology of charcoal production. Industrial and Engineering Chemistry Research 42, 1619–1640.

Babu, J.Y., Navak, D.R., Adhya, T.K., 2006. Potassium application reduces methane emission from a flooded field planted to rice. Biology and Fertility of Soils 42, 532–541.

Bagreev, A., Bandosz, T.J., Locke, D.C., 2001. Pore structure and surface chemistry of adsorbents obtained by pyrolysis of sewage sludge-derived fertilizer. Carbon 39, 1971–1979.

Bardgett, R,D., van der Putten, W.H., 2014. Belowground biodiversity and ecosystem functioning. Nature 515, 505–511.

Barrow, C.J., 2012. Biochar: potential for countering land degradation and for improving agriculture. Applied Geography 34, 21–28.

Biederman, L.A., Harpole, W.S., 2013. Biochar and its effects on plant productivity and nutrient cycling: a meta-analysis. GCB Bioenergy 5, 202–214.

Brennan, J.K., Bandosz, T.J., Thomson, K.T., Gubbins, K.E., 2001. Water in porous carbons. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects 187–188, 539–568.

Brewer, C.E., Unger, R., Schmidt-Rohr, K., Brown, R.C., 2011. Criteria to select biochars for field studies based on biochar chemical properties. BioEnergy Research 4, 312–323.

Brewer, C.E., Hu, Y-Y., Schmidt-Rohr, K., Loynachan, T.E., Laird, D.A., Brown, R.C., 2012. Extent of pyrolysis impacts on fast pyrolysis biochar properties. (Special Issue: Environmental benefits of biochar.). Journal of Environmental Quality 41, 1115–1122.

Brown, R.A., Kercher, A.K., Nguyen, T.H., Nagle, D.C., Ball, W.P., 2006. Production and characterization of synthetic wood chars for use as surrogates for natural sorbents. Organic Geochemistry 37, 321–333.

Bruun, E.W., Ambus, P., Egsgaard, H., Hauggaard-Nielsen, H., 2012. Effects of slow and fast pyrolysis biochar on soil C and N turnover dynamics. Soil Biology and Biochemistry 46, 73–79.

Case, S.D.C., McNamara, N.P., Reay, D.S., Whitaker, J., 2012. The effect of biochar addition on N2O and CO2 emissions from a sandy loam soil – The role of soil aeration. Soil Biology and Biochemistry 51, 125–134.

Cayuela, M.L., Sanchez-Monedero, M.A., Roig, A., Hanley, K., Enders, A., Lehmann, J., 2013. Biochar and denitrification in soils: when, how much and why does biochar reduce N2O emissions? Scientific Reports 3, 1732.

Cayuela, M.L., Van Zwieten, L., Singh, B.P., Jeffery, S., Roig, A., Sánchez-Monedero, M.A., 2014. Biochar’s role in mitigating soil nitrous oxide emissions: A review and meta-analysis. Agriculture, Ecosystems & Environment 191, 5–16.

17

Chan, K.Y., Xu, Z., 2009. Biochar : nutrient properties and their enhancement. Dans : Lehmann, J., Stephen, J. (Eds): Biochar for environmental management. Science and technology. Earthscan Washington. pp: 67–84.

Cheng, C.-H., Lehmann, J., Thies, J.E., Burton, S.D., Engelhard, M.H., 2006. Oxidation of black carbon by biotic and abiotic processes. Organic Geochemistry 37, 1477–1488.

Chintala, R., Schumacher, T.E., Kumar, S., Malo, D.D., Rice, J.A., Bleakley, B., Chilom, G., Clay, D.E., Julson, J.L., Papiernik, S.K., Gu, Z.R., 2014. Molecular characterization of biochars and their influence on microbiological properties of soil. Journal of Hazardous Materials 279, 244–256.

Clough, T., Condron, L., Kammann, C., Müller, C., 2013. A review of biochar and soil nitrogen dynamics. Agronomy 3, 275–293.

Ding, Y., Liu, Y., Liu, S., Li, Z., Tan, X., Huang, X., Zeng, G., Zhou, L., Zheng, B., 2016. Biochar to improve soil fertility. A review. Agronomy for Sustainable Development 36, 36.

Downie, A., Crosky, A., Munroe, P., 2009. Physical properties of biochar. Dans : Lehmann, J., Stephen, J. (Eds): Biochar for environmental management. Science and technology. Earthscan Washington. pp: 13–32.

Dutta, B., Raghavan, G.S.V., Ngadi, M., 2012. Surface characterization and classification of slow and fast pyrolyzed biochar using novel methods of pycnometry and hyperspectral imaging. Journal of Wood Chemistry and Technology 32, 105–120.

Elad, Y., David, D.R., Harel, Y.M., Borenshtein, M., Ben Kalifa, H., Silber, A., Graber, E.R., 2010. Induction of systemic resistance in plants by biochar, a soil-applied carbon sequestering agent. Phytopathology 100, 913–921.

Fornes, F., Belda, R.M., Lidón, A., 2015. Analysis of two biochars and one hydrochar from different feedstock: Focus set on environmental, nutritional and horticultural considerations. Journal of Cleaner Production 86, 40–48.

Glaser, B., 2007. Prehistorically modified soils of central Amazonia: a model for sustainable agriculture in the twenty-first century. (Biodiversity hotspots through time: using the past to manage the future.). Philosophical Transactions of the Royal Society of London 362, 187–196.

Graber, E.R., Harel, Y.M., Kolton, M., Cytryn, E., Silber, A., David, D.R., Tsechansky, L., Borenshtein, M., Elad, Y., 2010. Biochar impact on development and productivity of pepper and tomato grown in fertigated soilless media. Plant and Soil 337, 481–496.

Gravel, V., Dorais, M., Ménard, C., 2013. Organic potted plants amended with biochar: its effect on growth and Pythium colonization. Canadian Journal Of Plant Science 93, 1–11.

Gul, S., Whalen, J.K., Thomas, B.W., Sachdeva, V., Deng, H., 2015. Physico-chemical properties and microbial responses in biochar-amended soils: Mechanisms and future directions. Agriculture, Ecosystems and Environment 206, 46–59.

Hale, S.E., Lehmann, J., Rutherford, D., Zimmerman, A.R., Bachmann, R.T., Shitumbanuma, V., O’Toole, A., Sundqvist, K.L., Arp, H.P.H., Cornelissen, G., 2012. Quantifying the total and bioavailable polycyclic aromatic hydrocarbons and dioxins in biochars. Environmental Science and Technology 46, 2830–2838.

Harel, Y.M., Kolton, M., Elad, Y., Rav-David, D., Cytryn, E., Borenstein, M., Shulchani, R., Graber, E.R., 2012. Biochar impact on plant development and disease resistance in pot trials. IOBC/WPRS Bulletin 78, 141–147.

Harter, J., Weigold, P., El-Hadidi, M., Huson, D.H., Kappler, A., Behrens, S., 2016. Soil biochar amendment shapes the composition of N2O-reducing microbial communities. Science of the Total Environment 562, 379–390.

Hussain, M., Farooq, M., Nawaz, A., Al-Sadi, A.M., Solaiman, Z.M., Alghamdi, S.S., Ammara, U., Ok, Y.S., Siddique, K.H.M., 2016. Biochar for crop production: potential benefits and risks. Journal of Soils and Sediments. DOI: 10.1007/s11368-016-1360-2.

18

IBI., 2015. Standardized definition and product testing guidelines for biochar that is used in soil. International Biochar Initiative. IBI-STD-2.1. 61 p.

Jones, D.L., Murphy, D. V., Khalid, M., Ahmad, W., Edwards-Jones, G., DeLuca, T.H., 2011. Short-term biochar-induced increase in soil CO2 release is both biotically and abiotically mediated. Soil Biology and Biochemistry 43, 1723–1731.

Joseph, S., Peacocke, C., Lehmann, J., Munroe, P., 2009. Developing a biochar classification and test methods. Dans : Lehmann, J., Stephen, J. (Eds): Biochar for environmental management. Science and technology. Earthscan Washington. pp: 106–126.

Kinney, T.J., Masiello, C.A., Dugan, B., Hockaday, W.C., Dean, M.R., Zygourakis, K., Barnes, R.T., 2012. Hydrologic properties of biochars produced at different temperatures. Biomass and Bioenergy 41, 34–43.

Kolton, M., Harel, Y.M., Pasternak, Z., Graber, E.R., Elad, Y., Cytryn, E., 2011. Impact of biochar application to soil on the root-associated bacterial community structure of fully developed greenhouse pepper plants. Applied and Environmental Microbiology 77, 4924–4930.

Laird, D.A., Brown, R.C., Amonette, J.E., Lehmann, J., 2009. Review of the pyrolysis platform for coproducing bio-oil and biochar. Biofuels, Bioproducts and Biorefining 3, 547–562.

Lang, T., Jensen, A.D., Jensen, P.A., 2005. Retention of organic elements during solid fuel pyrolysis with emphasis on the peculiar behavior of nitrogen. Energy and Fuels 19, 1631–1643.

Lehmann, J., 2007. Bio-energy in the black. Frontiers in Ecology and the Environment 5, 381–387.

Lehmann, J., Czimczik, C., Laird, D., Sohi, S., 2009. Stability of Biochar in the Soil. Dans : Lehmann, J., Stephen, J. (Eds): Biochar for environmental management. Science and technology. Earthscan Washington. pp: 183–205.

Lehmann, J., JosephS., 2009. Biochar for Environmental Management: Science and Technology. Earthscan, London, Sterling,VA.

Lehmann, J., Rillig, M.C., Thies, J., Masiello, C.A., Hockaday, W.C., Crowley, D., 2011. Biochar effects on soil biota - a review. Soil Biology and Biochemistry 43, 1812–1836.

Le Mer, J., Roger, P., 2001. Production, oxidation, emission and consumption of methane by soils: A review. European Journal of Soil Biology 37, 25–50.

Liang, B., Solomon, D., Kinyangi, J., Grossman, J., O’Neill, B., Skjemstad, J.O., Thies, J., Luizao, F.J., Petersen, J., Neves, E.G., 2006. Black Carbon increases cation exchange capacity in soils. Soil Science Society of America Journal 70, 1719–1730.

Liang, B.Q., Lehmann, J., Solomon, D., Sohi, S., Thies, J.E., Skjemstad, J.O., Luizao, F.J., Engelhard, M.H., Neves, E.G., Wirick, S., 2008. Stability of biomass-derived black carbon in soils. Geochimica et Cosmochimica Acta 72, 6069–6078.

Liu, S., Zhang, Y., Zong, Y., Hu, Z., Wu, S., Zhou, J., Jin, Y., Zou, J., 2016. Response of soil carbon dioxide fluxes, soil organic carbon and microbial biomass carbon to biochar amendment: a meta-analysis. GCB Bioenergy 8, 392–406.

Maestrini, B., Nannipieri, P., Abiven, S., 2015. A meta-analysis on pyrogenic organic matter induced priming effect. GCB Bioenergy 7, 577–590.

Manya, J.J., 2012. Pyrolysis for biochar purposes: A review to establish current knowledge gaps and research needs. Environmental Science and Technology 46, 7939–7954.

Mao, J.D., Johnson, R.L., Lehmann, J., Olk, D.C., Neves, E.G., Thompson, M.L., Schmidt-Rohr, K., 2012. Abundant and stable char residues in soils: implications for soil fertility and carbon sequestration. Environmental Science and Technology 46, 9571–9576.

Matsubara, Y., Hasegawa, N., Fukui, H., 2002. Incidence of fusarium root rot in asparagus seedlings infected with arbuscular mycorrhizal fungus as affected by several soil amendments. Journal of the Japanese Society for Horticultural Science 71, 370–374.

19

Mukherjee, A., Zimmermanm, A.R., Hamdan, R., Cooper, W.T., 2014. Physicochemical changes in pyrogenic organic matter (biochar) after 15 months of field aging. Solid Earth 5, 693–704.

Nemati, M.R., Simard, F., Fortin, J.-P., Beaudoin, J., 2014. Potential use of biochar in growing media. Vadose Zone Journal 14 (6).

Novak, J.M., Lima, I., Xing, B., Gaskin, J.W., Steiner, C., Das, K.C., Ahmedna, M., Rehrah, D., Watts, D.W., Busscher, W.J., Schomberg, H., 2009a. Characterization of designer biochar produced at different temperatures and their effects on a loamy sand. Annals of Environmental Science 3, 195–206.

Novak, J.M., Busscher, W.J., Laird, D.L., Ahmedna, M., Watts, D.W., Niandou, M.A.S., 2009b. Impact of biochar amendment on fertility of a southeastern Coastal Plain soil. Soil Science 174, 105–112.

Pituello, C., Francioso, O., Simonetti, G., Pisi, A., Torreggiani, A., Berti, A., Morari, F., 2015. Characterization of chemical–physical, structural and morphological properties of biochars from biowastes produced at different temperatures. Journal of Soils and Sediments 15, 792–804.

Rajkovich, S., Enders, A., Hanley, K., Hyland, C., Zimmerman, A.R., Lehmann, J., 2012. Corn growth and nitrogen nutrition after additions of biochars with varying properties to a temperate soil. Biology and Fertility of Soils 48, 271–284.

Revell, K.T., Maguire, R.O., Agblevor, F.A., 2012. Influence of poultry litter biochar on soil properties and plant growth. Soil Science 177, 402–408.

Rogovska, N., Laird, D., Cruse, R.M., Trabue, S., Heaton, E., 2012. Germination tests for assessing biochar quality. (Special Issue: Environmental benefits of biochar.). Journal of Environmental Quality 41, 1014–1022.

Schimmelpfennig, S., Glaser, B., 2012. One step forward toward characterization: some important material properties to distinguish biochars. (Special Issue: Environmental benefits of biochar.). Journal of Environmental Quality 41, 1001–1013.

Schulz, H., Glaser, B., 2012. Effects of biochar compared to organic and inorganic fertilizers on soil quality and plant growth in a greenhouse experiment. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 175, 410–422.

Singh, R., Babu, J.N., Kumar, R., Srivastava, P., Singh, P., Raghubanshi, A.S., 2015. Multifaceted application of crop residue biochar as a tool for sustainable agriculture: An ecological perspective. Ecological Engineering 77, 324–347.

Stanmore, B.R., 2004. The formation of dioxins in combustion systems. Combustion and Flame 136, 398–427.

Unger, R., Killorn, R., 2011. Effect of three different qualities of biochar on selected soil properties. Communications in Soil Science and Plant Analysis 42, 2274–2283.

Unger, R., Killorn, R., Brewer, C., 2011. Effects of soil application of different biochars on selected soil chemical properties. Communications in Soil Science and Plant Analysis 42, 2310–2321.

Vaccari, F. P., Maienza, A., Miglietta, F., Baronti, S., Di Lonardo, S., Giagnoni, L., Lagomarsino, A., Pozzi, A., Pusceddu, E., Ranieri, R., Valboa, G., Genesio, L., 2015. Biochar stimulates plant growth but not fruit yield of processing tomato in a fertile soil. Agriculture, Ecosystems and Environment 207, 163–170.

Van Zwieten, L., Singh, B.P., Kimber, S.W.L., Murphy, D. V., Macdonald, L.M., Rust, J., Morris, S., 2014. An incubation study investigating the mechanisms that impact N2O flux from soil following biochar application. Agriculture, Ecosystems and Environment 191, 53–62.

Vaughn, S. F., Kenar, J. A., Thompson, A. R., Peterson, S. C., 2013. Comparison of biochars derived from wood pellets and pelletized wheat straw as replacements for peat in potting substrates. Industrial Crops and Products 51, 437– 443.

20

Wang, X.L., Sato, T., Xing, B.S., 2006. Competitive sorption of pyrene on wood chars. Environmental Science and Technology 40, 3267–3272.

Warnock, D.D., Lehmann, J., Kuyper, T.W., Rillig, M.C., 2007. Mycorrhizal responses to biochar in soil - concepts and mechanisms. Plant and Soil 300, 9–20.

Watts, C.W., Whalley, W.R., Brookes, P.C., Devonshire, B.J., Whitmore, A.P., 2005. Biological and physical processes that mediate micro-aggregation of clays. Soil Science 170, 573–583.

Xiao, R., Yang, W., 2013. Influence of temperature on organic structure of biomass pyrolysis products. Renewable Energy 50, 136–141.

Xu, H., Wang, X., Yao, H., Su, J., Li, H., Zhu, Y.-G., 2014. Biochar impacts soil microbial community composition and nitrogen cycling in an acidified soil. Environmental Science and Technology 17, 9391–9399.

Yoo, G., Kang, H., 2012. Effects of biochar addition on greenhouse gas emissions and microbial responses in a short-term laboratory experiment. (Special Issue: Environmental benefits of biochar.). Journal of Environmental Quality 41, 1193–1202.

Van Zwieten, L.V., Kimber, S., Morris, S., Chan, K.Y., Downie, A., Rust, J., Joseph, S., Cowie, A., 2010. Effects of biochar from slow pyrolysis of papermill waste on agronomic performance and soil fertility. Plant and Soil 327, 235–246.

21

Chapitre 2

2.0 An incubation study on the mitigation of CO2 and N2O

emissions from a nitrogen fertigated horticultural growing

medium supplemented with biochars and compost

Sommaire

Peu d’études ont traité de l’effet de l’ajout de différents biochars sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un substrat à base de tourbe permettant d’atténuer les émissions en CO2 et N2O. Puisque la nature de la biomasse et la température de pyrolyse influencent les propriétés physicochimiques du biochar, différents biochars ont été produits et évalués: écorces d’érable pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin pyrolysés à 700°C et copeaux de saule pyrolysés à 400°C. Le substrat à base de tourbe a été amendé avec 15% (v/v) de biochar et enrichi ou pas avec un compost (4% v/v). Les microcosmes, sans plante, ont été placés dans une chambre d’incubation, à température (22˚C) et à humidité (65% humidité relative) constante durant 58 jours. Chaque semaine, une fertilisation azotée liquide (183 mg N L-1) a été ajoutée dans tous les traitements. L’humidité du substrat a été maintenue à 60% de la saturation des pores en eau. Les résultats ont montré que l’atténuation des émissions en CO2 et N2O dans le substrat à base de tourbe a été différente selon les propriétés physicochimiques des biochars. Le biochar d’érable produit à 550°C a maintenu une efficacité d’atténuation en CO2 élevée en relâchant 49% moins de CO2 que le témoin sans amendement. Le cumulatif total des émissions en N2O a été trois fois plus faible dans les biochars d’érable et celui du saule que le témoin. L’ajout de compost a significativement augmenté les émissions de CO2 et réduit celle en N2O, notamment dans la tourbe amendée avec le biochar d’érable produit à 400°C, lequel a relâché 50% moins de N2O tout au long de l’incubation. Les résultats suggèrent que les effets du biochar dans un substrat horticole sont comparables à ceux dans un sol minéral sans plante et plusieurs mécanismes d’atténuation peuvent se produire simultanément. L’alcalinité, la stabilité du carbone, la porosité et la rétention en eau constituent les facteurs principaux qui ont affecté les émissions en CO2 et en N2O dans le substrat horticole sans plante.

22

Abstract

Few studies showed that biochar could have a potential use in the horticultural growing medium (GM) to improve its physicochemical and biological properties and mitigate CO2 and N2O emissions. Since feedstock nature and pyrolysis temperature influence biochar physicochemical properties, the following biochars were produced and tested: maple bark pyrolyzed at 400°C, 550°C and 700°C, pine chips pyrolyzed at 700°C, and willow chips pyrolyzed at 400˚C. A peat-based GM was amended with 15% (v/v) biochar, with or without compost (4% v/v). Experimental units, without plants, were incubated for 58 days in a room chamber maintained at 22°C and 65% relative humidity, and mineral nitrogen fertilizer was added (183 mg N L-1) weekly to all treatments. Water was added to maintain GM moisture at 60% water-filled pore space. Results showed that mitigation of CO2 and N2O emissions in GM was different according to biochar physicochemical properties. Maple biochar produced at 550 ˚C maintained the highest efficiency to mitigate CO2, releasing 49% less CO2 from the GM than control unamended, whereas the total cumulative N2O emissions was three times lower in maple and willow treatments than in control. In all treatments, addition of compost significantly increased CO2 and reduced N2O emissions, notably in GM amended with maple biochar produced at 400˚C, which released 50% less N2O throughout the study. The biochar effects were comparable in peat-based GM and the mineral soil, and several mitigation mechanisms may have occurred simultaneously. Alkalinity, carbon stability, porosity, and water retention were the main factors that affected the CO2 and N2O emissions in peat-based GM without plants.

23

2.1 Introduction

Peat-based growing media (GM), mainly composed of sphagnum moss are largely used in

horticultural industry and the commercialization of these products expanded considerably

during the last half-century (Caron et al., 2015). However during plant production the

decomposition of sphagnum moss by microorganisms and the oxidation of organic matter

are among the factors compromising the stability of GM (Nemati et al., 2014; Caron et al.,

2015). The perlite and vermiculite are usually used in GM to improve the physicochemical

properties (drainage and porosity) of sphagnum moss (Headlee et al., 2014; Nemati et al.,

2014). But these aggregates are expensive and nonrenewable, making biochar and

compost interesting cheaper potential alternatives (Nemati et al., 2014; Headlee et al.,

2014; Caron and Rochefort, 2013; Caron et al., 2015). However, the use of these two

latter compounds is subject of controversy, due to the possible presence of toxic

components and pathogens, to nitrogen (N) immobilization, and to poor aeration (Cox et

al., 2012; Caron and Rochefort, 2013).

Significant N losses from greenhouse vegetable production were also observed (Ryden

and Lund, 1980). The denitrification of nitrate is responsible for the release of N2O, a

potent greenhouse gas (GHG) involved in global warming (Ryden and Lund, 1980). In

previous studies, high CO2 and N2O emissions were measured in peat caused by their

high C content, moisture and pH, and by the high input of N fertilizer (Pihlatie et al., 2004;

Amha et Bohne, 2011; Amha et al., 2011). In order to improve the physicochemical

properties of peat-based GM and to reduce their GHG emissions, amendment with

biochars might be a good solution allowing the development of a sustainable horticultural

production.

Several studies indicate that biochar, the stable product of biomass pyrolysis, can improve

plant growth by increasing soil pH, porosity, and water retention, and by promoting

microbial activity and nutrient availability (Graber et al., 2010; Dumroese et al., 2011;

Nemati et al., 2014; Headlee et al., 2014; Bedussi et al., 2015). In a tropical agricultural

soil, addition of biochar combined with compost improved the soil organic carbon content;

helped reach balanced fertilization and increased the mitigation of CO2 and N2O emissions

(Agegnehu et al., 2015; 2016). However, differences in the reported results can probably

24

be attributed to the physicochemical properties of biochars, which varies according to the

feedstock and the pyrolysis temperature used (Brewer et al., 2011; Lehmann and Joseph,

2009; Cayuela et al., 2014).

Mitigation of CO2 and N2O emissions by biochars were mainly studied in amended mineral

soils (Cayuela et al., 2014; Ameloot et al., 2013b) and little information is available for

peat-based GM (Bedussi et al., 2015; Fornes et al., 2015; Nemati et al., 2014). Compared

to mineral soils, peat-based GM have quite different properties such as a lower bulk

density (1.4 for soil vs 0.09 g cm−3 for peat), a higher porosity (0.4 vs 0.9 cm3 cm−3), and a

higher relative gas diffusivity (soil free air; 0.04 vs 0.15 cm3 cm−3) (Caron et al., 2015).

According to chemical and biological properties, the microbial activity and N mineralization

are comparable or greater in peat than in mineral soils (Rangeley et al., 1988). In previous

studies, higher N2O emissions were measured in peat soil than in clayey and loamy soils

at 70% water-filled pore space (WFPS) (Pihlatie et al., 2004), and in peat at 60% WFPS

was a critical limit threshold above which denitrification rates increased considerably

(Amha and Bohne, 2011).

Little information is available on the use of biochar as an amendment to peat-based GM to

improve their physicochemical and biological properties and to mitigate greenhouse gas

emissions. Therefore, it is necessary to evaluate how the physicochemical properties of

different biochars can affect the mineralization of carbon and nitrogen, microbial activity

and the mitigation of greenhouse gas emissions in the peat-based GM. The aim of this

study was to determine how the physicochemical properties of biochars added to a peat-

based GM, enriched or not with compost, can affect carbon and nitrogen mineralization

and the mitigation of the GHG. The hypothesis was that the mitigation of CO2 and N2O by

biochar in a peat-based GM can be influenced by the physicochemical properties of the

biochar used and by carbon availability and it can decrease over time even in the

presence of a regular input of N fertilization.

2.2 Material and methods

2.2.1 Biochar production and characterization

Five biochars prepared from three different feedstock natures, at different pyrolysis

temperatures were used in this work (Table 2.1). Three biochars from maple barks (Acer

saccharum; size fractions between 0.5 and 5 cm) were produced by Award Caoutchouc &

25

Plastique Ltée (Quebec, CA), at 400˚C (M400) in a BEK biochar experimenter’s Kit (All

Power Labs; ~10˚C minute-1 heating rate, ~1 h residence time), and at 550˚C (M550) and

700˚C (M700) in a modified furnace. A pine chips (Pinus strobus; fractions size between 1

and 1.5 cm) biochar produced at 700˚C (P700) in a BEC Beta Base Unit; a mobile 0.25-ton

hr-1 production unit, was purchased from Biochar Engineering (Colorado, USA). The last

biochar from willow chips (Salix Viminalis; size fractions ~0.3 cm) was produced by

Biopterre research center (Quebec, CA) at 400˚C (W400) in an Abri-Tech Inc; mobile unit

0.04-ton hr-1. Biochars were ground and sieved a 2 mm before their physicochemical

characterization and their use in the incubation experiment.

2.2.1.1 Chemical characteristics of biochars

Unless otherwise specified chemical measurements were performed in triplicate. Biochar

pH was measured as described by Rajkovich et al. (2012) by adding 1 g of biochar in 20

mL deionized water, pH (H2O) or 20 mL 0.01 M CaCl2 solution, pH (CaCl2). After 1.5 h

agitation pH was measured on the filtrate passing a VWR grade 413 filter paper (5µm).

Electrical conductivity (EC) was determined in the water filtrate using an YSI model 32-

conductance meter (Yellow Springs Instrument Co. Inc., Ohio, USA). The calcium

carbonate equivalence (CCE %) of biochar was determined by titration (AOAC, 1990). The

potential cations exchange capacity (CEC) was determined by extraction in ammonium

acetate pH 7 as described by Rajkovich et al. (2012) and by inductively coupled plasma

optical emission spectroscopy (ICP-OES, Perkin Elmer Optima 4300DV, Connecticut,

USA). The base saturation was calculated from the sum of the total bases divided by CEC

values using the following equation:

Base saturation (%) = [Ca2+ + Mg2+ + K+ + Na+ (cmol kg-1) / CEC (cmol kg-1)] x 100

The dry and volatile matters and ash content were determined by thermogravimetric

analysis (TGA701, Leco Corporation, Michigan, USA) using 0.1 g biochar. Nitrate and

exchangeable ammonium nitrogen were determined according to the method of Maynard

et al. (2007) adapted as described below. Briefly, 1 g of biochar was extracted with 25 mL

of 2.0 M KCl and filtered through VWR 410 filter paper. The extracts were kept frozen at -

20˚C until analyzed with an automated ion analyzer (QuickChem® FIA+ 8000 Series,

Lachat Instrument, Colorado, USA). A subsample of biochars was finely ground, and

sieved using an 800-μm nylon screen (Aquamerik inc, Quebec, CA) to determine C/H/N/S

26

and O total contents (duplicate) by dry combustion analysis (TruSpec® Micro elemental

series, Leco Corporation, Michigan, USA).

Total phosphorus and metal concentrations were determined in duplicate (Table S2.1)

using 3051A method (EPA, 2007) with microwave reaction system (Anton Paar®

Multiwave 3000, Graz, AT). Briefly, 10 mL concentrated nitric acid (HNO3) were added to

0.5 g biochar before the digestion in the microwave, and deionized water was added to the

sample digested to obtain a final volume of 50 mL. The digests produced were conserved

at 4˚C and quantified by inductively coupled plasma mass spectrometry (ICP-MS).

To investigate the capacity of biochars to retain NO3- and NH4

+ (Table S2.2), 1.0 g of each

biochar was added into 25 mL of NH4NO3 solution (1000 mg N L-1) and shaken for 48 h at

160 strokes per minute in 50-mL centrifuges tubes. Samples were centrifuged

(EppendorfTM, Centrifuge Model 5810, Hamburg, DE) at 5000 rpm (4300 x g) for 20

minutes and filtered (VWR 410 filter). The filtrates were kept at 4˚C and analyzed, within

24 h using ions chromatography systems (Thermo Fisher Scientific, California, USA), for

NH4+ (Dionex ICS-2100) and NO3

- (Dionex ICS-1100). The concentration of adsorbed NO3-

N and NH4-N was determined by calculating the difference of ion concentrations in

NH4NO3 solution added and the concentration in the solution recovered in the filtrates,

according to the following equation:

N adsorption (%) = ([Nadd] – [Next] / [Nadd]) x 100

Where [Nadd] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution

added, and [Next] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution

recovered in the filtrates.

27

Table 2.1 Physicochemical characteristics of biochars.

Parameters M400 M550 M700 P700 W400 Feedstock nature Maple

bark Maple bark

Maple bark

Pine chips

Willow chips

Pyrolysis temperature 400˚C 550˚C 700˚C 700˚C 400˚C pH (H2O) 10.1 c 11.3 a 11.1 b 7.4 c 8.2 c pH (CaCl2) 9.6 c 11.4 a 10.9 b 7.0 c 8.0 c EC (mS cm-1) a 0.6 b 1.4 a 1.1 a 0.1 c 0.4 bc CCE (%)b 14.5 b 17.5 a 15.3 ab 8.9 c 9.3 c Base saturation (%) 100.0 a 100.0 a 100.0 a 32.7 b 100.0 a Ca2+ (cmol kg-1)c 108.1 c 174.2 a 146.9 b 16.5 e 44.4 d Mg2+ (cmol kg-1) 9.0 b 12.2 a 10.0 b 2.1 c 2.9 c K+ (cmol kg-1) 19.3 b 23.3 a 20.9 b 11.6 c 24.8 a Na+ (cmol kg-1) 1.2 b 1.5 ab 2.4 a 1.0 b 1.6 ab CEC (cmol kg-1) d 53.5 b 62.6 b 60.5 b 96.2 a 58.4 b Dry matter (%) 96.5 b 95.8 c 96.6 a 93.2 e 95.7 d Ash content (%) 15.8 c 23.6 a 20.1 b 4.8 e 7.5 d Volatile matter (%) 36.6 a 29.4 c 33.7 b 15.8 e 17.7 d Total C (%)1 59.15 54.57 54.04 76.09 74.50 Total H (%)1 2.45 2.03 2.42 1.88 2.54 Total N (%)1 1.02 0.93 0.63 1.24 0.78 Total S (%)1 < 1.0 < 1.0 < 1.0 < 1.0 < 1.0 Total O (%)1 14.99 13.24 14.16 9.64 8.37 C:N ratio1 57.99 58.68 85.78 61.36 95.51 NO3-N (mg kg-1) 0.69 b 1.27 ab 0.78 b 1.53 ab 2.14 a NH4-N (mg kg-1) 0.00 ns 1.05 ns 1.39 ns 1.06 ns 0.67 ns Bulk density (g cm-3) 0.42 a 0.42 a 0.39 a 0.17 c 0.26 b Particle density (g cm-3) 1.67 bc 1.78 a 1.71 b 1.66 c 1.52 d Total porosity (cm3 cm-3) e 0.75 c 0.76 c 0.77 c 0.90 a 0.83 b

Means (n = 3) in a row followed by different letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test) 1 Means (n=2) a Electrical conductivity b Calcium carbonate equivalence c In the highly alkaline biochars Ca is also extracted from carbonate. d Cation exchange capacity e Total porosity = 1- (bulk density / Particle density) M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C.

28

2.2.1.2 Physical characteristics

Physical measurements were performed in triplicate. The water retention curve (desorption

curve) of each biochar (Fig. S2.1) was determined using a low-tension table according to

the method of Reynolds and Topp (2007) adapted as described below. Briefly, a metal

cylinder (3 cm diameter and 2.8 cm height) with a 15-μm nylon mesh opening (Sefar

Nitex®, Quebec, CA) in the bottom was filled with biochar and dropped 3 times from 0.15

m to allow a good contact between particles before saturation of biochar into a container of

distilled water during 72 h to obtain a complete saturation. A tensiometer (TX model,

Hortau Inc, Quebec, CA) was inserted vertically at the middle-height (~2.2 cm) of the

sample to monitor matric potential and to determine the steady state. The sample was put

on the pre-saturated tension table and desorption curve was determined by using 0.0, -0.1,

-0.2, -0.3, -0.4, -0.5, -0.6, -0.7, -0.8, -0.9, -1.0 m tensions. Sample weight, volume and

matric potential were measured after equilibrium at each tension of the desorption curve.

When maximal desorption was achieved, the sample was oven-dried at 105˚C for 24 h and

weighed to calculate the dry bulk density (BD) and volumetric water content at each

tension of the curve (Reynolds and Topp, 2007).

The particle density (PD) of biochar (12 g) was determined using ASTM B923-10 method

(ASTM, 2010) with a helium pycnometer (AccuPyc™ 1330 Micromeritics, Georgia, USA).

Total porosity (TP) was calculated by using the BD and PD values according to the

following equation:

TP (cm3 cm-3) = 1- BD (g cm-3) / PD (g cm-3)

The particle-size distribution (Table S2.1) was determined using progressive dry sieving.

Briefly, 100 g biochar was shaken through nine sieves (2000 μm, 1700 μm, 1000 μm, 500

μm, 425 μm, 250 μm, 150 μm, 106 μm and 53 μm) at 278 oscillations per min, 150 taps

per min, and 2.86 x 1.11 cm displacement during 3 min (Ro-Tap® Sieve Shakers, RX-29

model, Ohio, USA). The content retained by each sieve was weighed.

2.2.2 Peat-based GM formulations

A commercial sphagnum peat moss produced by Premier Tech Company (Quebec,

Canada) was used for preparing the peat-based GM. The control GM contained in volume:

29

73% dry sphagnum peat moss and 27% perlite. Biochars amended GM contained in

volume: 73% dry sphagnum peat moss, 12% perlite and 15% dry biochar. During the

making of mixtures, the pH of control and biochar treatments was adjusted with dolomitic

limestone and calcic limestone to obtain a pH between 5.4 and 6.4, as follows:

1) Control (pH = 5.4): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.75 g L-1 calcic limestone 2) M400 treatment (pH = 6.4): 1 g L-1 dolomitic limestone 3) M550 treatment (pH = 6.3): 1 g L-1 dolomitic limestone 4) M700 treatment (pH = 6.2): 1 g L-1 dolomitic limestone 5) P700 treatment (pH = 5.6): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.25 g L-1 calcic limestone 6) W400 treatment (pH = 5.5): 1 g L-1 dolomitic limestone + 4.25 g L-1 calcic limestone

Half of each formulation (control and biochar treatments) was mixed with a volume of 4%

air-dry peat and shrimps commercial compost sieved at 2 mm (N/P/K of 1.5-1.0-1.0; C:N of

20; pH of 6.8) produced by Fafard (Quebec, CA).

2.2.2.1 Peat-based GM properties

The pH and the available mineral element concentrations (total dissolved nitrogen (DN),

NO3-, dissolved organic carbon (DOC), dissolved inorganic carbon (DIC) of treatments

were conducted following the saturated media extract (SME) method (Warncke and

Krauskopf, 1983). Briefly, 150 mL of GM were mixed with 200 mL deionized water until

saturation, left on the bench for 1 h to equilibrate, and pH was then measured in the

saturated sample. Samples were then filtered through Nylaflo™ membrane disc filter (0.45

μm pore size) and all subsequent analyses were done on the filtrates. The DN, DOC and

DIC were quantified with a TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary

Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, USA) and NO3- was quantified by ionic

chromatography (Model Dionex ICS-1100, Thermo Fisher Scientific, California USA). Total

nitrogen (TN) and carbon (TC) of GM (0.2 g) were determined by combustion with a

MACRO elemental analyzer (vario MACRO CNS, Hanau, DE), and the C:N ratio was

calculated with TC and TN values. The dry matter of GM (0.1 g) was determined by

thermogravimetric analysis method (TGA701, Leco Corporation, Michigan, USA).

2.2.3 Incubation

The incubation experiment comprised 12 treatments (control GM and five GM-biochar

treatments M400, M550, M700, P700 and W400, with or without compost). The incubation

experiment was performed in 500 mL Mason glass jar (unit) containing 250 mL of GM

30

packed to a bulk density of 0.2 g cm-3 and moistened to 60% WFPS with 63 mL of N

fertilizer solution containing in mg L-1: 177 NO3-N, 6 NH4-N; pH 4.9; 2.2 mS cm-1 EC. The

experiment was laid out as a randomized complete block design, with four replicates

prepared for each sampling date (7, 16, 23 and 58 d after the pre-incubation period) to

allow for destructive sampling. To minimize evaporation, jars were covered with a silver lid

holed in the middle (Ø 0.5 cm) to allow gas exchange. The jars were placed in a dark-

incubation chamber at 22˚C with 65% relative humidity. After the pre-incubation period of

21 d, 1 mL of N fertilizer solution was uniformly added on the surface of each treatment

every week, 24 h before gas sampling and GM analysis, to simulate a fertigation and to

supply substrate for denitrification. Deionized water was also added (~ 1 − 2 mL) every

week at the same time of N fertilizer to keep constant moisture in GM. At each sampling

date, the jars were removed from the experiment and the GM was thoroughly mixed before

analyses were performed.

2.2.3.1 Chemical analysis

A 9-g sub-sample was taken for determination of gravimetric water content by oven drying

at 105˚C for 24 h. The pH, and the available mineral element concentrations DN, NO3-,

DOC, DIC, of peat-based GM were conducted following the SME method (Warncke and

Krauskopf, 1983). Because of the high moisture content of the GM, only 75 mL of

deionized water was mixed with 150 mL of GM. Analyses were performed on the extracted

solution using TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-

VCPH + TNM-1, Maryland, USA) for DN, DOC and DIC and Dionex ICS-1100 ions

chromatography systems (Thermo Fisher Scientific, California, USA) for NO3-.

2.2.3.2 Biological analysis

Total-microbial-enzymatic activity was measured by hydrolysis of fluorescein diacetate

(FDA) according to the method of Adam and Duncan (2001) modified as follows. Briefly, in

50 mL centrifuge tube 2 g of GM sample were added to 15 mL of 60 mM potassium

phosphate buffer (pH 7.6). Blanks were also prepared. To start the reaction each tube

received 0.2 mL of FDA stock solution (1000 μg mL-1). The tubes were shaken (InnovaTM

4900, Multi-Tier Environmental Shaker, New Brunswick Scientific, New Jersey, USA) at

200 rpm for 20 min at 30˚C, centrifuged (Allegra® 25R Centrifuge, Beckman Coulter®,

California, USA) at 4100 rpm (3007 x g) for 5 min and 300-μL supernatant of each sample

31

was rapidly placed in a cell of 96-well microplate (Costar® 3595). The fluorescence of the

supernatant was measured 40 min after the beginning of the reaction, at 490 nm with an

ultra-fast UV/Vis spectrometer (FLUOstar® Omega, BMG Labtech, Ortenberg, DE),

against a sodium fluorescein standard curve (five point calibration).

At the end of the incubation (day 58), microbial biomass C and N (MBC and MBN) were

determined according to the chloroform fumigation-extraction method (Voroney et al.,

2008) adapted for this study. Briefly, 10 g of the sample were fumigated in a glass

dessicator with ethanol-free CHCl3 for 24 h in the dark. Carbon and nitrogen content from

fumigated and non-fumigated samples were extracted with 37.5 mL of 0.25 M K2SO4,

filtered through Whatman GF 934-AH filter paper, and the filtrates were stored at 4˚C and

analyzed within 24 h with a TOC analyzer (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary

Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, USA). The MBC and MBN concentrations were

subsequently calculated as proposed by Voroney et al. (2008) by using extraction

coefficients of 0.35 and 0.50 for MBC (KEC) and MBN (KEN), respectively.

2.2.3.3 Gas sampling

After the pre-incubation period, the headspace was subsampled at 1, 3, 5, 7, 9, 16, 23, 30,

37, 44, 51, and 58 days of the incubation, 24 h after each N-fertigation. At each

measurement, the lids were sealed exactly 30 min before the first sampling, and the jars

were kept closed 24 h. Preliminary testing confirmed that the gases were accumulating

linearly well beyond 24 h (data not shown). Air samples (20 mL) were taken and replaced

by 20 ml of helium through a rubber septum using a syringe at 0.5, 6, and 24 h and

transferred into pre-evacuated vials (12-mL Exetainer vials; Labco, High Wycombe, UK).

Gas concentrations (CO2, N2O and CH4) were determined within 7 d with a gas

chromatograph equipped with an electron capture detector (Model 450 GC; Bruker Ltd.,

Ontario, CA) and a headspace auto injector (Combi Pal; CTC Analytics, Zurich,

Switzerland). Gas emissions were calculated according to the equation of N2O-N flux

developed by Rochette and Bertrand (2008) and cumulative gas emissions were

calculated by linear interpolations between sampling dates.

2.2.4 Statistical analysis

All statistical analyses were conducted by using Proc Mixed procedure of SAS 9.3 (SAS

Institute Inc., North Carolina, USA). A one-way analysis of variance (ANOVA) including

32

factor biochar type with three replicates was carried out with the physicochemical

characteristics of biochar as dependent variables. The variance homogeneity was verified

by a graphical analysis of the residuals and no transformation was necessary. The

significant differences between means were established by Tukey’s test at p < 0.05.

Data from the incubation study were analyzed according to a randomized complete block

design with four replicates. A three-way analysis of variance (ANOVA) was applied to

determine how pH, EC, available mineral element concentrations (DN, NO3-, DOC, DIC)

and FDA hydrolysis rates were affected by biochar, compost, time, and their interactions.

A repeated-measures univariate analysis of variance (ANOVA) was used to test the effect

of biochar, compost, and their interaction on the cumulative CO2 and N2O emissions. The

variance homogeneity was verified by a graphical analysis of the residuals and no

transformation was necessary. Then, a one-way analysis of variance (ANOVA) including

factor biochar type was conducted with the MBC, MBN and total cumulative of CO2 and

N2O emissions as dependent variables. Means were compared by Tukey’s test at p

< 0.05. Pearson product-moment correlation was performed to assess the linear

relationship between two normally distributed interval variables.

2.3 Results

2.3.1 Biochar characterization

The physicochemical properties of biochars were different (p < 0.05) according to the

feedstock nature and the pyrolysis temperature (Table 2.1). In general, the pH, EC, CCE,

base saturation, Ca2+ and Mg2+ were higher in the maple biochars than in the P700 and

W400, and maximum values were observed in M550 (Table 2.1). The concentrations of K+

and Na+ were significantly lower in P700, while the CEC was twofold higher in P700

compared to other biochars. Biochar P700 had the highest humidity (6.8%) and the lowest

ash (4.8%) and volatile matter (15.8%) contents. Among maple biochars, the ash content

was lower in M400 and increased at higher pyrolysis temperature, while the volatile matter

was superior in M400 and decreased at higher pyrolysis temperature (Table 2.1). Total C,

N, H, S and O were only performed in duplicate and therefore results shown in Table 2.1

are only trends. The C content was lower in maple biochars (56%) than in P700 (76%) and

W400 (75%), while the hydrogen and N content were comparable in all biochars. Sulfate

was undetectable in all biochars and oxygen was higher in maple biochars than in P700

33

and W400 biochars (Table 2.1). The C:N ratio tend to increase with pyrolysis temperature

in maple biochars, and was superior in W400. The NO3-N and NH4-N concentrations were

low (< 2.1 mg N kg-1) and similar between feedstock nature and pyrolysis temperature. The

highest bulk density and particle density were measured in the maple biochars (~0.4 g cm-

3), whereas the total porosity was higher in P700 (0.9 cm3 cm-3) (Table 2.1). Further

physicochemical properties of biochars such as total phosphorus concentration, metal

content, particle size fractions, NO3- and NH4

+ adsorption capacity, and water retention

curves are available in supplementary material (Tables S2.1 and S2.2; Fig. S2.1).

2.3.2 Effect of incubation time on the chemical properties of the saturated media extracts

Three weeks before the beginning of the incubation study (start of the pre-incubation

period), addition of the different biochars increased the total nitrogen in the GM from 0.4%

in the control to 0.6-0.8% in the GM amended with M550 or P700 and W400 biochars.

Similarly, total carbon in the GM increased by the addition of biochars, from 23.4% in the

control to 45-51% in P700 and W400. As a result the C/N ratio of the control (61) was

similar to that of W400 (63), but ranged from 70 in M700 to 79 in P700 (Table S2.3).

Addition of compost to GM doubled the total N content of the control (0.9%) and slightly

increased it in all biochars treatments.

The presence of biochars significantly (p < 0.01) affected all the GM chemical and

biological properties studied (Table S2.4), but with the exception of the pH, these

properties varied with time as indicated by the observed biochar x time significant

interactions.

In the absence of compost, DN and NO3- concentrations of the GM extracts were constant,

but significantly lower (p < 0.05) in all biochar treatments than in control (Figs. 2.1a and

2.1c). At all sampling dates extracts from M400 treatment contained the lowest

concentration of NO3- (average of 54 mg N kg dry peat-1), which was 12 times lower than in

the control (652 mg N kg dry peat-1) (Fig. 2.1c; Table S2.5). Addition of compost increased

the average concentrations of DN and NO3- in the GM extracts of some biochars treatment

(Figs. 2.1b and 2.1d; Table S2.5). However, the NO3- concentration in M400 treatment with

compost was 20 times lower (p < 0.05) than the control (Fig. 2.1d; Table S2.5). A 31%

decrease in NO3- (p < 0.05) was observed with M550 between the start and the end of the

34

incubation time when compost was added (Fig. 2.1d; Table S2.5). No NH4+ concentration

was detected in all treatments and in control throughout the incubation.

In contrast to DN and NO3-, the DOC in the absence of compost was higher in all biochar

treatments than in control, especially in M400 treatment (~2355 mg Corg kg dry peat-1),

where it was three times higher (p < 0.05) than in control (869 mg Corg kg dry peat-1) (Fig.

2.2a; Table S2.6). Adding compost reduced DOC in M400 treatment, by 59% (p < 0.05)

(Fig 2.2b). In general DIC concentration was significantly higher in GM enriched with

maple biochars than in treatment receiving W400 or P700 or the control without biochars

(Fig 2.2c). This trend was not affected by the addition of compost (Fig. 2.2d and Table

S2.6). For maple biochars, DIC increased (p < 0.05) with decreasing pyrolysis temperature

(Fig. 2.2 c, d and Table S2.6). Adding compost significantly increased the DIC

concentration in M700 treatment (48 vs 72 mg Cinorg kg dry peat-1; Fig. 2.2d; Table S2.6).

The pH of the different GM remained constant during the 58 days of incubations (Fig.

S2.2). All maple biochars treatments had a pH significantly higher (p < 0.05) than control

(pH 6.6) during all the 58 days incubation period (Fig. S2.2). Enrichment of GM with

compost had no significant effect on the pH measured in the GM extracts from all

treatments (Table S2.4).

35

Fig. 2.1 Effect of different biochars and a compost on total dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3

-) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Each sampling was performed 24h after nitrogen fertigation. No NH4

+ was detected. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.

36

Fig. 2.2 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic carbon (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Each sampling was performed 24h after nitrogen fertigation. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.

2.3.3 Effect of incubation time on the biological properties of the peat-based GM

In the absence of compost, during the whole incubation period FDA hydrolysis in maple

biochars and W400 treatments was significantly lower (p < 0.05) than in the control (Fig.

2.3a). Microbial enzymatic activity was significantly reduced after 58 days of incubation

(Fig. 2.3a, Table S2.4). The observed significant interaction between compost and biochar

37

(Table S2.4) indicates that addition of compost significantly affected FDA hydrolysis;

however this effect varied according to the biochar treatments, in general a reduction of

enzymatic activity was observed (Fig. 2.3b).

In the absence of compost, MBC and MBN in the control GM were similar to those

observed with all biochar treatments, except for M400 treatment, which contained

significantly (p < 0.05) higher microbial biomass. A same trend was observed when the

GM were enriched with compost but MBC and MBN were significantly (p < 0.05) higher

(Table 2.2).

38

Fig. 2.3 Effect of biochars and a compost on microbial activity in a peat-based GM as reflected by fluorescein diacetate (FDA) hydrolysis. For each sampling date, means (n = 4) labelled with different letters are significantly different according to Tukey’s test at p < 0.05. Bars show standard errors (± SE) of means. Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost.

GM, growing media.

39

Table 2.2 Effect of different biochars and a compost on microbial biomass carbon (MBC) and nitrogen (MBN) in a peat-based GM after 58 days of incubation.

Treatment MBC MBN (mg C kg dry peat-1) (mg N kg dry peat-1)

Without compost

Control 1127.0 b 821.2 b M400

1580.5 a 1187.9 a

M550

926.9 b 715.4 b M700

1127.7 b 816.8 b

P700

948.0 b 720.3 b W400

929.4 b 684.6 b

Mean

1106.6 824.4 With compost

Control 1577.6 B 1175.6 B

M400

2061.9 A 1525.2 A M550

1526.1 B 1129.2 B

M700

1379.1 B 1025.8 B P700

1409.9 B 1105.3 B

W400 1830.8 B 1381.9 B Mean

1630.9 1223.8

Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significantly different at p < 0.05 (Tukey’s test). Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.

2.3.4 Effect of incubation time on greenhouse gas emissions from peat-based GM

In absence of compost, the highest total cumulative CO2 emissions were observed when

the GM was supplemented with P700 biochar, and the lowest emissions were obtained

with M550. In fact P700 treatment emitted 1.2 times more CO2 (p < 0.05) than the control

without biochar while M550 emitted 2 times less (p < 0.05) (Table 2.3). Excluding M400

treatment, the cumulative CO2 emission rates increased linearly with incubation time in all

treatments without compost (Fig. 2.4a). The emissions of CO2 from M400 treatment

without compost were significantly higher than the control during the first 23 days, and

were similar to the control at the end of the incubation (Fig. 2.4a). Adding compost

increased (p < 0.05) the total emission of CO2, especially in control GM, and P700

40

treatment (Fig. 2.4b; Table S2.4). The total cumulative CO2 emissions from maple

treatments with compost were significantly lower than in control GM (Table 2.3).

The total cumulative CH4 emissions in the absence of compost were similar (p < 0.05) in

P700 treatment compared to control, and the emissions were significantly higher in both

treatments than in GM amended with maple biochars and W400 (Table 2.3). A same trend

was observed when the GM were enriched with compost, but CH4 emissions were

significantly (p < 0.05) lower (Tables 2.3 and S2.4).

The total cumulative N2O emissions in treatments without compost were three times higher

(p < 0.05) in control (95 mg N kg dry peat-1) than in maple and W400 (~33 mg N kg dry

peat-1), and it was not statistically different from P700 (82 mg N kg dry peat-1) (Table 2.3).

During the incubation, the cumulative N2O emission rates in treatments without compost

were significantly lower (p < 0.05) in all biochar treatments than control GM, except P700

where N2O emission rate increased rapidly and was similar to the control at the end of the

incubation (Fig. 2.4c). Adding compost produced significantly less N2O (p < 0.05),

especially in control and P700 GM, whereas it increased the emissions of N2O in M550,

M700 and W400 (Table 2.3). No effect was observed (p > 0.05) when the M400 treatment

was enriched with compost on N2O emissions. The M400 treatment with compost

maintained the highest efficiency to mitigate N2O emissions (~50%) throughout the study

(Fig. 2.4d).

41

Table 2.3 Effect of different biochars and a compost on the total cumulative CO2, CH4 and N2O emissions from a peat-based GM during 58-days incubation.

Treatment CO2 CH4 N2O

(mg C kg dry peat-1) (mg C kg dry peat-1) (mg N kg dry peat-1)

Without compost

Control 1632.8 b 13.8 a 95.4 a

M400

1659.2 b 10.7 c 31.3 b

M550

814.0 c 10.8 c 29.1 b

M700

1540.2 b 11.3 c 36.8 b

P700

2001.6 a 14.0 a 82.0 a

W400

1831.6 ab 12.8 b 33.4 b

Mean

1579.9 12.2 51.3

With compost

Control 1976.1 B 13.1 a 58.8 A

M400

1690.9 C 10.1 c 26.9 B

M550

993.9 D 10.7 c 60.2 A

M700

1583.5 C 10.8 bc 44.2 AB

P700

2387.8 A 13.0 a 52.8 A

W400 1976.2 B 11.6 b 63.3 A

Mean

1768.1 11.5 51.0 Means (n = 4) in a column followed by different small and capital letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, Growing media.

42

Fig. 2.4 Effect of biochars and a compost on the cumulative CO2 and N2O emissions from a peat-based GM during 58 days of incubation. Bars show standard errors (± SE) of means (n = 4). Control, is GM without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Compost treatments received 4% (v/v) of peat and shrimps compost. GM, growing media.

43

2.4 Discussion

The aim of the present study was to determine how the physicochemical properties of

biochars added to a peat-based GM, can affect carbon and nitrogen mineralization and the

mitigation of the GHG. For this purpose, we used biochars produced from three biomass

charred at three temperatures in different reactors. As expected (Gul et al., 2015) the

resulting biochars had distinct physicochemical characteristics (Table 2.1), and when

added at a rate of 15% (v/v) they affected differently (p < 0.01) the physicochemical and

biological properties of the peat-based GM used and the mitigation of CO2 and N2O (Table

S2.4). To determine if nutrient depletion during the 58 days incubation affected microbial

biomass and activity in GM all treatments were also supplemented with 4% in volume of a

commercial peat and shrimp compost (C/N = 20).

Every week, a nitrogen fertilizer solution containing NO3- and NH4

+ was applied 24 h before

gas measurements to simulate greenhouse fertigation and for a better appraisal of

denitrification. Under these experimental conditions emissions of CO2 and N2O from peat-

based GM were comparable to those observed in limed horticultural peats at 60-70%

WFPS (Amha and Bohne, 2011; Amha et al., 2011; Pihlatie et al.,2004).

2.4.1 GHG emissions from peat-based GM amended biochars

2.4.1.1 Carbon dioxide

Addition of biochar to soils improves their physicochemical properties and consequently it

can affect soil microbial diversity and activity (Gul et al., 2015). The importance of the soil

abiotic and biotic modifications will depend on the nature of the biochar used, which

greatly vary according to the feedstock, the speed and temperature of the pyrolysis used

during production. In soil amended with biochar, CO2 fluxes originate from the

mineralization of soil organic matter or from the labile C fraction of biochar. From the five

biochars used, only P700 when added to the peat-based GM released significantly more

CO2 than the control enriched or not with compost (Table 2.3). Since P700 was produced

at high temperature, it is probably more resistant to decomposition (Liu et al., 2016) and

poor in labile C. In fact, the level of DOC in the extracts of GM with P700 was comparable

to other biochars produced at 550°C or 700°C (Fig. 2.2 a and b; Table S2.6). Although not

significantly different from the control without biochar, FDA hydrolysis rate, which

44

measures total microbial activity (Adam and Duncan 2001), was substantially higher in

P700 than in all other biochar treatments (Fig. 2.3). This indicates that P700 is the only

biochar tested that does not interfere with the GM enzymatic activity. The high CO2 flux

caused by the addition of P700 to the GM requires further investigation. It is probably the

result of a multifactorial effect like the high total porosity and total carbon content, creating

a microhabitat which favor the establishment of an efficient heterotrophic but we cannot

rule out the possibility of a priming effect as observed by Maestrini et al. (2015).

The presence of toxic compounds such as dioxins, furans, phenols or ethylene

compounds, and the high alkalinity in biochar could alter microbial activity in soil and

consequently reduce the CO2 emissions (Jones et al., 2011; Liu et al., 2009; Mukome et

al., 2013; Spokas et al., 2010). Although we have not measured the toxic substances in

our biochars, M550 biochar did not exhibit any lethal effects on microorganisms and seed

according to our preliminary tests (data not show). Kammann et al. (2012) observed a

reduction of 44% and 49% CO2 emissions of the control with the addition of ~2% w/w

biochar from wood chips and maize in the soil, respectively, and they attributed this effect

to the high C stability in the biochars. According to a recent review, when carbon

availability is low, less CO2 is produced (Maestrini et al., 2015). Gul et al. (2015) also

reported that the nature of DOC and the pH are important controllers of microbial growing

on biochars. Gram-positive bacteria preferentially utilize recalcitrant organic compounds,

suggesting that this material lacks appreciable quantities of easily degradable organic

carbon that favor the growth of gram-negative bacteria (Gul et al., 2015; Whitaker et al.,

2014). Furthermore, the alkaline pH of biochar may be more favorable for gram-positive

than gram-negative bacteria (Gul et al., 2015). Although the gram-positive and gram-

negative bacteria were not identified in this study, the high pH and the recalcitrant organic

compounds of M550 biochar could have promoted gram-positive bacteria in the GM and

explain the low CO2 emissions.

2.4.1.2 Methane

A greater water-holding capacity from biochar may create locally anaerobic microsites in

soil, and therefore promote the reduction of CO2, and increase the activity of methanogens

(Chen et al., 2014; Gulledge and Schimel, 1998; Le Mer and Roger, 2001). Due to the low

cumulative CH4 emissions (< 15 mg C kg dry peat-1) and similar concentration of this gas

45

between P700 and control GM (Table 2.3), the results suggest that the presence of strictly

anaerobic microsites had not dominated in our peat-based GM amended with biochar.

2.4.1.3 Nitrous oxide

As previously observed in mineral soils (Nelissen et al., 2014; Singh et al., 2010; Spokas

and Reicosky, 2009) the total cumulative N2O emissions of peat-based GM without

compost and amended with biochars was higher or lower than the control (Table 2.3). The

impact of biochar on N2O production and reduction pathways in soil depends on several

factors involved in biotic and abiotic reaction mechanisms such as liming, N fertilization,

availability and easily decomposable C and N and moisture condition (Ameloot et al.,

2013a; Amha and Bohne, 2011; Cayuela et al., 2014; Clough et al., 2013; Senbayram et

al., 2012).

Previous studies showed that the lower N2O emission in soil amended with biochar is

related to the high capacity of biochar to adsorb NO3- (Ameloot et al., 2013b; Clough et al.,

2013; Hangs et al., 2016; Jassal et al., 2015). However, a low adsorption of NO3-N (< 6%)

has been measured in a preliminary test (Table S2.2) of our incubation study. In addition,

a low positive correlation (r = 0.36; p < 0.001) was observed between NO3- concentrations

and N2O emissions in our study (Table S2.7). According to Jones et al. (2011) and Jassal

et al. (2015), no sorption of NO3- was observed on biochar from wood chips (Fraxinus

excelsior L., Fagus sylvatica L. and Quercus robur L.) pyrolyzed at 450˚C and from a

50:50 mixture of poultry litter and softwood chips of spruce-pine-fir pyrolyzed at 400˚C,

500˚C and 600˚C. Thus, our results confirm the absence of relationship between the low

concentrations of NO3- and the low N2O emissions in the biochar treatments.

The high C:N ratio in W400 biochar (Table 2.1) could have promoted the N immobilization

(Baggs et al., 2000; Cayuela et al., 2010) and decrease N2O emissions, but according to

the MBN concentration, no significant difference was observed between W400 treatment

and the control without compost (Table 2.2). These observations support previous studies

showing a poor correlation between C:N ratio and N immobilization rate in organic

components of growing media (Fornes et al., 2015; Handreck, 1992). Contrary to W400

treatment, the low N2O emissions in M400 treatment without compost could be attributed

to the high N immobilization in this treatment. Although we did not measure the MBN

throughout the incubation, the high MBN concentration at the end of the incubation in

46

M400 treatment (Table 2.2) could be related to its low NO3- availability (Fig. 2.1c), limiting

the inorganic N availability to denitrifying bacteria to produce N2O (Case et al., 2012;

Nelissen et al., 2014).

According to the literature, the biochar buffer capacity appears to be fundamental to

decrease N2O emissions in soil (Cayuela et al., 2013; Chintala et al., 2014; Kammann et

al., 2012; Nelissen et al., 2014; Obia et al., 2015). The increase of soil alkalinity by biochar

would stimulate the N2O-reductase activity allowing to a complete denitrification. Indeed,

as it was observed in previous studies (Mukome et al., 2013; Van Zwieten et al., 2014; Wu

et al., 2013), the high efficiency to mitigate N2O emissions in peat-based GM (Fig. 2.4)

could be attributed to the high alkalinity in maple biochars and W400 biochar (Table 2.1).

Besides the high pH, the high concentration of Fe, Mn and Cu in maple and W400

biochars (Table S2.1) could support the hypothesis linking the biochar N2O mitigation with

its redox properties (Cayuela et al., 2013). Although M550, M700 and W400 treatments

without compost had the same efficiency as M400 treatment to mitigate N2O emissions in

peat-based GM (Fig. 2.4c), the greater NO3- availability in M550, M700 and W400

treatments (Fig. 2.1c) suggests a better capacity of these biochars to act as an “electron

shuttle,” and thereby compete with soil denitrifiers (Cayuela et al., 2013). Other studies

suggest that the mitigation of N2O emissions might also be linked to higher levels of nosZ

gene expression (Harter et al., 2014; Xu et al., 2014). In our study, the abundance and

activity of functional marker genes in N cycle were not quantified. Future studies should

aim at understanding the relationship between the N2O reduction and the activity and

diversity of N2O-reducing microorganisms in biochar-amended peat-based GM.

2.4.2 GHG emissions from peat-based GM amended biochar and enriched with compost

The higher total cumulative CO2 emissions in all treatments with compost (Table 2.3)

suggests a better availability of carbon for microbial activity (Bass et al., 2016; Liu et al.,

2016). Indeed, the higher DOC concentration and the lower C:N ratio in treatments with

compost (Table S2.3) suggest a better availability of carbon for microorganisms in peat-

based GM with compost.

Although the presence of compost represented a source of degradable carbon for

denitrification (Paul and Beauchamp, 1989), only in M550, M700 and W400 treatments

with compost where N2O emissions were greatly stimulated (Table 2.3). The lower C:N

47

ratio in treatments with compost (Table S2.3) suggests a better complete denitrification

due to the higher N2O mitigation (Clough et al., 2013). In addition, the presence of

compost did not significantly reduce NO3- concentration in M550, M700 and W400

treatments (Fig. 2.1 c and d), supporting the hypothesis of Cayuela et al. (2013) that

biochar could act as an “electron shuttle” in peat-based GM without compost. However,

the use of 15N stable isotope techniques would be required to determine the main

mechanism involved in the reduction of N2O (Clough et al., 2004; Murphy et al., 2003;

Stevens and Laughlin, 1998).

The higher CO2 and N2O emissions in M550 treatment with than without compost (Table

2.3) corroborates observations made by Kammann et al. (2012). The low available C and

the high pH would be therefore the main mechanisms involved in the low emissions of CO2

and N2O in M550 treatments. The results of our study also confirm that the addition of

compost favored a greater availability of C to microorganisms favoring a better mitigation

of N2O emissions, especially in control and P700 treatment. Conversely, the addition of

compost in M400 treatment did not improve the mitigation of N2O between with and

without compost. This result suggests that the high availability of carbon and the high pH

in M400 biochar, and the high MBN concentration measured in the M400 treatments

(Table 2.1; Fig. 2.1; Table 2.2) contributed to a complete denitrification (Clough et al.,

2013; Cayuela et al., 2013).

2.4.3 Time effect and successive applications of N fertilizer on GHG emissions from peat-based GM amended biochar

According to the literature, the efficiency to mitigate CO2 and N2O emissions over time

depends on the feedstock nature and the pyrolysis temperature of biochar, and the

availability of carbon and nitrogen content (Chen et al., 2015; Gul et al., 2015; Lu et al.,

2015; Wang et al., 2015). In our incubation study, the gas mitigation efficiency by the

addition of biochar was generally maintained or increased with time, and it was not

influenced by the addition of N fertilizer.

The efficiency of biochar treatments to mitigate CO2 emissions was generally constant in

our study, except in the M400 treatments (Figs 2.4a), where a biphasic mineralization

pattern was observed (Ameloot et al., 2013a; Mukherjee et al., 2016; Zimmerman et al.,

2011). The highly volatile matter in M400 biochar (Table 2.1) can justify the high CO2

emissions during the first weeks of the incubation, followed by a better C stability that

48

favored a greater CO2 mitigation. In addition, the high MBC in M400 treatments measured

at the end of the incubation could have promoted a co-location of enzymes, organic matter

and microorganisms on biochar surfaces and could also contribute to mitigating CO2

emissions (Lehmann et al., 2011) in peat-based GM.

As DN, NO3-N and DOC concentrations were generally constant in all treatments without

compost (Fig. 2.1), the N2O emissions were also constant, except in P700 treatment (Fig.

2.4c) where an important increase of N2O emissions occurred during the incubation. At the

beginning of our incubation, the low N2O emissions in P700 treatment without compost

was likely due to the high porosity of this biochar (Table 2.1) (Cayuela et al., 2014). It was

shown that the presence of oxygen can inhibit the activity of N2O reductase (Cayuela et

al., 2014; Van Zwieten et al., 2014). However, Case et al. (2012) observed a low aeration

impact on N2O production in soil amended with biochar, suggesting that the suppression of

N2O emissions was due to a microbial or physical immobilization of NO3-. As the MBN

concentrations in P700 treatments were similar to our control (Table 2.2) and a low N

adsorption capacity was observed in P700 biochar (Table S2.2), the high porosity of this

biochar could explain the high N2O mitigation at the beginning of the incubation (Fig. 2.4c).

The regular N fertilization during the incubation and the high anaerobic zones (anaerobic

microsites) on the biochar surface, due to the high water retention (Fig. S2.1), might have

increased the activity of denitrifying bacteria in these zones, and thereby increase N2O

emissions in P700 treatment without compost (Chapuis-Lardy et al., 2007).

49

2.5 Conclusion

Although the properties of peat-based GM are different than mineral soil, similar results

were observed and as reported in previous studies, several mitigation mechanisms may

occur simultaneously (Cayuela et al., 2013; Nelissen et al., 2014) in peat-based GM

amended with biochar. The main mechanism by which the physicochemical properties of

biochar can mitigate CO2 and N2O emissions remains unclear; however the high alkalinity,

C stability, porosity and water retention capacity constituted the major factors that affected

the biotic and abiotic mechanisms of C and N mineralization and the CO2 and N2O

emissions in peat-based GM.

50

2.6 References

Adam, G., Duncan, H., 2001. Development of a sensitive and rapid method for the measurement of total microbial activity using fluorescein diacetate (FDA) in a range of soils. Soil Biology and Biochemistry 33, 943–951.

Agegnehu, G., Bass, A.M., Nelson, P.N., Muirhead, B., Wright, G., Bird, M.I., 2015. Biochar, and biochar-compost as soil amendments: Effects on peanut yield, soil properties and greenhouse gas emissions in tropical North Queensland, Australia. Agriculture, Ecosystems and Environment 213, 72–85.

Ameloot, N., Graber, E.R., Verheijen, F.G.A., De Neve, S., 2013a. Interactions between biochar stability and soil organisms: review and research needs. European Journal of Soil Science 64, 379–390.

Ameloot, N., De Neve, S., Jegajeevagan, K., Yildiz, G., Buchan, D., Funkuin, Y.N., Prins, W., Bouckaert, L., Sleutel, S., 2013b. Short-term CO2 and N2O emissions and microbial properties of biochar amended sandy loam soils. Soil Biology and Biochemistry 57, 401–410.

Amha, Y., Bohne, H., 2011. Denitrification from the horticultural peats: Effects of pH, nitrogen, carbon, and moisture contents. Biology and Fertility of Soils 47, 293–302.

Amha, Y., Bohne, H., Schmilewski, G., Picken, P., Reinikainen, O., 2011. Microbial activity of ten horticultural peats under different incubation conditions. Acta Horticulturae 891, 33–40.

AOAC, 1990. 955.01: Neutralizing value of liming materials. Official methods of analysis of the association of official analytical chemists. 15th ed., Vol. 1. Association of Official Analytical Chemists. Washington, USA. p. 1.

ASTM, 2010. ASTM B923-10 : Standard test method for metal powder skeletal density by helium or nitrogen pycnometry. ASTM International, Pennsylvania, USA. www.astm.org. DOI: 10.1520/B0923-10.

Baggs, E.M., Rees, R.M., Smith, K.A., Vinten, A.J.A., 2000. Nitrous oxide emission from soils after incorporating crop residues. Soil Use and Management 16, 82–87.

Bass, A.M., Bird, M.I., Kay, G., Muirhead, B., 2016. Soil properties, greenhouse gas emissions and crop yield under compost, biochar and co-composted biochar in two tropical agronomic systems. Science of The Total Environment 550, 459–470.

Bedussi, F., Zaccheo, P., Crippa, L., 2015. Pattern of pore water nutrients in planted and non-planted soilless substrates as affected by the addition of biochars from wood gasification. Biology and Fertility of Soils 51, 625–635.

Brewer, C. E., R. Unger, K. Schmidt-Rohr, and R. C. Brown. 2011. Criteria to select biochars for field studies based on biochar chemical properties. BioEnergy Research 4: 312–323.

Caron, J., Elrick, D.E., Michel, J.C., Naasz, R., 2008. Physical properties of organic soils and growing media: Water and air storage and flow dynamics. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 68.

Caron, J., Rochefort, L., 2013. Use of peat in growing media: State of the art on industrial and scientific efforts envisioning sustainability. Acta Horticulturae 982, 15–22.

Caron, J., Price, J.S., Rochefort, L., 2015. Physical properties of organic soil: Adapting mineral soil concepts to horticultural growing media and histosol characterization. Vadose Zone Journal 14, 6.

Case, S.D.C., Mcnamara, N.P., Reay, D.S., Whitaker, J., 2012. The effect of biochar addition on N2O and CO2 emissions from a sandy loam soil - The role of soil aeration. Soil Biology and Biochemistry 51, 125–134.

Cayuela, M.L., Oenema, O., Kuikman, P.J., Bakker, R.R., Van Groenigen, J.W., 2010. Bioenergy

51

by-products as soil amendments? Implications for carbon sequestration and greenhouse gas emissions. GCB Bioenergy 2, 201–213.


Cayuela, M.L., Van Zwieten, L., Singh, B.P., Jeffery, S., Roig, A., Sánchez-Monedero, M.A., 2014. Biochar’s role in mitigating soil nitrous oxide emissions: A review and meta-analysis. Agriculture, Ecosystems & Environment 191, 5–16.

Chapuis-Lardy, L., Wrage, N., Metay, A., Chotte, J-L., Bernoux, M., 2007. Soils a sink for N2O? A review. Global Change Biology 13, 1–17.

Chen, H., Mothapo, N. V., Shi, W., 2014. Soil moisture and pH control relative contributions of fungi and bacteria to N2O production. Microbial Ecology 69, 180–191.

Chen, J., Kim, H., Yoo, G., 2015. Effects of biochar addition on CO2 and N2O emissions following fertilizer application to a cultivated grassland soil. PLoS ONE 10, 1–17.

Chintala, R., Mollinedo, J., Schumacher, T. E., Malo, D. D., Julson, J. L., 2014. Effect of biochar on chemical properties of acidic soil. Archives of Agronomy and Soil Science 60 (3), 393–404.

Clough, T., Condron, L., Kammann, C., Müller, C., 2013. A review of biochar and soil nitrogen dynamics. Agronomy 3, 275–293.

Clough, T.J., Kelliher, F.M., Sherlock, R.R., Ford, C.D., 2004. Lime and soil moisture effects on nitrous oxide emissions from a urine patch. Soil Science Society of America Journal 68, 1600–1609.

Cox, J., Downie, A., Jenkins, A., Hickey, M., Lines-Kelly, R., McClintock, A., Powell, J., Singh, B.P., VanZwienten, L. 2012. Biochar in horticulture: Prospects for the use of biochar in Australian horticulture. Cox, J. (Ed) Wollongbar, NSW: Horticulture Australia Ltd.

Croft, M., Rochefort, L., Beauchamp, C.J., 2001. Vacuum-extraction of peatlands disturbs bacterial population and microbial biomass carbon. Applied Soil Ecology 18, 1–12.

Dumroese, R. K., Heiskanen, J., Englund, K., Tervahauta, A., 2011. Pelleted biochar: Chemical and physical properties show potential use as a substrate in container nurseries. Biomass and Bioenergy 35, 2018–2027.

EPA, 2007. SW-846 Test Method 3051A: Microwave assisted acid digestion of sediments, sludges, soils, and oils. US Environmental Protection Agency, Pennsylvania,USA.https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-12/documents/3051a.pdf

Felber, R., Leifeld, J., Horak, J., Neftel, A., 2014. Nitrous oxide emission reduction with greenwaste biochar: Comparison of laboratory and field experiments. European Journal of Soil Science 65, 128–138.


Graber, E. R., Y. M. Harel, M. Kolton, E. Cytryn, A. Silber, D. R. David, L. Tsechansky, M. Borenshtein, and Y. Elad. 2010. Biochar impact on development and productivity of pepper and tomato grown in fertigated soilless media. Plant and Soil 337, 481–496.


Gulledge, J.A.Y., Schimel, J.P., 1998. Moisture control over atmospheric CH4 consumption and CO2 production in diverse Alaskan soils. Soil Biology and Biochemistry 30, 1127–1132.

Handreck, K.A., 1992. Rapid assessment of the rate of nitrogen immobilisation in organic components of potting media: I. Method development. Communications in Soil Science and Plant Analysis 23, 201–215.

52

Hangs, R.D., Ahmed, H.P., Schoenau, J.J., 2016. Influence of willow biochar amendment on soil nitrogen availability and greenhouse gas production in two fertilized temperate prairie soils. BioEnergy Research 9, 157–171.

Harter, J., Krause, H.-M., Schuettler, S., Ruser, R., Fromme, M., Scholten, T., Kappler, A., Behrens, S., 2014. Linking N2O emissions from biochar-amended soil to the structure and function of the N-cycling microbial community. The ISME Journal 8, 660–674.

Headlee, W.L., Brewer, C. E., Hall, R. B., 2014. Biochar as a substitute for vermiculite in potting mix for hybrid poplar. BioEnergy Research 7, 120–131.

Jassal, R.S., Johnson, M.S., Molodovskaya, M., Black, T.A., Jollymore, A., Sveinson, K., 2015. Nitrogen enrichment potential of biochar in relation to pyrolysis temperature and feedstock quality. Journal of Environmental Management 152, 140–144.


Laird, D.A., Brown, R.C., Amonette, J.E., Lehmann, J., 2009. Review of the pyrolysis platform for coproducing bio-oil and biochar. Biofuels, Bioproducts and Biorefining 3, 547–562.


Lehmann, J., Joseph, S., 2009. Biochar for Environmental Management: Science and Technology. Earthscan, London, Sterling,VA.

Lehmann, J., Rillig, M.C., Thies, J., Masiello, C.A., Hockaday, W.C., Crowley, D., 2011. Biochar effects on soil biota - A review. Soil Biology and Biochemistry 43, 1812–1836.

Liu, Q.S., Liu, Y., Show, K.Y., Tay, J.H., 2009. Toxicity effect of phenol on aerobic granules. Environmental Technology 30, 69–74.


Lu, W., Ding, W., Zhang, J., Zhang, H., Luo, J., Bolan, N., 2015. Nitrogen amendment stimulated decomposition of maize straw-derived biochar in a sandy loam soil: A short-term study. PLoS ONE 10, 1–16.

Maestrini, B., Nannipieri, P., Abiven, S., 2015. A meta-analysis on pyrogenic organic matter induced priming effect. GCB Bioenergy 7, 577–590.

Maynard, D.G., Kalra, Y.P., Crumbaugh., J. A., 2008. Nitrate and exchangeable ammonium nitrogen. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 6.

Mettrop, I.S., Cusell, C., Kooijman, A.M., Lamers, L.P.M., 2014. Nutrient and carbon dynamics in peat from rich fens and Sphagnum-fens during different gradations of drought. Soil Biology and Biochemistry 68, 317–328.

Mukherjee, S., Weihermueller, L., Tappe, W., Vereecken, H., Burauel, P., 2016. Microbial respiration of biochar- and digestate-based mixtures. Biology and Fertility of Soils 52, 151–164.

Mukome, F.N.D., Six, J., Parikh, S.J., 2013. The effects of walnut shell and wood feedstock biochar amendments on greenhouse gas emissions from a fertile soil. Geoderma 200-201, 90–98.

Murphy, D. V., Recous, S., Stockdale, E.A., Fillery, I.R.P., Jensen, L.S., J., H.D., Goulding, K.W.T., 2003. Gross nitrogen fluxes in soil: Theory, measurement and application of 15N pool dilution techniques. Advances in Agronomy 79, 69–118.

Nelissen, V., Saha, B.K., Ruysschaert, G., Boeckx, P., 2014. Effect of different biochar and fertilizer types on N2O and NO emissions. Soil Biology and Biochemistry 70, 244–255.

Nemati, M.R., Simard, F., Fortin, J.-P., Beaudoin, J., 2014. Potential use of biochar in growing

53

media. Vadose Zone Journal 14 (6).

Obia, A., Cornelissen, G., Mulder, J., Dörsch, P., 2015. Effect of soil pH increase by biochar on NO, N2O and N2 production during denitrification in acid soils. PLoS ONE 10 (9), 1–19.

Paul, J.W., Beauchamp, E.G., 1989. Effect of carbon constituents in manure on denitrification in soil. Canadian Journal of Soil Science 69, 49–61.

Pihlatie, M., Syvasalo, E., Simojoki, A., Esala, M., Regina, K., 2004. Contribution of nitrification and denitrification to N2O production in peat, clay and loamy sand soils under different soil moisture conditions. Nutrient Cycling in Agroecosystems 70, 135–141.

Rajkovich, S., Enders, A., Hanley, K., Hyland, C., Zimmerman, A.R., Lehmann. J., 2012. Corn growth and nitrogen nutrition after additions of biochars with varying properties to a temperate soil. Biology and Fertility of Soils 48, 271–284.

Rangeley, A., Knowles, R., 1988. Nitrogen transformations in a scottish peat soil under laboratory conditions. Soil Biology and Biochemistry 20, 385–391.

Reynolds, W.D., Topp, G.C., 2008. Soil water desorption and imbibition: Tension and pressure techniques. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 72.

Rochette, P., Bertrand, N., 2008. Soil-surface gas emissions. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 65.

Ryden, J. C., Lund, L. J., 1980. Nature and extent of directly measured denitrification losses from some irrigated vegetable crop production units. Soil Science Society of America Journal 44, 505–511.

Sagrilo, E., Jeffery, S., Hoffland, E., Kuyper, T., W., 2015. Emission of CO2 from biochar-amended soils and implications for soil organic carbon. GCB Bioenergy 7, 1294–1304.

Senbayram, M., Chen, R., Budai, A., Bakken, L., Dittert, K., 2012. N2O emission and the N2O/(N2O+N2) product ratio of denitrification as controlled by available carbon substrates and nitrate concentrations. Agriculture, Ecosystems and Environment 147, 4–12.

Singh, B.P., Hatton, B.J., Singh, B., Cowie, A.L., Kathuria, A., 2010. Influence of biochars on nitrous oxide emission and nitrogen leaching from two contrasting soils. Journal of Environmental Quality 39, 1224–1235.

Spokas, K.A., Reicosky, D.C., 2009. Impacts of sixteen different biochars on soil greenhouse gas production 3, 179–193.

Spokas, K.A., Baker, J.M., Reicosky, D.C., 2010. Ethylene: Potential key for biochar amendment impacts. Plant and Soil 333, 443–452.

Stevens, R.J., Laughlin, R.J., 1998. Measurement of nitrous oxide and di-nitrogen emissions from agricultural soils. Nutrient Cycling in Agroecosystems 52, 131–139.

Straathof, A., Chincarini, R., Comans, R., Hoffland, E., 2014. Dynamics of soil dissolved organic carbon pools reveal both hydrophobic and hydrophilic compounds sustain microbial respiration. Soil Biology and Biochemistry 79, 109–116.

Thomazini, A., Spokas, K., Hall, K., Ippolito, J., Lentz, R., Novak, J., 2015. GHG impacts of biochar: Predictability for the same biochar. Agriculture, Ecosystems and Environment 207, 183–191.


Voroney, R.P., Brookes, P.C., Beyaert, R.P., 2008. Soil microbial biomass C, N, P, and S. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 49.

Wang, J., Xiong, Z., Kuzyakov, Y., 2015. Biochar stability in soil: Meta-analysis of decomposition and priming effects. GCB Bioenergy 1–12.

Wang, J., Zhang, M., Xiong, Z., Liu, P., Pan, G., 2011. Effects of biochar addition on N2O and CO2

54

emissions from two paddy soils. Biology and Fertility of Soils 47, 887–896.

Warncke, D.D., Krauskopf., D.M., 1983. Greenhouse growth media: Testing and nutrition guidelines. Michigan State University Ext. Bul. E-1736.

Whitaker, J., Ostle, N., Nottingham, A.T., Ccahuana, A., Salinas, N., Bardgett, R.D., Meir, P., McNamara, N.P., 2014. Microbial community composition explains soil respiration responses to changing carbon inputs along an Andes-to-Amazon elevation gradient. Journal of Ecology 102, 1058-1071.

Wu, F., Jia, Z., Wang, S., Chang, S.X., Startsev, A., 2013. Contrasting effects of wheat straw and its biochar on greenhouse gas emissions and enzyme activities in a Chernozemic soil. Biology and Fertility of Soils 49, 555–565.


Zimmerman, A.R., Gao, B., Ahn, M.Y., 2011. Positive and negative carbon mineralization priming effects among a variety of biochar-amended soils. Soil Biology and Biochemistry 43, 1169–1179.

55

Chapitre 3

3.0 Effets de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de

tourbe sur les rendements d’une culture de la tomate et du poivron

Sommaire

Jusqu’à maintenant, très peu d’études ont été effectuées sur l’usage du biochar en horticulture. Les objectifs de cette étude étaient 1) d’évaluer l’effet d’un amendement de différents taux de biochars, dans un substrat de croissance à base de tourbe, sur les rendements d’une culture de la tomate ou du poivron de serre, et 2) d’évaluer l’effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau et de la réduction des apports en éléments minéraux. Deux expériences de 63 jours chacune ont été conduites dans une serre. La première avec la culture de la tomate cv. Micro-Tom et la deuxième avec la culture du poivron cv Redskin. Le substrat horticole a été amendé avec 0, 5, 10 ou 15% (en volume) de biochar. Trois biochars parmi les cinq étudiés au chapitre 2 ont été utilisés : biochar d’érable pyrolysé à 550°C (M550) et à 700°C (M700) et le biochar de pin pyrolysé à 700°C (P700). Les biochars pyrolysés à 400°C [écorces d’érable (M400) et copeaux de saule (W400)] ont été retirés à cause d’une forte immobilisation de l’azote dans le substrat amendé de M400 et de la faible granulométrie du biochar W400 pouvant nuire à l’aération du substrat. Les essais ont été réalisés avec la dose recommandée de fertilisation ou la moitié de cette dose. Les résultats ont montré qu’en utilisant 50% de la dose recommandée de fertilisant, l’ajout de biochar a significativement augmenté les rendements en fruits de la culture de la tomate et du poivron. L’augmentation de la dose de biochar n’a pas eu d’effets significatifs sur l’augmentation des rendements en fruits et sur la biomasse aérienne et celle des racines. De plus, le type de biochar a eu des effets variables sur les rendements des deux cultures. Pour la culture de la tomate, l’ajout de biochar P700 dans le substrat de tourbe a été plus favorable sur la croissance de la plante que les biochars d’érable, tandis que dans la culture du poivron c’est plutôt les biochars d’érable. Avec la dose recommandée de fertilisant, l’amendement en biochar n’a pas eu d’effets significatifs sur le développement des plants de tomate, excepté le substrat amendé avec 5% de P700 où la biomasse aérienne et les rendements en fruits ont été significativement plus élevés que ceux dans le substrat témoin. Pour la culture du poivron fertilisée avec la dose complète en nutriments, l’ajout de 5% et de 10% de biochar M700 et de M550, respectivement, ont significativement augmenté la biomasse aérienne et celle des racines. De plus, c’est seulement avec le substrat amendé avec 10% de M550 et fertilisé avec la dose complète en nutriments où les rendements en fruits du poivron ont été significativement plus élevés comparativement au substrat témoin. Concernant l’efficacité d’utilisation de l’eau, celle-ci a significativement augmenté en présence de biochars chez la tomate et le poivron, et ce, principalement dans les cultures ayant reçu 50% de la dose en fertilisant. Les résultats suggèrent donc qu’il est possible d’utiliser du biochar afin de diminuer significativement l’utilisation de l’eau et les apports d’engrais minéraux sans diminuer les rendements de la tomate et du poivron de serre dans un substrat de croissance à base de tourbe. De plus, l’amendement avec seulement 5% de biochar dans un substrat à base de tourbe semble être une avenue prometteuse pour les producteurs horticoles.

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3.1 Introduction

La tourbe est le composé principal utilisé dans les substrats de croissance en horticulture

surtout pour ses propriétés physicochimiques (Bohlin et Holmberg, 2004). Toutefois, la

qualité de la tourbe est très variable et ses propriétés ne sont pas toujours favorables

(pauvre en nutriments, faible porosité et faible mouillabilité) (Alexander et al., 2008). De

plus, par préoccupations économique et environnementale le gouvernement sollicite,

depuis quelques années, de trouver d’autres alternatives afin de diminuer l’exploitation

des tourbières. En effet, l’exploitation des tourbières occasionne des pertes élevées en

gaz à effet de serre et endommage l’écosystème de ces milieux marécageux (Caron et al.,

2013; Cleary et al., 2005). Donc, il est crucial de trouver d’autres alternatives pour

remplacer la tourbe avec un composé de même qualité et à des prix raisonnables (Caron

et al., 2013; Nemati et al., 2014).

D’autre part, l’utilisation accrue des engrais chimiques dans la production horticole

engendre des coûts élevés pour les producteurs et cause de graves conséquences sur

l’environnement. De plus, l’optimisation de l’utilisation de l’eau et la nutrition des plantes

peuvent s’avérer un défi pour de nombreuses cultures horticoles afin d’obtenir de hauts

rendements en fruits et légumes (Mikkelsen et al., 2015).

L’intérêt d’utiliser du biochar comme amendement, un matériel riche en carbone stable

produit par pyrolyse de biomasse, ne cesse d’augmenter pour améliorer la fertilité des sols

agricoles (Ding et al., 2016). C’est seulement depuis quelques années que les gens en

horticulture s’intéressent à ce matériel organique (Nemati et al., 2014). Sa capacité de

rétention en eau et en éléments minéraux, son pouvoir chaulant, son potentiel

d’augmenter l’activité biologique et la porosité du sol sont des propriétés physicochimiques

qui alimentent l’intérêt pour l’utilisation du biochar dans le domaine horticole (Nemati et al.,

2014; Ding et al., 2016). Selon différentes études (Graber et al., 2010; Akhtar et al., 2014;

Vaughn et al., 2015a), l’usage du biochar pourrait être bénéfique pour réduire les apports

d’engrais et favoriser le développement des plantes horticoles. Toutefois, le type de

biomasse et la température de pyrolyse affectent la qualité du biochar et ceci influence

directement les rendements des cultures (Lehmann et al., 2015; Ding et al., 2016).

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À ce jour, très peu d’études ont été effectuées sur l’usage de biochar en horticulture. Dans

un contexte de développement durable, des études sont donc nécessaires pour évaluer

l’effet d’un substrat de tourbe amendé en biochar sur les rendements des plantes et l’effet

du biochar sur la réduction des engrais de synthèse et de l’eau en horticulture (Cox et al.,

2012). Les objectifs de cette présente étude étaient donc de comparer la performance de

trois types de biochars (écorces d’érable pyrolysés à 550°C et 700°C, et copeaux de pin

pyrolysés à 700°C) à des doses variées (0, 5, 10 et 15% en volume, v/v) dans un substrat

à base de tourbe sur les rendements de la de tomate et du poivron de serre, l’activité

biologique dans les substrats et d’évaluer l’effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de

l’eau et la réduction des apports d’engrais au cours de la production de ces deux cultures.

3.2 Matériel et méthodes

3.2.1 Biochar et les substrats de croissance

Parmi les biochars présentés à la section 2.2.1, trois biochars (M550 et M700, biochars

d’érable pyrolysés à 550°C et à 700°C, respectivement, et P700, biochar de pin pyrolysé à

700°C) ayant un comportement très différent sur la minéralisation du carbone et de l’azote

dans le substrat (section 2.3) ont été sélectionnés pour évaluer leur effet sur le rendement

de la plante. Les biochars pyrolysés à 400°C (écorces d’érable et copeaux de saule) ont

été retirés à cause de leur faible intérêt pour la production en serre. Le biochar d’érable

pyrolysé 400°C a démontré au chapitre 2 une forte immobilisation de l’azote dans le

substrat comparativement au témoin pouvant nuire à la croissance de la plante. Pour ce

qui est du biochar de saule pyrolysé à 400°C, celui-ci avait une faible granulométrie (<

0,053 mm) pouvant nuire à l’aération du substrat. Les biochars sélectionnés ont été

tamisés à 2 mm et la caractérisation des biochars utilisés dans cette présente étude a été

décrite dans le chapitre 2.

Tout comme dans le chapitre 2 (section 2.2.2), de la tourbe de sphaigne produite par la

compagnie Premier Tech à Rivière-du-Loup (Québec, CA) a été utilisée pour préparer les

10 substrats de croissance (traitements) comprenant 3 doses (5%, 10% et 15% v/v) de

chaque biochar et un témoin sans biochar. Le tableau 3.1 présente en détail la préparation

des formulations. Le pH des substrats de croissance a été ajusté pour réduire l’écart de

pH avec de la chaux dolomitique (1 g L−1 de substrat) et au besoin avec de la chaux

calcique (0 à 4,25 g L−1 de substrat) pour avoir un pH autour de 5,5 et avoir un pH adéquat

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pour la croissance de la plante (Keillor et al., 2008; Vaughn et al., 2013). Un engrais

chimique de démarrage (100 mg N L-1, 23 mg P L-1 et 90 mg K L-1 de substrat) assurant la

croissance des jeunes plantules au début de la culture, un agent mouillant AquaGro 2000

L (Aquatrol) et une suspension de spores (135 propagules actives L-1 équivalentes à 1

spore g-1 de substrat frais) de Rhizoglomus irregulare (DAOM 197198) ont été incorporés

dans la préparation de chacun des mélanges selon les recommandations de la compagnie

Premier Tech (Québec, CA).

Tableau 3.1 Formulation des substrats de croissance

Traitement Tourbe %

Perlite %

Chaux dolomitique g L−1

Chaux calcique g L−1

Témoin 73 27 1,0 4,25

M550 (5%) 73 22 1,0 _

M550 (10%) 73 17 1,0 _ M550 (15%) 73 12 1,0 _ M700 (5%) 73 22 1,0 2,00

M700 (10%) 73 17 1,0 _ M700 (15%) 73 12 1,0 _

P700 (5%) 73 22 1,0 4,25 P700 (10%) 73 17 1,0 4,25 P700 (15%) 73 12 1,0 4,25

Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550°C et 700°C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚.

3.2.2 Propriétés chimiques des substrats de croissance

Deux mois après la fabrication des mélanges, l’analyse des propriétés chimiques des

substrats de croissance a été effectuée avant le début des expériences et les résultats

sont présentés dans le matériel supplémentaire au Tableau S3.1. Le pH, la conductivité

électrique (CE) et la disponibilité en éléments minéraux (azote totale dissous (DN), NO3-N,

PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+, carbone organique dissous (DOC) et carbone inorganique dissous

(DIC)) des 10 substrats de croissance ont été déterminés par la méthode d’extraction SME

(Saturated Media Extract) décrite par Warncke et Krauskopf (1983) et présentée à la

section 2.2.2.1. Les concentrations en DN, DOC et DIC dans les extraits ont été

quantifiées avec l’analyseur TOC (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-

VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.) et celles en NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+ et Na+

ont été déterminées par chromatographie ionique (Dionex ICS-2100 et ICS-1100; Thermo

Fisher Scientific, Californie, É.-U.). Aucune concentration en NH4-N n’a été détectée dans

le substrat de croissance. Les concentrations en azote total (Ntot) et en carbone total (Ctot)

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des substrats de croissance ont été déterminées par combustion avec un analyseur

élémentaire (vario MACRO CNS, Hanau, DE) et un ratio C : N a été calculé à partir des

valeurs obtenues en Ntot et Ctot. Le pourcentage de matière sèche des substrats a été

déterminé à partir de la méthode d’analyse thermogravimétrique (TGA701, Leco

Corporation, Michigan, É.-U.).

3.2.3 Propriétés physiques des formulations des substrats de croissance

L’analyse des propriétés physiques des substrats de croissance a été effectuée par le

laboratoire de la compagnie Premier Tech suivant des protocoles préétablis et adaptés

selon leurs équipements. Ces analyses ont été effectuées avant le début des expériences

et les résultats sont présentés dans le matériel supplémentaire au Tableau S3.2. La

masse volumique apparente (MVA) (Bilderback et Fonteno 1987), la porosité totale (PT)

(Paquet et al., 1993), la porosité de l’air (PA) (De Boodt et Verdonck, 1972), la réserve en

eau facilement utilisable (RFU) (De Boodt et Verdonck, 1972), la réserve utile en eau (RU)

(De Boodt et Verdonck, 1972), la conductivité hydraulique saturée (Ksat) (Allaire et al.,

1994), la tortuosité (Tort) (Milks et al., 1989; Caron et Nkongolo, 2004), la diffusion des

gaz (Ds/Do) (King et Smith, 1987) et le diamètre moyen pondéré (DMP) ont été

déterminés dans chacun des substrats de croissance.

3.2.4 Préparation des pots

Des pots d’une capacité de 6 L (30,5 cm hauteur et 15,2 cm diamètre; Stuewe & Sons,

Inc, Oregon, É.-U.) ont été utilisés dans les deux cultures. Chaque pot contenait 1 L de

gravier (pour stabiliser le pot au sol) et 5 L de substrat séparés par une membrane

géotextile (Fig. 3.1). Un tube de 7 cm de long (BEV-A-Line IV, référence: EW-06490-12 ;

Cole Parmer) munis d’un raccord femelle (référence : RK-45512-04 ; Cole Parmer) et d’un

bouchon mâle Luer-Lock à membrane en ABD et polyisoprène (référence : 80891.00B ;

Vygon) a été inséré au travers du pot en permanence à une profondeur de 15 cm sous la

surface du sol pour prélever au cours de l’expérience l’air dans le substrat. Afin d’évaluer

l’effet du biochar sur la MVA du substrat horticole, un cylindre en polychlorure de vinyle

(PVC) d’un volume de 104,1 cm3 (Ø 4.70 cm et hauteur 6 cm) et perforé aux deux

extrémités a été installé à une profondeur entre 11 et 17 cm de la surface du pot (Fig.

3.1). La MVA a seulement été déterminée pour la culture du poivron, car le matériel n’était

pas disponible pour la culture de la tomate.

60

3.2.5 Conditions environnementales de la serre

Deux expériences successives de 63 jours chacune ont été conduites dans une serre (150

m2) localisée à l’Université Laval (46°46′N, 71°16′O, Québec, CA). La première expérience

a débuté en juillet 2014 avec la tomate (Solanum lycopersicum cv. Micro-Tom) et la

seconde avec le poivron (Capsicum annuum cv. Redskin) en octobre 2014.

L’environnement de la serre (lumière, humidité et température) a été contrôlé par le

système de gestion de l’environnement des serres (PRIVA, De Lier, Zuid-Holland, NL). La

durée de la photopériode a été programmée à 16 heures pour le cycle diurne et à 8

heures pour le cycle nocturne utilisant à la fois une lumière naturelle et un éclairage

artificiel supplémentaire pour maintenir une intensité lumineuse moyenne de 1200 μmol

m−2 sec−1 à un mètre au-dessus du sol. L’humidité relative a été fixée à 50% et la

température diurne a été fixée de 20,0°C ± 1,0°C, et celle nocturne à 17,5°C ± 0,5°C.

3.2.6 Germination des semences

La germination des semences a été effectuée dans des cubes de laine de roche (4 cm x 4

cm) durant 6 (tomate) et 8 semaines (poivron) avant la transplantation des plants dans les

pots (début de l’expérience). De l’eau a été donnée au début de la germination (~2

semaines) et 100 mg N L-1 a été ajouté une fois le stade deux feuilles atteintes. Les

exigences nutritionnelles étant similaires pour les deux cultures (MAFF, 1996), les

concentrations minérales administrées ont été identiques après la transplantation des

plants. La hauteur moyenne des plants lors de la transplantation a été de 10 cm pour la

tomate et de 15 cm pour le poivron.

61

Fig. 3.1 Schéma des pots utilisés pour la culture de la tomate et du poivron.

3.2.7 Fertilisation et irrigation

Dès le début de l’expérience, la moitié des traitements des deux cultures ont reçu 50% de

la dose recommandée en fertilisation azotée (F50) et l’autre moitié la dose complète

(F100) (Tableau 3.2). Pour la fertilisation F50, 57,5 g de 6-11-31 et 42,5 g de 15,5-0-0 ont

été utilisés pour obtenir une concentration finale de 100 mg N L−1 dans la solution nutritive

et une quantité double de 6-11-31 et de 15,5-0-0 a été ajoutée dans la fertilisation F100

pour obtenir 200 mg N L−1. Les autres éléments minéraux ont également été réduits de

moitié pour la fertilisation F50 (Tableau 3.2). De l’acide phosphorique concentré a été

ajouté au besoin (2 à 3 mL) lors de la préparation des solutions nutritives pour maintenir

un pH près de 5,5 dans les deux cultures. La conductivité électrique a été respectivement

de 1,2 et 2,2 mS cm-1 dans la solution fertilisante F50 et F100 (Tableau 3.2).

62

Tableau 3.2 Composition minérale des solutions fertilisantes pour les traitements ayant reçu 50% de la dose recommandée (F50) et la dose complète (F100) pour la culture de la tomate et du poivron.

Fertilisation (F50) Fertilisation (F100) Ntot (mg L−1) 102,7 206,3

NO3-N (mg L−1) 99,5 203,9 NH4-N (mg L−1) 0,0 0,0 NO2-N (mg L−1) 3,2 2,3 PO4-P (mg L−1) 48,1 73,2 SO4-S (mg L−1) 32,7 55,2

Na+ (mg L−1) 15,4 18,2 K+ (mg L−1) 153,7 313,1

Mg2+ (mg L−1) 18,3 36,5 Ca2+ (mg L−1) 132,0 214,8

CE (mS cm−1) 1,2 2,2 pH 5,6 5,4

Trois tensiomètres (0-80 kPa; modèle de céramique 0652X11-B01M3 ; Mécatronique DL

inc.) munis d’un capteur de pression (ptd25-10-vh) ont été installés dans chaque dose de

biochar (0, 5, 10 et 15%) à une profondeur de 15 cm de la surface du pot pour gérer

l’irrigation en fonction du potentiel matriciel du substrat. Les données ont été recueillies

à l’aide d’un acquisiteur de données (LabView) et une moyenne de chaque dose de

biochar (n = 3) a été envoyée au programme de gestion des serres (PRIVA, De Lier, Zuid-

Holland, NL) pour suivre l’évolution des tensions dans les substrats et effectuer le

déclenchement des irrigations. Le potentiel matriciel utilisé comme consigne de départ

avant chaque irrigation (Tableau 3.3) a été déterminé préalablement en effectuant une

courbe de rétention en eau selon la dose en biochar dans le substrat (Fig. S3.1).

Tableau 3.3 Potentiels matriciels utilisés pour enclencher les irrigations selon la dose de biochar dans le substrat.

Dose de biochar Potentiel matriciel (%) (cm) 0 −30 5 −35

10 −40 15 −40

La quantité de la solution fertilisante par irrigation a été en moyenne de 150 mL et de 250

mL par plant pour la tomate et le poivron, respectivement. La quantité de la solution

fertilisante a été plus élevée chez le poivron que chez la tomate, car les plants de poivron

63

étaient beaucoup plus gros provoquant une demande plus grande en eau et en

nutriments. Les irrigations ont été effectuées entre 7h00 et 17h00 au courant de la journée

et un drainage moyen entre 10 et 30% a été alloué pour chacune des deux cultures

(Tableau S3.3). Pour éviter que le substrat soit trop humide sur une trop longue période, la

tension a été fixée à −75 cm durant la nuit pour tous les traitements. Les valeurs des

tensions journalières moyennes et des volumes moyens journaliers des irrigations et des

lessivages sont présentées dans le matériel supplémentaire aux tableaux S3.3 et S3.4.

3.2.8 Dispositif expérimental

Le dispositif des deux expériences (tomate et poivron) était un plan en blocs complets

aléatoires avec une structure factorielle des doses et des types de biochars (3 x 3) avec

l’ajout d’un témoin sans biochar. Tous les traitements ont été soumis aux deux doses de

fertilisants (F50 et F100). Ainsi pour chaque culture, 120 unités expérimentales (U.E.)

constituées d’une seule plante par U.E. ont été placées en 6 blocs (répétitions) dans la

serre, et dans chaque bloc les 20 unités ont été distribuées aléatoirement.

120 U.E. = 6 blocs x [2 fertilisations x ((3 biochars x 3 doses de biochar) + 1 témoin)]

3.2.9 Mesures des paramètres physicochimiques des substrats de croissance

3.2.9.1 Analyse minérale des lixiviats et des substrats de croissance

L’analyse minérale des lixiviats a été effectuée au jour 35, 42, 49 et 56 dans les deux

cultures pour effectuer un suivi de la CE et du pH et pour permettre d’évaluer la perte des

éléments minéraux. Les lixiviats ont été filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type NynafloTM

(0,45 μm grosseur des pores) avant d’être analysés. La concentration en NH4-N, NO3-N,

PO4-P, K+, Ca2+ et Mg2+ a été déterminée dans un délai de 24 h après la filtration à l’aide

d’un appareil à chromatographie ionique (Dionex ICS-2100 et ICS-1100; Thermo Fisher

Scientific, Californie, É.-U.).

L’analyse minérale des substrats de croissance a été effectuée à la fin de l’expérience

(jour 63), immédiatement après la récolte des plants. La teneur en eau gravimétrique du

substrat a été déterminée à partir d’un sous échantillon de 12 g qui a été séché à 105°C

durant 24 h. Le pH, CE, DN, NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+, Mg2+, DOC et DIC des

échantillons ont été déterminés par la méthode d’extraction SME décrite à la section

64

2.2.3.1. Brièvement, les extraits ont été filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type NynafloTM

(0,45 μm ouverture des pores) avant d’être dosés. Le dosage des échantillons a été

effectué à l’intérieur de 24 h après l’extraction. La concentration en DN, DOC et DIC a été

déterminée avec l’analyseur TOC (Shimadzu Total Organic Carbon-Visionary Series;

TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.) et celle en NH4-N, NO3-N, PO4-P, K+, Ca2+ et Mg2+

a été déterminée par chromatographie ionique présentée précédemment. Aucune

concentration en NH4-N n’a été détectée dans l’analyse du lixiviat et du substrat pour la

culture de la tomate et du poivron.

3.2.9.2 Analyse de la masse volumique apparente dans la culture du poivron

La masse volumique apparente du substrat de chaque unité expérimentale a été

déterminée seulement dans la culture du poivron, car le matériel n’était pas disponible

pour la culture de la tomate. Les cylindres en PVC préalablement installés dans le substrat

ont été retirés au moment de la récolte des poivrons, soit au jour 63, en coupant chaque

côté du tube avec un couteau pour garder un volume intact du substrat à l’intérieur de

celui-ci. Le substrat du tube a été pesé et séché à 105°C pendant 24 h et la masse

volumique apparente a été calculée à l’aide de la formule suivante:

Masse volumique apparente (g cm−3) = Masse sèche substrat (g) Volume du tube (cm3)

3.2.10 Mesure des paramètres biologiques du substrat

3.2.10.1 Analyse de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne

L’activité enzymatique totale et la biomasse microbienne du carbone (MBC) et de l’azote

(MBN) dans les substrats ont été déterminées à la fin de l’expérience. La MBC et la MBN

ont été déterminées par la méthode de fumigation-extraction au chloroforme. L’activité

enzymatique totale a été mesurée par la mesure de l’hydrolyse de la fluorescéine

diacétate (FDA). Ces deux méthodes ont été décrites précédemment à la section 2.2.3.2.

3.2.10.2 Respiration du sol

Pour déterminer le niveau de respiration du sol, un échantillon d’air a été prélevé

hebdomadairement dans les substrats de la culture de la tomate et du poivron. Pour la

65

tomate, l’échantillonnage d’air a été effectué entre les jours 34 et 63 de l’expérience et

pour le poivron, entre les jours 7 et 63. Lors de l’échantillonnage, un 20 mL d’air a été

prélevé et transféré dans une fiole sous vide (12-mL Exetainer vials; Labco, High

Wycombe, UK). La concentration en CO2 a été déterminée dans un délai de sept jours

suivant le prélèvement de l’air par chromatographie en phase gazeuse (Model 450 GC;

Bruker Ltd., Ontario, CA) à l’aide d’un auto-injecteur (Combi Pal; CTC Analytics, Zurich,

CH). Une concentration moyenne de CO2 mesurée dans l’air de chacun des substrats a

été calculée durant la saison de culture de la tomate et du poivron pour déterminer le

niveau de respiration du sol moyen.

3.2.11 Mesure des paramètres physiologiques

3.2.11.1 Rendement des fruits et biomasse totale

Pour la tomate et le poivron, le nombre de fruits par plant et de la biomasse totale (feuilles,

fruits, tiges et racines) ont été déterminés à la fin de l’expérience. Toutefois, les fruits qui

ont atteint le stade de mûrissement avant la fin de l’essai de la culture de la tomate et du

poivron ont été récoltés, pesés (masse fraîche et sèche) et comptabilisés pour le

rendement total en fruits. Chaque partie de la plante (feuilles, fruits, tiges et racines) a été

séchée à 55°C durant 14 jours dans des sacs en papier (pesés à l’avance et identifiés)

pour déterminer la masse sèche. Les racines ont été soigneusement lavées à l’eau pour

enlever les résidus de substrat avant le séchage.

L’efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) des irrigations a été déterminée à partir du ratio

entre le rendement en fruits (sur une base de matière sèche) et la quantité d’eau

consommée par la plante durant les 63 jours de chaque culture (Akhtar et al., 2014).

L’efficacité d’utilisation de l’eau a été calculée à l’aide de la formule suivante en

considérant un taux d’évapotranspiration équivalent pour chaque unité expérimentale:

EUE (g L-1) = Masse totale en fruits secs (g)

Volume total d’eau ajouté (L) – Volume total d’eau lessivé (L)

3.2.11.2 Surface foliaire

La surface foliaire de l’ensemble des feuilles de chaque plant a été déterminée à la fin des

deux expériences (jour 63) à l’aide d’un planimètre (modèle Li-3100c Area Meter, Li-COR,

66

Nebraska, É.-U.). Chacune des feuilles a été insérée dans le planimètre préalablement

calibré avec un disque de calibration pour déterminer la surface foliaire totale par plant.

3.2.11.3 Analyses minérales de la biomasse

La biomasse des plants de tomate et de poivron (feuilles, fruits, tiges et racines) a été

broyée à 1-mm (Wiley® Mill ED-5, Thomas Scientific, New Jersey, É.-U.) et conservée

dans un contenant hermétique à température de la pièce avant d’être analysée. Un

échantillon de 0,1 g de matière sèche de chaque partie de la plante a été minéralisé dans

un mélange d’acides sulfuriques et sélénieux, selon la méthode Isaac et Johnson (1976).

Les concentrations en N et P de la minéralisation ont été quantifiées avec un auto-

injecteur à flux continu (Model QuickChem 8000, Lachat Instruments, Colorado, É.-U.)

selon la méthode décrite dans Bélanger et al. (2011).

3.2.12 Analyses statistiques

Les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure Proc Mixed dans SAS,

version 9,3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). Une première analyse de la

variance (ANOVA) a été effectuée en blocs aléatoires complets incluant un témoin et en le

comparant aux traitements biochars. Les analyses physicochimiques et biologiques des

substrats ont été effectuées sur quatre répétitions et les analyses chimiques et

physiologiques de la biomasse et le rendement en fruits sur six répétitions (les résultats

étant plus variables). L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une analyse

graphique des résidus et un test de comparaison avec le témoin (test de Dunnett) a été

effectué. Lorsqu’une interaction était significative, une analyse par fertilisation a été

effectuée pour évaluer l’effet simple du biochar. Les résultats de l’analyse de la variance

sont présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.5 à S3.16)

Une deuxième ANOVA a été effectuée avec une analyse factorielle des traitements

biochar et dose (3 x 3) en excluant le témoin. Les mêmes analyses que celles présentées

précédemment ont été effectuées. Les résultats de la deuxième analyse de la variance

sont aussi présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.5 à S3.16). De plus,

une analyse de la variance a aussi été effectuée pour comparer la dose de fertilisation

(F50 vs F100) pour chaque traitement. L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une

analyse graphique des résidus et un test de comparaison multiple (test de Tukey, p <

0,05) a été effectué sur les effets simples. Lorsqu’une interaction était significative, une

67

analyse par fertilisation et/ou par dose a été effectuée pour évaluer l’effet simple du

biochar. Des contrastes polynomiaux (linéaire et quadratique) ont été effectués pour

évaluer le patron de la variation entre les doses de biochar pour les différentes analyses

présentées précédemment. Une analyse de corrélation linéaire entre deux variables a été

effectuée à partir du calcul du coefficient de corrélation linéaire de Pearson.

3.3 Résultats

3.3.1 Propriétés chimiques des substrats

L’ajout de biochar a significativement affecté les propriétés chimiques du substrat tourbeux

après 63 jours de culture de la tomate et du poivron (Tableaux S3.6 et S3.8). Le pH des

traitements M550 et M700 a été significativement plus élevé que le pH du témoin dans les

deux cultures, excepté le traitement M550 (5%) dans la culture du poivron fertilisée à F100

(Tableaux 3.4 et 3.5). Le pH du substrat amendé de 5 et 10% de P700 a aussi été plus

élevé que le témoin pour la culture du poivron fertilisée à F50 (Tableau 3.5).

Pour la culture de la tomate fertilisée à F50, l’ajout de biochar dans le substrat de tourbe

n’a pas influencé la CE, le NO3-N, et la DOC comparativement au témoin (Tableau 3.4).

La concentration en PO4-P a été plus faible (p < 0,01) dans le substrat amendé de biochar

M550 (5, 10 et 15%) et de M700 (10 et 15%), alors que la concentration en DIC a été plus

élevée (p < 0,01) dans le substrat amendé de 10 et 15% de M550 et M700 (Tableau 3.4).

Pour la culture de la tomate fertilisée à F100, la CE a été significativement plus faible dans

le substrat amendé de biochar M550 (10%) et de M700 (5%). Les concentrations en NO3-

N et PO4-P ont été significativement plus faibles dans le substrat amendé de biochars

M550 et M700 (5, 10 et 15%) que ceux du témoin, alors que l’ajout de biochar P700 n’a

pas eu d’effet (Tableau 3.4). L’ajout de biochar M550 et M700 (10 et 15%) a augmenté

significativement le contenu du substrat en DIC dans le substrat comparativement au

témoin (Tableau 3.4). De plus, la concentration en DOC a été significativement plus

élevée en présence de 15% de biochar M700 dans le substrat que le témoin pour la

culture de la tomate fertilisée à F100 (Tableau 3.4). L’accroissement de la dose de

biochars M550 et M700 (5 à 15%) a diminué (p < 0,05) la concentration en PO4-P et

augmenté (p < 0,05) celle en DIC (Tableau 3.4).

En générale, des observations similaires ont été faites pour l’analyse minérale dans les

substrats de la culture du poivron (Tableau 3.5). Des effets un peu plus marqués ont

68

toutefois été observés entre les traitements biochars et le témoin (Tableau 3.5). C’est le

cas de la DOC et de la CE. La concentration en DOC a été significativement plus élevée

dans les traitements M550 et M700 (10 et 15%) fertilisés à F100 que le témoin (Tableau

3.5). Seulement la CE du substrat amendé de biochars M550 et M700 (10 et 15%) et

P700 (15%) fertilisés à F100 a été significativement plus élevée comparativement au

témoin (Tableau 3.5). Le volume d’irrigation plus important dans la culture du poivron par

rapport à la tomate (Tableaux S3.3) afin d’assurer un apport optimal en eau et en

éléments minéraux à la plante pourrait avoir favorisé une adsorption plus grande de ces

éléments à la surface du biochar, et ce, de façon plus importante pour les doses élevées

de biochars M550 et M700 (10 et 15 %) et P700 (15%) dans le substrat. La concentration

en NO3-N a été significativement plus faible dans le substrat amendé de biochars M550 et

M700 (10 et 15%) et fertilisé à F50. Aucun effet n’a toutefois été observé sur la

concentration en NO3-N entre ces traitements biochars et le témoin fertilisé à F100

(Tableau 3.5). L’ajout de 15% de P700 dans le substrat de tourbe fertilisé à F100 a

significativement augmenté la concentration en NO3-N (Tableau 3.5). Les concentrations

minérales en DN, K+, Mg2+ et Ca2+ mesurées dans le substrat des deux cultures et la

masse volumique apparente du substrat de la culture du poivron ainsi que la concentration

minérale moyenne des lixiviats sont présentées dans le matériel supplémentaire

(Tableaux S3.17 et S3.20).

69

Tableau 3.4 Analyses chimiques des substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC

(mS cm-1) (mg kg substrat -1) F50

Témoin (0%) 6,6 0,52 408 496 1146 29 M550 (5%) 7,0 cd*** 0,45 a 262 ab 283 bcd** 1121 ab 46 bc M550 (10%) 7,4 b*** 0,57 a 577 ab 272 cd** 805 ab 73 b** M550 (15%) 8,1 a*** 0,55 a 169 ab 150 d*** 1066 ab 252 a*** M700 (5%) 7,0 de** 0,56 a 249 ab 382 bc 895 ab 42 bc M700 (10%) 7,3 bc*** 0,56 a 596 ab 317 bcd** 847 ab 72 b** M700 (15%) 7,9 a*** 0,50 a 51 b 159 d*** 1308 a 217 a*** P700 (5%) 6,7 f 0,51 a 359 ab 398 bc 742 b 25 c P700 (10%) 6,7 ef 0,53 a 516 ab 451 b 1019 ab 33 bc P700 (15%) 6,5 f 0,72 a 852 a 799 a*** 891 ab 24 c F100 Témoin (0%) 5,9 2,39 5775 1242 611 22 M550 (5%) 6,4 D*** 1,98 AB 4196 ABC** 674 B*** 672 ABC 27 CD M550 (10%) 6,9 C*** 1,94 AB* 4410 ABC** 443 C*** 771 AB 58 C** M550 (15%) 7,6 A*** 2,07 AB 3379 C*** 206 D*** 705 ABC 145 A*** M700 (5%) 6,4 D*** 1,74 B*** 3821 BC*** 716 B*** 469 C 24 CD M700 (10%) 6,8 C*** 2,28 A 4567 AB** 416 C*** 831 AB 51 CD* M700 (15%) 7,4 B*** 2,14 AB 3853 BC*** 247 D*** 940 A** 103 B*** P700 (5%) 6,0 E 2,11 AB 5079 A 1249 A 613 BC 18 D P700 (10%) 6,0 E 2,07 AB 4833 AB 1291 A 625 BC 22 D P700 (15%) 6,0 E 2,05 AB 4786 AB 1295 A 632 BC 23 D

La méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) a été utilisée. Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne, suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars, suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes de leur témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

70

Tableau 3.5 Analyses chimiques des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC

(mS cm-1) (mg kg substrat -1)

F50

Témoin (0%) 6,6 0,68 638 804 522 21 M550 (5%) 7,0 d*** 0,50 b** 276 b 641 bc* 467 c 39 bc* M550 (10%) 7,3 c*** 0,60 ab 108 b** 424 de*** 609 abc 53 b*** M550 (15%) 7,9 a*** 0,58 ab 60 b** 234 f*** 607 abc 106 a*** M700 (5%) 6,9 d*** 0,54 ab 348 b 575 cd*** 466 c 41 bc** M700 (10%) 7,1 c*** 0,68 a 157 b** 433 de*** 744 ab* 48 bc** M700 (15%) 7,7 b*** 0,59 ab 75 b** 306 ef*** 820 a** 96 a*** P700 (5%) 6,8 e** 0,63 ab 718 a 788 b 480 c 34 bc P700 (10%) 6,7 ef*** 0,61 ab 327 b 760 b 563 bc 29 c P700 (15%) 6,6 f 0,60 ab 269 b 1040 a*** 745 ab* 29 c

F100 Témoin (0%) 6,0 1,30 2539 1105 351 29 M550 (5%) 6,3 C 1,99 D 3899 AB 934 B 558 D 37 C M550 (10%) 7,4 AB*** 3,06 ABC*** 2128 B 259 C*** 971 BC*** 54 C M550 (15%) 7,7 A*** 2,29 BCD** 3319 AB 294 C*** 687 CD** 202 A*** M700 (5%) 6,4 C** 1,80 D 2782 AB 816 B* 434 D 38 C M700 (10%) 7,1 B*** 3,22 AB*** 3229 AB 361 C*** 1028 AB*** 55 C M700 (15%) 7,7 A*** 3,27 A*** 2116 B 233 C*** 1338 A*** 119 B*** P700 (5%) 6,2 C 1,88 D 3963 AB 1317 A 579 D 38 C P700 (10%) 6,2 C 1,86 D 4059 AB 1371 A 469 D 33 C P700 (15%) 6,1 C 2,18 CD* 4724 A** 1307 A 563 D 33 C

La méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) a été utilisée. Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne, suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différent du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

71

3.3.2 Activité microbienne dans les substrats

L’activité enzymatique déterminée par la mesure du taux d’hydrolyse de la FDA a été

significativement affectée (p < 0,001) par la présence de biochar dans le substrat pour la

culture de la tomate et du poivron (Tableau S3.9). Une interaction significative entre la

dose de biochar et celle de la fertilisation a été observée pour la FDA de la culture de la

tomate (Tableau S3.9). L’ajout de 10% et de 15% de biochars M550, M700 et P700 dans

le substrat de tourbe a réduit de 1,5 à 2 fois le taux d’hydrolyse de la FDA de la culture de

la tomate fertilisée à F50 comparativement au témoin, alors que pour la culture de la

tomate fertilisée à F100, le taux d’hydrolyse de la FDA a été diminué seulement suite à

l’amendement de 15% de M550 et de M700 (Tableau 3.6). L’ajout de 5% de P700 a

significativement augmenté l’activité enzymatique dans la culture de la tomate fertilisée à

F100 par rapport au témoin (Tableau 3.6). Pour la culture du poivron, aucune interaction

entre la dose de biochar et celle de la fertilisation n’a été observée pour la FDA (Tableau

S3.9). L’amendement de biochar P700 a obtenu un taux d’hydrolyse de la FDA plus élevé

(p < 0,05) que le témoin fertilisé à F50 et à F100 (Tableau 3.6). L’ajout de 15% de

biochars M550 et de M700 a réduit le taux d’hydrolyse de la FDA, mais seulement pour la

culture du poivron fertilisée à F100 (Tableau 3.6).

L’ajout de biochar a eu un effet significatif (p < 0,001) sur la concentration moyenne en

CO2 mesurée dans l’air du substrat à base de tourbe, tandis que la dose en fertilisant (F50

vs F100) n’a eu aucun effet significatif (p > 0,05) pour la culture de la tomate et celle du

poivron (Tableau S3.11). Pour la culture de la tomate, la concentration moyenne en CO2 a

été significativement plus grande dans les traitements M550 (15%) et M700 (15%) que le

témoin (Fig. 3.2a). La concentration moyenne en CO2 a suivi un patron significativement

linéaire (p < 0,001) avec l’augmentation de la dose en biochar dans la culture de la tomate

(Tableau S3.11). En effet, la figure 3.2a démontre clairement que la concentration en CO2

dans l’air du substrat a augmenté avec l’augmentation de la dose en biochar (5, 10 et 15

%). Pour la culture du poivron, une haute concentration en CO2 dans l’air du substrat a été

détectée dans les traitements M550 et M700 (5, 10 et 15%) et le traitement P700 (5%)

comparativement au témoin (Fig. 3.2b). L’augmentation de la dose en biochar n’a pas eu

d’effet significatif sur l’augmentation de la concentration en CO2 dans l’air du substrat de la

culture du poivron (Tableau S3.11). La biomasse microbienne en carbone (MBC) et en

72

azote (MBN) dans les différents traitements est présentée dans le matériel supplémentaire

(Tableau S3.21).

Tableau 3.6 Taux d’hydrolyse de la FDA dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).

Traitement TOMATE POIVRON FDA FDA

F50 Témoin (0%) 118 83

M550 (5%) 126 a 107 ab

M550 (10%) 71 cd*** 94 bcd M550 (15%) 54 d*** 60 d M700 (5%) 97 b 102 abc

M700 (10%) 80 bc*** 96 bc M700 (15%) 55 d*** 70 cd

P700 (5%) 123 a 137 a*** P700 (10%) 60 cd*** 133 a*** P700 (15%) 76 bcd*** 127 ab**

F100 Témoin (0%) 64 111

M550 (5%) 56 BCD 133 AB

M550 (10%) 74 AB 92 CD M550 (15%) 46 CD* 66 D*** M700 (5%) 69 AB 115 BC

M700 (10%) 63 BC 96 CD M700 (15%) 37 D*** 84 CD*

P700 (5%) 83 A* 153 A*** P700 (10%) 69 AB 137 AB* P700 (15%) 62 BC 137 AB*

Les moyennes des traitements biochars (n = 4) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1).

73

Fig. 3.2 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé de biochars pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) ou du poivron (cv. Redskin). La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur les concentrations moyennes en CO2 dans le substrat, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 8) et les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

3.3.3 Biomasses des plants de tomate et de poivron

L'ajout de biochars dans le substrat tourbeux et le niveau de fertilisation ont eu un effet

variable sur les biomasses sèches pour la culture de la tomate et du poivron (Figs. 3.3 et

3.4). Selon les tableaux S3.12 et S3.13 (ANOVA 1), l’amendement de biochars a eu un

74

effet significatif (p < 0,01) sur la biomasse aérienne (feuilles, fruits tiges) et celle des fruits

pour les deux cultures en serre. L’ajout de biochar a eu un effet significatif (p < 0,05) sur la

biomasse racinaire, mais seulement pour la culture du poivron (Tableau S.3.13, ANOVA

1). La dose de fertilisation a eu un impact significatif (p < 0,01) sur les biomasses sèches

des plants de poivron, mais elle n’a pas eu d’effet sur celle des plants de tomate

(Tableaux S3.12 et S3.13, ANOVA 1). Aucune interaction (p > 0,05) n'a été observée

entre le type de substrats et le niveau de fertilisation pour les deux cultures, excepté la

biomasse des feuilles pour la culture du poivron (Tableaux S3.12 et S3.13, ANOVA 1).

Pour la culture de la tomate fertilisée à F100, la biomasse aérienne et celle des fruits ont

été significativement plus élevées que le témoin, mais uniquement pour le traitement P700

(5%) (Fig. 3.3 a et b). Pour les plants de tomate fertilisés à F50, l’amendement de biochar

a augmenté la biomasse aérienne, et de façon significative (p < 0,001) pour les

traitements M700 (15%) et P700 (5, 10 et 15%) (Fig. 3.3a). La biomasse aérienne des

plants de tomate a également été plus élevée dans les traitements M700 (15%) et P700

(5, 10 et 15%) fertilisés à F50 par rapport au témoin fertilisé à F100 (Tableau 3.7). Les

mêmes tendances ont été observées pour la biomasse des fruits des traitements M700

(15%) et P700 (5%) fertilisés à F50 par rapport au témoin fertilisé à F100 (Fig. 3.3b ;

Tableau 3.7). Mis à part le traitement P700 (10%), la biomasse racinaire des plants de

tomate fertilisés à F50 a été légèrement plus élevée dans les traitements biochars que le

témoin fertilisé à F100, mais cette observation ne s’est pas révélée significative (p > 0,05)

(Tableau 3.7). Selon le tableau 3.8, la biomasse aérienne des plants de tomate, la

biomasse des fruits et celle des racines du témoin ont été similaires (p > 0,05) sous les

deux régimes de fertilisation (F50 et F100). Pour les traitements biochars, aucune

différence (p > 0,05) n'a été observée entre la biomasse des plants de tomate fertilisés à

F50 et à F100, excepté les traitements M700 (15%) et P700 (15%) où celle-ci a été

significativement plus élevée avec une fertilisation à F50 qu'à F100 (Tableau 3.8).

Pour la culture du poivron fertilisée à F100, la biomasse aérienne et celle racinaire ont été

significativement plus élevées dans le substrat amendé avec M550 (10%) et M700 (5%)

par rapport au témoin (Fig. 3.4 a et c). La biomasse des fruits de la culture du poivron

fertilisée à F100 a été plus élevée dans les traitements biochars que le témoin, et

significativement (p < 0,05) avec le traitement M550 (10%) (Fig. 3.4b). La biomasse des

fruits a été 70% plus élevée avec le substrat amendé de 10% M550 que sans

amendement (Fig. 3.4b). Pour les traitements fertilisés à F50, la biomasse des plants de

75

poivron a été plus élevée (p < 0,05) dans le substrat amendé de biochars que sans

amendement (Fig. 3.4a). La biomasse des fruits des plants de poivron fertilisés à F50 a

été 64% plus élevée (p < 0,001) en présence de biochar M700 (10%) que dans le témoin

(Fig. 3.4b). L’ajout de biochars M550 (15%), M700 (5%), M700 (15%) et de P700 (10%) a

également augmenté (p < 0,05) la biomasse des fruits dans la culture du poivron fertilisée

à F50 comparativement au témoin (Fig. 3.4b). Pour la biomasse racinaire des plants de

poivron fertilisés à F50, celle-ci a été plus élevée en présence de biochar et de façon

significative (p <0,05) avec l’ajout de biochar M700 (15%) comparativement au témoin

(Fig. 3.4c). Aucune différence (p > 0,05) n’a été observée entre la biomasse aérienne, la

biomasse des fruits et celle des racines entre les traitements biochars fertilisés à F50 et le

témoin fertilisé à F100 (Tableau 3.7). Selon le tableau 3.8, la biomasse aérienne, la

biomasse des fruits et celle des racines des plants de poivron ont été similaires (p > 0,05)

entre les deux régimes de fertilisation (F50 et F100) pour le témoin. La biomasse aérienne

des plants de poivron amendés de biochars M550 (5, 10 et 15%), M700 (5 et 15 %) ou

P700 (5%) a été plus élevée avec un régime de fertilisation complète F100 que celle

réduite de moitié (F50) (Tableau 3.8). Des résultats similaires ont également été observés

pour la biomasse racinaire des plants de poivron (Tableau 3.8), excepté que le régime de

fertilisation n’a eu aucun effet pour les traitements M550 (15%) et M700 (15%). Aucune

différence significative (p > 0,05) n'a été observée entre les deux doses de fertilisation

pour la biomasse des fruits dans chaque traitement biochar (Tableau 3.8). La biomasse

totale, celle des feuilles et des tiges, la surface foliaire, le nombre de fruits et le rendement

en fruits frais sont présentés dans le matériel supplémentaire (Tableaux S3.23 et S3.24).

76

Fig. 3.3 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de tomate (cv. Micro-Tom). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 6) et les moyennes des traitements biochars associés à un ou plusieurs astérisques (gris pour F50 ou noir pour F100) sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. Les fèches pointillées grises représentent la valeur du témoin fertilisé à F50.

77

Fig. 3.4 Biomasses mesurées après 63 jours de culture des plants de poivron (cv. Redskin). Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 6) et les moyennes des traitements biochars associés à un ou plusieurs astérisques (gris pour F50 ou noir pour F100) sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée. Les fèches pointillées grises représentent la valeur du témoin fertilisé à F50.

78

Tableau 3.7 Comparaison de la biomasse aérienne, des fruits et des racines entre le substrat amendé de biochar fertilisé à F50 et le substrat non amendé (témoin) fertilisé à F100 pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).

TOMATE POIVRON

Biochar (F50)

Témoin (F100)

p value

Biochar (F50)

Témoin (F100)

p value

Biomasse aérienne M550 (5%) 53 44 0,19 119 100 0,55

M550 (10%) 49 44 0,73 110 100 0,96

M550 (15%) 51 44 0,53 111 100 0,93

M700 (5%) 48 44 0,95 121 100 0,43

M700 (10%) 51 44 0,49 125 100 0,25

M700 (15%) 60 44 *** 110 100 0,97

P700 (5%) 57 44 * 109 100 0,98

P700 (10%) 55 44 * 109 100 0,98

P700 (15%) 57 44 * 107 100 1,00

Biomasse des fruits M550 (5%) 33 27 0,11

66 56 0,85

M550 (10%) 29 27 0,93

63 56 0,98

M550 (15%) 30 27 0,79

69 56 0,62

M700 (5%) 30 27 0,71

70 56 0,54

M700 (10%) 32 27 0,36

77 56 0,13

M700 (15%) 35 27 **

66 56 0,81

P700 (5%) 34 27 *

64 56 0,95

P700 (10%) 32 27 0,29

68 56 0,71

P700 (15%) 33 27 0,10

65 56 0,87

Biomasse racinaire M550 (5%) 4,7 4,6 1,00 8,4 8,3 1,00

M550 (10%) 5,6 4,6 0,72 8,2 8,3 1,00

M550 (15%) 5,1 4,6 0,98 8,3 8,3 1,00

M700 (5%) 5,0 4,6 1,00 8,0 8,3 1,00

M700 (10%) 4,7 4,6 1,00 8,9 8,3 0,99

M700 (15%) 5,4 4,6 0,86 9,6 8,3 0,61

P700 (5%) 5,5 4,6 0,79 7,4 8,3 0,82

P700 (10%) 4,4 4,6 1,00 7,6 8,3 0,94

P700 (15%) 5,6 4,6 0,69 7,8 8,3 0,99 Les moyennes des traitements biochars (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

79

Tableau 3.8 Effet de la dose en fertilisation (F50 vs F100) de chaque traitement sur la biomasse aérienne, des fruits et des racines pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).

TOMATE POIVRON Traitement Dose de fertilisation

p value Dose de fertilisation

p value F50 F100 F50 F100 Biomasse aérienne

Témoin (0%) 40 44 0,43

81 100 0,37 M550 (5%) 53 53 0,96

119 135 *

M550 (10%) 49 49 0,79

110 168 * M550 (15%) 51 49 0,76

111 132 ***

M700 (5%) 48 49 0,69

121 175 *** M700 (10%) 51 54 0,55

125 141 0,24

M700 (15%) 60 51 ***

110 143 ** P700 (5%) 57 56 0,91

109 138 *

P700 (10%) 55 55 0,85

109 133 0,07 P700 (15%) 57 53 *

107 116 0,41

Biomasse des fruits Témoin (0%) 25 27 0,58

47 56 0,55

M550 (5%) 33 31 0,37

66 68 0,76 M550 (10%) 29 30 0,89

63 95 0,08

M550 (15%) 30 28 0,57

69 68 0,96 M700 (5%) 30 28 0,36

70 86 0,09

M700 (10%) 32 30 0,55

77 76 0,92 M700 (15%) 35 32 0,23

66 78 0,09

P700 (5%) 34 35 0,76

64 78 0,13 P700 (10%) 32 32 0,92

68 75 0,39

P700 (15%) 33 33 0,70

65 64 0,85

Biomasse racinaire Témoin (0%) 4,5 4,6 0,79

7,2 8,3 0,31

M550 (5%) 4,7 5,2 0,38

8,4 9,6 * M550 (10%) 5,6 4,4 0,14

8,2 11,5 **

M550 (15%) 5,1 4,6 0,42

8,3 9,1 0,49 M700 (5%) 5,0 5,3 0,82

8,0 11,9 ***

M700 (10%) 4,7 5,5 0,38

8,9 9,9 0,17 M700 (15%) 5,4 4,8 0,39

9,6 10,0 0,41

P700 (5%) 5,5 4,4 0,18

7,4 9,8 *** P700 (10%) 4,4 5,2 0,29

7,6 10,2 *

P700 (15%) 5,6 4,7 0,17

7,8 9,3 0,19 Les moyennes (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes selon le test de Tukey (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

80

3.3.4 Teneur en azote et en phosphore dans les tissus de la plante

Les concentrations en N dans la biomasse des différents tissus des plants de tomate n’ont

pas été affectées par la présence de biochar (p > 0,05), excepté les traitements P700

(5%), P700 (15%) fertilisés à F50 et le traitement M550 (15%) fertilisé à F100 (Tableau

S3.25). Une baisse de la concentration en N dans les tissus des fruits pour le traitement

P700 (5%), dans la partie aérienne pour le traitement P700 (15%) et une augmentation de

la concentration en N dans les tissus des feuilles pour le traitement M550 (15%) ont été

observées comparativement au témoin (Tableau S3.25). Pour ce qui est de la

concentration en P, l’augmentation de la dose en biochar d’érable a réduit

significativement la concentration en P dans les tissus des plants de tomate sous les deux

régimes de fertilisation, alors que l’augmentation de la dose de biochar P700 a augmenté

la concentration en P dans les tissus (Tableau S3.25). Par rapport au témoin, l’ajout de

15% de biochars d’érable a significativement diminué la concentration en P dans les tissus

de la biomasse racinaire des plants de tomate (Tableau S3.25), tandis que l’ajout de 15%

de biochar P700 a augmenté la concentration en P dans la biomasse racinaire (Tableau

S3.25).

Pour la culture du poivron fertilisée à F50, l’augmentation de la dose en biochar à 15% a

diminué significativement la concentration en N dans la biomasse racinaire affectant aussi

la biomasse totale (Tableau S3.26). Des tendances similaires sont observées pour la

concentration en P pour la culture du poivron fertilisée à F50, excepté pour le traitement

P700 (Tableau S3.26). L’ajout de 15% de biochar P700 dans le substrat a principalement

affecté la teneur en P dans les tissus des tiges affectant seulement la biomasse aérienne

comparativement au témoin (Tableau S3.26). Pour la culture du poivron fertilisée à F100,

l’ajout de biochar n’a pas affecté la concentration en N dans les tissus de la plante,

excepté les traitements M550 (5 et 15%) où la teneur en N a été plus élevée dans les

racines comparativement au témoin (Tableau S3.26). L’ajout de 15% de biochar M550 a

diminué significativement la concentration en P dans les tissus de la biomasse des feuilles

et des racines affectant aussi la biomasse totale des plants de poivron fertilisés à F100

comparativement au témoin. À l’inverse, l’ajout de 15% de P700 a augmenté

significativement la concentration en P dans les tissus des racines (Tableau S3.26). Bien

que les concentrations en N et en P ont été plus faibles dans les tissus des plants de

81

tomate et de poivron amendé de biochars, aucun symptôme de carence en éléments

minéraux n’a été observé dans les deux cultures.

3.3.5 Efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation

Pour la culture de la tomate, une interaction significative a été observée entre le type de

biochar et le niveau de fertilisation pour l’EUE (Tableau S3.16). L'ajout de biochar dans le

substrat de croissance a eu un effet plus grand sur l’EUE pour la culture de la tomate

fertilisée à F50 qu'à F100 (Tableau 3.9). Dans la culture de la tomate fertilisée à F50,

l’EUE du substrat amendé de biochars a été significativement plus élevée que celui du

témoin, alors que dans la culture de la tomate fertilisée à F100, seul l’EUE des traitements

P700 (5%) et P700 (10%) ont été significativement plus élevée que le témoin (Tableau

3.9).

Pour la culture du poivron, aucune interaction significative n’a été observée entre le type

de biochar et le niveau de fertilisation (Tableau S3.16). L'ajout de biochar dans le substrat

de croissance a eu un effet significatif sur l’EUE, alors que le taux de fertilisation n'a eu

aucun effet (Tableau S3.16). L'efficacité d'utilisation de l'eau dans les substrats amendés

de biochar a été significativement plus élevée que celle du témoin (Tableau 3.10).

Tableau 3.9 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture de la tomate (cv. Micro-Tom).

EUE des plants fertilisés à F50 EUE des plants fertilisés à F100

Traitement

biochar Traitement

témoin p value

Traitement biochar

Traitement témoin

p value

M550 (5%) 2,8 1,7 *** 2,9 2,3 0,09 M550 (10%) 2,5 1,7 ***

2,7 2,3 0,25

M550 (15%) 2,4 1,7 ***

2,6 2,3 0,72

M700 (5%) 3,2 1,7 ***

2,7 2,3 0,33

M700 (10%) 2,9 1,7 ***

2,5 2,3 0,94 M700 (15%) 2,7 1,7 ***

2,7 2,3 0,28

P700 (5%) 2,8 1,7 ***

3,2 2,3 ***

P700 (10%) 2,6 1,7 ***

2,9 2,3 * P700 (15%) 2,6 1,7 *** 2,6 2,3 0,70

Les moyennes des traitements biochars (n = 6) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

82

Tableau 3.10 Efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation entre le traitement biochar et le témoin pour la culture du poivron (cv. Redskin).

EUE des plants fertilisés à F50 et F100 Traitement biochar Traitement témoin p value

M550 (5%) 2,2 1,4 ** M550 (10%) 2,9 1,4 *** M550 (15%) 2,7 1,4 ***

M700 (5%) 2,6 1,4 ***

M700 (10%) 3,2 1,4 *** M700 (15%) 2,8 1,4 ***

P700 (5%) 2,4 1,4 ***

P700 (10%) 3,1 1,4 *** P700 (15%) 2,7 1,4 ***

La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur l’efficacité d’utilisation de l’eau, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les moyennes des traitements biochars (n = 12) suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

3.4 Discussion

3.4.1 Effets du biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron

L’ajout de biochar dans un substrat à base de tourbe a eu un impact positif sur la

biomasse aérienne et les rendements en fruits dans la culture de la tomate et du poivron,

et ce, de façon significative dans les traitements fertilisés à F50. Ces résultats concordent

avec ceux obtenus précédemment dans des substrats horticoles amendés en biochar

(Graber et al., 2010; Vaughn et al., 2013; Nieto et al., 2016; Mendez et al., 2016). Graber

et al. (2010) rapportent une augmentation des rendements en fruits (66 à 230%) et une

plus grande surface foliaire des plants de tomate et de poivron (19 à 25%) avec l’ajout de

1 à 5% (en masse) de biochar provenant de bois de citronnier. De plus, leurs résultats ont

démontré que l’ajout de biochar n’a pas influencé le contenu en nutriments dans la partie

aérienne des plants de tomate et de poivron. Dans une autre étude, Alburquerque et al.

(2013) ont observé un effet positif sur le prélèvement du phosphore et négatif sur l’azote

par la plante dans un sol amendé de biochar provenant de bois d’olivier pyrolysé à 450°C.

D’après ces auteurs, le pouvoir de rétention en éléments minéraux sur la surface du

biochar pourrait avoir influencé l’immobilisation de l’azote du sol. Selon nos résultats,

83

l’amendement de biochars d’érable a eu un effet inverse pour la concentration en P dans

les tissus des plantes. En effet, l’ajout de 15% de biochars d’érable a diminué la

concentration en P dans les tissus des plants de tomate et de poivron (Tableaux S3.25 et

S3.26). Il a été rapporté que l’effet chaulant des biochars et qu’un pH supérieur à 7,5 dans

le sol pourrait mener à des effets négatifs sur la croissance des plantes (Alburquerque et

al., 2014; Keillor, 2008). De plus, un pH de sol supérieur à 7 peut favoriser la précipitation

du P avec le calcium présent dans le milieu et limiter le prélèvement du P par la plante

(Stevenson et Cole, 1999). La haute concentration en DIC et le pH légèrement plus alcalin

dans les traitements avec 15% de M550 et M700 (Tableaux 3.4 et 3.5), et la concentration

élevée en Ca2+ des biochars d’érable (Tableau 2.1 du chapitre 2) semblent indiquer que la

faible disponibilité en P dans le substrat serait causée par une précipitation de cet élément

sous la forme de carbonate et expliquerait sa faible concentration dans les tissus des

plants de tomate et de poivron. Bien que la baisse en P dans les tissus n’ait pas affecté la

croissance de la plante, une dose plus élevée que 15% de biochar fortement alcalin et

riche en Ca2+ serait à éviter pour ne pas nuire à la croissance de la plante. Comme

Alburquerque et al. (2013) ont observé, une immobilisation plus importante en N a été

observée en présence de biochar. En effet, la MBN dans le substrat amendé de biochar

M550, M700 et P700 ont été plus élevées que le témoin, et ce, principalement pour la

culture du poivron fertilisé à 50% de la dose recommandée (Tableau S3.21).

L’immobilisation plus importante en N dans ces traitements biochars concorde avec la

concentration plus faible en NO3- dans le substrat amendé surtout de 15% de biochar

(Tableau 3.5) et la baisse en N dans les tissus des plants de poivron fertilisé à 50% de la

dose recommandée (Tableau S3.26).

Il a été rapporté que l’effet du biochar sur l’augmentation du pH, de la capacité de

rétention en eau et de la disponibilité en nutriments peut influencer positivement

l’augmentation des rendements des cultures dans les sols amendés avec du biochar (Ding

et al., 2016). Une meilleure disponibilité en DOC dans un sol amendé en biochar peut

favoriser l’activité des microorganismes et aider au développement de la plante

(Alburquerque et al., 2014; Allaire et al., 2015). L’augmentation du pH, de la DIC et de la

DOC dans notre étude pour les traitements M700 (10 et 15%) (Tableaux 3.4 et 3.5)

semble concorder avec ceux obtenus dans la littérature. Cependant, de faibles

corrélations négatives et positives entre la concentration minérale et la biomasse aérienne

et celle racinaire ont été observées dans notre étude (Tableau S3.27), suggérant que

84

l’amélioration de la disponibilité de certains éléments minéraux n’a pas eu un effet direct

sur le développement de la plante.

Graber et al. (2010) ont observé que les traitements amendés de biochar de bois de

citronnier ayant les plus hauts rendements en tomates et en poivrons avaient aussi un

nombre plus élevé de microorganismes. Dans notre étude, bien que le dénombrement

d’organismes totaux n’a pas été mesuré, les concentrations plus élevées en CO2 dans l’air

des substrats amendés de biochars d’érable M550 et M700 (5, 10 et 15%) et P700 (5%)

(Fig. 3.2) et une plus grande activité enzymatique (FDA) dans la majorité des traitements

P700 (Tableau 3.6) indiquent une activité microbienne plus élevée dans le substrat

tourbeux amendé de biochar pour la culture du poivron.

D’après une étude récente, l’augmentation de l’activité biologique du sol était plutôt liée à

un plus grand développement racinaire dans les sols amendés avec du biochar que

l’apport direct en DOC par le biochar aux microorganismes du sol (Watzinger et al., 2014).

Selon nos résultats (Chapitre 2), le contenu en DOC plus élevé dans les traitements M550

et M700 que dans le témoin (Fig 2.1) n’a pas favorisé les émissions en CO2 (Fig. 2.5). Nos

résultats concordent donc avec les observations de Watzinger et al. (2014). En effet,

l’apport de biochar a permis un meilleur développement racinaire des plants dans le

substrat tourbeux, surtout chez le poivron avec le traitement M700 (15%) fertilisé à F50 et

les traitements M550 (10%) et M700 (5%) fertilisés à F100 (Fig. 3.4c). De plus, nos

résultats semblent être en accord avec ceux obtenus de Valé et al. (2005), qui ont observé

une corrélation positive entre l’activité des microorganismes et la biomasse foliaire. En

effet, pour nos deux études de serre, une corrélation positive a été observée entre les

concentrations en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe et la biomasse des fruits (r

= 0,67; p < 0,001), des racines (r = 0,66; p < 0,001) et la biomasse aérienne des plantes (r

= 0,72; p < 0,001) (Tableau S3.27).

La masse volumique apparente plus élevée dans les substrats amendés de biochars

d’érable (Tableau S3.20) pourrait avoir limité la diffusion du O2 dans le milieu (Araujo et

al., 2009) et ainsi influencer l’augmentation des concentrations en CO2 dans l’air du

substrat pour la culture du poivron (Fig. 3.2b). Toutefois, l’ajout de biochar P700 (5%)

possédant une porosité élevée (Tableau 2.1, chapitre 2) a aussi augmenté la

concentration en CO2 dans le substrat (Fig. 3.2b). D’autre part, l’augmentation de la

masse volumique apparente dans le substrat amendé de biochars d’érable n’a pas nui au

85

développement des racines des plants de poivron (Fig. 3.4c). Ces résultats suggèrent

donc que l’augmentation de la masse volumique apparente dans les substrats amendés

de biochars d’érable a eu un effet négligeable sur l’augmentation de la concentration en

CO2 dans l’air du substrat. D’après Yuste et al. (2007), la respiration microbienne du sol

est fortement influencée par la concentration en carbone apporté. Le milieu plus riche en

carbone dans les substrats amendés de biochars pourrait donc expliquer la respiration du

sol plus élevée.

Des études récentes ont montré que la plante peut induire une accélération de la

minéralisation du carbone du sol par ses exsudats racinaires selon le contenu en carbone

organique (Shahzad et al., 2015) et cela permettrait un meilleur développement de la

plante (Hamilton et Frank, 2001). Ces observations sont en accord avec nos résultats et

suggèrent que la biomasse racinaire plus élevée dans les traitements biochars M550

(10%), M700 (5 et 15%) que dans le témoin pour la culture du poivron (Fig. 3.4) pourrait

avoir favorisé une minéralisation plus importante en carbone, et cet effet expliquerait la

hausse en CO2 dans l’air du substrat. Selon deux publications récentes (Dai et al., 2017;

Kolton et al., 2017), l’amélioration de la fertilité du sol par l’amendement de biochar

influence la croissance et le développement des racines de la plante, car les

communautés microbiennes du sol qui interagissent avec les racines sont affectées par la

présence de biochar. D’ailleurs, Joseph et al. (2010) ont constaté une interaction entre les

racines et le biochar en favorisant la libération d’exsudats racinaires et en affectant la

stabilité du biochar dans le sol. Selon ces auteurs, cette interaction semblait aussi affecter

les réactions de complexation et l’activité microbienne dans la rhizosphère (Joseph et al.,

2010). Kolton et al. (2017) mentionnent aussi que les composés en carbone non labile du

biochar peuvent interagir directement avec les racines et stimuler la croissance des

plantes. L’ajout de biochar dans un substrat de tourbe pourrait alors stimuler le

développement racinaire et ainsi le développement de la partie aérienne des plantes. La

minéralisation du carbone étant favorisée par l’augmentation d’exsudats racinaires dans le

substrat amendé de biochar pourrait stimuler l’activité microbienne et ainsi favoriser un

meilleur développement global de la plante. D’ailleurs, une augmentation de la MBC a été

observée dans l’ensemble des traitements biochars, surtout dans la culture du poivron

fertilisée avec la moitié de la dose recommandée (Tableau S3.21), indiquant une

disponibilité plus grande en carbone dans le milieu.

86

Comme il a été observé dans l’étude de Olmo et al. (2016) des effets divergents ont

toutefois été observés selon le type de biochar sur le développement racinaire. Selon ces

auteurs, l’effet du biochar sur la disponibilité des éléments minéraux serait en cause. Dans

le cadre de notre étude, l’ajout de biochars d’érable a réduit dans certains cas la

concentration en NO3- en PO4

3- dans le substrat de la culture de la tomate et du poivron

(Tableaux 3.4 et 3.5). Par conséquent, cette baisse en NO3- en PO4

3- n’a pas nui au

développement de la plante. L’augmentation de la minéralisation en carbone en présence

de biochar, comme indiqué par l’augmentation de la concentration en CO2 dans le substrat

(Fig.3.2) et l’augmentation de la MBC (Tableau S3.21), semble être un élément important

dans le développement global de la plante. Cependant, d’autres essais sont nécessaires

pour mieux comprendre les interactions entre le sol et la plante en présence de biochar

(Dai et al., 2017; Hussain et al., 2016; Kolton et al., 2017).

3.4.2 Effets de la dose en biochar sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron

Comme il a été observé dans les études antérieures (Graber et al., 2010; Alburquerque et

al., 2014; Lehmann et al., 2015), l’augmentation de la dose en biochar n’a pas influencé

linéairement les rendements. Toutefois, la concentration en N et en P dans les tissus de la

plante a été affectée par l’augmentation de la dose en biochar (Tableaux S3.25 et S3.26).

Ces résultats suggérent d’être prudent si la dose excède 15% de biochar, car une dose

plus élevée que 15% pourrait nuire à la nutrition de la plante. D’autres essais sont donc

nécessaires pour déterminer les effets d’une augmentation de la dose en biochar sur la

nutrition de la plante et son développement. Dans le cadre de notre étude, même si les

concentrations en N et en P ont été plus faibles avec 15% de biochar, aucun effet néfaste

n’a été observé sur le développement des plants de tomate et de poivron.

3.4.3 Effet de la dose de fertilisation sur les rendements de la culture de la tomate et du poivron

Les effets observés avec l’apport de 50% de la fertilisation recommandée dans la culture

de la tomate et du poivron sans biochar concordent avec certaines études dans la

littérature (Shen et al. 2010; Dass et al., 2008). Comme il a été proposé par Shen et al.

(2010), la dose recommandée en fertilisant est probablement trop élevée pour les besoins

de la plante étant donné la faible différence des rendements entre les deux doses de

fertilisation. Étonnamment, l’ajout de biochar dans le substrat à base de tourbe a permis

87

d’améliorer significativement les rendements de la culture du poivron fertilisée à 50% de la

dose recommandée comparativement à ceux de la tomate. Comme il a été observé dans

une récente étude (Vaughn et al., 2015b), l’effet du biochar peut diverger selon les types

de plantes.

Malgré la baisse en N et P dans les tissus des plants de poivron, il semble y avoir un effet

synergique entre les traitements M550 (10%) et M700 (5%) et la dose en fertilisation (Fig.

3.4; Tableau 3.8). Des études rapportent que l’ajout en biochar combiné à une fertilisation

azotée aurait un effet synergique sur le développement de la plante et cela serait causé

par une libération plus grande en carbone dans le sol (Allaire et al., 2015; Vaccari et al.,

2015). En effet, nos résultats démontrent une plus grande concentration en DOC dans les

traitements M550 (10%) et M700 (5%) pour la culture du poivron fertilisée avec la dose

complète en fertilisant que la dose plus faible (Tableau 3.5) supportant l’hypothèse d’un

effet synergique entre le biochar et la dose en azote.

3.4.4 Effet du biochar sur l’efficacité d’utilisation de l’eau d’irrigation

L’amélioration de l’efficacité d’utilisation de l’eau avec l’ajout de biochar concorde avec

deux études récentes (Akhtar et al., 2014; Vaccari et al., 2015), où l’ajout de biochar a

permis d’augmenter considérablement le rendement en fruits par unité d’eau appliquée

dans une culture de la tomate. Selon les auteurs, l’amélioration des rendements en

présence de biochar serait occasionnée par un effet concomitant entre un meilleur apport

en eau à la plante et l’augmentation de la disponibilité en nutriments. L’efficacité

d’utilisation de l’eau pourrait alors être considérée comme une mesure indirecte de

l’amélioration de la capacité d’échange cationique (CEC) dans le sol amendé en biochar,

car la CEC influence la capacité du sol à retenir l’eau et les nutriments (Ding et al., 2016).

Il a été rapporté que la structure très poreuse des biochars pourrait favoriser une meilleure

capacité de rétention en eau (Akhtar et al., 2014). En effet, l’ajout de 5, 10 et 15% de

biochars a permis d’améliorer la rétention en eau dans le substrat selon les courbes de

rétention en eau présentées à la figure S3.1. De plus, l’ajout de biochar a permis une

meilleure rétention en éléments minéraux, surtout dans la culture du poivron (Tableau

S3.18). En générale, l’ajout de 10 ou 15% de biochar M550 et M700 dans le substrat de

tourbe a permis de réduire la concentration en NO3-N, PO4-P, Mg2+ et Ca2+ dans le lixiviat

(Tableau S3.18). Ces résultats suggèrent donc qu’il est possible d’augmenter les

rendements en fruits par unité d’eau consommée en présence de biochar dans le substrat

88

de tourbe et de réduire le lessivage des éléments minéraux. Comme l’efficacité

d’utilisation de l’eau a été similaire entre les deux doses de fertilisation (F50 et F100) pour

la culture du poivron, les résultats suggèrent également qu’il est réalisable de diminuer la

fertilisation à 50% de la dose recommandée avec un apport en biochar sans affecter les

rendements des cultures.

3.5 Conclusion

Les résultats ont démontré que l’ajout de biochar a permis de réduire l’apport en fertilisant

à 50% de la dose recommandée tout en gardant un haut rendement en fruits et

d’améliorer davantage l’efficacité d’utilisation de l’eau. Comme il a été constaté dans les

études précédentes, aucune amélioration des rendements de la culture de la tomate et du

poivron n’a été observée avec l’augmentation de la dose en biochar de 5 à 15%. Des

effets variés ont plutôt été observés. Nos résultats suggèrent que la dose optimale en

biochar à appliquer dans le substrat va dépendre du type de biochar et de l’espèce de

plante. D’autre part, les résultats indiquent qu’il est possible d’utiliser du biochar afin de

diminuer significativement l’utilisation de l’eau et les apports d’engrais sans diminuer les

rendements de la culture de la tomate et du poivron dans un substrat à base de tourbe. La

disponibilité plus élevée en DOC dans le substrat amendé de biochars d’érable semble

avoir favorisé l’activité microbienne, et par conséquent le développement de la plante.

D’ailleurs, l’augmentation de la respiration du sol dans le substrat amendé de biochars a

été positivement corrélée avec la biomasse aérienne et la biomasse racinaire de la plante

indiquant que l’augmentation de l’activité biologique du substrat a favorisé son

développement. Comme l’augmentation de la dose en biochar (5% à 15%) n’a pas eu

d’effets marqués sur les rendements en fruits, l’amendement de 5% de biochar dans un

substrat de tourbe semble être une avenue prometteuse pour les producteurs horticoles.

L’ajout de biochar dans un substrat de tourbe pourrait éventuellement permettre de réduit

les coûts de production en minimisant les apports en eau et en nutriments sans affecter

les rendements des cultures. L’amendement de biochar dans un substrat de tourbe

pourrait également limiter les pertes en éléments minéraux par lessivage dû à sa haute

capacité d’échange cationique, minimisant ainsi l’eutrophisation des milieux aquatiques.

89

3.6 Références


Alburquerque, J. A., Salazar, P., Barrón, V., Torrent, J., del Carmen del Campillo M. C., Gallardo, A., Villar, R., 2013. Enhanced wheat yield by biochar addition under different mineral fertilization levels. Agronomy for Sustainable Development 33, 475−484.

Alburquerque, J. A., Calero, J. M., Barrón, V., Torrent, J., del Carmen del Campillo, M., Gallardo, A., Villar, Rafael., 2014 Effects of biochars produced from different feedstocks on soil properties and sunflower growth. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 177, 16−25.

Alexander, P.D., Bragg, N.C., Meade, R., Padelopoulos, G., Watts, O., 2008. Peat in horticulture and conservation: the UK response to a changing world. Mires and Peat 3, 1–10.

Allaire, S., Caron, J., Gallichand, J., 1994. Measuring the saturated hydraulic conductivity of peat substrates in nursery containers. Canadian Journal of Soil Science 74, 431−437.

Allaire, S. E., Baril, B., Vanasse, A., Lange, S. F., MacKay, J., Smith, D. L., 2015. Carbon dynamics in a biochar-amended loamy soil under switchgrass. Canadian Journal of Soil Science 95, 1−13.

Araujo, A.S.F., Leite, L.F.C., Santos, V.B., Carneiro, R.F.V., 2009. Soil microbial activity in conventional and organic agricultural systems. Sustainability 268-276, doi:10.3390/su1020268.

Bélanger, G., Claessens, A., Ziadi, N., 2011. Relationship between P and N concentrations in maize and wheat leaves. Field Crops Research 123, 28−37.

Bilderback, T.E., Fonteno, W.C., 1987. Effects of container geometry and media physical properties on air and water volumes in containers. Journal of Environmental Horticulture 5 (4), 180−182.

Bohlin, C., Holmberg, P., 2004. Peat dominating growing medium in Swedish horticulture. Acta Horticulturae 644, 177–181

Caron, J., Nkongolo, N.V., 2004. Assessing gas diffusion coefficients in growing media from in situ water flow and storage measurements. Vadose Zone Journal 3, 300−311.

Caron, J., Rochefort, L., 2013. Use of peat in growing media: State of the art on industrial and scientific efforts envisioning sustainability. Acta Horticulturae 982, 15−22.

Cleary, J., Roulet, N. T., Moore, T. R., 2005. Greenhouse Gas Emissions from Canadian Peat Extraction, 1990–2000: A Lifecycle Analysis. A Journal of the Human Environment 34 (6), 456−461.


Dai, Z., Zhang, X., Tang, C., Muhammad, N., Wu, J., Brookes, P.C., Xu, J., 2017. Potential role of biochars in decreasing soil acidification – A critical review. Science of the Total Environment 581-582, 601-611.

Dass, A., Lenka, N. K. , Patnaik, U. S., Sudhishri, S., 2008. Integrated Nutrient Management for Production, Economics, and Soil Improvement in Winter Vegetables. International Journal of Vegetable Science 14 (2), 104−120.

De Boodt, M., Verdonck, O., 1972. The physical properties of the substrates in horticulture. Acta Horticulturae 26, 37−44.


90

Graber, E. R., Y. M. Harel, M. Kolton, E. Cytryn, A. Silber, D. R. David, L. Tsechansky, M. Borenshtein, and Y. Elad. 2010. Biochar impact on development and productivity of pepper and tomato grown in fertigated soilless media. Plant and Soil 337, 481−496.

Hamilton, E. W., Frank, D. A., 2001. Can plants stimulate soil microbes and their own nutrient supply? Evidence from a grazing tolerant grass. Ecology, 82 (9), 2397−2402.

Hussain, M., Farooq, M., Nawaz, A., Al-Sadi, A.M., Solaiman, Z.M., Alghamdi, S.S., Ammara, U., Ok, Y.S., Siddique, K.H.M., 2016. Biochar for crop production: potential benefits and risks. Journal of Soils and Sediments. doi : 10.1007/s11368-016-1360-2.

Isaac, R.A., Johnson, W.C., 1976. Determination of total nitrogen in plant tissue, using a block digestor. Journal of Association of Official Analytical Chemists 59, 98–100.

Joseph, S.D., Camps-Arbestain, M., Lin, Y., Munroe, P., Chia, C.H., Hook, J., Van Zwieten, L., Kimber, S., Cowie, A., Singh, B.P., Lehmann, J., Foidl, N., Smernik, R.J., Amonette, J.E., 2010. An investigation into the reactions of biochar in the soil. Australian Journal of Soil Research 48, 501-515.

Keillor, G., 2008. Plant characteristic and physiology. Dans: Jone, Jr., J. B. (Ed.): Tomato plant culture : In the field, greenhouse, and home garden, second edition. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 2.

King, J.A., Smith, K.A., 1987. Gaseous diffusion through peat. Journals in Soil Science 38, 173−177.

Kolton, M., Graber, E.R., Tsehansky, L., Elad, Y., Cytryn, E., 2017. Biochar-stimulated plant performance is strongly linked to microbial diversity and metabolic potential in the rhizosphere. New Phytologist 213, 1393-1404.

Lehmann, J., Kuzyakov, Y., Pan, G., Ok, Y. S., 2015. Biochars and the plant-soil interface. Plant Soil 395, 1−5.

Méndez, A., Cárdenas-Aguiar, E., Paz-Ferreiro, J., Plaza, C., Gascó, G., 2016. The effect of sewage sludge biochar on peat-based growing media. Biological Agriculture and Horticulture. DOI: 10.1080/01448765.2016.1185645

Mikkelsen, R. L., Hartz, T. K., Rusan, M. J. M., 2015. Challenges of increasing water and nutrient efficiency in irrigated agriculture. Dans : Drechsel, P., Heffer, P., Magen, H., Mikkelsen, R., Wichelns, D. (Eds.) : Managing water and fertilizer for sustainable agricultural intensification. International Fertilizer Industry Association (IFA), International Water Management Institute (IWMI), International Plant Nutrition Institute (IPNI), and International Potash Institute (IPI). First edition, Paris, France. Chapter 8.

Milks, R.R., Fonteno, W.C., Larson, R.A., 1989. Hydrology of horticultural substrates : II Predicting physical properties of media in containers. Journal of the American Society for Horticultural Science 114, 53−56.

Ministry of Agriculture, Fisheries and Food (MAFF), 1996. Greenhouse vegetable production guide for commercial growers. In: Portree, J. (Ed.): Provincial greenhouse vegetable industry specialist. Extension Systems Branch, Victoria, B.C. pp. 120.

Nieto, A., Gascó, G., Paz-Ferreiro, J., Fernández, J. M., Plaza, C., Méndez, A., 2016. The effect of pruning waste and biochar addition on brown peat based growing media properties. Scientia Horticulturae 199, 142−148.

Nemati, M.R., Simard, F., Fortin, J.-P., Beaudoin, J., 2014. Potential use of biochar in growing media. Vadose Zone Journal 14 (6).

Olmo, M., Villar, R., Salazar, P., Alburquerque, J.A., 2016. Changes in soil nutrient availability explain biochar’s impact on wheat root development. Plant Soil 399, 333-343.

Paquet, J.M., Caron, J., Banton, O., 1993. In situ determination of the water desorption characteristics of peat substrates. Canadian Journal of Soil Science 73, 329−339.

Shahzad, T., Chenu, C., Genet, P., Barot, S., Perveen, N., Mougin, C., Fontaine, S., 2015. Contribution of exudates, arbuscular mycorrhizal fungi and litter depositions to the

91

rhizosphere priming effect induced by grassland species. Soil Biology and Biochemistry 80 146−155.

Shen, W., Lin, X., Shi, W., Min, J., Gao, N., Zhang, H., Yin, R., He, X., 2010. Higher rates of nitrogen fertilization decrease soil enzyme activities, microbial functional diversity and nitrification capacity in a Chinese polytunnel greenhouse vegetable land. Plant Soil 337, 137−150.

Stevenson, F. J., Cole, M. A., 1999. Cycles of Soil: Carbon, Nitrogen, Phosphorus, Sulfur, Micronutrients, 2nd Edition. John Wiley & Sons, Inc. Hoboken, NJ.



Vaughn, S. F., Kenar, J. A., Eller, F. J., Moser, B. R., Jackson, M. A., Peterson, S. C., 2015a. Physical and chemical characterization of biochars produced from coppiced wood of thirteen tree species for use in horticultural substrates. Industrial Crops and Products 66, 44–51.

Vaughn, S. F., Eller, F. J., Evangelista, R. L., Moser, B. R., Lee, E., Wagner, R. E., Peterson, S. C., 2015b. Evaluation of biochar-anaerobic potato digestate mixtures as renewable components of horticultural potting media. Industrial Crops and Products 65, 467–471.

Valé, M., Nguyena, C., Dambrineb, E., Dupouey, J. L., 2005. Microbial activity in the rhizosphere soil of six herbaceous species cultivated in a greenhouse is correlated with shoot biomass and root C concentrations. Soil Biology and Biochemistry 37, 2329–2333.

Warncke, D.D., Krauskopf., D.M., 1983. Greenhouse growth media: Testing and nutrition guidelines. Michigan State University Ext. Bul. E-1736.

Watzingera, A., Feichtmair, S., Kitzler, B., Zehetner, F., Kloss, S., Wimmer, B., Zechmeister-Boltenstern, S., Soja, G., 2014. Soil microbial communities responded to biochar application in temperate soils and slowly metabolized 13C-labelled biochar as revealed by 13C PLFA analyses: results from a short-term incubation and pot experiment. European Journal of Soil Science 65, 40–51.

Yuste, J.C., Baldocchi, D.D., Gershenson, A., Goldstein, A., Mission, L., Wong, S., 2007. Microbial soil respiration and its dependency on carbon inputs, soil temperature and moisture. Global Change Biology 13, 1-18.

92

Chapitre 4

4.0 Effets de l’ajout de différents biochars dans un substrat à base

de tourbe sur la diversité et la structure des communautés

bactériennes après une culture de la tomate ou du poivron

Sommaire

Très peu d’études ont permis d’étudier simultanément les effets positifs de différents biochars sur la croissance de la plante, le sol, et la composition et la biodiversité des communautés bactériennes. Le but de cette étude était donc d’évaluer l’effet de l’ajout de différents biochars à un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des communautés bactériennes de la rhizosphère échantillonnée après 63 jours de culture de la tomate et du poivron (Chapitre 3). L’analyse des populations bactériennes a été effectuée uniquement dans les substrats amendés de 15% en volume (v/v) de biochar pour observer un effet plus marqué des biochars sur les communautés bactériennes. Le biochar produit à partir d’écorces d’érable et pyrolysé à 550°C (M550) et à 700°C (M700) et le biochar produit à partir de copeaux de pin pyrolysé à 700°C (P700) ont été comparés au substrat témoin. De plus, seulement les traitements fertilisés avec la dose complète en azote (200 mg N L-1) ont été étudiés pour des fins de comparaison avec la littérature. Les résultats ont montré que l’ajout du biochar M700 au substrat à base de tourbe a augmenté significativement la richesse bactérienne, et ce, principalement dans la culture du poivron. De plus, la structure des communautés bactériennes s’est distinguée selon le type de traitement administré. La proportion des espèces de la classe Acidobacteria-6, Actinobacteria, Cytophagia, Flavobacteriia, Sphingobacteriia, Saprospirae, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et Gammaproteobacteria a été la plus affectée par la présence de biochar dans les deux cultures en serre. L’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone dans le substrat à base de tourbe amendé de biochars d’érable semblent être les facteurs déterminants sur les modifications apportées à la diversité et à la structure des communautés bactériennes. De plus, l’ajout de 15% de biochar dans un substrat à base de tourbe a favorisé certaines espèces, dont celles de la famille Oxalobacteraceae pour M700 et Methylophilaceae pour M550 et du genre Streptomyces pour P700, connues pour leur capacité à stimuler la croissance et le développement des plantes, ou pour leur utilisation comme comme agent de lutte biologique.

93

4.1 Introduction

La diversité microbienne des sols joue un rôle important dans la stabilité de l’écosystème

et la productivité, et elle affecte de nombreux processus écosystémiques, dont les cycles

biogéochimiques (Schloter et al., 2003). De plus, la biodiversité microbienne des sols

semble avoir un impact sur les processus évolutifs de la plante en réponse aux

changements environnementaux tels que le pH et le contenu en carbone et en azote

(Bardgett et van der Putten, 2014). En revanche, le type de plante peut avoir un effet sur

les communautés microbiennes du sol (Burns et al., 2015). La composition des exsudats

racinaires et la variété de carbones spécifiques libérés par la plante dans la rhizosphère

pourraient affecter les populations microbiennes du sol (Jaeger et al., 1999; Philippot et

al., 2013).

L’amendement en biochar, un composé riche en carbone, pourrait aussi jouer un rôle

important sur les communautés microbiennes du sol (Anderson et al., 2011; Kolton et al.,

2011). Des études récentes rapportent que l’amendement en biochar peut modifier les

propriétés physicochimiques du sol telles que le pH, la disponibilité en carbone et en

azote, la capacité d’échange cationique (CEC), la rétention en eau, et ainsi, influencer la

diversité bactérienne du sol (Chen et al., 2013, 2015; Lehmann, 2011; Zheng et al., 2016).

Toutefois, des effets neutres et négatifs sur les populations microbiennes ont aussi été

observés dans la littérature suite à l’amendement en biochar et cela serait occasionné par

la nature de la biomasse et la température de pyrolyse du biochar combinées au type de

sol (Ding et al., 2016; Harter et al., 2014). Une étude récente rapporte que l’ajout d’un

biochar de chêne, pyrolysé à 650°C, a eu un effet inverse sur la composition des

communautés microbiennes de la rhizosphère dans un sol agricole avec une culture de

laitue comparativement à un substrat à base de tourbe avec une culture de fraise (De

Tender et al., 2016). Selon certains auteurs, l’effet du biochar sur la diversité microbienne

serait plus marqué dans un sol pauvre en nutriments et acide que dans un sol bien pourvu

en éléments minéraux et à pH neutre (De Tender et al., 2016; Imparato et al., 2016).

L’amélioration des propriétés chimiques des sols acides, dont le pH et la teneur en

éléments minéraux, par le biochar serait en cause (Xu et al., 2014).

94

En plus d’améliorer les propriétés chimiques du sol, l’amendement en biochar semble

favoriser le développement de certains organismes bénéfiques à la croissance de la

plante. En effet, certains auteurs rapportent que l’augmentation des rendements de la

culture du poivron ou de la tomate dans un substrat ou dans un sol, amendés avec du

biochar, serait en partie expliquée par la présence de bactéries favorisant la croissance de

la plante (PGPR, plant growth-promoting rhizobacteria) ou d’agents de lutte biologique

(Graber et al., 2010; Kolton et al., 2011). D’autres études mentionnent que la présence de

biochar permettrait d’induire une résistance systémique (IRS, induced systemic

resistance) envers les microorganismes phytopathogènes par la présence de PGPR dans

la rhizosphère des plantes (Elad et al., 2010; Harel et al., 2012). Bien que l’amendement

en biochar puisse permettre l’établissement d’organismes bénéfiques, d’autres semblent

favoriser les organismes pathogènes. Gravel et al. (2013) ont constaté que l’ajout de

biochar pyrolysé à 475°C dans un substrat organique a favorisé le développement du

Pythium ultimum, un agent pathogène, dans différentes cultures de serre (géranium,

basilic, laitue et poivron).

Comme la majorité des microorganismes ne sont pas cultivables en culture pure, les

nouvelles avancées technologiques de séquençage, tel que le pyroséquençage à haut

débit, pourraient accroître nos connaissances sur la diversité microbienne et permettre

d’analyser plus précisément la composition des communautés bactériennes de la

rhizosphère (Schloter et al., 2003; Hartmann et al., 2015). De récentes études ont observé

des changements dans la composition des populations microbiennes du sol en présence

de biochars, et selon les auteurs, ces changements pourraient avoir un impact important

sur les services écosystémiques du sol (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016; Jenkins

et al., 2016).

Certains organismes impliqués dans le cycle de l’azote appartenant aux familles

Bradyrhizobiaceae (Bradyrhizobium, Rhodoblastus, Rhodopseudomonas et Nitrobacter),

Hyphomicrobiaceae (Devosia, Rhodoplanes, Starkeya), Mycobacteriaceae

(Mycobacterium), Nitrosomonadaceae (Nitrosospira, Nitrospira) et Geobacteraceae

(Geobacter) ont été plus abondants dans les sols en présence de biochars (Xu et al.,

2014; Anderson et al., 2011; Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016). D’autres

organismes impliqués dans le cycle du carbone, tels que les organismes appartenant à la

classe Chloroflexi et au genre Flavobacterium de la famille Flavobacteriaceae ont aussi

95

été plus nombreux dans les sols amendés avec du biochar (Chen et al., 2015; Kolton et

al., 2011).

La disponibilité en carbone et en azote et le pH pourraient être des facteurs clés pour les

changements des communautés microbiennes dans le sol (Li et al., 2016; Le et al., 2016),

mais peu de recherches ont été effectuées jusqu’à maintenant sur les effets induits du

biochar sur ces communautés (Ding et al., 2016). L’usage d’outils moléculaires de

nouvelle génération pourrait donc fournir des informations importantes sur le rôle du

biochar dans la modification de la diversité et la structure des communautés bactériennes

de la rhizosphère qui sont impliquées dans le cycle biogéochimique du carbone et de

l’azote (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016). De plus, peu d’études ont permis

d’élucider les effets positifs de différents biochars sur la croissance de la plante, le sol, sur

la biodiversité et la composition des communautés bactériennes, simultanément (De

Tender et al., 2016). Le but de cette étude était donc d’évaluer l’effet de l’ajout de

différents biochars dans un substrat à base de tourbe sur la diversité et la structure des

communautés bactériennes de la rhizosphère après 63 jours de culture de la tomate ou du

poivron.


4.2.1 Description de l’étude

L’analyse des populations bactériennes dans un substrat horticole amendé ou non en

biochar a été effectuée dans les deux expériences en serre présentées au chapitre 3.

Brièvement, les deux expériences ont été conduites une à la suite de l’autre dans une

serre localisée à l’Université Laval (46°46′N, 71°16′O, Québec, CA) durant 63 jours

chacune. La première expérience a débuté en juillet 2014 avec la culture du cultivar Micro-

Tom de tomate et la seconde avec le cultivar Redskin de poivron en octobre 2014. Les

biochars utilisés dans ce chapitre sont les mêmes que ceux présentés à la section 3.2.1

du chapitre 3, c’est-à-dire l’érable pyrolysé à 550°C (M550), l’érable pyrolysé à 700°C

(M700) et le pin pyrolysé à 700°C (P700), dont certaines propriétés physicochimiques ont

été décrites au tableau 2.1 du chapitre 2.

Lors de la préparation des pots (section 3.2.4), un sachet rectangulaire (7 cm longueur x 4

cm largeur) fabriqué à partir d’un moustiquaire en Nitex (ouverture des pores de 50 μm,

Dynamic Aqua Supply Ltd, Colombie-Britannique, CA) a été utilisé pour évaluer facilement

96

la diversité de la communauté bactérienne dans les substrats et empêcher la pénétration

des racines (Wallander et al., 2001). Chaque sachet a été rempli avec le même mélange

de son pot respectif (~28 cm3) et scellé à l’aide d’une scelleuse à impulsion thermique (Fig

4.1). Au début de l’expérience, un sachet par pot a été installé verticalement à une

profondeur de 10 à 17 cm. Les sachets ont été après 63 jours de culture, et ont été

conservés à −80°C dans des sacs Wirl-Pak stériles avant l’extraction de l’ADN.

Fig. 4.1 Sachet en Nitex utilisé pour l’étude des communautés bactériennes

4.2.2 Analyse métagénomique

4.2.2.1 Extraction de l’ADN

L’extraction de l’ADN du sol a été effectuée sur 0,255 g de substrat avec le kit PowerSoil®

DNA Isolation Kit (MO BIO Laboratories, Carlsbad, Californie, É-U) selon les instructions

données par le fabriquant. L’extraction d’ADN des substrats a été réalisée dans les

échantillons ayant reçu la dose complète de fertilisant (n = 4) pour représenter la

composition bactérienne retrouvée en culture commerciale. De plus, les substrats avec

15% de biochar ont été sélectionnés pour évaluer des différences plus marquées entre les

traitements avec biochar et le témoin. La concentration et la qualité de l’ADN ont été

déterminées par spectrophotométrie (NanoVueTM Plus Spectrophotometer, Ge Healthcare,

Buckinghamshire, R-U). L’efficacité d’extraction a varié légèrement entre les différents

traitements (14,6 ± 5,8 ηg μL-1) et n’a pas été influencée par la présence de biochar.

97

4.2.2.2 Quantification des bactéries totales

La quantification des bactéries totales et un test d’inhibition de l’amplification de l’ADN ont

été effectués à l’aide d’un appareil CFX96 (Bio-Rad, Hercules, CA, É-U) par l’équipe de

recherche du Dr Richard Hogue à l’Institut de Recherche et de Développement en

Agroenvironnement (IRDA, Québec, CA). Brièvement, les bactéries totales ont été

quantifiées par les systèmes d’amplifications établis par Fierer et al. (2005) en utilisant le

réactif SYBR green qPCR master mix (Qiagen, Ontario, CA). La qPCR a été effectuée

dans une plaque de 96 puits, et les amorces eub338 (5’-ACT CCT ACG GGA GGC AGC

AG-3’) et eub518 (5’-ATT ACC GCG GCT GCT GG-3’) ont été utilisées à une

concentration de 0,3 μM dans un volume final de 10 μL. Des courbes standard (n = 3) ont

été déterminées à partir d’une quantité connue de fragments d’ADN amplifiés, puis diluée

en série pour obtenir une gamme de 4 Log afin de déterminer le nombre d’unités

d’amplification des échantillons. La qPCR a débuté avec une dénaturation initiale à 95°C

durant 15 min suivie de 39 cycles de dénaturation à 95°C durant 20 sec, appariement à

53°C durant 30 sec et une élongation à 72°C durant 30 sec. L’efficacité d’amplification a

été de 89,5% avec un R2 de 0,992. La présence d’inhibiteur PCR dans les extraits d’ADN

de nos substrats a été testée avec un clone amplifiable avec les amorces M13 du kit Topo

PCR Cloning (Thermo Fisher Scientific) et un système de détection qPCR, mis au point

dans les mêmes conditions, a été utilisé. Une quantité prédéterminée de ce clone a été

ajoutée aux extraits d’ADN de nos échantillons. Aucune inhibition de l’amplification lors de

la PCR n’a été détectée quand les extraits d’ADN des substrats ont été dilués 1:10 avant

l’analyse qPCR.

4.2.2.3 Construction des librairies Illumina

Le séquençage par Illumina MiSeq a été effectué sur la plateforme d’analyses génomique

à l’Institut de biologie intégrative et des systèmes (IBIS) de l’Université Laval (Québec,

CA). L’amplification de la région V6-V8 de l’ADN codant pour l’ARN ribosomique 16S

(ARNr 16S) a été réalisée en utilisant les séquences des régions spécifiques décrites par

Comeau et al. (2011) et en utilisant une approche de deux étapes de PCR (dual-indexed

PCR approach) spécialement conçues pour l’analyse avec Illumina. Les librairies ont été

séquencées en format pairée (paired-end) avec une lecture de 300 bases, soit une

stratégie de 2 x 300 paires de bases de chaque côté du brin d’ADN. Brièvement, le

séquençage des gènes spécifiques a été fusionné aux amorces du séquenceur d’Illumina

98

TruSeq et une PCR a été menée dans un volume total de 50 μL contenant une solution

tampon Q5 concentrée 1X (NEB, Whitby, Ontario, CA), 0,25 μM de chaque amorce, 200

μM de chaque nucléotide (dNTPs), 1 unité (U) de Q5 High-Fidelity DNA polymerase (NEB,

Whitby, Ontario, CA) et 1 μL d’ADNc de référence. La qPCR a débuté avec une

dénaturation initiale à 98°C durant 30 sec, suivie de 35 cycles impliquant chacune une

dénaturation à 98°C durant 10 sec, un appariement à 55°C durant 10 sec, une élongation

à 72°C durant 30 sec et une élongation finale à 72°C durant 2 min. La réaction de la PCR

a été purifiée en utilisant une solution nettoyante (Axygen PCR cleanup kit, Fisher

Scientific, Ontario, Canada). La qualité de la purification PCR produite a été vérifiée sur un

gel à 1% (m/v) d’agarose. La purification PCR a été diluée entre 50 à 100 fois et utilisée

comme gabarit pour une seconde PCR dans le but d’ajouter des séquences

nucléotidiques synthétiques appelées « index » ou « barcodes » (dual-indexed) pour

identifier et combiner plusieurs échantillons dans une même expérience de séquençage.

La programmation de la deuxième PCR a été identique à la première PCR, mais

seulement 12 cycles ont été effectués. Une seconde purification de la deuxième PCR a

été effectuée comme celle de la première PCR et la qualité de la purification a été vérifiée

sur un DNA 7500 Bioanalyzer chip (Agilent) et quantifié par spectrophotométrie

(BioPhotometer, Eppendorf, Ontario, CA) avec une micro cuvette (UVette, Eppendorf,

Ontario, CA). Les « barcodes » des fragments d’ADN amplifiés par PCR (amplicons) ont

été assemblés à une concentration équimolaire pour le séquençage sur Illumina MiSeq.

Les séquences d’oligonucléotides suivants ont été utilisées pour l’étape d’amplification :

V6-V8 forward, amorce spécifique pour la première PCR ;

5’-ACACTCTTTCCCTACACGACGCTCTTCCGATCTACGCGHNRAACCTTACC-3’,

V6-V8 reverse, amorce spécifique pour la première PCR ;

3’-GTGACTGGAGTTCAGACGTGTGCTCTTCCGATCTACGGGCRGTGWGTRCAA-5’,

Forward générique, amorce non spécifique pour la deuxième PCR ;

5’-AATGATACGGCGACCACCGAGATCTACAC[index1]ACACTCTTTCCCTACACGAC-3’,

Reverse générique, amorce non spécifique pour la deuxième PCR ;

3’-CAAGCAGAAGACGGCATACGAGAT[index2]GTGACTGGAGTTCAGACGTGT-5’.

Les amorces utilisées dans ce travail contiennent des séquences d’Illumina spécifiques

protégés par la propriété intellectuelle de Oligonucleotide sequences © 2007-2013

Illumina, Inc. Tout droit est réservé.

99

4.2.2.4 Analyse du séquençage

Les séquences ont été démultiplexées en fonction des étiquettes utilisées une fois que la

qualité du séquençage sur Illumina Miseq a été vérifiée, en déterminant la densité des

clusters et la distribution de la q-score (majoritairement supérieur à 30). Les fragments

forward et reverse ont ensuite été appariés avec QIIME (open-source bioinformatics

pipeline, version 1.9.1) (Caporaso et al., 2010) en utilisant l’outil Fastq-Join avec un

recouvrement minimum de 50 paires de bases (pb). Au total, 587 140 fragments (écart de

7 853 à 21 833 fragments par échantillon) ont été obtenus pour l’ensemble des traitements

des deux cultures en serre (48 échantillons) avec une moyenne de 12 232 fragments par

échantillon.

La qualité des fragments reconstitués a été vérifiée par FastQC et la longueur moyenne

reconstituée a été de 436 pb ± 7 pb. Ensuite, les fragments appariés ont été regroupés et

filtrés en utilisant multiple_split_libraries_fastq.py sous le logiciel QIIME. Les unités

taxonomiques opérationnelles (OTUs) ont été définies par une approche open_reference

en utilisant la base de référence GreenGenes, version 13.8 (DeSantis et al., 2006) et elles

ont été regroupées à 97% de similarité. Les singletons ont été éliminés de la table des

OTUs bactériennes et celle-ci a été filtrée à un taux minimum de 10 séquences par OTU

pour réduire le taux de valeurs nulles dans la table.

La table des OTUs bactériennes a ensuite été normalisée à 4 000 séquences par

échantillon avant d’établir les calculs d’indices de diversité et de la matrice de

comparaison. Cette normalisation a été déterminée à partir des courbes de raréfaction qui

ont permis d’établir une inflexion des courbes et d’estimer un nombre commun de

séquences permettant de comparer les indices de diversité. Les indices de diversité et de

richesse bactériennes utilisés dans cet essai (Faith’s PD (Faith DP, 1992), Chao1 (Chao

A, 1984), Shannon, Simpson) et le nombre d’observations totales d’OTUs ont permis

d’évaluer la richesse bactérienne globale de chaque échantillon (diversité alpha). La

matrice de comparaison permettant de comparer la structure des communautés

bactériennes entre les différents traitements (diversité bêta) a été déterminée par un test

de distance métrique dont le unweighted UniFrac (Lozupone et Knight, 2005) pour obtenir

des analyses en coordonnées principales (PCoA). La distance qui sépare les populations

bactériennes a été visualisée en trois dimensions avec EMPeror sous trois composantes

de l’analyse PCoA (Vazques-Baeza et al., 2013). De plus, un diagramme de Venn a été

100

effectué pour évaluer la quantité d’OTUs partagée entre chaque traitement, et ce, pour

chacune des deux cultures en serre.


Une analyse statistique des indices de diversité bactérienne (Faith’s PD, Chao1, Shannon,

Simpson), le nombre total d’OTUs observé, le nombre d’unités d’amplification de l’ADN

par qPCR et l’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe, de la

famille et du genre ont été effectuées pour chacune des cultures en serre (tomate et

poivron). Les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure Proc Mixed dans

SAS, version 9.3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). L’analyse de la variance

(ANOVA) a été effectuée en bloc aléatoire complet incluant quatre répétitions, quatre

traitements (témoin sans biochar, M550, M700 et P700) et une fertilisation. L’homogénéité

de la variance a été vérifiée par une analyse graphique des résidus et un test Tukey (p <

0,05) a été effectué.

Une analyse statistique non paramétrique ADONIS, basée sur la matrice de comparaison

unweighted Unifrac et calculant un test de similarité R (package «Vegan» sous R) avec un

niveau de signification statistique de p < 0,05, a été effectuée dans QIIME pour comparer

chaque groupe d’espèces bactériennes contenu dans chaque traitement (comparaison de

deux groupes à la fois). Cette analyse a été effectuée dans les deux essais en serre. La

variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a

été estimée avec 999 permutations.

Des corrélations entre les espèces bactériennes de la table des OTUs et les variables

mesurées dans chacun des essais en serre du chapitre 3 (biomasse aérienne, CO2, MBC,

MBN, FDA, pH, PO4, DOC, DIC et DN) ont été effectuées avec le coefficient de corrélation

SPEARMAN dans QIIME. Les corrélations ont été effectuées sur les quatre répétitions où

les variables environnementales ont été mesurées dans chacun des traitements pour les

deux cultures (tomate et poivron). Le niveau de signification des corrélations a été corrigé

par la procédure de Bonferoni (p < 0,05) utilisée dans le cas des comparaisons multiples

(Jobson, 2012).

101

4.3 Résultats

4.3.1 Diversité bactérienne

L’ajout de 15% de biochar dans le substrat tourbeux n’a eu aucun effet significatif sur les

indices de diversité (nombre des OTUs observé, Faith’s PD, Chao1, Shannon et

Simpson), ni sur le nombre d’unités d’amplification de l’ADN pour la culture de la tomate

(Tableau S4.1). Pour la culture du poivron, le nombre d’unités d’amplification de l’ADN a

été deux fois plus élevé dans le traitement M700 que dans le témoin (Fig. 4.2), mais l’écart

entre les deux n’est pas significatif (p > 0,05). L’indice de diversité de Faith’s PD a été plus

élevé (p < 0,05) dans le traitement M700, suivi des traitements M550 et P700,

comparativement au témoin (Fig. 4.2c). L’indice de diversité de Faith’s PD n’a pas été

différent (p > 0,05) entre le traitement M550 et P700 (Fig. 4.2c). Pour les indices de Chao1

et de Shannon, ceux-ci ont été significativement plus élevés dans les traitements M700 et

P700, comparativement au témoin (Fig 4.2 d et e). Aucune différence (p > 0,05) entre le

traitement M550 et le témoin n’a été observée pour les indices de Chao1 et de Shannon

(Fig 4.2 d et e). Comme pour la culture de la tomate, l’indice de Simpson n’a pas été

différent (p > 0,05) entre les traitements biochars et le témoin pour la culture du poivron

(Fig. 4.2f).

102

Fig. 4.2 Effet des différents biochars sur les indices de la diversité bactérienne à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4) et les moyennes des traitements associées à une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

4.3.2 Structure des communautés bactériennes

La plus grande variation entre la structure des communautés bactériennes dans les

différents traitements, en combinant les deux expériences en serre (tomate et poivron)

dans l’analyse principale de coordination (PCoA) présentée à la figure 4.3, est expliquée

par le type de traitement (PC1 = 26%). La communauté bactérienne des traitements

d’érable (M550 et M700) se distingue de celle du témoin et du traitement P700 sur l’axe

PC1 vs PC2 (Fig 4.3a). De plus, une variation de la structure de la communauté

bactérienne entre les deux types de culture a aussi été observée sur l’axe PC1 vs PC2,

103

mais avec une plus faible modification (PC2 = 8%). Les communautés bactériennes des

différents traitements se distinguent dans les quatre quadrants de l’axe PC1 vs PC3 (Fig.

4.3b), et celle-ci s’avère différente selon le test statistique ADONIS (p < 0,05) (Tableau

S4.2).

Fig. 4.3 L’analyse principale de coordination (PCoA) vue sur trois axes (PC1, PC2, PC3) des communautés bactériennes dans les différents substrats à la fin d’une culture de la tomate et du poivron de serre. L’analyse principale de coordination (PCoA) a été basée sur le unweighted UniFrac distance metric. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

Très peu de variation a été observée sur l’axe PC3 (PC3 = 6%) entre le témoin et le

traitement P700, et aussi, entre les deux traitements d’érable M550 et M700, pour les

deux cultures. Selon les diagrammes de Venn (Fig 4.4), le traitement P700 partage un

nombre plus élevé d’OTUs (105 et 128 OTUs; tomate et poivron) avec le témoin que le

traitement M700 (51 et 43 OTUs) et M550 (28 et 33 OTUs).

104

Fig. 4.4 Diagramme de Venn, où chaque ovale présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés à la fin d’une culture de la tomate (a) et du poivron (b) de serre. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

Au niveau de l’abondance relative des OTUs bactériennes, l’ajout de 15% de biochar dans

le substrat tourbeux a eu un effet significatif sur certaines espèces bactériennes (Fig.

S4.1). La proportion des espèces de la classe Actinobacteria, Cytophagia, Flavobacteriia,

Sphingobacteriia, Saprospirae, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et

Gammaproteobacteria a été le plus affectée (p < 0,05) par la présence de biochar dans les

deux cultures en serre (Tableau 4.1). De plus, les classes Acidobacteria-6, Pedosphaerae

et Opitutae ont aussi été affectées (p < 0,05) par la présence de biochar, mais seulement

pour la culture du poivron (Tableau 4.1). Seulement la classe Deltaproteobacteria n’a pas

été influencer (p > 0,05) par la présence de biochar dans le substrat à base de tourbe pour

les deux cultures (Tableau 4.1). Pour la tomate et le poivron, la présence de biochars

M550 et M700 dans le substrat a favorisé davantage (p < 0,05) les espèces de la classe

Cytophagia et Betaproteobacteria comparativement au témoin (Tableau 4.1). À l’inverse,

les proportions des espèces de la classe Flavobacteriia, Sphingobacteriia et Saprospirae

ont été plus faibles (p < 0,05) dans les traitements M550 et M700 que le témoin, pour les

deux cultures (Tableau 4.1). Les espèces de la classe Flavobacteriia ont aussi été plus

faibles dans le traitement P700, mais seulement pour la culture du poivron. De plus,

l’abondance des espèces de la classe Alphaproteobacteria a été significativement plus

faible dans le traitement M550 (16,9% pour la tomate et 21,0% pour le poivron), mais

aucune différence n’est observée entre les traitements M700, P700 et le témoin. L’ajout de

105

biochar P700 dans le substrat a augmenté significativement les espèces de la classe

Gammaproteobacteria comparativement au témoin pour les deux cultures, mais ce

traitement ne diffère pas de M700. Les espèces de la classe Acidobacteria-6,

Actinobacteria et Sphingobacteriia ont également été (p < 0,05) plus élevées dans le

traitement P700 que le témoin, mais uniquement dans la culture du poivron (Tableau 4.1).

Plus spécifiquement, pour la culture du poivron les espèces de la famille Cytophagaceae,

Oxalobacteraceae, et Methylophilaceae ont été significativement plus importantes dans

les traitements d’érable M550 et M700 que dans le témoin (Tableau 4.2). Pour la tomate,

les espèces des familles Oxalobacteraceae dans M550 et Methylophilaceae dans M700

avaient une abondance similaire (p > 0,05) à celle du témoin (Tableau 4.2). Le genre

Devosia a été significativement (p < 0,05) stimulé par tous les traitements biochars chez le

poivron, alors que chez la tomate, seul le traitement M550 a eu un pourcentage d’OTUs

plus élevé que celui du témoin. Le genre Hyphomicrobium a été plus nombreux (p < 0,05)

dans le traitement M700 que le témoin dans les deux cultures. Les espèces du genre

Cellvibrio ont été plus abondantes dans les deux traitements d’érable (M550 et M700) que

le témoin. Le nombre d’espèces du genre Streptomyces a été plus important dans les

traitements M700 et P700 chez la tomate, tandis que chez le poivron, seul le traitement

P700 a significativement favorisé la croissance des espèces de ce genre. De plus, le

genre Rhodanobacter a été plus nombreux (p < 0,05) dans le traitement P700 que le

témoin dans les deux cultures. Enfin, les espèces du genre Flavobacterium ont été

significativement plus abondantes dans le témoin que dans les traitements d’érable pour

les deux cultures, mais aucune différence (p > 0,05) dans le nombre d’espèces de ce

genre n’a été trouvée entre le témoin et le traitement P700 (Tableau 4.2).

106

Tableau 4.1 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100).

TOMATE POIVRON

Phylum Classe Témoin M550 M700 P700 Pr > F Témoin M550 M700 P700 Pr > F

Acidobacteria Acidobacteria_6 2,5 a 1,9 a 1,6 a 2,5 a 0,56 1,7 C 3,3 B 3,4 B 4,5 A ***

Actinobacteria Actinobacteria 2,1 b 2,2 b 4,4 a 3,7 ab ** 3,4 B 7,6 AB 6,5 B 12,0 A ***

Bacteroidetes Cytophagia 1,9 b 32,8 a 18,8 a 0,7 b *** 0,5 C 19,2 A 7,2 B 1,6 C ***

Bacteroidetes Flavobacteriia 4,4 a 0,1 b 0,2 b 7,5 a *** 13,8 A 1,1 B 0,2 B 1,6 B ***

Bacteroidetes Sphingobacteriia 7,9 a 0,7 b 1,0 b 6,4 a *** 5,7 B 0,8 C 1,6 C 8,5 A ***

Bacteroidetes Saprospirae 15,4 a 6,4 b 5,4 b 12,6 a *** 12,4 A 5,2 B 3,6 B 9,2 A ***

Proteobacteria Alphaproteobacteria 25,4 a 16,9 b 21,9 ab 24,1 a ** 32,5 A 21,0 B 30,6 A 31,0 A ***

Proteobacteria Betaproteobacteria 7,0 b 16,6 a 14,3 a 3,7 b *** 5,0 B 18,5 A 17,0 A 4,2 B ***

Proteobacteria Deltaproteobacteria 2,6 a 2,7 a 3,5 a 2,8 a 0,66 1,6 A 2,9 A 3,0 A 2,0 A 0,06

Proteobacteria Gammaproteobacteria 11,5 b 4,5 b 12,4 ab 19,5 a *** 6,9 BC 5,5 C 8,3 AB 9,9 A ***

Verrucomicrobia Opitutae 7,7 a 2,7 a 3,2 a 5,0 a 0,53 4,1 A 2,2 B 3,7 AB 4,0 AB *

Verrucomicrobia Pedosphaerae 1,7 a 1,4 a 1,5 a 2,5 a 0,13 3,8 A 0,9 C 1,0 C 2,1 B ***

Autres bactéries 10,0 11,0 12,0 9,0 8,0 12,0 14,0 9,0 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivie par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test deTukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément pour la tomate et le poivron. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C. p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). OTUs, abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles.

107

Tableau 4.2 Pourcentage des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les différents substrats à la fin de la culture de la tomate et du poivron fertilisée avec la dose recommandé en nutriments (F100).

TOMATE POIVRON Classe Famille Témoin M550 M700 P700 Pr > F Témoin M550 M700 P700 Pr > F

Alphaproteobacteria Sphingobacteriaceae 7,30 a 0,32 b 0,68 b 5,84 a *** 5,18 A 0,48 C 1,29 B 8,06 A ***

Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,74 b 0,98 ab 2,00 a 0,54 b ** 0,19 B 1,36 A 1,71 A 0,18 B ***

Betaproteobacteria Methylophilaceae 0,18 bc 4,48 a 1,46 b 0,06 c *** 0,04 C 6,09 A 1,50 B 0,02 C ***

Cytophagia Cytophagaceae 1,38 b 32,17 a 18,18 a 0,57 b *** 0,39 D 18,57 A 6,93 B 1,38 C *** Classe Genre

Actinobacteria Mycobacterium 0,44 a 0,30 a 0,40 a 0,48 a 0,47 0,37 AB 0,33 B 0,46 AB 0,62 A *

Actinobacteria Streptomyces 0,17 b 0,75 b 1,85 a 1,85 a *** 0,72 B 3,47 B 3,5 B 8,21 A ***

Alphaproteobacteria Bradyrhizobium 0,75 a 0,05 c 0,15 b 0,23 ab * 0,54 A 0,02 B 0,03 B 0,64 A ***

Alphaproteobacteria Devosia 0,77 b 1,52 a 0,76 b 0,57 b *** 0,15 D 1,19 A 0,60 B 0,38 C ***

Alphaproteobacteria Hyphomicrobium 0,09 b 0,10 b 0,34 a 0,11 b *** 0,07 B 0,13 B 0,21 A 0,09 B ***

Alphaproteobacteria Rhodanobacter 1,89 b 0,02 c 0,33 bc 4,91 a *** 0,17 B 0,02 B 0,09 B 0,47 A ***

Alphaproteobacteria Rhodoplanes 5,03 a 4,76 a 5,40 a 5,43 a 0,90 4,34 B 5,49 B 12,05 A 4,04 B ***

Flavobacteriia Flavobacterium 4,37 a 0,04 b 0,13 b 2,72 ab ** 13,47 A 0,52 B 0,17 C 1,41 AB ***

Gammaproteobacteria Cellvibrio 0,01 b 0,28 a 0,17 a 0,01 b * 0,09 B 1,26 A 1,35 A 0,01 B ***

Sphingobacteriia Mucilaginibacter 0,03 b 0,01 b 0,02 b 0,19 a *** 0,03 AB 0,02 AB 0,01 B 0,04 A * Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivie par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C. p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). OTUs, abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles.

108

4.3.3 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées

Selon l’analyse SPEARMAN présentée au tableau 4.3, plusieurs corrélations ont été

observées dans la culture de la tomate et du poivron. Certaines espèces de la classe

Actinobacteria et Cytophagia ont été positivement corrélées (p < 0,05) avec le pH dans les

deux cultures de serre. Aucune corrélation n’a été observée entre les espèces et la

biomasse aérienne des plants de tomate et de poivron (résultats non présentés).

Plus spécifiquement, les espèces appartenant à la famille Cytophagaceae ont été

positivement corrélées (p < 0,05) avec le pH (r = 0,73 et r = 0,83) et le DIC (r = 0,75 et r =

0,93) dans la culture de la tomate et du poivron, respectivement (Tableau 4.3). À l’inverse,

celles de la famille Xanthomonadaceae (Gammaproteobacteria) ont été négativement

corrélées avec ces deux variables (pH, r = − 0,86 et r = − 0,86; DIC, r = − 0,77 et r = −

0,96) dans les deux cultures en serre. Pour ce qui est des espèces appartenant à la

famille Oxalobacteraceae (Betaproteobacteria), celles-ci ont été négativement corrélées

avec la concentration en PO43− et aucune corrélation n’a été observée avec la

concentration en DOC. D’autres espèces de différentes familles présentées dans le

tableau 4.3 ont aussi été corrélées avec les variables environnementales, mais seulement

pour l’une ou l’autre des deux cultures.

109

Tableau 4.3 Coefficients de corrélation SPEARMAN significatifs entre les espèces des familles bactériennes et les variables environnementales de la rhizosphère de la tomate et du poivron.

TOMATE Coefficient de correlation SPEARMAN 1 (r) Classe Famille CO2 pH MBC MBN FDA PO4

3- DOC DIC DN Solibacteres Solibacteraceae

Actinobacteria Streptomycetaceae 0,81 -0,71 0,79 0,75 -0,73 [Saprospirae] Chitinophagaceae 0,79 -0,74 -0,79 0,71

Cytophagia Cytophagaceae 0,73 0,75 -0,72 Alphaproteobacteria Rhizobiaceae Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae Betaproteobacteria Alcaligenaceae -0,76 0,75 Betaproteobacteria Comamonadaceae 0,80 -0,81 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,73 -0,78 0,78

Gammaproteobacteria 211ds20 Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae -0,86 -0,77 0,76

[Pedosphaerae] auto67_4W -0,75 POIVRON Coefficient de correlation SPEARMAN 1 (r)

Classe Famille CO2 pH MBC MBN FDA PO43- DOC DIC DN

Solibacteres Solibacteraceae 0,81 -0,83 Actinobacteria Nocardioidaceae 0,83 -0,82 -0,78 0,86

[Fimbriimonadia] [Fimbriimonadaceae] 0,73 -0,72 0,73 [Saprospirae] Chitinophagaceae

Cytophagia Cytophagaceae 0,72 0,83 -0,87 0,93 Sphingobacteriia Sphingobacteriaceae -0,77 -0,80 0,80 -0,94

TK10 Dolo_23 0,72 0,75 0,72 -0,76 0,82 Alphaproteobacteria Methylocystaceae 0,76 0,84 -0,82 0,76 Alphaproteobacteria Rhizobiaceae -0,74 -0,84 Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae 0,76 0,78 -0,77 -0,76 0,74 0,84 Betaproteobacteria Comamonadaceae 0,82 -0,83 0,72 Betaproteobacteria Methylophilaceae 0,75 -0,73 0,77 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae -0,72 -0,73

Deltaproteobacteria Bacteriovoracaceae 0,80 -0,72 0,75 Gammaproteobacteria 211ds20 0,79 -0,88 0,90 Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae -0,72 -0,86 0,75 -0,96

Opitutae Opitutaceae -0,72 -0,88 Production en CO2 (μL L-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (g kg substrat-1) ; FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol-1 h-1) ; concentration en PO4

3- (mg P kg substrat-1) ; DOC, carbone organique dissous (mg C kg substrat-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg substrat-1) et DN, azote total dissous (mg N kg substrat-1). 1Corrélation des variables environnementales mesurées à la fin de l’expérience en serre avec certaines espèces retrouvées dans les différents traitements avec un niveau de signification corrigé avec Bonferoni à p < 0,05.

110

4.4 Discussion

4.4.1 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes

Plusieurs études rapportent que les propriétés physicochimiques des biochars jouent un

rôle important sur la biologie du sol en modifiant le pH, la disponibilité en carbone et en

azote, le ratio C:N et la CEC (Kolton et al., 2011; Xu et al., 2014; Anderson et al., 2011;

Chen et al., 2015; Zheng et al., 2016), et celles-ci peuvent influencer positivement ou

négativement les communautés microbiennes (Anderson et al., 2011; Chen et al., 2015;

Zheng et al., 2016). Par la grosseur de ses pores, le biochar peut servir d’habitat aux

microorganismes qui les protègent contre les prédateurs du sol (Gul et al., 2015). D’autres

mécanismes peuvent également expliquer comment le biochar pourrait affecter les

microorganismes du sol : (i) en créant des changements dans d’autres communautés

microbiennes modifiant ainsi l’équilibre de la microchaîne trophique (Soil Food Web) et (ii)

en altérant des signaux entre la plante et les microorganismes (Ding et al., 2016).

D’après nos résultats, l’ajout de biochar dans un substrat à base de tourbe a eu un effet

sur la composition des communautés bactériennes et ceux-ci concordent avec ceux

obtenus précédemment dans des substrats horticoles amendés en biochar (Graber et al.,

2010; De Tender et al., 2016). Les indices de diversité plus élevés dans le traitement

M700 en comparaison au substrat sans biochar indiquent que le biochar M700 a favorisé

une plus grande richesse bactérienne dans le substrat à base de tourbe (Fig 4.2). Selon

de récents travaux, le pH et la disponibilité en carbone semblent être les deux facteurs

clés dans les changements de la diversité et de la structure des communautés

bactériennes (Chen et al., 2015; De Tender et al., 2016; Gul et al., 2015; Le et al., 2016;

Muhammad et al., 2014; Zheng et al., 2016). Toutefois, d’autres auteurs rapportent que

l’ajout de biochar a eu un effet nul ou faible sur la diversité et la structure des

communautés microbiennes (Imparato et al., 2016; Jenkins et al.,2016). Jenkins et al.

(2016) n’ont remarqué aucun effet du pH sur la diversité alpha sur l’un des trois sites

expérimentaux amendés avec des granules de biochar (pH 11,6), fabriqué à partir de maïs

d’ensilage et pyrolysé à 1200˚C. Bien que le type de biochar soit un facteur important, le

taux d’application de biochar et l’environnement du sol sont des éléments pouvant

influencer aussi la biodiversité du sol (Jenkins et al., 2016; De Tender et al., 2016). Selon

111

nos résultats présentés au chapitre 3 (Tableaux 3.4 et 3.5), l’ajout de 15% de biochars

d’érable (M550 ou M700) a eu un impact plus important sur le pH que le P700 et le

biochar M700 a permis une meilleure disponibilité en DOC comparativement au P700

dans le substrat à base de tourbe. Malgré une CEC et un ratio C:N plus élevés dans le

biochar P700 que dans les biochars d’érable (Chapitre 2, Tableau 2.1), ces propriétés

chimiques du P700 ne semblent pas avoir influencé considérablement la structure des

communautés bactériennes dans le substrat comparativement au pH des biochars

d’érable. L’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone organique dans

le substrat de tourbe pourraient donc expliquer, en grande partie, la variation entre les

communautés bactériennes des traitements érables par rapport à celles du témoin sans

biochar et du traitement P700 (Fig 4.3).

Bien que le type de traitement ait eu un effet sur la structure des communautés

bactériennes dans le substrat à base de tourbe, l’espèce de plante pourrait elle aussi avoir

un effet sur ces communautés. En effet, une variation faible, mais significative a été

observée entre les communautés bactériennes de la tomate et du poivron (Fig 4.3) et un

nombre plus important d’OTUs a été détecté dans la culture du poivron comparativement

à celle de la tomate (Fig 4.4). Selon certains auteurs, l’espèce de plante pourrait avoir une

influence plus grande sur les communautés microbiennes de la rhizosphère que les

propriétés chimiques du sol (Costa et al., 2006; Burns et al., 2015). La quantité et les

types de rhizodéposition (exsudats racinaires, mucilages, gaz, métabolites et, etc.) de

chaque espèce de plante pourraient expliquer leurs effets sur les communautés

microbiennes du sol (Philippot et al., 2013). Bien que l’analyse des composés organiques

de la rhizosphère n’ait pas été effectuée, nos résultats suggèrent que l’espèce de plante

pourrait avoir eu un effet sur la composition organique dans le milieu et ainsi influencer les

communautés bactériennes. Toutefois, la structure des communautés bactériennes,

présentée à la figure 4.3, démontre que le type de biochar a eu un plus grand impact sur

les populations bactériennes que l’espèce de plante. D’après ces observations, le pH

semble être le facteur principal suivi de la disponibilité en carbone sur les communautés

bactériennes des rhizosphères.

4.4.2 Effet du pH sur la composition des communautés bactériennes

Similairement à l’étude de Burns et al. (2015), des corrélations entre le pH et la

composition des communautés microbiennes ont été constatées dans nos deux essais en

112

serre (Tableau 4.3). En raison du faible pH de la tourbe, les Acidobacteria dominent

généralement les milieux acides (Sun et al., 2014). De plus, Xu et al. (2014) ont constaté

que les Acidobacteria étaient le phylum le plus sensible suite à l’amendement en biochar

dans un sol acide. Le genre Rhodanobacter de la famille Xanthomonadaceae est aussi un

organisme acido-tolérant et croît favorablement à faible pH (Green et al., 2012). L’ajout de

biochar très alcalin pourrait donc avoir eu un effet négatif sur ceux-ci. En effet, une faible

présence des Acidobacteria et du genre Rhodanobacter a été observée dans nos

traitements biochars avec un pH supérieur à 7. De plus, nos résultats semblent concorder

avec ceux de De Tender et al. (2016). Les auteurs rapportent que l’ajout de 1 et 3% de

biochar de chêne pyrolysé à 650°C (pH 10,1) dans un substrat à base de tourbe a diminué

les Acidobacteria. À l’inverse des Acidobacteria, les Actinobacteria semblent préférer des

milieux légèrement plus alcalins. Comme il a été constaté dans une étude précédente (Le

et al., 2016), l’augmentation du pH (pH > 7) dans le substrat à base de tourbe a favorisé

les espèces de la famille Actinobacteria.

4.4.3 Effet de la disponibilité en carbone sur la composition des communautés bactériennes

Comme observé par Le et al. (2016), certaines espèces de la classe Alphaproteobacteria

et Betaproteobacteria ont été positivement corrélées avec la concentration en DOC. Des

espèces du genre Devosia (Alphaproteobacteria) ont montré qu’elles étaient fortement

associées avec le métabolisme du xylose dans différents types de sols (forestier, toundra

et agricole) (Verastegui et al., 2014). D’autres espèces, dont celles de la famille

Cytophagaceae (Cytophagia) et celles du genre Cellvibrio (Gammaproteobacteria) ont la

capacité de dégrader la cellulose (Fonte et al., 2000; McBride et al., 2014), et la

lignocellulose pour les Cellvibrio (Wu et He., 2015). Pour ce qui des espèces du genre

Hyphomicrobium (Alphaproteobacteria) et de la famille Methylophilaceae

(Betaproteobacteria), retrouvées dans une variété d’écosystèmes, celles-ci se

développent bien dans les milieux riches en carbone et surtout en présence de méthanol

et de méthylamine (Oren et Xu., 2014 et Doronina et al., 2014). Il a été rapporté que

certaines souches du genre Methylobacterium de la famille Methylophilaceae peuvent

avoir une association de mutualisme avantageuse avec la plante, en stimulant la

croissance et le développement de la plante par la production de phytohormones (auxine

et cytokinine) (Fedorov et al., 2011). Bien qu’aucune corrélation n’ait été observée entre

ces différents genres bactériens et la concentration en DOC (Tableau 4.3), ceux-ci ont été

113

plus abondants dans les traitements M550 et M700 que dans le témoin et le P700

(Tableau 4.2). Nos résultats semblent indiquer que l’apport de biochars d’érable en

association avec la plante a favorisé une meilleure disponibilité en carbone dans le milieu

et ceci a eu un effet bénéfique sur les groupes de bactéries hétérotrophes. La présence

plus abondante d’organismes hétérotrophes pourrait donc expliquer la respiration plus

élevée dans le substrat amendé de biochars M550 et M700 (Smith et al., 2003) (Chapitre

3, Fig 3.2).

D’après la littérature, la famille Oxalobacteraceae aurait aussi une grande affinité avec la

disponibilité en carbone (Green et al., 2007; Ofek et al., 2012). Green et al. (2007) ont

constaté que la communauté bactérienne associée à la famille Oxalobacteraceae était

fortement influencée par le développement des plants de concombre cultivés dans un

substrat de tourbe et de compost. Selon ces auteurs, la réponse saprophytique de ces

organismes serait directement liée aux exsudats racinaires de la plante. De plus, d’autres

études rapportent que certaines espèces de la famille Oxalobacteraceae ont une forte

affinité avec les champignons mycorhiziens arbusculaires (CMA) (Philippot et al., 2013;

Wang et al., 2016). Il a été démontré que les membres de la famille Oxalobacteraceae

étaient très abondants sur les hyphes des CMA, suggérant que ces bactéries pourraient

jouer un rôle dans la symbiose bénéfique entre ces champignons et les plantes (Scheublin

et al., 2010 ; Taktek, 2015 ; Wang et al., 2016). Toutefois, la colonisation des hyphes de

CMA sur les racines n’a pas été déterminée et aucune vésicule de CMA (Rhizoglomus

irregulare, DAOM 197198) n’a été détectée au niveau des racines de la tomate et du

poivron (résultats non présentés). Le contenu du substrat élevé en phosphore pour la

croissance de ces organismes pourrait en être la cause (Chapitre 3, Tableaux 3.4 et 3.5)

(Warnock et al., 2010).

Les organismes de la famille Streptomycetaceae sont des chimioorganotrophes puisant

leur énergie à partir de composés organiques et s’adaptent à différents pH (Kämpfer et al.,

2014). Parmi les 500 espèces du genre Streptomyces, plusieurs souches sont des agents

de lutte biologique efficaces et d’autres favorisent la croissance de la plante (PGPR).

Plusieurs mécanismes stimulant la croissance de la plante sont utilisés par ces espèces,

toutefois ceux-ci sont encore peu connus (Viaene et al., 2016). Une étude préliminaire sur

une gélose à 10% de TSA (Tryptic soy agar) avec la souche K61 de l’espèce

Streptomyces griseoviridis indique que le biochar P700 stimule la croissance de cette

bactérie (Tableau S4.4). Les résultats obtenus au tableau 4.2 démontrent une tendance

114

similaire in vivo, surtout pour la culture du poivron. Bien que le P700 a démontré un effet

bénéfique pour la croissance des espèces de la famille Streptomyces, d’autres essais sont

nécessaires pour s’assurer que le biochar P700 n’a pas aussi favorisé la croissance

d’espèces pathogènes de la famille Streptomyces (Loria et al., 2006).

4.5 Conclusion

L’apport de biochar d’érable en association avec la plante a favorisé une meilleure

disponibilité en carbone dans le milieu (chapitre 3) et ceci a eu un effet bénéfique sur les

groupes de bactéries hétérotrophes. Les résultats de notre étude suggèrent donc que les

effets du biochar sur la modification des conditions environnementales du substrat à base

de tourbe, dont l’augmentation du pH et une meilleure disponibilité en carbone, peuvent

avoir un effet direct sur la diversité et la structure des communautés bactériennes. De

plus, la présence de biochar dans un substrat à base de tourbe semble favoriser certaines

espèces, incluant celles de la famille Oxalobacteraceae et Methylophilaceae et du genre

Streptomyces, connues pour leur capacité à stimuler la croissance et le développement

des plantes, ou pour leur utilisation comme comme agent de lutte biologique. Par contre,

aucune relation n’a pu être obtenue entre les bactéries du sol et la biomasse des plantes.

Toutefois, les changements apportés dans la composition bactérienne indiquent que

l’amendement de biochar a eu une influence sur le cycle des nutriments et sur la

croissance de la plante. Des études supplémentaires sont donc nécessaires pour mieux

comprendre les mécanismes impliqués dans la stimulation de la croissance et le

développement de la plante en présence de biochar. D’autres essais sont également

nécessaires pour s’assurer que les biochars ne favorisent pas la croissance d’organismes

pathogènes dans le substrat.

115

4.6 Références

Anderson, C.R., Condron, L.M., Clough , T.J., Fiers, M., Stewart, A., Hill, R.A., Sherlock, R.R., 2011. Biochar induced soil microbial community change: Implications for biogeochemical cycling of carbon, nitrogen and phosphorus. Pedobiologia 54, 309–320.

Bardgett, R.D., van der Putten, W.H., 2014. Belowground biodiversity and ecosystem functioning. Nature 515, 505–511.

Burns, J,H., Anacker, B.L., Strauss, S.Y., Burke, D.J., 2015. Soil microbial community variation correlates most strongly with plant species identity, followed by soil chemistry, spatial location and plant genus. AoB Plants 7, plv030.

Caporaso, J.G., Kuczynski, J., Stombaugh, J., Bittinger, K., Bushman, FD., Costello, E.K., et al., 2010. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data. Nature Methods. 7, 335–336.

Chao, A., 1984. Nonparametric Estimation of the Number of Classes in a Population. Scandinavian Journal of Statistics 11, 265–270.

Chen, J., Liu, X., Zheng, J., Zhang, B., Lu, H., Chi, Z., Pan, G., Li, L., Zheng, J., Zhang, X., Wang, J., Yu, X., 2013. Biochar soil amendment increased bacterial but decreased fungal gene abundance with shifts in community structure in a slightly acid rice paddy from Southwest China. Applied Soil Ecology 71, 33–44.

Chen, J., Liu, X., Li, L., Zheng, J., Qu, J., Zheng, J., Zhang, X., Pan, G., 2015. Consistent increase in abundance and diversity but variable change in community composition of bacteria in topsoil of rice paddy under short term biochar treatment across three sites from South China. Applied Soil Ecology 91, 68–79.

Clarke K.R.R., 1993. Non-parametric multivariate analyses of changes in community structure. Australian Journal of Ecology 18, 117–143.

Comeau, A.M., Li, W.K.W., Tremblay, J-E., Carmack, E.C., Lovejoy, C., 2011. Arctic ocean microbial community structure before and after the 2007 record sea ice minimum. PLoS ONE 6, e27492.

Costa, R., Cötz, M., Mrotzek, N., Lottmann, J., Berg, G., Smalla, K., 2006. Effects of site and plant species on rhizosphere community structure as revealed by molecular analysis of microbial guilds. FEMS Microbiology Ecology 56, 236–249.

DeSantis, T.Z., Hugenholtz, P., Larsen, N., Rojas, M., Brodie, E.L., Keller, K., Huber, T., Dalevi, D., Hu, P., Andersen, G.L., 2006. Greengenes, a chimera-checked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARB. Applied and Environnmental Microbiology 72 (7), 5069–5072.

De Tender, C.A., Debode, J., Vandecasteele, B., D’ Hose, T., Cremelie, P., Haegeman, A., Ruttink, T., Dawyndt, P., Maes, M., 2016. Biological, physicochemical and plant health responses in lettuce and strawberry in soil or peat amended with biochar. Applied Soil Ecology 107, 1–12.


Doronina, N., Kaparullina, E., Trotsenko, Y., 2014. The family Methylophilaceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 32.

Elad, Y., David, D.R., Harel, Y.M., Borenshtein, M., Ben Kalifa, H., Silber, A., Graber, E.R., 2010. Induction of systemic resistance in plants by biochar, a soil-applied carbon sequestering agent. Phytopathology 100, 913–921.

Faith, D.P., 1992. Conservation evaluation and phylogenetic diversity. Biological Conservation 61, 1–10.

116

Fedorov, D.N., Doronina, N.V., Trotsenko, Y.A, 2011. Phytosymbiosis of aerobic methylobacteria: new facts and views. Microbiology 80, 443–454.

Fierer, N., Jackson, J.A., Vilgalys, R., Jackson, B., Jackson, R.B., 2005. Assessment of soil microbial community structure by use of taxon-specific quantitative PCR assays. Applied and Environnmental Microbiology 71, 4117–4120.

Fonte, C.M.G.A., Gilbert, H.J., Hazlewood, G.P.., Clarke, J.H., Prates, J.A.M., McKie, V.A., Nagy, T., Fernandes, T.H., Ferreira, L.M.A., 2000. A novel Cellvibrio mixtus family 10 xylanase that is both intracellular and expressed under non-inducing conditions. Microbiology 146, 1959–1967.

Graber, E.R., Harel, Y.M., Kolton, M., Cytryn, E., Silber, A., David, D. R., Tsechansky, L., Borenshtein, M., Elad, Y., 2010. Biochar impact on development and productivity of pepper and tomato grown in fertigated soilless media. Plant and Soil 337, 481–496.

Gravel, V., Dorais, M., Ménard, C., 2013. Organic potted plants amended with biochar: its effect on growth and Pythium colonization. Canadian Journal Of Plant Science 93, 1–11.

Green, S.J., Michel Jr, F.C., Hadar, Y., Minz, D., 2007. Contrasting patterns of seed and root colonization by bacteria from the genus Chryseobacterium and from the family Oxalobacteraceae. The ISME Journal 1, 291–299.

Green, S.J., Prakash, O., Jasrotia, P., Overholt, W.A., Cardenas, E., Hubbard, D., Tiedje, J.M., Watson, D.B., Schadt, C.W., Brooks, S.C., Kostka, J.E., 2012. Denitrifying bacteria from the genus Rhodanobacter dominate bacterial communities in the highly contaminated subsurface of a nuclear legacy waste site. Applied and Environmental Microbiology, 1039–1047.



Hartmann, M., Frey, B., Mayer, J., Mäder, P., Widmer, F., 2015. Distinct soil microbial diversity under long-term organic and conventional farming. The ISME Journal 9, 1177–1194.

Imparato, V., Hansen, V., Santos, S.S., Nielsen, T.K., Giagnoni, L., Hauggaard-Nielsen, H., Johansen, A., Renella, G., Winding, A., 2016. Gasification biochar has limited effects on functional and structural diversity of soil microbial communities in a temperate agroecosystem. Soil Biology and Biochemistry 99, 128–136.

Jaeger, C.H., Lindow, S.E., Miller, W., Clark, E., Firestone, M.K., 1999. Mapping of sugar and amino acid availability in soil around roots with bacterial sensors of sucrose and tryptophan. Applied and Environmental Microbiology 65 (6), 2685–2690.

Jenkins, J.R., Viger, M., Arnold, E.C., Harris, Z.M., Ventura, M., Miglietta, F., Girardin C., Edwards, R.J., Rumpel, C., Fornasier, F., Zavalloni, C., Tonon, G., Alberti, G., Taylor, G., 2016. Biochar alters the soil microbiome and soil function: results of next-generation amplicon sequencing across Europe. Global Change Biology Bioenergy. doi: 10.1111/gcbb.12371.

Jobson, J., 2012. Applied Multivariate Data Analysis: Volume II: Categorical and Multivariate Methods. Springer Science and Business Media.

Kämpfer, P., Glaeser, S.P., Parkes, L., van Keulen, G., Dyson, P., 2014. The Family Streptomycetaceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Actinobacteria. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 42.

Kolton, M., Y, M. Harel, Z. Pasternak, E. R. Graber, Y. Elad, and E. Cytryn. 2011. Impact of biochar application to soil on the root-associated bacterial community structure of fully developed greenhouse pepper plants. Applied and Environmental Microbiology 77, 4924–4930.

Loria, R., Kers, J., Joshi, M., 2006. Evolution of plant pathogenicity in Streptomyces. Annual Review of Phytopathology, doi: 10.1146/ annurev.phyto.44.032905.091147.

117

Le, H.T., Ho, C.T., Trinh, Q.H., Trinh, D.A., Luu, M.T.N., Tran, H.S., Orange, D., Janeau, J.L., Merroune, A., 2016. Responses of aquatic bacteria to terrestrial runoff: effects on community structure and key taxonomic groups. Frontiers in Microbiology. doi: 10.3389/fmicb.2016.00889.


Li, J-G., Shen, M-C., Hou, J-F., Li, L., Wu, J-X., Dong, Y-H., 2016. Effect of different levels of nitrogen on rhizosphere bacterial community structure in intensive monoculture of greenhouse lettuce. Scientific Reports. 6:25305 | doi: 10.1038/srep25305.

Lozupone, C., Knight, R., 2005. UniFrac : A new phylogenetic method for comparing microbial communities. 71, 8228–8235.

McBride, M.J., Liu, W., Lu, X., Zhu, Y., Zhang, W., 2014. The Family Cytophagaceae. Dans : Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Other Major Lineages of Bacteria and the Archaea. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 44.

Muhammad, N., Dai, Z., Xiao, K., Meng, J., Brookes, P.C., Liu, X., Wang, H., Wu, J., Xu, J., 2014. Changes in microbial community structure due to biochars generated from different feedstocks and their relationships with soil chemical properties. Geoderma 226–227, 270–278.

Harel, Y.M., Kolton, M., Elad, Y., Rav-David, D., Cytryn, E., Borenshtein, M., Shculchani, R., Graber, E.R., 2012. Biochar impact on plant development and disease resistance in pot trials. Biological Control of Fungal and Bacterial Plant Pathogens, IOBC-WPRS Bulletin 78, 141–147.

Ofek, M., Hadar, Y., Minz, D., 2012. Ecology of root colonizing Massilia (Oxalobacteraceae). PlosOne 7 (7), e40117

Oren, A., Xu, X-W., 2014. The Family Hyphomicrobiaceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 11.

Philippot, L., Raaijmakers, J.M., Lemanceau, P., van der Putten, W.H., 2013. Going back to the roots: the microbial ecology of the rhizosphere. Nature Reviews Microbiology 11, 789–799.

Scheublin, T.R., Sanders, I.R., Keel, C., van der Meer, J.R., 2010. Characterisation of microbial communities colonising the hyphal surfaces of arbuscular mycorrhizal fungi. The ISME Journal 4, 752–763.

Schloter, M., Dilly, O., Munch, J.C., 2003. Indicators for evaluating soil quality. Agriculture Ecosystems and Environment 98, 255–262.

Smith, K.A., Ball, T., Conen, F., Dobbie, K.E., Massheder, J., Rey, A., 2003. Exchange of greenhouse gases between soil and atmosphere: interaction of soil physical factors and biological processes. European Journal of Soil Science 54, 779–791.

Sun, H., Terhonen, E., Koskinen, K., Paulin, L., Kasanen, R., Asiegbu, F.O., 2014. Bacterial diversity and community structure along different peat soils in boreal forest. Applied Soil Ecology 74, 37–45.

Taktek, S., Trépanier, M., Servin, P.M., St-Arnaud, M., Piché, Y., Fortin, J-A., Antoun, H., 2015. Trapping of phosphate solubilizing bacteria on hyphae of the arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis DAOM 197198. Soil Biology and Biochemistry 90, 1–9.

Vázquez-Baeza, Y., Pirrung, M., Gonzalez, A., Knight, R., 2013. EMPeror: a tool for visualizing high-throughput microbial community data. GigaScience. 2, 16.

Verastegui, Y., Cheng, J., Engel, K., Kolczynski, D., Mortimer, S., Lavigne, J., Montalibet, J., Romantsov, T., Hall, M., McConkey, B.J., Rose, D.R., Tomashek, J.J., Scott, B.R., Charles, T.C., Neufeld, J.D., 2014. Multisubstrate isotope labeling and metagenomic analysis of active soil bacterial communities. mBio 5(4):e01157-14. doi:10.1128/mBio.01157-14.

Viaene, T., Langendries, S., Beirinckx, S., Maes, S., Goormachtig, S., 2016. Streptomyces as a plant’s best friend? FEMS Microbiology Ecology 92 (8), 1–10.

Wallander, H., Nilsson, L.O., Hagerberg, D., Bååth, E., 2001. Estimation of the biomass and

118

seasonal growth of external mycelium of ectomycorrhizal fungi in the field. New Phytologist 151, 753–760.

Wang, F., Shi, N., Jiang, R., Zhang, F., Feng, G., 2016. In situ stable isotope probing of phosphate-solubilizing bacteria in the hyphosphere. Journal of Experimental Botany 67 (6) 1689–1701.

Warnock, D.D., Mummey, D.L., McBride, B., Major, J., Lehmann, J., Rillig, M.C., 2010. Influences of non-herbaceous biochar on arbuscular mycorrhizal fungal abundances in roots and soils: Results from growth-chamber and field experiments. Applied Soil Ecology 46, 450–456.

Wu, Y-R., He, J., 2015. Characterization of a xylanaseproducing Cellvibrio mixtus strain J3-8 and its genome analysis. Scientific Reports. 5:10521 | doi: 10.1038/srep10521


Zheng, J., Chen, J., Pan, G., Liu, X., Zhang, X., Li, L., Bian, R., Cheng, K., Zheng, J., 2016. Biochar decreased microbial metabolic quotient and shifted community composition four years after a single incorporation in a slightly acid rice paddy from southwest China. Science of the Total Environment 571, 206–217.

119

Chapitre 5

5.0 Effets de différents biochars sur les communautés

bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de

gaz à effet de serre et les propriétés physicochimiques et

biologiques du sol

Sommaire

L’amendement en biochar peut atténuer les émissions des gaz à effet de serre en influençant les propriétés physicochimiques du sol. Cependant, son effet concomitant sur les communautés microbiennes est peu connu. L’objectif de cette étude était d’évaluer l’effet de quatre différents biochars présenté au chapitre 2 [écorces d’érable pyrolysés à 400°C (M400), 550°C (M550) et 700°C (M700) et copeaux de pin pyrolysés à 700°C (P700)] sur les communautés bactériennes et leur relation avec l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) et sur les propriétés physicochimiques et biologiques d’un sol minéral. Un sol argileux a été amendé avec 5% (en masse) de biochar et enrichi avec ou sans compost (4% m/m) et humidifié à 70% de la saturation des pores en eau. Les microcosmes ont été incubés dans une chambre d’incubation, à température et à humidité constantes durant 338 jours. De plus, une étude en parallèle de 343 jours a été effectuée pour évaluer la disponibilité de l’azote dans le sol amendé en biochar à l’aide d’un marqueur isotopique (15N). Dans cette deuxième étude, l’humidité du sol a été ajustée à 60% de la saturation des pores en eau. Les résultats ont montré que l’ajout de biochar a significativement affecté les propriétés chimiques du sol argileux au cours de l’étude d’incubation de 338 jours. Toutefois, aucun effet sur la disponibilité de l’azote (minéralisation, nitrification et immobilisation) n’a été observé dans tous les traitements. L’activité enzymatique et les émissions en CO2 et en N2O ont été significativement plus faibles dans tous les traitements biochars comparativement au témoin sans amendement. La production de CH4 a varié selon le type de biochar, mais les concentrations ont été relativement faibles dans tous les traitements. La présence de compost a permis une meilleure disponibilité en carbone dans le sol favorisant une meilleure activité biologique et permettant une meilleure atténuation des émissions en N2O, et ce, principalement dans le témoin. L’ajout de compost a eu un effet plus marqué sur les communautés bactériennes que l’amendement en biochar. Cependant, une distinction entre les populations bactériennes des traitements biochars et le témoin a été constatée au jour 338 de l’incubation. Selon le type du biochar, l’abondance et les changements dans la composition bactérienne du sol amendé en biochar, au jour 338, ont été négativement ou positivement corrélés avec certaines propriétés chimiques et biologiques du sol (le pH, les émissions en CO2, l’activité enzymatique (FDA), le contenu du sol en C et en N et le ratio C:N). Les résultats suggèrent donc que l’ajout de biochar peut modifier les propriétés physicochimiques du sol et changer la composition des communautés bactériennes en stimulant la croissance de certaines bactéries impliquées dans cycle de l’azote et du carbone. De plus, selon la nature de la biomasse du biochar, celui-ci peut influencer différemment les populations bactériennes du sol.

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5.1 Introduction

Voyant les effets bénéfiques potentiels du biochar sur la santé et la productivité du sol et

sur la séquestration du carbone dans le sol, les études sur le biochar ont été très

intensives depuis ces dernières années. À ce jour, les effets bénéfiques du biochar suite à

son ajout dans les sols agricoles sont: d’augmenter le pH et la capacité d’échange

cationique (CEC) du sol, d’améliorer la rétention en eau et la porosité du sol, permettre

une meilleure rétention des éléments minéraux, de réduire le lessivage des nutriments et

d’atténuer les émissions des gaz à effet de serre (Lehmann et al., 2011; Ding et al., 2016).

De plus, l’amendement en biochar peut avoir un effet significatif sur l’activité et les

communautés microbiennes du sol et affecter les cycles biogéochimiques de l’azote et du

carbone (Ding et al., 2013; Gul et al., 2015; Muhammad et al., 2014). Par exemple, l’ajout

de biochar peut altérer les processus biologiques dans le sol tels que la minéralisation,

l’immobilisation et la nitrification de l’azote en affectant les communautés bactériennes du

sol impliquées dans ces processus (Abujabhah et al., 2016a ; Nelissen et al., 2012 ;

2015). Toutefois, son effet diverge selon la nature de la biomasse et les conditions de la

pyrolyse lors de la production du biochar (Ding et al., 2016; Harter et al., 2014;

Muhammad et al., 2014).

Selon la littérature, des effets positifs, nuls et négatifs sur les émissions de gaz à effet de

serre ont été rapportés suite à l’amendement en biochar (Agegnehu et al., 2015, 2016;

Kammann et al., 2012; Nelissen et al., 2014; Spokas et Reicosky, 2009; Yu et al., 2013).

Malgré les variations des propriétés physicochimiques des différents biochars, plusieurs

études ont observé que l’amendement en biochar peut réduire les émissions en N2O et

créer des changements au niveau de la composition des communautés microbiennes.

(Cayuela et al., 2014; Harter et al., 2014; 2016; Xu et al., 2014). Cependant, la majorité

des études ont été effectuées avec un seul type de biochar et souvent sur de courtes

périodes (< 6 mois) d’incubation (Harter et al., 2014; Gul et al., 2015). Sachant que les

propriétés du biochar peuvent évoluer au cours du temps dans le sol (Heitkotter et

Marschner, 2015), la composition des communautés microbiennes pourrait aussi être

modifiée. De plus, le degré d’évolution du biochar au cours du temps va dépendre non

seulement du type de biochar, mais aussi du type de sol et des conditions climatiques

(Heitkotter et Marschner, 2015). D’autre part, les changements des propriétés

121

physicochimiques et biologiques du sol par le biochar peuvent être dynamiques dans le

temps, de sorte que les changements à court terme peuvent ne pas être indicatifs des

conditions à plus long terme (Gul et al., 2015).

Une récente méta-analyse révèle que l’ajout de biochar produit par pyrolyse lente à des

températures variant de 300°C et 600°C a généralement augmenté certaines propriétés

physicochimiques du sol telles que le pH et la CEC et ainsi que l’abondance et la diversité

des communautés microbiennes (Gul et al., 2015). La nature des composés carbonés du

biochar peut aussi influencer la croissance et l’activité microbienne sur la surface du

biochar dans le sol. Certains biochars peuvent même rendre inaccessible la disponibilité

de certains nutriments et diminuer la croissance des microorganismes. L’ajout d’un

amendement organique avec le biochar pourrait limiter l’appauvrissement en nutriments

dans le milieu et permettre le maintien d’une activité microbienne élevée dans le sol

(Agegnehu et al., 2016; Gul et al., 2015).

Les relations entre les communautés bactériennes, les processus biologiques et les

changements au niveau des propriétés physicochimiques du sol et l’atténuation des

émissions de gaz à effet de serre sont encore mal comprises (Abujabhah et al., 2016a;

Gul et al., 2015; Ding et al., 2016). Le biochar perdurant de nombreuses années dans le

sol, son effet sur l’activité microbienne pourrait persister à long terme et avoir un impact

direct sur le fonctionnement du cycle de l’azote et du carbone (Ding et al., 2013; Gul et al.,

2015).

L’objectif de cette présente étude était d’évaluer l’effet de quatre différents biochars sur les

communautés bactériennes et leur effet concomitant sur l’atténuation des émissions des

gaz à effet de serre (CO2, CH4 et N2O) et sur les propriétés physicochimiques et

biologiques d’un sol argileux, en milieu contrôlé durant une année. De plus, une étude en

parallèle a été effectuée pour évaluer la disponibilité et les taux bruts de transformation de

l’azote dans le sol amendé en biochar au cours d’une année, à l’aide d’un marqueur

isotopique (15N).

122


5.2.1 Biochars et sol

Parmi les biochars présentés à la section 2.2.1, quatre biochars ont été sélectionnés pour

évaluer l’effet de leurs propriétés physicochimiques sur la dynamique du carbone et de

l’azote et sur les populations bactériennes du sol. Les biochars d’érable produits à 400°C

(M400), 550°C (M550) et 700°C (M700) et celui de pin produit à 700°C (P700) ont été

sélectionnés. Les biochars ont été tamisés à 2 mm et les propriétés physicochimiques des

biochars sont présentées au tableau 2.1.

Un sol argileux (argile limoneuse de la série Kamouraska) a été échantillonné à une

profondeur de 0 – 15 cm après une récolte de blé à l’automne 2013 sur une ferme

expérimentale d’Agriculture et Agroalimentaire Canada (46°47′N, 71°08′O, Québec, CA).

La caractérisation de ce sol a été décrite dans l’étude de St-Luce et al. (2014). Le sol frais

a été tamisé à 6 mm, séché à l’air et ensuite tamisé à 2 mm avant la préparation des

mélanges.

5.2.2 Préparation des mélanges de sol

Au total, 10 mélanges (traitements) ont été préparés avec les différents biochars

sélectionnés. Du compost de la compagnie Fafard, décrit au chapitre 2 (section 2.2.2) a

été utilisé dans la moitié des traitements pour augmenter la disponibilité du carbone

disponible pour les microorganismes du sol (Gul et al., 2015). Les mélanges de sol ont été

préparés comme suit : sol, sol et biochar (5%, m/m), sol + compost (3,8%, m/m), et sol +

biochar (5%, m/m) + compost (3,8%, m/m). En général, 2% (m/m) de biochar est appliqué

au champ (24 t ha-1), mais pour amplifier l’effet du biochar sur les propriétés

physicochimiques et biologiques du sol, une dose de 5% (m/m) a été utilisée dans cette

étude. Le sol a été vigoureusement mélangé avec le biochar et/ou le compost. Le pH de

chaque mélange a été ajusté à un pH entre 6,5 et 7,1 avec de la chaux hydratée

(Ca(OH)2) au besoin (1,7 – 2,5 g kg sol-1) pour minimiser l’écart de pH dans tous les

traitements. La caractérisation des traitements est présentée dans le matériel

supplémentaire, au tableau S5.1.

123

5.2.3 Incubation – Expérience I

Une première étude d’incubation de 338 jours a été réalisée à l’aide d’un dispositif en bloc

aléatoire complet et quatre répétitions de chaque traitement de sol ont été préparées pour

chacune des sept dates d’échantillonnages (9, 16, 23, 44, 86, 170 et 338 jours).

Des cylindres en polychlorure de vinyle (PVC), d’un volume de 104,1 cm3 (Ø 4,70 cm et

hauteur 6 cm), ont été utilisés pour établir une masse volumique apparente connue pour

tous les traitements et ainsi permettre des émissions de gaz qui reflètent le plus possible

celles mesurées au champ (Guo et al., 2012). Une membrane de géotextile a été installée

au fond de chaque cylindre pour retenir le sol. Dans chaque cylindre, 100 g de mélange

sec a été ajouté et la masse volumique apparente a été ajustée à 1,00 g cm-3, excepté le

traitement P700, avec ou sans compost, où celle-ci a été de 0,98 g cm-3 (masse volumique

apparente du biochar P700 plus faible que les autres biochars (voir la caractérisation des

biochars au chapitre 2, tableau 2.1). La raison du choix d’une masse volumique apparente

comprise entre 0,98 et 1,00 g cm-3 était d’avoir des conditions similaires à un sol ayant

subi un travail minimal. Les mélanges de sols contenus dans chaque cylindre ont été

humectés avec de l’eau distillée par remontée capillaire. Les échantillons ont été placés

dans un bac rempli d’eau et laissés durant 24 heures. Une fois les sols bien saturés en

eau, ils ont été ressuyés par gravimétrie et le contenu du sol en eau a été ajusté à 70%

saturation des pores en eau (SPE) pour favoriser le processus de dénitrification (Linn et

Doran, 1984). Une masse volumique réelle de 2,65 g cm-3 a été utilisée pour calculer la

SPE (Linn et Doran, 1984). Chaque cylindre a été déposé dans un pot Masson de 500 mL

et recouvert d’un couvercle percé (Ø 0,5 cm) pour permettre un échange d’air et minimiser

l’évaporation durant l’incubation. Des essais préliminaires ont été effectués pour s’assurer

d’un bon échange gazeux entre l’air à l’intérieur et à l’extérieur du pot (données non

présentées).

Au total, 280 unités ont été préparées (10 traitements x 7 dates d’échantillonnages x 4

répétitions) et installées sur des étagères dans une chambre d’incubation à l’obscurité

avec une température ambiante de 22°C et une humidité relative à 80%. Les traitements

ont subi une préincubation de 14 jours afin de permettre une stabilisation de l’activité

biologique du sol (Farrel et al., 2013). Après la préincubation, un volume de 3 mL d’une

solution fertilisante (NH4NO3, 35 μg N g sol sec-1; K2HPO4, 24 μg P g sol sec -1 et 31 μg K g

124

sol sec -1) a été administré dans chaque traitement aux jours 0, 84, 168 et 252 de

l’expérience pour activer le processus de dénitrification. La solution fertilisante a été

appliquée dans tout le profil du sol à l’aide d’une multiseringue composée de dix aiguilles

(Fig. 5.1) pour permettre une distribution uniforme de la fertilisation et pour garder le sol

intact. À tous les 14 jours durant l’incubation, l’humidité du sol a été ajustée à l’aide d’une

balance avec de l’eau distillée (~ 3 mL).

À chaque date d’échantillonnage, les cylindres ont été retirés de l’expérience et le sol a

été vigoureusement mélangé avec une spatule avant l’échantillonnage destructif.

Fig. 5.1 Schéma et photo de la multiseringue à dix aiguilles construite pour l’application uniforme de la solution fertilisante.

5.2.3.1 Analyses chimiques

Pour déterminer le pH du sol, 10 g de sol frais ont été agités dans 20 mL d’eau durant une

heure suivie d’un repos de 30 minutes. La lecture a été prise une minute après avoir

inséré l’électrode dans la solution du sol pour s’assurer d’une stabilité du pH.

Pour déterminer la concentration minérale en NO3- et NH4

+, 5,0 g de sol frais ont été pesés

et extraits dans 25 mL d’une solution KCl à 2,0 M selon la méthode proposée par Maynard

et al. (2008). Brièvement, les échantillons ont été agités à 160 oscillations par minutes

dans la solution KCl 2,0 M durant 30 minutes, puis centrifugés à 10 000 rpm durant 10

minutes et filtrés (410 VWR). Les extraits ont été congelés à −20°C avant d’être analysés

125

par colorimétrie à l’aide d’un analyseur automatique (QuickChem® FIA+ 8000 Series,

Lachat Instrument, Colorado, É.-U.).

Pour déterminer la concentration en carbone organique dissous (DOC), en carbone

inorganique dissous (DIC) et en azote total dissous (DN), 6,5 g de sol frais ont été pesés

et extraits avec 20 mL de CaCl2 à 0,005M selon la méthode de Chantigny et al. (2012)

légèrement modifiée. Brièvement, les échantillons ont été agités sur un agitateur

réciproque à 160 oscillations par minute dans la solution de CaCl2 durant 60 minutes,

centrifugés à 10 000 rpm durant 10 minutes et filtrés à l’aide d’un filtre à disque de type

NynafloTM (0,45 μm grosseur des pores). Les extraits ont été quantifiés par combustion

(700°C) dans les 24 heures suivant la filtration avec un analyseur TOC-TN (Shimadzu

Total Organic Carbon-Visionary Series; TOC-VCPH + TNM-1, Maryland, É.-U.).

Pour déterminer la concentration en carbone total (Ctot) et en azote total (Ntot), 0,2 g de sol

préalablement séché à l’air et broyé (< 150 μm) a été encapsulé dans une capsule d’étain

(compagnie Sercon, Cheshire, R.-U.) et analysé par combustion par un analyseur

élémentaire MACRO (vario MACRO CNS, Hanau, DE). Le ratio C:N a été calculé avec les

valeurs obtenues de Ctot et Ntot.

5.2.3.2 Analyses biologiques

Le taux d’hydrolyse de la fluorescéine diacétate (FDA) a été déterminé pour estimer

l’activité enzymatique totale dans le sol frais. Le carbone et l’azote de la biomasse

microbienne (MBC, MBN) ont été déterminés par la méthode de fumigation-extraction au

chloroforme. Cette méthode et l’hydrolyse de la FDA ont été décrites précédemment à la

section 2.2.3.2.

5.2.3.3 Analyses des gaz (CO2, CH4 et N2O)

L’échantillonnage d’air dans chaque pot a été prélevé hebdomadairement après la période

de préincubation, et ce, jusqu’à la fin de l’incubation (338 jours). De plus, 24 h après

chaque évènement de fertilisation (section 5.2.3), un échantillonnage d’air plus rapproché

a été effectué, c’est-à-dire aux jours 1, 3, 5, 7 et 9 suivant la fertilisation. La même

procédure d’échantillonnage que celle présentée au chapitre 2 (section 2.3.3.3) a été

utilisée. Les émissions de gaz ont été calculées selon l’équation des émissions en N2O qui

126

est présentée à la section 2.3.3.3 et le cumulatif des émissions a été calculé par une

interpolation linéaire entre les dates d’échantillonnage.

5.2.3.4 Analyses métagénomiques

L’extraction de l’ADN du sol a été effectuée sur 0,28 g de sol frais, préalablement congelé

à −80°C dans un sac Wirl-Pak stérile, avec le kit PowerSoil® DNA Isolation Kit (MO BIO

Laboratories, Carlsbad, Californie, É.-U.) selon les instructions données par le fabriquant.

L’extraction de l’ADN a été réalisée le jour 44 et le jour 338 de l’incubation dans tous les

traitements (n = 4). La concentration et la qualité de l’ADN ont été déterminées par

spectrophotométrie (NanoVueTM Plus Spectrophotometer, Ge Healthcare,

Buckinghamshire, R-U). L’efficacité d’extraction a légèrement varié entre les traitements

(15,5 ± 0,7 ηg μL-1).

La quantification des bactéries totales et la construction des librairies Illumina ont été

effectuées de la même façon que celles présentées au chapitre 4 (sections 4.2.2.2 et

4.2.2.3). Brièvement, la préparation des échantillons a été préparée en collaboration avec

l’équipe de Richard Hogue de l’Institut de Recherche et de Développement en

Agroenvironnement (IRDA, Québec, CA). Le séquençage par Illumina MiSeq a été

effectué sur la plateforme d’analyses génomiques à l’Institut de biologie intégrative et des

systèmes (IBIS) de l’Université Laval (Québec, CA), en utilisant la stratégie 2 x 300 paires

de bases de chaque côté du brin d’ADN et la région V6-V8 du 16SrARN a été ciblée

(section 4.2.2.3). De plus, l’analyse du séquençage a été effectuée de la même façon que

celle présentée à la section 4.2.2.4 du chapitre 4.

5.2.4 Incubation – Expérience II

Une deuxième étude d’incubation a été réalisée selon le même dispositif présenté à la

section 5.2.2. Deux séries des dix traitements de sol par date d’échantillonnage (0 et 343

jours), présentés à la section 5.2.2, ont été préparées incluant 4 répétitions (2 séries x 10

traitements x 2 dates d’échantillonnages x 4 répétitions) pour un total de 160 unités.

Comme décrit à la première expérience (section 5.2.3), 100 g de mélange sec a été

déposé dans un cylindre en PVC avec une masse volumique apparente entre 0,98 g cm-3

et 1,00 g cm-3 et humecté par remontée capillaire (section 5.2.3). Le contenu du sol en eau

a toutefois été ajusté à 60% SPE pour permettre une activité microbienne maximale entre

la nitrification et la dénitrification (Bateman et Baggs, 2005). Une fois l’humidité du sol

127

ajusté, chaque cylindre a été déposé dans un pot Masson de 500 mL et recouvert d’un

couvercle percé (Ø 0,5 cm).

Les 160 microcosmes ont été installés dans une chambre d’incubation à l’obscurité dans

les mêmes conditions que la section 5.2.3. Une préincubation de 14 jours a aussi été

effectuée et le contenu du sol en eau a été ajusté à l’aide d’une balance tous les 14 jours

durant l’incubation.

Au jour 0, les deux séries de traitements ont reçu 3 mL d’une solution fertilisante de

NH4NO3 (35 μg N g sol-1). De plus, la première série a été enrichie de NH415NO3 (20 atom

%) et la deuxième de 15NH4 NO3 (20 atom %). Au jour 343, les deux autres séries ont été

traitées de manière identique au jour 0. Ces deux dates de fertilisation permettaient

d’évaluer si le vieillissement du biochar peut affecter la disponibilité de l’azote. La solution

fertilisante a été appliquée avec une multiseringue de la même façon qu’à la section 5.2.3

(Luxhøi et al., 2004). Deux échantillonnages de sol ont été effectués dans la même unité

après 3 h (T1) et 24 h (T2) suivant l’application d’engrais. À l’aide d’une spatule, une

moitié du cylindre a été prélevée (T1) laissant l’autre moitié du sol intact pour le deuxième

prélèvement (T2). Pour chaque période de prélèvement de sol (T1 et T2), 25 g de sol a

été immédiatement pesé dans un tube stérile de 15 mL (Cryogenic Vial, Thermo Scientific

Nalgene) et déposé dans un réservoir d’azote liquide pour arrêter l’activité biologique. Les

tubes ont ensuite été conservés à −80°C durant un maximum de trois mois avant d’être

analysés. Après 24 heures, un échantillon de 10 g de sol de chaque unité a été prélevé et

séché dans une étuve à 105°C durant 24h pour déterminer le taux d’humidité.

5.2.4.1 Analyses chimiques

Le pH du sol a été déterminé 24 heures après la fertilisation, tel que décrit à la section

5.2.3.1. La concentration minérale en NH4+ et NO3

− des échantillons de sol (25 g),

préalablement congelés à −80°C, a été déterminée par une extraction dans 125 mL de

2,0M KCl (ratio 1 : 5). La procédure d’extraction et celle de quantification utilisées sont les

mêmes que celles présentées à la section 5.2.3.1. Les concentrations en NH4+ et NO3

− ont

permis de connaître le volume d’extrait à utiliser pour obtenir une concentration d’environ

100 μg N pour l’étape de diffusion du 15NH4+ et du 15NO3

− (section 5.2.4.2).

128

5.2.4.2 Technique de diffusion 15N

La technique de diffusion pour collecter le 15N du NO3− et du NH4

+ dans les extraits de KCl

a été effectuée selon la méthode de Brooks et al. (1989). Brièvement, le 15NH4 a été

diffusé par l’ajout de 0,2 g de MgO dans l’extrait de KCl (volume final de 50 mL) déposé

dans un pot Masson de 250 mL. Dix microlitres de 2,5 M KHSO4 a été ajouté sur un

disque de fibre de verre (Whatman #934-AH) accroché au-dessus de la solution par un

crochet en acier inoxydable préalablement collé sous le couvercle du pot. Le pot a été

rapidement fermé et incubé à la température de la pièce (~ 21°C) durant 7 jours. Le

disque acidifié a été retiré et le pot a été gardé semi-ouvert durant 24 h pour laisser

échapper le NH4+ résiduel avant de passer à l’étape de diffusion du 15NO3

−. Dans le même

pot, 0,4 g d’alliage de Dervarda et deux gouttes de surfactant (0,3% Brij-35) ont été

ajoutés dans le pot pour l’étape 15NO3−. Un nouveau disque de fibre de verre avec 10 µL

de 2,5 M KHSO4 a été accroché au crochet du couvercle et enlevé après 7 jours

d’incubation. Pendant l’incubation, les pots de chacune des deux étapes ont été brassés

délicatement (mouvement rotatif) aux jours 2 et 5 de l’incubation afin de remettre en

suspension le MgO et l’alliage de Dervada.

Les disques acidifiés ont été séchés à 40°C durant 25 minutes dans une étuve et

conservés dans un tube Eppendorf (1,5 mL) avant d’être encapsulés dans une capsule

d’étain. Le contenu du sol en N et le ratio 15N / 14N de chaque échantillon ont été

déterminés par spectrométrie de masse à rapport isotopique (Finningan Delta V Plus

Isotope Ratio Mass Specrometer with Conflo IV interface, Thermo Electron, Bremen, DE)

couplé à un analyseur élémentaire (Flash 2000 Elemental Analyzer, Thermo Fisher

Scientific, Delft, NL). Les taux bruts de minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans

chaque échantillon ont été calculés à partir des équations fournies par Kirkham et

Bartholomew (1954) quand le taux d’immobilisation est plus grand que celui de la

minéralisation. Ces équations sont présentées ci-dessous:

Minéralisation (mg N kg-1 j-1) =

Immobilisation (mg N kg-1 j-1) =

129

où Mo et M sont la quantité de NH4-N total en masse (mg N kg-1) provenant du traceur

(15NH4NO3) et du non-traceur (NH4NO3) après le premier (T1) et le deuxième temps (T2)

d’analyse de sol, respectivement; Ho et H sont la quantité de NH4-N (mg N kg-1) provenant

seulement du traceur (15NH4NO3) après le premier (T1) et le deuxième temps d’analyse

(T2) de sol, respectivement ; ΔT est l’intervalle de temps entre les deux lectures (T2 –

T1). Le taux brut de nitrification (mg N kg-1 j-1) a été calculé à partir de l’équation de la

minéralisation en remplaçant les valeurs du traceur 15NH4NO3 par NH415NO3 (Barraclough,

1991).

5.2.4.3 Abondance du 15N

La concentration en azote totale (Ntot) dans le sol a été déterminée de la même façon que

celle utilisée à la section 5.2.3.1. Les concentrations en NH4+ et NO3

− obtenues ont permis

de connaître la quantité de sol à peser pour obtenir une concentration approximative de

100 μg N pour déterminer l’abondance en 15N.

L’abondance de 15N a été déterminée dans chaque unité de sol après 24 heures suivant la

fertilisation des deux dates d’échantillonnage (0 et 343 jours). Le sol a été séché à l’air et

broyé (< 150 μm) et transféré dans une capsule d’étain. Les capsules ont été analysées

par spectrométrie de masse (voir section 5.2.4.2).


Dans les deux expériences, les analyses statistiques ont été conduites avec la procédure

Proc Mixed dans SAS, version 9,3 (SAS Institute Inc., North Carolina, É.-U.). L’analyse de

la variance (ANOVA) a été effectuée selon un dispositif en bloc aléatoire complet avec les

quatre répétitions des dix traitements. L’interaction biochar, compost et temps dans

ANOVA a été évaluée sur les analyses chimiques (pH, NO3-, NH4

+, DN, DOC, DIC),

biologiques (FDA, MBC et MBN), sur le flux des gaz (CO2, N2O, CH4), sur les taux bruts de

nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote, sur les indices de la diversité

bactérienne (Faith’s PD, Chao1, Shannon, Simpson), le nombre total d’OTUs observé et

l’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe, famille et du genre.

Pour le cumulatif total des émissions de gaz, l’interaction biochar et compost a été évaluée

dans ANOVA. L’homogénéité de la variance a été vérifiée par une analyse graphique des

résidus et une transformation réciproque a été effectuée pour les émissions en N2O, et les

concentrations en NO3− et DN. Un test de comparaison multiple (Tukey, p < 0,05) a été

130

effectué sur les effets simples des traitements de biochar. Lorsqu’une interaction était

significative, une analyse par date d’échantillonnage et/ou par compost a été effectuée

pour évaluer l’effet du biochar. Une analyse de corrélation linéaire entre deux variables a

aussi été effectuée à partir du calcul du coefficient de corrélation linéaire de Pearson.

Une analyse statistique non paramétrique ADONIS, basée sur la matrice de comparaison

unweighted Unifrac et calculant un test de similarité R (package «Vegan» sous R) avec un

niveau de signification statistique de p < 0,05, a été effectuée dans QIIME pour comparer

chaque groupe d’espèces bactériennes contenu dans chaque traitement (comparaison de

deux groupes à la fois). Cette analyse a été effectuée dans les traitements sans compost,

au jour 338 de l’incubation pour bien évaluer l’effet du biochar. La variation des effets des

traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999

permutations.

Une comparaison des espèces de la table des OTUs entre le témoin sans amendement et

chacun des traitements biochars sans compost au jour 338 de l’incubation a été effectuée

avec le test ANOVA dans QIIME. Une table d’OTUs spécifique à chacun des traitements a

été générée. Un filtre de chacune des tables d’OTUs a été effectué et les espèces

significativement plus abondantes dans les traitements biochars que le témoin (p < 0,01)

ont été sélectionnées. Le nom de la famille et/ou de la classe de chaque espèce et le

nombre d’OTUs observé dans les traitements biochars ont été comptabilisés. À partir de

ces espèces bactériennes (OTUs) des corrélations ont été effectuées avec les variables

environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation (CO2, CH4, N2O, pH, FDA, DOC,

DIC, DN et C:N) (section 5.2.3). L’analyse a été effectuée avec le coefficient de corrélation

SPEARMAN dans QIIME. Les corrélations ont été réalisées sur les quatre répétitions des

cinq traitements (témoin sans biochar et 5% de M550, M700 et de P700) sans ajout de

compost pour bien évaluer l’effet du biochar. Le niveau de signification de la corrélation a

été corrigé par la procédure de Bonferoni (p < 0,05) utilisée dans le cas de comparaisons

multiples (Jobson, 2012).

5.3 Résultats

5.3.1 Propriétés chimiques du sol

L’ajout de biochar, avec et sans compost selon les variables et les interactions observées,

a significativement affecté les propriétés chimiques du sol argileux au cours de l’étude

131

d’incubation de 338 jours (Tableau S5.2). Une stabilité des concentrations en DOC, DIC,

pH et C:N dans les différents traitements pour chacune des dates d’échantillonnage (9, 16,

23, 44, 86, 170 et 338 jours) a été observée, excepté pour la concentration en DN qui a

augmenté linéairement avec l’ajout d’une source azotée au jour 0, 84, 168 et 252 de

l’expérience (Fig. S5.1). La présence de compost a significativement affecté les

concentrations en DOC (Tableau S5.2), qui ont été 2,6 et 2,2 fois plus élevées que celles

des traitements sans compost au jour 44 et 338 de l’incubation, respectivement (Tableau

S5.3).

La figure 5.2 présente les concentrations en éléments minéraux et l’activité enzymatique à

la fin de l’expérience (jour 338). Les concentrations en DOC ont été 1,5 et 1,8 fois

supérieures (p< 0,05) dans les traitements d’érable (M400, M550 et M700) avec compost

(~54 mg C kg sol-1) et sans compost (~26 mg C kg sol-1) comparativement à celles dans le

témoin (36 mg C kg sol-1 avec compost et 15 mg C kg sol-1 sans compost) (Fig. 5.2a). La

concentration en DIC a été quatre à huit fois plus élevée (p < 0,05) dans les traitements

d’érable (M400, M550 et M700) avec et sans compost, respectivement, que dans le

témoin et le traitement P700 (Fig. 5.2b). Aucune différence entre le témoin et le traitement

P700 (p > 0,05) avec et sans compost n’a été observée pour les concentrations en DOC et

DIC au jour 338. Le pH a été significativement plus faible dans le témoin et le traitement

P700 (~ 6,6 pH) que dans les traitements d’érable (~ 7,6 pH) avec et sans compost au jour

338 de l’incubation.

Une interaction significative entre les traitements, le temps et le compost (Tableau S5.2) a

été observée pour la concentration en DN et NO3-. Au jour 338, la concentration en DN est

demeurée significativement plus élevée dans le témoin avec et sans compost que dans

les traitements biochars. Une différence de 33% (p < 0,05) a été observée entre la

concentration en DN retrouvée dans les traitements biochars (M400 et P700) et dans le

témoin (Fig. 5.2d). Le ratio C:N a été significativement plus élevé dans les traitements

biochars comparativement au témoin avec et sans compost, et ce, spécialement dans le

traitement P700 où le ratio C:N a été deux fois plus élevé que dans le témoin au jour 338

(Fig. 5.2e).

5.3.2 Propriétés biologiques du sol

Une diminution du taux d’hydrolyse de la FDA a été observée dans tous les traitements

biochars d’érable (M400, M550 et M700) comparativement au témoin sans compost (21

132

μg fluorescéine g sol-1 vs 32 μg fluorescéine g sol-1) (Fig. 5.2f). L’ajout de compost n’a pas

eu d’impact sur l’activité enzymatique dans les différents traitements au jour 338 de

l’incubation, alors que l’activité enzymatique de M550 et M700 a été plus faible que le

témoin (Fig. 5.2f)

Aucune différence n’a été observée entre les traitements biochars et le témoin avec et

sans compost pour la MBC et MBN au jour 338 de l’expérience, excepté le traitement

M550 sans compost, où la MBC a été plus faible que le témoin (265 mg C kg sol-1 vs 328

mg C kg sol-1) (Tableau S5.6).

Fig. 5.2 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les propriétés chimiques et l’activité enzymatique d’un sol minéral après 338 jours d’incubation. Concentration minérale, pH et activité enzymatique (FDA) du sol minéral. DOC, carbone organique dissous ; DIC, carbone inorganique dissous ; DN, azote total dissous ; C:N. rapport carbone sur azote ; FDA, taux d’hydrolyse de la fluorescéine diacétate. Les barres représentent la moyenne ± écart type (n = 4) et les colonnes accompagnées d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la présence ou non de compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).

133

5.3.3 Disponibilité de l’azote

Par rapport au témoin, l’amendement en biochar et l’ajout de compost n’ont pas eu d’effet

sur les taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote durant

l’étude d’incubation de 343 jours (Tableaux 5.1 et S5.7). Les taux bruts de minéralisation

et d’immobilisation ont été deux fois supérieurs (p < 0,05) dans le traitement M700

comparativement au P700, sans toutefois présenter de différence significative (p > 0,05)

avec le témoin. La minéralisation et l’immobilisation de l’azote ont été 2,8 et 1,7 fois plus

faibles au jour 343 qu’au début de l’incubation (p < 0,05), respectivement. Les taux de

nitrification ont été 2,3 plus élevés à la fin de l’incubation (p < 0,05) qu’au début dans tous

les traitements (Tableau 5.1).

Tableau 5.1 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours.

Traitement 1 Taux bruts 15N (mg N kg sol sec-1 h-1)

N M I

Témoin 1,50 ± 1,76 0,10 ± 0,10 ab 0,45 ± 0,25 ab M400 1,98 ± 2,11 0,07 ± 0,07 ab 0,40 ± 0,30 ab M550 2,01 ± 1,88 0,12 ± 0,10 a 0,49 ± 0,38 ab M700 1,86 ± 1,56 0,11 ± 0,05 a 0,66 ± 0,36 a P700 1,04 ± 0,91 0,06 ± 0,04 b 0,31 ± 0,19 b

Jour 0 1,02 ± 0,75 B 0,14 ± 0,08 A 0,58 ± 0,35 A Jour 343 2,33 ± 2,09 A 0,05 ± 0,03 B 0,35 ± 0,24 B

Le compost n’ayant pas eu d’effet significatif, les traitements avec et sans compost ont été combinés. Les moyennes ± écart-type (n = 8) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. N, nitrification ; M, minéralisation; I, immobilisation. Témoin sans biochar; M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

5.3.4 Émissions de gaz à effet de serre

Après 338 jours, le cumulatif total en CO2 a été significativement plus élevé chez le témoin

(1160 mg C kg-1 sol sec) qu’avec les traitements biochars et nettement supérieur au

traitement M550 avec une différence de 54% entre les deux (Fig. 5.3a). L’ajout de

compost a augmenté les émissions en CO2, et ce, principalement dans le traitement P700

avec une augmentation de 35% (p < 0,05), suivi du témoin avec une augmentation de

11%.

134

Le cumulatif total en CH4 a été 1,5 fois plus élevé (p < 0,05) dans les traitements d’érable

sans compost que dans le témoin (60 μg C kg-1 sol sec vs 39 μg C kg-1 sol sec) (Fig. 5.3b).

Le traitement P700 a produit le plus faible cumulatif de CH4 (25 μg C kg-1 sol sec) (Fig.

5.3b). L’ajout de compost n’a pas eu d’impact sur le cumulatif total en CH4 (Tableau S5.2).

Le cumulatif total en N2O a été supérieur dans le témoin (4650 μg N kg-1 sol sec) sans

compost (p < 0,05) que dans les traitements biochars avec des valeurs comprises entre

140 et 520 μg N kg-1 sol sec (Fig. 5.3c). Parmi tous les traitements biochars, le cumulatif

total en N2O dans le traitement P700 sans compost a été significativement le plus faible

(140 μg N kg-1 sol sec), alors qu’il était le plus grand émetteur de N2O avec le témoin dans

le substrat à base de tourbe au chapitre 2. L’ajout de compost a diminué

considérablement (p < 0,05) le cumulatif total en N2O dans le témoin, soit une réduction de

84%. L’ajout de compost a eu un faible impact sur les émissions en N2O dans les

traitements biochars. Toutefois, l’ajout de compost a favorisé une hausse des émissions

en N2O dans le traitement M700 (p < 0,05) lors de l’étude (Fig. 5.3c).

Les émissions cumulées en CO2, CH4 et N2O durant les 338 jours de l’incubation sont

présentées dans le matériel supplémentaire de ce chapitre (Figs. S5.3, S5.4 et S5.5,

respectivement). L’ajout de biochar a significativement affecté les émissions en CO2, CH4

et N2O durant l’incubation et une interaction significative (compost x traitements x temps) a

été observée pour les émissions en CO2 et N2O (Tableau S5.2).

135

Fig. 5.3 Effet de l’amendement avec du biochar et du compost sur les émissions cumulatives moyennes de CO2, CH4 et N2O dans un sol minéral durant 338 jours d’incubation. Les barres représentent la moyenne ± erreur type (n = 4) et les colonnes accompagnées d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la présence ou non de compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

136

5.3.5 Diversité alpha des communautés bactériennes

Une première interaction significative (p < 0,05) entre les traitements et le temps

d’incubation (OTUs observé, Faith’s PD, Chao1 et Shannon) et une deuxième entre les

traitements et l’ajout de compost (OTUs observé, Chao1 et Shannon) ont été observées

(Tableau S5.11). Au jour 44 de l’incubation, l’ajout de biochar et la présence de compost

n’ont pas eu d’effet significatif sur les indices de la diversité bactérienne (résultats non

présentés). À l’inverse, des différences significatives entre les traitements ont été

observées au jour 338 (Tableau 5.2). Les indices de diversité ont été similaires entre le

témoin et le traitement P700 avec et sans compost à la fin de l’incubation (338 jours).

Tableau 5.2 Indices de diversité bactérienne dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.

OTUs Observé1 Faith's PD Chao1 Shannon Simpson

Sans compost Témoin 1629 a 86,7 ab 3608 a 9,7 a 0,9962 ab

M400 1490 b 83,4 b 3374 bc 9,4 b 0,9954 c M550 1509 b 83,5 b 3334 c 9,4 b 0,9958 bc M700 1509 b 84,2 ab 3338 c 9,5 b 0,9960 abc P700 1632 a 87,3 a 3529 ab 9,7 a 0,9965 a

Avec compost Témoin 1564 AB 91,4 AB 3736 AB 9,2 AB 0,9877 A

M400 1445 C 87,0 C 3253 C 9,0 B 0,9885 A M550 1509 BC 89,9 ABC 3538 ABC 9,2 AB 0,9915 A M700 1462 C 87,6 BC 3450 BC 8,9 B 0,9851 A P700 1636 A 93,8 A 3777 A 9,4 A 0,9920 A

Les moyennes (n = 4) dans chaque colonne au jour 44 et 338 suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. 1 Nombre moyen d’OTUs (unités taxonomiques opérationnelles) observé dans chaque traitement. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

5.3.6 Structure des communautés bactériennes et compositions taxonomiques

L’analyse principale de coordination (PCoA) présentée à la figure 5.4 démontre clairement

une séparation entre la structure des communautés bactériennes des différents

traitements avec et sans compost. Ceci est expliqué par l’axe PC1 avec une variation de

14%. Les communautés bactériennes se sont aussi distinguées, entre les jours 44 et 338

de l’incubation, mais avec une plus faible variation, soit de 8%. L’ajout de biochar a eu un

137

moins grand impact sur les communautés bactériennes. Toutefois, une variation de 3%

(axe PC3 de la figure 5.4b) explique la différence entre les communautés bactériennes

des différents traitements.

Fig. 5.4 Vue d’ensemble sur trois axes (PC1, PC2, PC3) de la structure des communautés bactériennes dans les traitements de sol avec ou sans compost aux jours 44 et 338 de l’incubation. L’analyse principale de coordination (PCoA) basée sur le unweighted UniFrac distance metric a été utilisée. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8% (m/m).

Selon le test statistique ADONIS, tous les traitements biochars sans compost ont été

différents (p < 0,05) du témoin, au jour 338 de l’incubation (Tableau 5.3). Les

communautés bactériennes des traitements d’érable (M400, M550 et M700) n’ont pas été

différentes entre elles (p > 0,05), mais elles ont été toutes différentes du traitement P700

(p < 0,05).

138

Tableau 5.3 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac dans les différents traitements sans compost au jour 338 de l’incubation.

Comparaison par paire F Model R2 Pr (>F) Témoin vs M400 1,88 0,24 0,04 Témoin vs M550 1,60 0,21 0,03 Témoin vs M700 1,79 0,23 0,03 Témoin vs P700 1,18 0,16 0,04

M400 vs P700 1,79 0,23 0,04 M550 vs P700 1,69 0,22 0,02 M700 vs P700 1,77 0,23 0,03 M400 vs M550 1,00 0,14 0,50 M400 vs M700 0,95 0,14 0,79 M550 vs M700 0,98 0,14 0,62

F-Tests p < 0,05 indique une différence significative entre la comparaison par paire. La variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999 permutations.

Le diagramme de Venn présenté à la figure 5.5 indique que le traitement P700 partage un

plus grand nombre d’OTUs (266 OTUs) avec le témoin que le traitement M700 (203

OTUs) au jour 338 de l’incubation. De plus, le traitement P700 possède un nombre

d’OTUs plus élevé (433 OTUs) que le traitement M700 (354 OTUs), et légèrement plus

élevé que le témoin (408 OTUs).

Fig. 5.5 Diagramme de Venn, où chaque rond présente le nombre et la proportion d’unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) détectés au jour 338 dans les traitements sans compost. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M700, biochar d’érable pyrolysé à 700˚C et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

139

Au niveau de l’abondance relative des OTUs bactériennes, les classes Actinobacteria,

Chloroflexi, Bacilli, Gemmatimonadetes, Alphaproteobacteria, Pedosphaerae et

Spartobacteria ont été présentes dans tous les traitements avec et sans compost au jour

338 de l’incubation (Tableau 5.4). L’abondance relative de ces classes bactériennes a été

similaire (p > 0,05) entre les traitements biochars et le témoin (Tableau 5.4). L’ajout de

biochars d’érable M400, M550 et M700 dans le sol sans compost a favorisé

significativement les espèces de la classe Deltaproteobacteria et Gammaproteobacteria

(Tableau 5.4). Les espèces de la classe Betaproteobacteria ont aussi été plus abondantes

(p < 0,05) dans les traitements biochars que le témoin sans compost, mais seulement

dans le M400 et M700 (Tableau 5.4). De plus, l’ajout de biochar M700 dans le sol sans

compost a également eu un effet bénéfique sur l’abondance des espèces de la classe

Cytophagia. Les classes bactériennes Acidobacteria-6 et Nitrospira ont été uniquement

plus abondantes dans le sol amendé de P700 que dans le témoin et les autres traitements

biochars (Tableau 5.4). L’ajout de compost a favorisé significativement le développement

des classes bactériennes Cytophagia et des Rhodothermi, et surtout les Anaerolineae

dans tous les traitements (Tableau 5.4).

Plus spécifiquement, les espèces du genre Pedomicrobium et celles du genre Haliangium

ont été plus nombreuses (p < 0,05) dans les traitements d’érable M400, M550 et M700

que dans le témoin et dans le P700 sans compost au jour 338 de l’incubation (Tableau

5.5). Le genre Hyphomicrobium a été plus élevé dans le traitement M700 et M400 que

dans le témoin. Les espèces du genre Nitrospira ont été plus abondantes (p < 0,05) dans

le traitement M550 que le dans le témoin et les autres traitements biochar (Tableau 5.5).

En général, les pourcentages d’espèces retrouvées dans le traitement P700 ont été

équivalents (p > 0,05) à ceux dans le témoin sans biochar (Tableau 5.5).

140

Tableau 5.4 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.

Sans compost

Phylum Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria Acidobacteria-6 4,0 b 4,2 ab 3,6 b 3,8 b 4,9 a Actinobacteria Actinobacteria 10,4 a 9,6 a 10,7 a 9,9 a 9,8 a Actinobacteria Thermoleophilia 13,9 a 10,2 a 12,6 a 10,4 a 12,1 a Bacteroidetes Cytophagia 0,4 b 0,9 ab 0,7 ab 1,0 a 0,3 b Bacteroidetes Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a

Chloroflexi Anaerolineae 2,9 a 3,3 a 3,1 a 3,5 a 3,0 a Chloroflexi Chloroflexi 3,1a 1,7 a 1,9 a 1,7 a 2,9 a Firmicutes Bacilli 4,4 a 5,1 a 4,8 a 4,6 a 2,4 a

Gemmatimonadetes Gemmatimonadetes 11,3 a 11,7 a 11,1 a 11,1 a 12,0 a Nitrospirae Nitrospira 1,0 b 1,0 b 1,2 b 1,1 b 2,4 a

Proteobacteria Alphaproteobacteria 8,6 a 9,1 a 8,4 a 9,2 a 8,4 a Proteobacteria Betaproteobacteria 7,7 c 11,1 a 8,6 bc 9,7 ab 7,9 bc Proteobacteria Deltaproteobacteria 3,5 d 5,2 ab 4,4 bc 5,4 a 3,8 cd Proteobacteria Gammaproteobacteria 1,1 c 2,7 ab 2,6 ab 3,2 a 1,7 bc

Verrucomicrobia Opitutae 0,4 abc 0,6 a 0,3 bc 0,6 ab 0,2 c Verrucomicrobia Pedosphaerae 0,9 a 1,2 a 1,0 a 1,2 a 1,4 a Verrucomicrobia Spartobacteria 1,6 a 0,7 a 0,9 a 0,9 a 1,8 a

Autres bactéries 24,9 21,9 23,9 22,7 24,9 Avec compost

Phylum Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria Acidobacteria-6 2,8 b 2,8 b 2,8 b 2,5 b 3,9 a Actinobacteria Actinobacteria 7,0 a 6,2 a 7,5 a 7,1 a 7,7 a Actinobacteria Thermoleophilia 7,9 a 5,8 a 8,1 a 6,2 a 8,6 a Bacteroidetes Cytophagia 2,3 b 5,7 a 5,0 a 4,7 a 1,3 b Bacteroidetes Rhodothermi 2,9 b 5,4 a 3,4 b 4,2 ab 2,8 b

Chloroflexi Anaerolineae 24,3 a 23,4 a 19,6 a 25,1 a 17,6 a Chloroflexi Chloroflexi 2,0 a 1,0 a 1,3 a 1,0 a 2,1 a Firmicutes Bacilli 3,9 a 3,2 a 3,4 a 4,3 a 3,2 a

Gemmatimonadetes Gemmatimonadetes 7,0 ab 5,2 b 6,2 b 5,3 b 8,9 a Nitrospirae Nitrospira 0,6 c 0,9 bc 1,1 b 0,8 bc 2,1 a

Proteobacteria Alphaproteobacteria 8,3 ab 9,4 a 7,8 b 8,1 ab 7,4 b Proteobacteria Betaproteobacteria 5,7 a 6,6 a 6,2 a 6,3 a 7,3 a Proteobacteria Deltaproteobacteria 3,0 b 4,2 a 3,8 ab 4,4 a 3,8 ab Proteobacteria Gammaproteobacteria 1,4 b 2,2 ab 2,6 a 2,6 a 1,9 ab

Verrucomicrobia Opitutae 0,5 bc 0,6 b 0,9 a 0,8 ab 0,2 c Verrucomicrobia Pedosphaerae 0,5 a 0,6 a 0,7 a 0,6 a 0,8 a Verrucomicrobia Spartobacteria 1,2 a 0,5 a 0,6 a 0,5 a 1,3 a

Autres bactéries 18,7 16,2 19,2 15,6 19,2 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. OTUs, unités taxonomiques opérationnelles. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

141

Tableau 5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la famille et du genre dans les traitements de sol sans compost au jour 338 de l’incubation.

Classe Famille Genre Témoin M400 M550 M700 P700 Pr >F Actinobacteria Mycobacteriaceae Mycobacterium 1,18 ab 0,94 b 1,24 a 1,06 ab 1,06 ab * Actinobacteria Streptomycetaceae Streptomyces 0,13 a 0,04 b 0,06 ab 0,04 b 0,10 ab *

Thermoleophilia Gaiellaceae 8,06 a 5,72 b 6,81 ab 5,77 b 7,13 ab ** Saprospirae Chitinophagaceae Flavisolibacter 0,41 a 0,22 ab 0,16 b 0,18 b 0,34 ab **

Bacilli Bacillaceae Bacillus 0,73 a 1,18 a 0,89 a 1,11 a 0,58 a 0,06 Clostridia Clostridiaceae Clostridium 0,76 a 0,54 a 0,79 a 0,84 a 0,63 a 0,43 Nitrospira Nitrospiraceae Nitrospira 0,58 b 0,55 b 0,86 a 0,63 b 0,57 b **

Alphaproteobacteria Bradyrhizobiaceae Bradyrhizobium 0,31 a 0,25 a 0,22 a 0,31 a 0,26 a 0,63 Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Devosia 0,04 b 0,13 ab 0,11 ab 0,19 a 0,04 b * Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Hyphomicrobium 0,08 c 0,23 ab 0,13 bc 0,28 a 0,09 c *** Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Pedomicrobium 0,33 b 1,06 a 0,78 a 1,01 a 0,38 b *** Alphaproteobacteria Hyphomicrobiaceae Rhodoplanes 1,83 ab 1,56 b 1,53 b 1,77 ab 1,96 a * Alphaproteobacteria Hyphomonadaceae 0,51 a 0,09 bc 0,01 c 0,15 bc 0,29 ab *** Alphaproteobacteria Rhodospirillaceae 1,23 a 1,49 a 1,36 a 1,47 a 1,21 a 0,14 Alphaproteobacteria Sphingomonadaceae Kaistobacter 2,28 a 1,53 a 1,73 a 2,18 a 1,22 a 0,19 Betaproteobacteria Comamonadaceae Limnohabitans 0,08 a 0,06 a 0,06 a 0,05 a 0,06 a 0,96 Betaproteobacteria Oxalobacteraceae 0,31 a 0,23 a 0,28 a 0,26 a 0,33 a 0,80

Deltaproteobacteria Haliangiaceae Haliangium 0,01 b 0,99 a 0,74 a 0,81 a 0,01 b *** Gammaproteobacteria Pseudomonadaceae Pseudomonas 0,00 0,05 0,01 0,01 0,00 ND Gammaproteobacteria Xanthomonadaceae 0,39 a 0,18 c 0,21 bc 0,13 c 0,36 ab ***

Opitutae Opitutaceae Opitutus 0,36 abc 0,63 a 0,34 bc 0,57 ab 0,24 c ** Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. OTUs, unités taxonomiques opérationnelles. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). ND, non déterminé

5.3.7 Relation entre les communautés bactériennes et les variables environnementales mesurées

L’analyse ANOVA du tableau 5.6 permet de distinguer les espèces bactériennes les plus

abondantes (p < 0,01) en présence de biochars que dans le témoin non amendé au jour

338. Le traitement M550 a obtenu un nombre d’OTUs bactérien significativement plus

élevé que le témoin. Selon l’analyse SPEARMAN (Tableau 5.6), certaines espèces de la

classe Anaerolineae, Chloroflexi, Bacilli, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria et

Deltaproteobacteria ont été positivement corrélées (p < 0,05) avec le contenu du sol en

DOC dans les traitements sans compost au jour 338. Aucune corrélation n’a été observée

entre les espèces et les émissions en CH4 et N2O.

Au niveau de la famille, plusieurs espèces ont également été corrélées avec les variables

environnementales mesurées lors de l’étude d’incubation (Tableau 5.6). Par exemple, une

espèce de la famille Gaiellaceae a été positivement corrélée avec le ratio C:N (r = 0,73) et

142

celle de la famille Chitinophagaceae a été négativement corrélée avec la concentration

DIC (r = −0,67) selon l’analyse SPEARMAN (Tableau 5.6). Ces deux espèces ont été

significativement plus abondantes dans le P700 que dans le témoin selon l’analyse

ANOVA (Tableau 5.6). Une espèce de la famille Bacillaceae a été positivement corrélée

avec le DOC, le pH et la DIC et fortement présente dans le traitement M400. Huit espèces

de la famille Hyphomicrobiaceae, sept de la famille Haliangiaceae et trois de la famille

OM27 ont été positivement corrélées avec le DOC, et elles ont été fortement présentes

dans les traitements d’érable (M400, M550 et M700). De plus, les Haliangiaceae et celles

de OM27 ont été significativement corrélées avec le pH et négativement avec les

émissions en CO2 et le taux d’hydrolyse de la FDA. Deux espèces de la famille

Rhodospirillaceae ont été positivement corrélées avec la DIC (r = 0,68). Trois espèces de

l’ordre Nitrospirales ont été négativement corrélées avec la concentration en DN (r =

−0,67) et positivement corrélées avec le ratio C:N (r = 0,76), dont deux retrouvées dans le

traitement P700. Une espèce de la famille Nitrospiraceae a été significativement plus

présente dans le traitement P700 que dans le témoin, et celle-ci a été positivement

corrélée (p < 0,05) avec le CO2 (r = 0,76) et la FDA (r = 0,70), mais négativement avec le

pH (r = −0,75) et la DOC (r = −0,79) (Tableau 5.6).

143

Tableau 5.6 Nombre d’OTUs observé dans chaque traitement biochar sans compost significativement différent du témoin et coefficient de corrélation entre l’abondance relative des séquences des groupes bactériens et les variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation.

1 Comparaison des espèces de la table d’OTUs entre le témoin (0% de biochar) et chacun des traitements biochars. Lorsque le nombre d’OTUs observé du traitement biochar était significativement plus grand (p < 0,01) que le témoin, le nom de la famille et/ou de la classe a été rapporté dans le tableau 5.6 avec le nombre d’OTUs dominant pour chacun des traitements. 2 Corrélation des variables environnementales mesurées au jour 338 de l’incubation avec les espèces significativement plus abondantes dans les traitements biochars avec un niveau de signification corrigé avec Bonferoni à p < 0,05. Les espèces qui n’ont pas été corrélées à l’une des variables mesurées ne sont pas présentées dans ce tableau. Émissions en CO2 (mg C kg sol sec-1 j-1), CH4 (μg C kg sol sec-1 j-1) et N2O (μg N kg sol sec-1 j-1); FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1) ; DOC, carbone organique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DN, azote total dissous (mg N kg sol sec-1) ; C : N, carbone / azote (ratio) ; OTU, unité taxonomique opérationnelle. Cinq % (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

144

5.4 Discussion

5.4.1 Effets des biochars sur les propriétés chimiques et biologiques

L’ajout de biochar a eu un effet sur les propriétés chimiques et sur l’activité enzymatique

(FDA) du sol (Fig. 5.2). Comme il a été observé lors de notre première étude d’incubation

de 58 jours dans un substrat de tourbe amendé de biochars et sans compost (Chapitre 2),

le contenu du sol en DN et l’activité enzymatique ont été plus faibles dans tous les

traitements biochars d’érable (M400, M550 et M700) comparativement au témoin. De plus,

le contenu du sol en DOC, DIC et le pH ont été plus élevés dans les traitements d’érable

(M400, M550 et M700) que le témoin. Ces résultats concordent aussi avec les études

précédentes, où une augmentation du pH et du contenu en DOC (Muhammad et al., 2014)

et une diminution du contenu en DN et du taux d’hydrolyse de la FDA (Chintala et al.,

2014; Muhammad et al., 2014) dans le sol ont été observées dans des sols agricoles

amendés en biochar.

L’amendement en biochar peut affecter la disponibilité en N en le fixant sur sa surface par

adsorption ou en modifiant le contenu du sol en C facilement disponible, le ratio C:N et le

pH du sol (Ameloot et al., 2015; Bruun et al., 2012; Dai et al., 2013; Gul et al., 2015;

Lehmann et al., 2011). Le ratio C:N élevé des biochars (Tableau 2.1, chapitre 2) pourrait

avoir favorisé l’immobilisation de l’azote dans les traitements biochars et expliquer la plus

faible concentration en DN comparativement sol témoin (Ameloot et al., 2015; Bruun et al.,

2012; Case et al., 2015). Toutefois, l’ajout de biochar n’a pas eu d’effet sur la disponibilité

de l’azote (minéralisation, nitrification, immobilisation) dans l’expérience II et sur la MBN

de l’expérience I (Tableaux 5.1; S5.6). Selon de récentes études, l’ajout de biochar alcalin

dans un sol acide et pauvre en C organique semble avoir un plus grand impact sur la

disponibilité de l’azote qu’un sol riche avec un pH près de la neutralité (Abujabhah et al.,

2016b; Ameloot et al., 2015; Case et al., 2015; Gul et al., 2015). Bien que le ratio C:N des

mélanges soit bas (C:N < 20) dans les traitements biochars avec et sans compost (Ding et

al., 2013), le pH du sol près de la neutralité (pH 6,6) avec un contenu élevé du sol en C

organique (32 g kg-1), et l’apport d’une fertilisation azotée pourraient avoir limité l’effet du

biochar sur les taux bruts de nitrification, d’immobilisation et de minéralisation de l’azote.

145

Les taux bruts, de minéralisation et d’immobilisation de l’azote, plus élevés au début qu’à

la fin de l’expérience II (Tableau 5.1) concordent avec les résultats obtenus de Nelissen et

al. (2015). La présence d’une meilleure disponibilité en C aux microorganismes du sol au

moment de l’application du biochar et du compost pourrait avoir stimulé l’activité

microbienne et activer les processus de transformation de l’azote dans le sol (Cayuela et

al., 2014; Nelissen et al., 2015). Selon les résultats de l’expérience I, les émissions en CO2

ont été plus élevées au jour 44 qu’au jour 338 dans les différents traitements indiquant une

activité microbienne plus active au début de l’incubation (Tableaux S5.6 et S5.9). Le milieu

plus riche en carbone disponible pour l’activité des microorganismes, comme le

démontrent les émissions en CO2 au début de l’expérience I, pourrait expliquer les taux

bruts plus élevés de minéralisation et d’immobilisation de l’azote au début de l’essai II.

D’autre part, la baisse générale du taux d’immobilisation à la fin de l’incubation explique la

hausse du taux de nitrification, parce que la pression sur l’azote ammoniacal était moins

forte.

Le pouvoir alcalinisant du biochar peut favoriser l’augmentation du pH et le contenu du sol

en DOC (Ding et al., 2016). En effet, l’ajout de biochars d’érable, très alcalin, a permis

d’augmenter le pH d’une unité dans le sol argileux et son contenu en DOC (Fig. 5.2). De

plus, similairement à Muhammad et al. (2014) une corrélation significativement positive (r

= 0,47; p < 0,001) entre le DOC et le pH a été observée dans notre étude indiquant que le

pH du biochar pourrait avoir une influence positive sur le contenu du sol en DOC.

Une faible disponibilité en C facilement dégradable dans le sol amendé en biochar pourrait

réduire l’activité enzymatique de ce milieu (Chintala et al., 2014). En effet, l’amendement

en biochar a eu un impact négatif sur le taux d’hydrolyse de la FDA (Fig. 5.2f) malgré la

hausse en DOC dans les traitements d’érable (Fig. 5.2a). L’ajout de compost dans le sol

amendé en biochar a permis d’augmenter significativement la concentration en DOC, de

même que le taux d’hydrolyse de la FDA et la concentration en MBC (Fig. 5.2 et Tableau

S5.6). La présence de micro et mésopores (< 50 nm) à la surface des biochars d’érable

pourrait avoir limité l’accès au carbone facilement disponible pour les microorganismes

(Gul et al., 2015). Donc, la stabilité et possiblement l’inaccessibilité du C présent dans les

micros et mésopores du biochar pourraient avoir réduit l’activité microbienne dans les

traitements d’érable. L’ajout de compost a donc permis un meilleur approvisionnement en

C organique pour l’activité microbienne du sol (Gul et al., 2015).

146

5.4.2 Effets des biochars sur l’atténuation des émissions des gaz à effet de serre

5.4.2.1 Dioxyde de carbone

La faible production de CO2 dans les sols amendés en biochar pourrait être occasionnée

par: le pouvoir adsorbant du carbone organique du sol sur la surface du biochar; la haute

alcalinité; la présence de composés toxiques, et/ou encore la haute stabilité du carbone

(Fornes et al., 2015; Kammann et al., 2012; Liu et al., 2016; Mukherjee et al., 2016;

Spokas et al., 2010). Selon les résultats obtenus dans notre première étude d’incubation

au chapitre 2, la présence de composés toxiques dans les biochars semble être écartée.

Comme on l’a vu précédemment, la faible disponibilité en C limite généralement l’activité

des microorganismes hétérotrophique et pourrait donc être responsable de la faible

production en CO2 dans les traitements biochars. Une récente étude rapporte que l’apport

de compost a permis une meilleure disponibilité en C dans le sol amendé en biochar

favorisant ainsi les émissions en CO2 (Bass et al., 2016). Selon nos résultats, l’ajout de

compost a favorisé d’au moins 20% les émissions en CO2, le taux d’hydrolyse de la FDA

et la MBC dans la majorité des traitements biochars, excepté le traitement M400 où l’ajout

de compost a eu peu d’effet. La température de pyrolyse étant moins élevée pour le

biochar M400, le contenu en C labile a été plus élevé que dans les autres biochars

produient à plus haute température (Tableau 2.1, chapitre 2). Le contenu plus élevé en

carbone labile dans le M400 pourrait avoir masqué l’effet du compost sur l’activité

biologique du sol (Liu et al., 2016; Zimmerman et al., 2011).

Contrairement aux résultats obtenus dans le substrat à base de tourbe au chapitre 2,

l’ajout de P700 dans le sol argileux a permis une atténuation des émissions en CO2

(réduction de 28% du cumulatif total). Les propriétés physiques (masse volumique

apparente, porosité, diffusion des gaz) d’un sol minéral étant très différentes de la tourbe

(Caron et al., 2015) pourraient expliquer l’effet divergent du biochar P700, entre les deux

expériences. De plus, selon une récente méta-analyse, le pH du sol pourrait influencer la

capacité du biochar à atténuer les émissions en CO2. En général, l’ajout de biochar dans

un sol dont le pH est modérément acide va favoriser davantage les émissions en CO2

qu’un sol avec un pH plus près de la neutralité (Liu et al., 2016). Donc, le pH du sol

argileux étant plus neutre et moins poreux que la tourbe, les conditions du sol étaient

probablement moins propices à la diffusion des gaz, ce qui a permis au biochar P700

d’atténuer plus efficacement les émissions en CO2.

147

L’amendement de biochar avec un pH élevé peut être légèrement toxique pour certains

groupes d’organismes et expliquer la faible respiration microbienne dans le sol (Jones et

al., 2011). Selon les propriétés chimiques des biochars, le pH a été très élevé dans les

biochars d’érable, surtout dans le biochar M550 avec un pH = 11,3 (Tableau 2.1)

L’environnement très alcalin autour des particules du biochar M550 pourrait avoir réduit la

respiration microbienne du sol et possiblement expliquer les faibles émissions en CO2.

Donc, en plus d’une faible disponibilité en carbone, le pH fortement alcalin du biochar

M550 pourrait avoir limité l’activité des organismes hétérotrophes dans le sol, et réduire

les émissions en CO2 dans ce traitement. Toutefois, l’usage d’un marqueur isotopique en

carbone serait nécessaire pour mieux étudier la dynamique du carbone dans un sol

amendé en biochar (Bruun et al., 2012; Cusack et al., 2010).

5.4.2.2 Méthane

Comme il a été observé dans de récentes études (Ander et Mumme, 2015; Spokas, 2013),

le type de biochar peut augmenter ou réduire les émissions en CH4. En effet, des

divergences ont été observées entre les traitements d’érable et le traitement P700 pour la

production de CH4 (Fig. 5.3b). Hangs et al. (2016) rapportent que l’ajout de biochar avec

une haute CEC combinée avec une bonne porosité et un bon pouvoir de rétention en eau

peut améliorer la conductivité hydraulique et l’aération du sol, et ainsi favoriser la

consommation du CH4. Ceci semble concorder avec nos résultats obtenus pour le

traitement P700. La CEC, le pouvoir de rétention en eau et la porosité étant plus élevés

dans le biochar P700 que les autres biochars (Tableau 2.1 et Fig. S2.1, chapitre 2),

pourraient avoir réduit l’activité des méthanogènes. À l’inverse, la porosité des traitements

d’érable étant plus faible que le P700 (Tableau 2.1, chapitre 2) pourrait avoir favorisé des

zones plus anaérobiques dans le sol et permettre la production de CH4 dans le sol

argileux. De plus, l’augmentation du pH dans le sol suite à l’ajout de biochar pourrait

favoriser l’augmentation de l’activité des méthanogènes (Le Mer and Roger, 2001; Liu et

al., 2011; Yu et al., 2013). Selon nos résultats, une corrélation négative a été observée

entre le CO2 et le CH4 (r = −0,78, p < 0,001). Ces résultats suggèrent donc que la faible

porosité et le pH plus élevé dans les biochars d’érable que dans le P700, pourraient avoir

favorisé des conditions plus réductrices, et ainsi permettre une meilleure réduction du CO2

et de stimuler la production de CH4.

148

5.4.2.3 Protoxyde d’azote

L’amendement de différents biochars dans le sol argileux a permis de maintenir une

atténuation marquée des émissions en N2O et ceci concorde avec les résultats obtenus

dans de récentes études (Cayuela et al., 2010; 2013; Harter et al., 2014; Nelissen et al.,

2014). Les principaux facteurs environnementaux responsables de l’atténuation des

émissions en N2O dans les sols amendés en biochar rapportés par Harter et al. (2014)

sont : (i) la limitation de la disponibilité de donneurs et d’accepteurs d’électrons (DOC,

NO3- et NH4

+) aux microorganismes par une sorption/immobilisation de ces éléments sur

les particules du biochar; (ii) l’amélioration de l’aération du sol qui réduit l’activité des

microorganismes impliqués dans le processus de dénitrification; et (iii) l’augmentation de

l’activité de la N2O réductase dans le sol causée par une augmentation du pH par le

biochar. De plus, Cayuela et al.,(2013) mentionnent que le biochar pourrait agir comme un

agent réducteur facilitant le transfert d’électron «electron shuttle» vers des

microorganismes dénitrifiant, qui, conjointement avec son effet alcalinisant, favoriserait la

réduction de N2O en N2. Comme la température et l’humidité du sol ont été constantes tout

au long des 338 jours d’incubation (Butterbach-Bahl et al., 2013), la texture du sol, le pH,

la disponibilité du carbone et son effet réducteur pourraient avoir joué un rôle important

dans l’atténuation des émissions en N2O.

Le contenu du sol en DN (Fig. 5.2d) et les émissions en N2O (Fig. 5.3) plus faibles dans

tous les traitements biochars que ceux du témoin suggèrent que les conditions du sol

amendé en biochar (humidité et texture) ont été favorables à une dénitrification plus

complète du N2O en N2. Une récente méta-analyse rapporte que les conditions d’humidité

élevées (> 80% SPE) dans des sols à texture fine amendés en biochar favorisent

davantage une atténuation des émissions en N2O que dans des sols à texture grossière

(Cayuela et al., 2014). Le contenu du sol en eau de notre étude a été légèrement inférieur

à 80% SPE. Toutefois, Davidson et al. (2000) et Linn et Doran (1984) ont rapporté qu’une

humidité entre 70% et 80% SPE peut activer le processus de dénitrification du sol. Nos

résultats suggèrent que la texture fine et l’humidité élevée du sol peuvent avoir favorisé le

processus de dénitrification dans le sol argileux amendé en biochar.

Il a été rapporté que la production de N2 par le processus de dénitrification était plus

importante que celle de N2O dans un sol naturel avec un pH au-dessus de 7 (Simek et al.,

2002; Cuhel et al., 2010). L’augmentation du pH d’une unité dans le sol amendé avec les

149

biochars d’érable M400, M550 et M700 (Fig. 5.2c) pourrait avoir stimulé davantage

l’activité de la N2O réductase et contribué à une dénitrification plus complète. Toutefois,

Case et al. (2012) rapportent un faible effet de pH sur l’atténuation des émissions en N2O,

malgré l’ajout de biochar produit à partir d’un mélange de bois durs et pyrolysé à 400°C

avec un pH de 9,3. Selon Case et al. (2012), la disponibilité de l’azote a eu une plus

grande influence sur l’atténuation des émissions en N2O que le pH. Cependant, le faible

pouvoir d’adsorption de l’azote par les biochars (Tableau S2.2, chapitre 2) et l’effet nul sur

les taux bruts de transformation de l’azote, et sur la MBN ne permettent pas de supporter

les faibles émissions en N2O observées tout au long de notre étude d’incubation. Comme

Nelissen et al. (2014) ont rapporté, une interaction complexe entre le type de sol, le

contenu en humidité, le type et la dose de biochar et ceux de la fertilisation influence

l’interprétation des résultats. La dose d’application en biochar moins élevée dans l’étude

de Case et al. (2012) que la nôtre (2% m/m vs 5% m/m) pourrait expliquer le faible effet du

pH dans leur étude (Cayuela et al., 2014). Bien qu’une analyse plus approfondie soit

nécessaire, nos résultats suggèrent que l’augmentation du pH, le contenu plus faible en

DN que le sol témoin et la présence de conditions plus anaérobiques dans le sol amendé

avec les biochars d’érable M400, M550 et M700 pourraient avoir stimulé l’activité de la

N2O réductase et contribué à une dénitrification plus complète (Harter et al., 2014, 2016;

Van Zwieten et al., 2014; Wu et al., 2013).

Contrairement à l’étude d’incubation avec un substrat à base de tourbe (Chapitre 2), l’ajout

répété d’une fertilisation azotée n’a pas affecté l’efficacité d’atténuation des émissions en

N2O dans le sol amendé avec le biochar P700. La texture plus fine et le pH plus élevé

dans le sol argileux que celle de la tourbe pourrait avoir favorisé une meilleure

dénitrification (Butterbach-Bahl et al., 2013; Cayuela et al., 2014) dans le traitement P700.

De plus, la diffusion du gaz étant moins rapide dans le sol argileux que celle de la tourbe

pourrait avoir permis un meilleur temps de contact entre le biochar P700 avec les

microorganismes dénitrifiants pour réduire le N2O en N2 avant d’être émis dans

l’atmosphère (Cayuela et al., 2013). Comparativement aux traitements d’érable (M550 et

M700), le traitement P700 a été plus performant (avec et sans compost) pour atténuer les

émissions en N2O (Fig. 5.3). Le biochar P700 ayant un pouvoir de rétention en eau plus

élevé que les biochars d’érable (Fig. S2.1, chapitre 2) pourrait avoir stimulé une

dénitrification plus complète de l’azote dans le sol argileux.

150

À l'inverse de récentes études (Darby et al., 2016; Bass et al., 2016), l’ajout de compost

dans le sol amendé en biochar n’a pas augmenté les émissions en N2O (Fig. 5.3). De plus,

l’ajout de compost a significativement diminué les émissions en N2O dans le témoin sans

biochar (Fig. 5.3). Selon Darby et al. (2016), le faible ratio C:N du compost (C:N = 13) et le

faible pourcentage en biochar (10 t ha-1, soit environ 0,6% m/m) n’a pas favorisé une

immobilisation de l’azote afin d’atténuer les émissions en N2O. Bien que le ratio C:N de

notre sol avec compost soit similaire à l’étude de Darby et al. (2016), l’ajout de compost a

augmenté significativement la MBN de 28% dans tous les traitements (Tableaux S5.2 et

S5.6). Selon Burger et Jackson (2003), une meilleure disponibilité en C peut stimuler

l’activité microbienne du sol et favoriser l’immobilisation de l’azote. Nos résultats

suggèrent donc que l’augmentation de la disponibilité en C dans le sol témoin avec

compost peut avoir stimulé la croissance microbienne causant l’immobilisation de l’azote

et contribuant ainsi à une meilleure atténuation des émissions en N2O.

5.4.3 Effets des biochars sur la diversité et la structure des communautés bactériennes

La disponibilité en carbone et le pH du sol sont des éléments importants dans le

fonctionnement de la biodiversité et les changements des communautés bactériennes du

sol (Abujabhah et al., 2016b; Gul et al., 2015; Le et al., 2016; Wu et al., 2016). Une étude

récente rapporte que l’ajout de biochar dans un sol sans apport en fertilisant a eu un effet

négatif sur la diversité bactérienne du sol (Wu et al., 2016). Celle-ci mentionne que la

faible disponibilité en nutriments, principalement en C, pourrait avoir nui à la croissance

microbienne dans le sol amendé en biochar. Selon nos résultats, aucun effet sur la

diversité bactérienne n’a été observé selon le type de traitements, après 44 jours

d’incubation de notre expérience I. La fertilisation azotée pourrait avoir masqué l’effet du

biochar dans le sol. Toutefois, des effets variés ont été observés après 338 jours

d’incubation selon le type de traitements avec ou sans ajout de compost (Tableau 5.2).

Nos résultats concordent avec ceux de récentes études (Le et al., 2016; Muhammad et al.,

2014; Wu et al., 2016) et suggèrent que le pH et la disponibilité en C pourraient avoir

influencé la diversité bactérienne du sol au cours de notre incubation.

Comme il a été observé pour la diversité bactérienne, l’amendement en biochar n’a pas

affecté instantanément les communautés microbiennes du sol, suite à son incorporation.

Harter et al. (2016) ont constaté un temps d’acclimatation des bactéries dans un loam

151

sableux amendé de 10% (m/m) de biochar provenant de résidus végétaux pyrolysés à

700°C. Selon leur étude, c’est seulement après 15 jours d’incubation que les

communautés microbiennes dans le traitement biochar et dans le sol sans amendement

se sont distinguées. Un environnement très similaire entre les traitements avec et sans

biochar au début de l’incubation pourrait expliquer le faible impact du biochar sur les

microorganismes du sol (Gul et al., 2015; Harter et al., 2016). Comparativement à l’étude

de Harter et al. (2016), aucun effet n’a été observé au jour 44 de notre essai d’incubation.

La rapidité à laquelle le biochar va affecter les populations microbiennes du sol peut

déprendre de la nature de la biomasse, mais aussi du type de sol et des conditions

climatiques (Gul et al., 2015). Selon une récente méta-analyse, l’amendement de biochar

dérivé de bois ou de composés riches en lignocelluloses tend à manifester son effet sur

l’abondance des microorganismes du sol plus tard (~ 60 jours après son application) que

celui provenant de résidus de culture (Gul et al., 2015). Or, dans notre étude, tous les

biochars provenaient d’essence de bois. De plus, la fréquence d’échantillonnage utilisée

lors de nos essais ne nous permet pas de savoir le moment exact des modifications sur

les communautés bactériennes. Il est toutefois évident que l’ajout de biochar a eu un effet

sur les populations bactériennes observé sur les échantillons prélevés au jour 338.

L’ajout de compost comme source de C a eu un fort impact sur la structure des

communautés bactériennes au jour 44 de l’incubation. Comme il a été constaté dans

l’étude de Abujabhah et al. (2016b), l’apport de biochar a été moins réactif au niveau des

populations bactériennes du sol que l’ajout de compost au début de l’incubation,

probablement occasionné par une moins grande disponibilité en C dans les biochars.

5.4.4 Effets des biochars sur les communautés bactériennes impliquées dans le cycle du carbone et de l’azote

L’ajout de différents biochars peut causer des changements spécifiques au niveau des

propriétés chimiques et causer un développement distinct des populations microbiennes

selon le traitement biochar administré (Muhammad et al., 2014). En effet, l’amendement

de biochar a favorisé des espèces spécifiques selon sa nature et son influence sur les

propriétés chimiques du sol (Tableau 5.6). Les biochars d’érable semblent avoir eu un

effet plus distinct sur certains groupes d’organismes dans le sol comparativement au

biochar P700. Selon le diagramme de Venn (Fig. 5.5), le traitement M700 a partagé

beaucoup moins d’espèces bactériennes avec le témoin que celui du P700 à la fin de

152

l’incubation. Les propriétés physicochimiques du biochar M700 étant très différentes de

celles du P700 (Tableau 2.1, chapitre 2), ont probablement influencé davantage les

communautés bactériennes du sol.

Comme il a été constaté dans l’étude de Muhammad et al. (2014), plusieurs corrélations

ont été observées entre les propriétés chimiques et biologiques du sol et les

communautés microbiennes. Selon le type de biochar, l’abondance et les changements

dans la composition bactérienne du sol ont été fortement corrélés négativement ou

positivement avec certaines propriétés chimiques et biologiques du sol amendé en biochar

dont le pH, DIC, DOC, CO2 et la FDA, mais aussi avec le contenu en DN et le ratio C:N

(Tableau 5.6).

Plusieurs espèces du genre Mycobacterium, dont M. rufum, M. pallens et M. crocinum,

sont connues pour réduire le NO3- et certaines espèces ont démontré une capacité à

dégrader des hydrocarbures aromatiques polycycliques qui peuvent être potentiellement

retrouvés dans les sols amendés de biochar (Hennessee et al., 2009). Selon nos résultats,

l’ajout de biochar M550 dans le sol semble avoir favorisé les espèces du genre

Mycobacterium. L’abondance de ce genre dans le M550 n’a toutefois pas été

significativement plus élevée que dans le témoin (Tableau 5.5).

Plusieurs espèces du genre Opitutus vivent dans des conditions très anaérobies, dont les

sols où l’on cultive le riz (Breidenbach et al., 2016). L’espèce Opitutus terrae a été

identifiée comme étant très présente dans ces milieux (Chin et al., 2001). Ces organismes

sont strictement anaérobies participant à la fermentation de sources carboniques ou

réduisant le nitrate (Hernandez et al., 2015). Selon une récente étude, l’ajout de 3% de

biochar provenant de chêne et pyrolysé à 650°C dans de la tourbe humidifiée à 40% SPE

a favorisé la croissance du genre Opitutus (De Tender et al., 2016). Dans notre étude, le

pourcentage d’abondance du genre Opitutus a été similaire entre les traitements biochars

le témoin, mais il a été plus abondant dans les traitements M400 et M700 que dans le

P700 (Tableau 5.5), indiquant la présence de zones plus anaérobies dans ces traitements

d’érable que le P700.

Harter et al. (2014) ont observé une augmentation de la croissance et de l’activité des

bactéries réduisant le N2O, dont les bactéries contenant le gène nosZ impliqué dans la

réduction du N2O en N2. Dans une récente étude, Harter et al. (2016) ont observé que les

espèces Pseudomonas stutzeri et Pedobacter saltans pourraient contribuer à l’activité du

153

gène nosZ et participer à la réduction des émissions en N2O dans un sol amendé en

biochar. Selon nos résultats, le genre Pseudomonas a été faiblement présent dans les

traitements d’érable et nul dans le témoin et le P700 (Tableau 5.5).

D’autre part, Jones et al. (2013) rapportent qu’il existe deux clades du gène nosZ (nosZI et

nosZII) et que l’expression de ces gènes dépend des conditions environnementales. Ils

ont observé que le gène nosZI était beaucoup plus influencé par la texture du sol et que

celui du nosZII était grandement influencé par le pH du sol (Jones et al., 2014). De plus,

Jones et al. (2014) ont constaté que 40% des séquences du gène nosZII étaient

rattachées au phylum des Bacteroidetes, Chloroflexi et Gemmatimonadetes et que 29%

du gène nosZI avec celui des Alphaproteobacteria. Bien que nous n’ayons pas mesuré

l’expression des gènes, certaines espèces de la classe Bacteroidetes, Chloroflexi,

Gemmatimonadetes et Alphaproteobacteria ont été plus abondantes dans le sol amendé

en biochar que dans le sol témoin (Tableaux 5.5 et 5.6).

Les membres de la famille Nitrospiraceae sont très diversifiés et certains du genre

Nitrospira sont aérobies chimiolithoautotrophes capables d’oxyder les nitrites en nitrates

qui catalysent la seconde étape de la nitrification. Les espèces du genre Nitrospira croient

rapidement en présence de composés organiques simples et de nitrites. Bien que leur

métabolisme soit aérobie, les Nitrospira sont des bactéries microaérophiles nitrifiantes, car

elles sont sensibles à la présence de fortes concentrations en oxygène. De plus, leur

activité peut être inhibée s’il y a une forte concentration en nitrate et en ammonium

(Daims, 2014). Similairement à l’étude de Chen et al. (2015), l’amendement de biochar a

favorisé les bactéries nitrifiantes, dont les Nitrospira, mais seulement dans le sol amendé

de M550 comparativement au sol témoin (Tableau 5.5).

La majorité des espèces de la famille Haliangiaceae ont été isolées dans les milieux

marins, dont le genre Haliangium. Peu d’information concernant ce genre bactérien est

présentement disponible. Toutefois, certaines espèces sont considérées comme étant des

organismes aérobies et chimioorganotrophes (Garcia et Müller, 2014). Deux récentes

études effectuées dans des milieux anaérobies, comme les marais filtrants, rapportent que

les Haliangium ont activement contribué à la dénitrification en présence de nitrite (Mcllroy

et al., 2016; Chen et al., 2016). Bien que les conditions environnementales soient très

différentes dans notre étude, le genre Haliangium a été plus abondant dans les

traitements d’érable (Tableau 5.5). De plus, 7 espèces de la famille Haliangiaceae

154

présentes dans les traitements d’érable ont été positivement corrélées avec le pH et le

DOC et négativement avec le CO2 et la FDA (Tableau 5.6). L’accroissement des espèces

associées au genre Haliangium, dans les traitements d’érable, pourrait donc expliquer en

partie la réduction plus complète du N2O en N2. Toutefois, une étude plus approfondie des

espèces associées au genre Haliangium est nécessaire pour confirmer cette observation.

Les membres de la famille Hyphomicrobiaceae sont généralement retrouvés dans le sol et

dans les milieux aquatiques. Dans le sol, certaines espèces de la famille

Hyphomicrobiaceae peuvent croître dans des conditions anaérobies en utilisant le nitrate

comme accepteur final d’électron (Oren et Xu, 2014). C’est le cas de certaines espèces du

genre Rhodoplanes qui sont des organismes photohétérotrophes facultatifs. À la noirceur

et dans des conditions anaérobies, les espèces R. sphaeroides et R. palustris ont la

capacité d’utiliser le nitrate pour leur respiration et d’effectuer une dénitrification complète

(Hiraishi et Ueda et al., 1994). Pour ce qui est des espèces du genre Hyphomicrobium,

celles-ci se développent bien dans les milieux riches en carbone et surtout en présence de

méthanol et de méthylamine et certaines sont capables de réduire le nitrate du sol, dont H.

vulgare et H. denitrificans. De plus, l’espèce P. ferrugineum du genre Pedomicrobium a la

capacité de réduire le nitrate et d’oxyder le fer et le manganèse dans le sol (Oren et Xu.,

2014). Selon nos résultats du tableau 5.5, le genre Rhodoplanes a été présent dans tous

les traitements incluant le témoin, mais significativement plus abondant dans le P700 que

le M400 et le M550. Pour ce qui est des genres Hyphomicrobium et Pedomicrobium, ceux-

ci ont été beaucoup plus abondants dans les traitements d’érable. De plus, huit espèces

de la famille Hyphomicrobiaceae ont été fortement corrélées avec la concentration en

DOC et celles-ci ont été majoritairement présentes dans le sol amendé avec les biochars

d’érable (Tableau 5.6). La présence plus importante de ces organismes, dans le sol

amendé de biochars que le sol témoin, indique que les conditions du milieu ont été plus

bénéfiques pour la réduction du NO3- et expliquerait ainsi sa concentration plus faible dans

les traitements biochars que le témoin.

Les bactéries de la classe Anaerolineae sont des organismes chimioorganotrophes

strictement anaérobies qui peuvent dégrader différents composés carbonés (Yamada et

al., 2006). Dans notre expérience, l’ajout de compost a fortement augmenté ce groupe

bactérien (Tableau 5.4). Les résultats suggèrent donc que l’ajout de compost pourrait avoir

favorisé davantage la respiration hétérotrophe et créer des conditions plus anaérobies et

155

propices à une dénitrification plus complète dans le sol, et ce principalement dans le

témoin non amendé en biochar (Fig. 5.3).

5.5 Conclusion

En somme, nos résultats suggèrent que l’ajout de biochar peut modifier les propriétés

physicochimiques du sol et changer la composition des communautés bactériennes en

stimulant la croissance et l’activité bactériennes. Selon la nature de la biomasse du

biochar, celui-ci va influencer différemment les populations bactériennes du sol. De plus,

nos résultats semblent supporter l’hypothèse émise par Anderson et al. (2011) indiquant

que le biochar pourrait jouer un rôle important dans la prolifération des différentes

bactéries impliquées dans le cycle de l’azote et du carbone, et créer des conditions

propices à la dénitrification complète de l’azote. D’autre part, les conditions plus

anaérobies dans le sol argileux amendé de biochars d’érable pourraient avoir favorisé la

production de CH4 au dépend du CO2 et avoir favorisé la réduction du N2O en N2 dans le

sol. Toutefois, l’usage d’un marqueur isotopique en carbone est nécessaire pour mieux

comprendre la dynamique du carbone dans les sols amendés en biochar. De plus, des

études supplémentaires sont nécessaires pour mieux comprendre la complexité des

interactions entre le type de biochar, les communautés microbiennes du sol qui sont

impliquées dans la réduction de gaz à effet de serre et les cycles biogéochimiques (C et

N), et ce, dans différentes conditions environnementales.

156

5.6 Références

Abujabhah, I.S., Doyle, R., Bound, S.A., Bowman, J.P., 2016a. The effect of biochar loading rates on soil fertility, soil biomass, potential nitrification, and soil community metabolic profiles in three different soils. Journal of Soils and Sediments 16, 2211–2222.

Abujabhah, I.S., Bound, S.A., Doyle, R., Bowman, J.P., 2016b. Effects of biochar and compost amendments on soil physico chemical properties and the total community within a temperate agricultural soil. Applied Soil Ecology 98, 243–253.

Agegnehu, G., Bass, A.M., Nelson, P.N., Muirhead, B., Wright, G., Bird, M.I., 2015. Biochar, and biochar-compost as soil amendments: Effects on peanut yield, soil properties and greenhouse gas emissions in tropical North Queensland, Australia. Agriculture, Ecosystems and Environment 213, 72–85.

Agegnehu, G., Bass, A.M., Nelson, P.N., Bird, M.I., 2016. Benefits of biochar, compost and biochar-compost for soil quality, maize yield and greenhouse gas emissions in a tropical agricultural soil. Science of the Total Environment 543, 295–306.

Ameloot, N., Sleutel, S., Das, K.C., Kanagaratnam, J., De Neve, S., 2015. Biochar amendment to soils with contrasting organic matter level: effects on N mineralization and biological soil properties. Global Change Biology Bionergy 7, 135–144.

Ander, J., Mumme, J., 2015. Impact of pyrolysis and hydrothermal biochar on gas-emitting activity of soil microorganisms and bacterial and archaeal community composition. Applied Soil Ecology 96, 225–239.

Anderson, C.R., Condron, L.M., Clough , T.J., Fiers, M., Stewart, A., Hill, R.A., Sherlock, R.R., 2011. Biochar induced soil microbial community change: Implications for biogeochemical cycling of carbon, nitrogen and phosphorus. Pedobiologia 54, 309–320.

Barraclough, D., 1991. The use of mean pool abundances to interpret l5N tracer experiments. Plant and Soil 131, 89−96.

Bass, A.M., Bird, M.I., Kay, G., Muirhead, B., 2016. Soil properties, greenhouse gas emissions and crop yield under compost, biochar and co-composted biochar in two tropical agronomic systems. Science of The Total Environment 550, 459–470.

Bateman, E.J., Baggs, E.M., 2005. Contributions of nitrification and denitrification to N2O emissions from soils at different water-filled pore space. Biology Fertility Soils 41, 379−388.

Breidenbach, B., Pump, J., Dumont, M.G., 2016. Microbial Community Structure in the Rhizosphere of Rice Plants. Frontier in Microbiology doi: 10.3389/fmicb.2015.01537

Brooks, P.D., Stark, J.M., McInteer, B.B., Preston, T., 1989. Diffusion method to prepare soil extracts For automated nitrogen-15 analysis. Soil Science Society of America Journal 53, 1707−1711.

Bruun, E.W., Ambus, P., Egsgaard, H., Hauggaard-Nielsen, H., 2012. Effects of slow and fast pyrolysis biochar on soil C and N turnover dynamics. Soil Biology and Biochemistry, 46, 73−79.

Burger, M., Jackson, L.E., 2003. Microbial immobilization of ammonium and nitrate in relation to ammonification and nitrification rates in organic and conventional cropping systems. Soil Biology and Biochemistry 35, 29−36.

Butterbach-Bahl, K., Baggs, E.M., Dannenmann, M., Kiese, R., Zechmeister-Boltenstern, S., 2013. Nitrous oxide emissions from soils: how well do we understand the processes and their controls? Philosophical Transactions of the Royal Society 368: 20130122.

157


Case, S.D.C., Mcnamara, N.P., Reay, D.S., Whitaker, J., 2012. The effect of biochar addition on N2O and CO2 emissions from a sandy loam soil - The role of soil aeration. Soil Biology and Biochemistry 51, 125–134.

Case, S. D. C., McNamara, N. P., Reay, D. S., Stott, A. W., Grant, H. K., Whitaker, J., 2015. Biochar suppresses N2O emissions while maintaining N availability in a sandy loam soil. Soil Biology and Biochemistry 81, 178–185.

Cayuela, M.L., Oenema, O., Kuikman, P.J., Bakker, R.R., Van Groenigen, J.W., 2010. Bioenergy by-products as soil amendments? Implications for carbon sequestration and greenhouse gas emissions. GCB Bioenergy 2, 201–213.


Cayuela, M.L., Van Zwieten, L., Singh, B.P., Jeffery, S., Roig, A., Sanchez-Monedero, M.A., 2014. Biochar’s role in mitigating soil nitrous oxide emissions: A review and meta-analysis. Agriculture, Ecosystems & Environment 191, 5–16.

Chantigny, M.H., Pelster, D.E., Perron, M-H., Rochette, P., Angers, D.A., Parent, L-É., Massé, D., Ziadi, N., 2012. Nitrous Oxide Emissions from Clayey Soils Amended with Paper Sludges and Biosolids of Separated Pig Slurry. Journal of Environmental Quality 42, 30–39.

Chen, J., Liu, X., Li, L., Zheng, J., Qu, J., Zheng, J., Zhang, X., Pan, G., 2015. Consistent increase in abundance and diversity but variable change in community composition of bacteria in topsoil of rice paddy under short term biochar treatment across three sites from South China. Applied Soil Ecology 91, 68–79.

Chen, Y., Zhao, Z., Peng, Y., Li, J., Xiao, L., Yang, L., 2016. Performance of a full-scale modified anaerobic/anoxic/oxic process: High-throughput sequence analysis of its microbial structures and their community functions. Bioresource Technology, 220, 225–232.

Chin, K-J., Liesack, W., Janssen, P.H., 2001. Opitutus terrae gen. nov., sp. nov., to accommodate novel strains of the division ‘Verrucomicrobia’ isolated from rice paddy soil. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 51, 1965–1968.

Chintala, R., Schumacher, T.E., Kumar, S., Malo, D.D., Rice, J.A., Bleakley, B., Chilom, G., Clay, D.E., Julson, J.L., Papiernik, S.K., Gu, Z.R., 2014. Molecular characterization of biochars and their influence on microbiological properties of soil. Journal of Hazardous Materials 279, 244–256.

Cuhel, J., Simek, M., Laughlin, R.J., Bru, D., Chèneby, D., Watson, C.J., Philippot, L., 2010. Insights into the effect of soil pH on N2O and N2 emissions and denitrifier community size and activity. Applied and Environmental Microbiology 76 (6), 1870–1878.

Cusack, D.F., Torn M.S., McDowell, W.H., Silver, W.L., 2010. The response of heterotrophic activity and carbon cycling to nitrogen additions and warming in two tropical soils. Global Change Biology 16, 2555–2572.

Dai, Z., Meng, J., Muhammad, N., Liu, X., Wang, H., He, Y., Brookes, P.C., Xu, J., 2013. The potential feasibility for soil improvement, based on the properties of biochars pyrolyzed from different feedstocks. Journal of Soils and Sediments 13, 989–1000.

Daims, H., 2014. The family Nitrospiraceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Other major lineages of bacteria and the archaea. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 59.

Darby, I., Xu, C-Y., Wallace, H.M., Joseph, S., Pace, B., Bai, S.H., 2016. Short-term dynamics of carbon and nitrogen using compost, compost-biochar mixture and organo-mineral biochar. Environmental Science and Pollution Research 23, 11267–11278.

158

Davidson, E.A., Keller, M., Erickson, H.E., Verchot, L.V., Veldkamp, E., 2000. Testing a conceptual model of soil emissions of nitrous and nitric oxides. Bioscience 50, 667–680.


Ding, G-C., Pronk, G.J., Babin, D., Heuer, H., Heister, K., Kögel-Knabner, I., Smalla, K., 2013. Mineral composition and charcoal determine the bacterial community structure in artificial soils. FEMS Microbiology Ecology 86, 15–25.


Farrell, M., Kuhn, T.K., Macdonald, L.M., Maddern, T.M., Murphy, D.V., Hall, P.A., Singh, B.P., Baumann, K., Krull, E.S., Baldock, J.A., 2013. Microbial utilisation of biochar-derived carbon. Science of the Total Environment 465, 288−297.


Garcia, R., Müller, R., 2014. The family Haliangiaceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Deltaproteobacteria and Epsilonproteobacteria. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 13


Guo, X., Drury, C.F., Reynolds, W.D., Yang, X., Fan, R., 2012. Nitrous oxide and carbon dioxide emissions from aerobic and anaerobic incubations: effect of core length. Soil Science Society of America Journal 77, 817−829.

Hangs, R.D., Ahmed, H.P., Schoenau, J.J., 2016. Influence of willow biochar amendment on soil nitrogen availability and greenhouse gas production in two fertilized temperate prairie soils. BioEnergy Research 9, 157–171.

Hennessee, C.T., Seo, J-S., Alvarez, A.M., Li, Q.X., 2009. Polycyclic aromatic hydrocarbon-degrading species isolated from Hawaiian soils: Mycobacterium crocinum sp. nov., Mycobacterium pallens sp. nov., Mycobacterium rutilum sp. nov., Mycobacterium rufum sp. nov. and Mycobacterium aromaticivorans sp. nov. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 59, 378–387.

Hernandez, M., Dumont, M.G., Yuan, Q., Conrad, R., 2015. Different bacterial populations associated with the roots and rhizosphere of rice incorporate plant-derived carbon. Applied and Environmental Microbiology 81, 2244–2253.

Hiraishi, A., Ueda, Y., 1994. Rhodoplanes gen. nov., a new genus of phototrophic bacteria including Rhodopseudomonas rosea as Rhodoplanes roseus comb. nov. and Rhodoplanes elegans sp. nov. International Journal of Systematic Bacteriology 44 (4), 665-673.

Jobson, J., 2012. Applied multivariate data analysis: Volume II: Categorical and multivariate methods. Springer Science & Business Media.


Jones, C.M., Graf, D.R.H., Bru, D., Philippot, L., Hallin, S., 2013. The unaccounted yet abundant nitrous oxide reducing microbial community: a potential nitrous oxide sink. The ISME Journal 7, 417–426.

Jones, C.M., Spor, A., Brennan, F.P., Breuil, M-C., Bru, D., Lemanceau, P., Grifftiths, B., Hallin, S., Philippot, L., 2014. Recently identified microbial guild mediates soil N2O sink capacity. Nature Climate Change doi: 10.1038/nclimate2301.

159

Harter, J., Krause, H-M., Schuettle, S., Ruser, R., Fromme, M., Scholten, T., Kappler, A., Behren, S et al., 2014. Linking N2O emissions from biochar-amended soil to the structure and function of the N-cycling microbial community. The ISME Journal 8, 660–674.


Heitkotter, J., Marschner, B., 2015. Interactive effects of biochar ageing in soils related to feedstock, pyrolysis temperature, and historic charcoal production. Geoderma 245–246, 56–64.

Kammann, C., Ratering, S., Eckhard, C., Müller, C., 2012. Biochar and hydrochar effects on greenhouse gas (carbon dioxide, nitrous oxide, and methane) fluxes from soils. Journal of Environmental Quality 41, 1052–1066.

Kirkham, D., Bartholomew, W.V., 1954. Equations for following nutrient transformations in soil, utilizing tracer data. Soil Science Society of America Journal 18 (1) 33−34.

Le, H.T., Ho, C.T., Trinh, Q.H., Trinh, D.A., Luu, M.T.N., Tran, H.S., Orange, D., Janeau, J.L., Merroune, A., 2016. Responses of aquatic bacteria to terrestrial runoff: effects on community structure and key taxonomic groups. Frontiers in Microbiology. doi: 10.3389/fmicb.2016.00889.



Lin, D.M., Doran, J.W., 1984. Effect of water-filled pore space on carbon dioxide and nitrous oxide production in tilled and nontilled soils. Soil Science Society of America Journal 48, 1267−1272.

Liu, Y., Yang, M., Wu, Y., Wang, H., Chen, Y., Wu, W., 2011. Reducing CH4 and CO2 emissions from waterlogged paddy soil with biochar. . Journal of Soils and Sediments 11, 930–939.


Luxhøi, J., Nielsen, N.E., Jensen, L.S., 2004. Effect of soil heterogeneity on gross nitrogen mineralization measured by 15N-pool dilution techniques. Plant and Soil 262 (1), 263−275.

Maynard, D.G., Kalra, Y.P., Crumbaugh., J. A., 2008. Nitrate and exchangeable ammonium nitrogen. In: Carter, M and Gregorich E.G. (Eds.): Soil sampling and methods of analysis. CRC Press, Boca Raton, FL, Chapter 6.

Mcllroy, S.J., Starnawska, A., Starnawski, P., Saunders, A.M., Nierychlo, M., Nielsen, P.H., Nielsen, J.L., 2016. Identification of active denitrifiers in full-scale nutrient removal wastewater treatment systems. Environmental Microbiology, 18 (1), 50–64.

Muhammad, N., Dai, Z., Xiao, K., Meng, J., Brookes, P.C., Liu, X., Wang, H., Wu, J., Xu, J., 2014. Changes in microbial community structure due to biochars generated from different feedstocks and their relationships with soil chemical properties. Geoderma 226–227, 270–278.


Nelissen, V., Rütting, T., Huygens, D., Staelens, J., Ruysschaery, G., Boeckx, P., 2012. Maize biochars accelerate short-term soil nitrogen dynamics in a loamy sand soil. Soil Biology and Biochemistry 55, 20–27.

Nelissen, V., Saha, B.K., Ruysschaert, G., Boeckx, P., 2014. Effect of different biochar and fertilizer types on N2O and NO emissions. Soil Biology and Biochemistry 70, 244–255.

Nelissen, V., Rütting, T., Huygens, D., Ruysschaery, G., Boeckx, P., 2015. Temporal evolution of biochar’s impact on soil nitrogen processes – a 15N tracing study. Global Change Biology Bioenergy 7, 635–645.

160

Oren, A., Xu, X-W., 2014. The Family Hyphomicrobiaceae. Dans : Rosenberg, E., DeLong, E. F., Lory, S., Stackebrandt, E., Thompson, F. (Eds.) : The Prokaryotes, Alphaproteobacteria and Betaproteobacteria. Fourth Edition. Springer-Verlag BE, Section 11.

Simek, M., Jisova, L., Hopkins, D.W., 2002. What is the so-called optimum pH for denitrification in soil? Soil Biology and Biochemistry 34, 1227–1234.

Spokas, K.A., Reicosky, D.C., 2009. Impacts of sixteen different biochars on soil greenhouse gas production 3, 179–193.

Spokas, K.A., Baker, J.M., Reicosky, D.C., 2010. Ethylene: Potential key for biochar amendment impacts. Plant and Soil 333, 443–452.

Spokas, K.A., 2013. Impact of biochar field aging on laboratory greenhouse gas production potentials. Global Change Biology Bioenergy 5, 165–176.

St-Luce, M., Whalen, J.K., Ziadi, N., Zebarth, B.J., Chantigny, M.H., 2014. Labile organic nitrogen transformations in clay and sandy-loam soils amended with 15N-labelled faba bean and wheat residues. Soil Biology and Biochemistry 68, 208−218.


Wu, F., Jia, Z., Wang, S., Chang, S.X., Startsev, A., 2013. Contrasting effects of wheat straw and its biochar on greenhouse gas emissions and enzyme activities in a Chernozemic soil. Biology and Fertility of Soils 49, 555–565.

Wu, H., Zeng, G., Liang, J., Chen, J., Xu, J., Dai, J., Li, X., Chen, M., Xu, P., Zhou, Y., Li, F., Hu, L., Wan, J., 2016. Responses of bacterial community and functional marker genes of nitrogen cycling to biochar, compost and combined amendments in soil. Applied Microbiology and Biotechnology 100, 8583–8591.


Yamada, T., Sekiguchi, Y., Hanada, S., Imachi, H., Ohashi, Harada, H., Kamagata, Y., 2006. Anaerolinea thermolimosa sp. nov., Levilinea saccharolytica gen. nov., sp. nov. and Leptolinea tardivitalis gen. nov., sp. nov., novel filamentous anaerobes, and description of the new classes Anaerolineae classis nov. and Caldilineae classis nov. in the bacterial phylum Chloroflexi. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 56, 1331–1340.

Yu, L., Tang, J., Zhang, R., Wu, Q., Gong, M., 2013. Effects of biochar application on soil methane emission at different soil moisture levels. Biology Fertility Soils 49, 119−128.

Zimmerman, A.R., Gao, B., Ahn, M.Y., 2011. Positive and negative carbon mineralization priming effects among a variety of biochar-amended soils. Soil Biology and Biochemistry 43, 1169–1179.

161

Chapitre 6

6.0 Discussion générale

Jusqu’à maintenant très peu d’études ont été effectuées sur l’usage de différents biochars

en horticulture et qui ont permis d’élucider leurs effets positifs sur l’activité et la structure

des communautés microbiennes du sol et sur les rendements de la plante, simultanément,

et sur la réduction des apports d’engrais (Cox et al., 2012 ; De Tender et al., 2016). De

plus, il existe peu de connaissances sur les relations entre les communautés

bactériennes, les processus biologiques, les changements au niveau des propriétés

physicochimiques du sol et l’atténuation des émissions de gaz à effet de serre dans les

sols amendés en biochar (Abujabhah et al., 2016; Gul et al., 2015; Ding et al., 2016).

Il est toutefois connu que l’utilisation du biochar comme amendement permet d’améliorer

les rendements de la plante, de réduire les émissions de gaz à effet de serre et

d’augmenter l’activité biologique du sol (Ding et al., 2016). De plus, son effet va déprendre

du type de biochar, du type de sol et des conditions environnementales (Laghari et al.,

2016). Or, la majorité des travaux publiés ont étudié un seul type de biochar à la fois, ce

qui ne permet pas de bien distinguer les propriétés bénéfiques des biochars sur les

communautés microbiennes en lien avec l’atténuation de gaz à effet de serre, la

productivité du sol et les rendements de la plante.

Les travaux présentés dans cette thèse mettent en évidence certaines propriétés

physicochimiques essentielles du biochar pour atténuer les émissions en N2O, de réduire

les besoins en engrais et l’utilisation de l’eau, et de diminuer le lessivage des éléments

minéraux tout en favorisant la croissance de la plante. De plus, les résultats démontrent

que l’ajout de biochar peut stimuler certains groupes de bactéries impliqués dans le cycle

du carbone et de l’azote et possiblement ceux dans le développement de la plante. Ces

travaux permettront de mieux guider le producteur agricole et les industries fabriquant des

substrats à base de tourbe dans le choix d’un biochar favorable à la croissance de la

tomate et du poivron, et de contribuer à une agriculture plus durable.

Dans l’ensemble des travaux, l’augmentation du pH et la diminution de la disponibilité en

carbone du biochar ont été les éléments clés dans l’atténuation des émissions en N2O et

en CO2 (Chapitres 2 et 5). De plus, l’amendement en biochar, un matériel riche en

162

carbone, a stimulé la respiration du sol et ainsi favoriser l’augmentation des rendements

de la tomate et du poivron (Chapitre 3). L’augmentation du pH du sol amendé de biochar a

également eu un impact important sur les changements dans la composition des

populations bactériennes (Chapitres 4 et 5). De plus, l’amélioration de la capacité

d’échange cationique (CEC) dans le substrat à base de tourbe amendé en biochar a

permis une meilleure efficacité d’utilisation de l’eau et de diminuer les apports d’engrais

dans la culture de la tomate et du poivron (Chapitre 3).

En absence de plante, le faible pouvoir neutralisant et la haute porosité du biochar P700

n’ont pas permis de maintenir une atténuation aussi efficace des émissions en CO2 et N2O

que ceux des biochars d’érable dans le substrat à base de tourbe humidifié à 60% SPE

(Chapitre 2). Cependant, la faible porosité, le pouvoir neutralisant et l’humidité (70% SPE)

plus élevés du sol argileux que la tourbe ont permis au biochar P700 d’atténuer plus

efficacement le CO2 et le N2O (Chapitre 5). La diffusion des gaz moins rapide dans le sol

argileux que celle dans le substrat de tourbe (Caron et al., 2015) peut permettre un

meilleur temps de contact entre le gaz, le biochar et les microorganismes du sol. Le

transport du gaz étant ralenti a possiblement freiné la respiration du sol et favorisé la

réduction du N2O en N2 avant qu’ils soient émis dans l’atmosphère. L’effet du biochar n’est

donc pas commun d’un sol à l’autre et dépend non seulement des propriétés

physicochimiques du biochar, mais aussi de ceux du sol. Nos résultats supportent

l’hypothèse de Thomazini et al. (2015) indiquant que le type de biochar peut interagir

différemment sur la production du CO2 et du N2O selon les propriétés physicochimiques du

sol.

Bien que l’amendement de biochars d’érable, M550 et M700 fortement alcalins, a permis

d’augmenter le pH et la concentration en DOC dans le substrat à base de tourbe et dans

le sol agricole, de faibles émissions en CO2 et une faible activité enzymatique ont été

constatées dans les deux études d’incubation (Chapitres 2 et 5). L’ajout de compost dans

les deux sols amendés de biochar a permis aux microorganismes hétérotrophes d’avoir un

meilleur approvisionnement en C organique et favoriser les émissions en CO2 (Chapitre 2

et 5). La présence de micro et mésopores (< 50 nm) à la surface des biochars M550 et

M700 pourrait avoir limité l’accès des microorganismes au DOC mesuré dans les deux

études d’incubation (Chapitre 2 et 5), et ceci semble coïncider avec la faible production de

CO2 (Gul et al., 2015). De plus, la nature du contenu en DOC et d’autres composés en

carbone pourraient avoir limité la respiration microbienne, surtout dans le sol amendé de

163

biochar M550 (Gul et al., 2015). Toutefois, d’autres études sont nécessaires pour

confirmer ces observations. L’usage d’un marqueur isotopique en carbone en relation

avec les dimensions des pores du biochar pourrait permettre une meilleure

compréhension dans la dynamique du carbone des sols amendés de biochar. De plus,

l’étude des composés carbonés libérés dans les sols amendés de biochar serait

nécessaire pour avoir une meilleure compréhension entre la composition en carbone et la

respiration microbienne.

Comme la température de pyrolyse a été faible lors de la production du biochar d’érable

(M400) et du saule (W400), le contenu en C labile est demeuré plus élevé dans ces

biochars comparativement aux biochars pyrolysés à 550°C et 700°C. Le carbone des

biochars pyrolysés à 400°C étant facilement disponible aux microorganismes a favorisé

les émissions en CO2, et l’ajout de compost n’a pas augmenté la production de ce gaz.

Toutefois, un épuisement du C labile s’est rapidement manifesté dans le traitement

amendé de biochar M400 dans les deux études d’incubation. Ces résultats concordent

avec une récente étude démontrant un effet biphasique de la disponibilité en C dans les

biochars produits à basse température (< 400°C) (Mukherjee et al., 2016). Par contre,

aucun effet biphasique n’a été observé dans le substrat de tourbe amendé de biochar de

saule pyrolysé à 400°C. À l’inverse du biochar M400, le faible pouvoir neutralisant du

biochar W400 et son haut pouvoir de rétention en eau semblent indiquer un comportement

similaire à celui du biochar de pin produit à 700°C.

En absence de plante, l’apport en biochar n’a pas limité le prélèvement de l’azote par les

bactéries du sol selon les résultats obtenus dans cette thèse. L’essai préliminaire présenté

au chapitre 2 a indiqué une faible capacité d’adsorption en NO3- (adsorption < 6%) dans

tous les biochars à l’étude. En accord avec ces premiers résultats, l’usage d’un marqueur

azoté (15N) au chapitre 5, a permis de confirmer que l’amendement de n’a pas influencé la

disponibilité de l’azote. Les taux bruts de nitrification, de minéralisation et d’immobilisation

de l’azote des traitements biochars ont été similaires à ceux du sol non amendé. De ce

fait, nos résultats suggèrent que la faible production de N2O observée dans la tourbe

(chapitres 2) et dans le sol (chapitre 5) amendés en biochar pourrait être associée à une

amélioration de la réduction du N2O en N2.

Au chapitre 5, certaines espèces bactériennes du genre Haliangium, Rhodoplanes,

Hyphomicrobium, Pedomicrobium impliquées dans le processus de dénitrification ont été

164

plus abondantes dans le sol amendé de biochar. Comme ces espèces préfèrent des

conditions anaérobies et riches en carbone, l’ajout de biochar peut avoir créé des

conditions propices au développement de ces organismes et favoriser une dénitrification

plus complète de l’azote.

D’autres espèces bactériennes retrouvées au chapitre 5, dont celles de la classe

Bacteroidetes, Chloroflexi, Gemmatimonadetes et Alphaproteobacteria pourraient être

associées au gène nosZ impliqué dans le processus de la dénitrification complète de

l’azote en N2 (Jones et al., 2014). La haute alcalinité des biochars d’érable pourrait avoir

stimulé les bactéries portant le gène nosZ codant pour la synthèse de l’enzyme N2O

réductase, et ainsi favoriser la transformation de N2O en N2. Toutefois, l’analyse de

l’expression des gènes associés au cycle de l’azote est nécessaire pour confirmer cette

hypothèse.

D’autre part, les résultats du chapitre 3 montrent que l’ajout de biochars dans le substrat à

base de tourbe a significativement augmenté les rendements des plants de tomate et de

poivron fertilisés avec 50% de la dose recommandée. La baisse en N et P observées dans

les tissus des plants de poivron et dans le substrat, causées par une immobilisation du N

et possiblement une précipitation du P dans le substrat amendé de biochars d’érable n’a

pas occasionné des effets néfastes sur le développement des plants. Les traitements

biochars M700 (5, 10 et 15% v/v) fertilisés avec la moitié de la dose recommandée en

azote (100 mg N L-1) ont donné les plus hauts rendements en fruits secs de poivron, soit

51% et 25% plus élevés que le témoin fertilisé avec 100 mg N L-1 et avec la dose

recommandée en azote (200 mg N L-1), respectivement. Avec la dose complète en

fertilisant, l’amendement de M550 (10%) et de M700 (5%) a augmenté significativement la

biomasse aérienne et celle des racines des plants de poivron. Pour la culture de la tomate,

l’ajout de 5% de P700 dans le substrat à base de tourbe a donné des rendements en fruits

secs plus élevés que le substrat témoin. Une meilleure disponibilité de certains éléments

minéraux, dont le contenu en K+, DIC et DOC, et un pH plus élevé dans le substrat

tourbeux amendé de biochars d’érable et une meilleure CEC en présence du biochar

P700 peuvent avoir favorisé un meilleur développement de la plante (Chapitre 3). Comme

il a été observé dans des études récentes (Vaughn et al., 2013 ; Xu et al., 2015), l’ajout de

biochar dans un milieu acide peut améliorer la composition minérale, la CEC et le pH et

permettre un meilleur développement de la plante.

165

En plus d’améliorer la disponibilité de certains éléments minéraux, une meilleure efficacité

d’utilisation de l’eau a été observée au chapitre 3. Une rétention en eau plus élevée dans

le substrat de tourbe amendé de biochar a permis de réduire le nombre d’irrigations tout

en maintenant des rendements élevés en fruits de la tomate et du poivron. Ces résultats

concordent avec ceux de deux récentes études (Akhtar et al., 2014; Vaccari et al., 2015)

indiquant que l’ajout de biochar permet d’augmenter les rendements en fruits par unité

d’eau consommée. Ces résultats mettent donc en évidence la possibilité d’utiliser du

biochar pour diminuer significativement l’apport en eau et en éléments minéraux sans

diminuer les rendements de la culture de la tomate et du poivron dans un substrat

horticole.

À l’inverse des résultats obtenus dans l’étude d’incubation avec de la tourbe amendée en

biochars d’érable (Chapitre 2), une augmentation de la respiration du sol a été observée

en présence d’une plante (Chapitre 3). Une accélération de la minéralisation du carbone

par les exsudats racinaires des plantes (Shahzad et al., 2015) dans le substrat amendé en

biochar pourrait expliquer cette différence. De plus, l’augmentation significative de la

biomasse racinaire des plants de poivron dans le substrat tourbeux amendé de biochars

d’érable (Chapitre 3) pourrait aussi expliquer la concentration plus élevée en CO2 dans

l’air du substrat amendé de biochars d’érable. La masse racinaire plus importante pourrait

contribuer à un relâchement plus élevé d’exsudats racinaires dans le milieu et favoriser la

minéralisation du carbone par certains organismes hétérotrophes (Shahzad et al., 2015).

D’autre part, la biomasse racinaire semble être influencée par la concentration en carbone

dans le substrat (Chapitre 3). Selon l’étude de Dai et al. (2017) et de Kolton et al. (2017),

l’amendement de biochar améliore la fertilité du sol et par conséquent influence la

croissance et le développement des racines de la plante, car les communautés

microbiennes du sol qui interagissent avec les racines sont affectées par la présence de

biochar (Joseph et al., 2010). Les résultats suggèrent donc une interaction possible entre

le biochar et le développement de la plante qui pourrait expliquer les concentrations plus

élevées en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe.

En effet, des corrélations positives ont été observées entre la concentration en CO2 dans

l’air du substrat et la biomasse des fruits, des racines et la biomasse aérienne des plantes

pour les deux études en serre (Chapitre 3). Ces résultats montrent que la présence d’une

plante peut augmenter la disponibilité du C dans le substrat amendé en biochar, stimuler

166

l’activité microbienne impliquée dans la dégradation de composés organiques, et ainsi

favoriser son développement. Selon les résultats obtenus au chapitre 4, plusieurs espèces

associées à la dégradation de composés carbonés ont été identifiées dans le substrat à

base de tourbe amendé de biochars d’érable M550 et M700, dont celles du genre

Devosia, Cellvibrio et Hyphomicrobium. Pour ce qui est des espèces du genre

Rhodoplanes, celles-ci ont été fortement présentes dans tous les traitements de la culture

du poivron, incluant le témoin. L’activité microbienne hétérotrophe (représentée par les

émissions en CO2) et la biomasse racinaire plus élevées dans la culture du poivron que

dans la culture de la tomate (Chapitre 3) peuvent avoir contribué au développement plus

important de ces espèces.

D’autres espèces hétérotrophes, dont celles de la famille Oxalobacteraceae et

Methylophilaceae et celles du genre Streptomyces, ont aussi été identifiées dans les

traitements biochars au chapitre 4. Selon la littérature (Fedorov et al., 2011 ; Green et al.,

2007 ; Viaene et al., 2016), ces dernières pourraient potentiellement être impliquées dans

la stimulation de la croissance et le développement de la plante ou comme agent de lutte

biologique. Toutefois, des essais supplémentaires en présence de microorganismes

bénéfiques connus dans le sol amendé ou non de biochar sont nécessaires pour confirmer

cette hypothèse.

Selon les résultats obtenus dans cette thèse, le type de biochar ajouté au substrat

horticole et au sol agricole peut causer des changements spécifiques au niveau des

propriétés physicochimiques du milieu causant un développement distinct des

communautés bactériennes. Au chapitre 4, le haut pouvoir alcalinisant des biochars

d’érable M550 et M700 combiné à un meilleur apport en carbone dans le milieu a eu un

plus grand impact sur les changements des communautés bactériennes comparativement

au biochar P700. Le même constat a été observé au chapitre 5. Toutefois, l’effet du pH a

été moins rapide et important que l’ajout d’une source de carbone (compost) (Chapitre 5).

Un temps d’acclimatation des communautés bactériennes a été nécessaire dans le sol

amendé en biochar. Étonnamment, aucune différence entre les communautés

bactériennes des biochars d’érable M400, M550 et M700 n’a été observée dans l’étude

d’incubation. L’épuisement rapide en C labile dans le biochar M400 et son pouvoir

neutralisant similaire aux deux autres biochars d’érable n’a pas favorisé le développement

d’un groupe distinct de bactéries dans le sol argileux.

167

6.1 Références

Abujabhah, I.S., Doyle, R., Bound, S.A., Bowman, J.P., 2016. The effect of biochar loading rates on soil fertility, soil biomass, potential nitrification, and soil community metabolic profiles in three different soils. Journal of Soils and Sediments 16, 2211–2222.




Dai, Z., Zhang, X., Tang, C., Muhammad, N., Wu, J., Brookes, P.C., Xu, J., 2017. Potential role of biochars in decreasing soil acidification – A critical review. Science of the Total Environment 581-582, 601-611.



Fedorov, D.N., Doronina, N.V., Trotsenko, Y.A, 2011. Phytosymbiosis of aerobic methylobacteria: new facts and views. Microbiology 80, 443–454.

Green, S.J., Michel Jr, F.C., Hadar, Y., Minz, D., 2007. Contrasting patterns of seed and root colonization by bacteria from the genus Chryseobacterium and from the family Oxalobacteraceae. The ISME Journal 1, 291–299.


Hamilton, E. W., Frank, D. A., 2001. Can plants stimulate soil microbes and their own nutrient supply? Evidence from a grazing tolerant grass. Ecology, 82 (9), 2397−2402.

Jones et al., 2014. Recently identified microbial guild mediates soil N2O sink capacity. Nature Climate Change doi: 10.1038/nclimate2301.

Joseph, S.D., Camps-Arbestain, M., Lin, Y., Munroe, P., Chia, C.H., Hook, J., Van Zwieten, L., Kimber, S., Cowie, A., Singh, B.P., Lehmann, J., Foidl, N., Smernik, R.J., Amonette, J.E., 2010. An investigation into the reactions of biochar in the soil. Australian Journal of Soil Research 48, 501-515.

Kolton, M., Graber, E.R., Tsehansky, L., Elad, Y., Cytryn, E., 2017. Biochar-stimulated plant performance is strongly linked to microbial diversity and metabolic potential in the rhizosphere. New Phytologist 213, 1393-1404.

Laghari, M., Naidu, R., Xiao, B., Hu, Z., Mirjat, M.S., Hu, M., Kandhro, M.N., Chen, Z., Guo, D., Jogi, Q., Abudi, Z.N., Fazal, S., 2016. Recent developments in biochar as an effective tool for agricultural soil management: a review. Journal of the Science of Food and Agriculture 96, 4840–4849.


168

Shahzad, T., Chenu, C., Genet, P., Barot, S., Perveen, N., Mougin, C., Fontaine, S., 2015. Contribution of exudates, arbuscular mycorrhizal fungi and litter depositions to the rhizosphere priming effect induced by grassland species. Soil Biology and Biochemistry 80 146−155.

Thomazini, A., Spokas, K., Hall, K., Ippolito, J., Lentz, R., Novak, J., 2015. GHG impacts of biochar: Predictability for the same biochar. Agriculture, Ecosystems and Environment 207, 183–191.



Viaene, T., Langendries, S., Beirinckx, S., Maes, S., Goormachtig, S., 2016. Streptomyces as a plant’s best friend? FEMS Microbiology Ecology 92 (8), 1–10.


169

Chapitre 7

7.0 Conclusion générale

Ce projet de doctorat avait comme objectif général de comprendre comment les propriétés


des communautés microbiennes et la croissance de la plante. Puisque la nature de la

biomasse et la température de pyrolyse influencent les propriétés physicochimiques du

biochar, cinq biochars ont été produits et évalués dans cette thèse: écorces d’érable

pyrolysés à 400°C, 550°C et 700°C, copeaux de pin pyrolysés à 700°C et copeaux de

saule pyrolysés à 400°C.

En général, l’ajout de biochar a permis d’atténuer les émissions de gaz à effet de serre

lors des deux études d’incubation en absence de plante. Cependant, les résultats

montrent que le type de biochar peut interagir différemment sur la production de CO2, CH4

et de N2O selon les propriétés physicochimiques du sol. De plus, l’ajout d’une source

azotée ou d’une source carbonée (compost) peut influencer l’efficacité de certains

biochars à atténuer les émissions en CO2 et N2O dans le sol. Parmi les biochars à l’étude,

le biochar d’érable pyrolysé à 550°C a été le plus efficace à réduire les émissions en CO2

et N2O dans le substrat à base de tourbe sans plante, tandis que dans le sol argileux c’est

le biochar de pin pyrolysé à 700°C. Le pH élevé du biochar d’érable pyrolysé à 550°C a

limité la respiration du sol et a permis de réduire plus efficacement le N2O en N2 dans le

substrat à base de tourbe. Pour ce qui est du biochar de pin pyrolysé à 700°C, son haut

pouvoir de rétention en eau et la faible diffusion des gaz vers l’atmosphère dans le sol

argileux ont favorisé des conditions propices à l’atténuation des émissions en CO2 et N2O.

La présence d’une plante a toutefois favorisé la minéralisation du carbone et la production

de CO2 (directement via la respiration des racines ou indirectement par l’entremise des

exsudats racinaires) dans les substrats à base de tourbe, amendés de biochar, indiquant

une interaction entre le sol, la plante et le biochar.

Un résultat fort intéressant observé dans cette thèse est que l’ajout de biochar dans un

substrat à base de tourbe a permis de maintenir et même d’augmenter les rendements de

la tomate et du poivron, fertilisés avec seulement 50% de la dose recommandée en azote.

Les résultats divergent toutefois, selon la dose en biochar, le type de biochar et l’espèce

170

de la plante. Le milieu plus riche en carbone dans les substrats amendés de biochars

d’érable a permis une interaction positive entre le développement global de la plante et les

microorganismes hétérotrophes, surtout chez le poivron. Comme l’augmentation de la

dose en biochar (5% à 15%) n’a pas eu d’effets marqués sur les rendements en fruits,

l’ajout de 5% en volume de biochar dans un substrat de tourbe serait bénéfique. De plus,

l’efficacité d’utilisation de l’eau a été significativement plus élevée en présence de biochars

dans la culture de la tomate et du poivron recevant uniquement 50% des apports en

fertilisant. L’augmentation de la capacité d’échange cationique dans les substrats

amendés de biochars a été bénéfique pour réduire les apports en eau et en nutriments.

Les résultats démontrent donc que l’amendement de biochar permet d’augmenter les

rendements en fruits par unité d’eau consommée, et ce, significativement avec une dose

réduite en nutriments.

D’autre part, nos résultats confirment que l’amendement en biochar a eu un effet divergent

sur les communautés bactériennes du substrat à base de tourbe et dans le sol argileux.

Les changements spécifiques des biochars au niveau des propriétés physicochimiques du

sol ont mené à des modifications distinctes des communautés bactériennes. Le pH très

alcalin des biochars d’érable a été un élément important dans la modification des

populations bactériennes. Cette modification semble avoir eu des effets bénéfiques sur le

développement de la plante et sur l’atténuation des émissions en N2O.

En somme, les travaux présentés dans cette thèse proposent une avenue potentiellement

durable et économique pour les producteurs horticoles en améliorant la productivité du sol,

en modifiant l’activité et les communautés bactériennes favorables à la croissance et au

développement des plants de tomate et de poivron. Ces résultats sont donc très

prometteurs pour les producteurs en serre, car ils permettront de réduire les coûts de

production en minimisant les apports en eau et en nutriments sans affecter les

rendements des cultures en présence de biochar. De plus, ces travaux sont très

encourageants pour les producteurs en serre, car les résultats démontrent que l’ajout de

biochar dans un substrat à base de tourbe limite non seulement les apports en nutriments,

mais aussi les pertes en éléments minéraux par lessivage. Ces travaux pourront donc

aider les producteurs en serre de réduire leur empreinte écologique.

171

7.1 Perspectives de recherche

Les études effectuées dans cette thèse ont généré de nouvelles connaissances

concernant l’amendement de différents biochars en horticulture. Ceci a permis d’élucider

leurs effets positifs sur l’activité et la structure des communautés bactériennes dans un

substrat à base de tourbe et sur les rendements de la tomate et du poivron,

simultanément. De plus, les recherches effectuées ont apporté une avenue intéressante

sur la réduction des apports en eau et en nutriments tout en maintenant de hauts

rendements de la plante. Toutefois, des essais supplémentaires sont nécessaires pour

mieux comprendre la complexité des interactions entre le type de biochar et les

communautés microbiennes du sol qui sont impliquées dans l’atténuation de gaz à effet de

serre, l’augmentation des rendements de la plante et les cycles biogéochimiques du

carbone et de l’azote, et ce, dans différentes conditions environnementales.

Nous avons vu que le type de sol, la présence d’une plante et l’ajout d’une source en

carbone peuvent influencer le comportement du biochar dans l’atténuation des émissions

en CO2. L’usage d’un marqueur isotopique en carbone serait essentiel pour mieux

comprendre la dynamique du carbone dans différents types de sols amendés avec divers

biochars en présence et en absence d’une plante. De plus, l’étude de la capacité du

biochar à adsorber du carbone en fonction de sa porosité et l’activité microbienne du sol

serait fondamentale pour approfondir nos connaissances sur l’atténuation du CO2. D’autre

part, l’étude des composés carbonés libérés dans les sols amendés de biochar serait

nécessaire pour avoir une meilleure compréhension entre la composition en carbone et la

respiration microbienne.

Bien que le pH du biochar joue un rôle important dans l’atténuation des émissions en N2O

dans le sol, son interaction avec les microorganismes qui sont impliqués dans le cycle de

l’azote est encore mal comprise. L’analyse de l’expression des gènes, la croissance et

l’activité des bactéries favorisant la dénitrification complète de l’azote dans les sols

amendés en biochar est indispensable. De plus, l’étude des mécanismes abiotiques et

biotiques autres que les bactéries impliquées dans la réduction du N2O dans un sol

amendé en biochar est importante. Enfin, d’autres recherches, y compris des essais à

long terme sur différents sols amendés avec divers biochars, sont cruciales pour

approfondir notre compréhension de l’effet du biochar sur les communautés microbiennes

qui sont impliquées dans le cycle de l’azote et les émissions en N2O du sol.

172

L’amendement en biochar peut favoriser certains groupes de bactéries qui sont impliqués

dans la stimulation de la croissance et le développement de la plante et comme agent de

lutte biologique. Toutefois, l’effet du biochar sur ses communautés bactériennes qui sont

bénéfiques et pathogènes est encore peu connu. Des études supplémentaires sont donc

nécessaires pour déterminer les mécanismes associés au biochar tels que la capacité du

biochar à modifier et à altérer les signaux entre la plante et les microorganismes du sol et

la capacité du biochar à modifier l’équilibre de la microchaîne trophique du sol (Soil Food

Web).

De plus, l’effet du biochar sur l’association tripartite intime entre certaines bactéries

bénéfiques, les champignons mycorhiziens arbusculaires et la plante n’a pas été étudié.

Des études supplémentaires sont donc nécessaires pour mieux comprendre l’impact du

biochar sur ses organismes associés au développement de la plante. De plus, des études

sont indispensables pour établir un consortium de microorganismes bénéfiques réduisant

les demandes en fertilisants minéraux et contribuer à une agriculture plus durable.

L’inoculation de divers microorganismes bénéfiques dans différents sols amendés ou non

en biochar et en présence de différentes plantes pourrait apporter des connaissances

fondamentales dans les associations entre ces microorganismes et optimiser le système

sol-plante-microorganisme-biochar.

Comme l’effet du biochar sur le développement des mycorhizes a été étudié sur une seule

souche de mycorhizes, il serait important d’étudier son effet sur la diversité des

mycorhizes et des microorganismes de la mycorhizosphère. Cette étude est importante,

car chaque espèce de mycorhizes a sa propre spécificité vis-à-vis de la plante et pourrait

laisser une empreinte importante sur la diversité des microorganismes dans la

mycorhizosphère. Donc, il est essentiel d’étudier l’impact du biochar sur diverses souches

de mycorhizes et la diversité microbienne associée influençant la croissance des plantes

dans les sols agricoles avec une faible concentration en phosphore.

Bien entendu, une étude économique est obligatoire afin d’évaluer le potentiel

économique du biochar pour les industries fabricants les substrats de croissance. De plus,

une étude économique sur la réduction des coûts de production pour les producteurs en

serre, mais aussi pour les producteurs de grandes cultures est nécessaire. D’autre part,

une étude plus approfondie du cycle de vie du biochar est essentielle pour évaluer son

empreinte écologique.

173

Enfin, il serait intéressant d’évaluer le potentiel de différents mélanges de biochars pour la

production des cultures biologiques et conventionnelles en serre et en champs sur les

rendements de la plante, l’amélioration de la diversité et l’abondance des communautés

microbiennes et sur l’atténuation de gaz à effet de serre. Comme les propriétés

physicochimiques des biochars sont très différentes, chacun pourrait apporter des effets

bénéfiques sur la croissance de la plante et des microorganismes. L’optimisation des

systèmes de production de biochars est évidemment nécessaire pour s’assurer de la

qualité, de la répétabilité et de la reproductibilité du biochar et d’avoir un bon rapport

qualité-prix intéressant pour les producteurs agricoles.

174

Annexe

Chapitre 2: Matériel Supplémentaire

Table S2.1 The physicochemical characteristics of biochars (n = 2).

Parameters M400 M550 M700 P700 W400 Feedstock nature Maple bark Maple bark Maple bark Pine chips Willow chips

HTT (˚C) a 400 550 700 700 400 P (g kg-1) b 1.0 1.4 1.1 0.4 3.8

K (g kg-1) 7.9 11.1 9.0 2.5 11.9 Fe (g kg-1) 1.1 3.0 2.1 2.3 8.7 Al (g kg-1) 0.9 2.5 2.1 1.2 0.2

Mg (g kg-1) 2.3 3.3 2.8 1.4 2.5 Mn (g kg-1) 1.5 2.1 1.7 0.4 0.1 Na (g kg-1) 0.1 0.2 0.2 < 0.1 0.1

As (mg kg-1) < 0.3 0.5 0.4 0.7 < 0.3 Cd (mg kg-1) < 1.5 < 1.5 < 1.5 < 1.5 < 1.5 Cr (mg kg-1) < 5.0 < 5.0 < 5.0 13.1 47.6 Co (mg kg-1) < 5.0 < 5.0 < 5.0 < 5.0 < 5.0 Cu (mg kg-1) 10.0 13.1 10.0 < 5.0 33.7 Pb (mg kg-1) < 20.0 < 20.0 < 20.0 < 20.0 < 20.0

Hg (mg kg-1) < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 Mo (mg kg-1) < 10.0 < 10.0 < 10.0 < 10.0 < 10.0 Ni (mg kg-1) < 5.0 6.0 5.0 < 5.0 34.7

Se (mg kg-1) < 2.0 < 2.0 < 2.0 < 2.0 < 2.0 Zn (mg kg-1) 344.0 85.5 86.2 38.2 287.7

Particle-size fractions (%)

2.000 mm 0.7 0.3 0.4 0.6 0.0 1.700 mm 5.2 3.4 3.8 5.1 0.0 1.000 mm 17.8 16.5 16.6 22.7 2.8 0.500 mm 20.8 18.8 19.0 24.3 6.4 0.425 mm 5.9 4.7 5.0 5.2 2.9 0.250 mm 17.9 14.7 14.5 10.2 10.6 0.150 mm 11.7 11.5 11.6 8.5 10.6 0.106 mm 4.5 5.1 5.2 3.9 8.3 0.053 mm 6.7 8.2 8.8 9.0 21.1

< 0.053 mm 9.0 16.9 15.2 10.3 36.6 M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C. a Heat treatment temperature. b Total concentration extracted (dry weight).

175

Table S2.2 Adsorption of nitrate and ammonium by the different biochars.

Biochar N Adsorption (%)

NO3-N NH4-N

M400 2.8 ns 31.0 b

M550

5.7 ns 35.8 a

M700

2.0 ns 39.4 a

P700

5.9 ns 13.2 d

W400 1.1 ns 18.1 c Means (n = 3) in a column followed by different letters are significant at p < 0.05 (Tukey’s test); ns = not significant. M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C. 1g of biochar was added to 25 mL of NH4NO3 solution (1000 mg N L-1) and shaken for 48 h at 160 strokes per minute in 50 mL centrifuge-tubes, and were centrifuged (EppendorfTM, Centrifuge Model 5810, Hamburg, DE) at 5000 rpm (4300 x g) for 20 minutes then filtered (VWR 410 filter). Adsorption was calculated using the formula: N adsorption (%) = ([Nadd] – [Next] / [Nadd]) x 100 where [Nadd] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution added and [Next] is the NO3-N or NH4-N concentration (mg N L-1) in the NH4NO3 solution recovered in the filtrates.

176

Table S2.3 Chemical properties of peat-based GM treatments three weeks before the commencement of the incubation study.

Treatment pH DN NO3-N DOC DIC TN TC C:N (mg kg dry peat-1) (%) (%) (Ratio)

Without compost Control 6.54 71.2 29.8 1773.3 30.0 0.4 23.4 60.6

M400 6.91 63.2 32.8 1660.9 153.5 0.7 47.9 73.0 M550 7.64 54.9 36.5 1367.2 184.2 0.6 45.6 75.4 M700 6.83 69.1 26.0 1596.2 175.3 0.7 46.6 70.4 P700 5.81 94.1 31.5 2670.5 11.4 0.6 45.2 79.2 W400 6.33 37.9 10.1 1052.2 62.2 0.8 51.2 62.8

With compost

Control 6.58 163.5 28.1 2184.3 35.5 0.9 30.8 33.6 M400 6.99 99.9 28.0 1899.7 164.7 0.9 46.3 54.0 M550 7.49 95.7 33.6 1730.2 209.8 0.9 44.1 49.7 M700 6.91 97.5 23.8 1764.6 168.9 0.9 44.4 48.8 P700 6.17 151.6 30.8 2431.4 26.0 0.9 43.3 46.4 W400 6.28 94.9 23.8 1528.7 88.9 1.1 47.7 42.4

Means (n = 2) of pH and the concentration of dissolved nitrogen (DN), NO3-N, dissolved organic carbon (DOC) and dissolved inorganic carbon (DIC), were determined by saturated media extract (SME) method. The percentage of total nitrogen (TN) and total carbon (TC) were determined with a MACRO elemental analyzer, and the C:N ratio was calculated from these values. Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. Treatment with compost received 4% (v/v) of a peat and shrimps compost. GM, Growing media.

177

Table S2.4 Analysis of variance (ANOVA) of the effects of addition of compost and biochars to peat-based GM on their chemical and biological properties and cumulative gas emissions (n = 4) during the 58−days incubation period.

GM analysis at each sampling date Cumulative gas analysis at each sampling date

Effect pH DN NO3-N DOC DIC FDA CO2 CH4 N2O

Pr > F Pr > F

Compost 0.317 *** *** *** *** 0.179 0.179 *** 0.938

Biochar *** *** *** *** *** *** *** *** **

Compost*Biochar 0.436 *** *** *** *** *** 0.397 0.591 *

Time ** ** ** ** *** *** *** *** ***

Compost*Time 0.621 ** ** 0.328 0.227 *** *** *** 0.997

Biochar*Time 0.133 ** *** *** *** *** *** *** ***

Compost*Biochar*Time 0.882 * *** * ** ** *** *** ***

Effect GM analysis on day 58 of the incubation Total cumulative gas analysis MBC MBN CO2 CH4 N2O

Pr > F Pr > F

Compost *** *** *** *** 0.950

Biochar *** *** *** *** ***

Compost*Biochar 0.231 0.157 * 0.070 ***

DN, dissolved nitrogen (mg N kg dry peat-1); NO3-N (mg N kg dry peat-1); DOC, dissolved organic carbon (mg Corg kg dry peat-1); DIC, dissolved inorganic carbon (mg Cinorg kg dry peat-1); FDA, fluorescein diacetate hydrolysis rate (μg fluorescein g dry peat-1 h-1); MBC, microbial biomass carbon (mg C kg dry peat-1); MBN, microbial biomass nitrogen (mg N kg dry peat-1); CO2 (mg C kg dry peat-1); N2O (mg N kg dry peat-1). *p = ≤ 0.05, **p = ≤ 0.01, *** p= ≤ 0.001. Numbers indicate non-significant value of F at the 5% level. GM, Growing media.

178

Table S2.5 Effect of different biochars and a compost on dissolved nitrogen (DN) and nitrate (NO3-N) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method at each sampling date (7, 16, 23, and 58 days).

Treatment DN (mg N kg dry peat-1)

NO3-N (mg N kg dry peat-1)

Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Without compost

Control 648 a 632 a 642 a 689 a 653 593 a 656 a 667 a 692 a 652

M400

121 c 112 c 105 d 102 c 110

35 c 50 d 50 d 79 c 54

M550

357 b 313 b 337 bc 340 b 337

303 b 329 c 317 bc 338 b 322

M700

355 b 385 b 383 bc 400 b 381

367 b 383 bc 385 b 353 b 372

P700

324 b 335 b 311 c 349 b 330

289 b 323 c 297 c 362 b 318

W400 391 b 394 b 417 b 404 b 402 370 b 408 b 374 bc 398 b 388

Mean

369

351

With compost Control 745 A 750 A 713 A 784 A 748 684 A 741 A 728 A 715 A 717

M400

106 D 109 D 120 D 110 D 111

34 D 32 D 46 D 30 D 36

M550

285 C 298 C 313 C 314 C 303

305 C 299 C 282 C 211 C 274

M700

380 BC 370 BC 415 B 398 BC 391

374 B 329 C 365 BC 359 B 357

P700

369 BC 390 BC 400 BC 422 B 395

354 BC 342 C 342 BC 384 B 356

W400 435 B 423 B 439 B 462 B 440 373 B 396 B 391 B 410 B 393

Mean

398

355


179

Table S2.6 Effect of different biochars and a compost on dissolved organic (DOC) and inorganic carbon (DIC) in a peat-based GM measured by the saturated media extract method at each sampling date (7, 16, 23, and 58 days).

Treatment DOC (mg Corg kg dry peat-1)

DIC (mg Cinorg kg dry peat-1)

Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Day 7 Day 16 Day 23 Day 58 Mean Without compost

Control 889 c 834 c 851 d 901 d 869 9 d 11 d 18 d 14 d 13

M400

2269 a 2314 a 2387 a 2450 a 2355

108 a 126 a 131 a 145 a 128

M550

1062 c 1110 bc 1048 c 1125 c 1086

72 b 94 b 87 b 101 b 89

M700

987 c 1115 b 1165 c 1127 c 1099

36 c 50 c 53 c 52 c 48

P700

1045 c 1162 b 1084 c 1126 c 1104

9 d 11 d 14 d 14 d 12

W400 1359 b 1372 b 1415 b 1476 b 1406 17 cd 22 d 22 d 26 d 22

Mean

1320

52

With compost Control 932 B 972 BC 859 C 1006 BC 942 9 E 12 E 16 D 18 D 9

M400

1699 A 1824 A 1810 A 1887 A 1805

112 A 125 A 131 A 144 A 128

M550

928 B 882 C 1036 BC 971 BC 954

94 B 94 B 110 B 113 B 103

M700

998 B 912 BC 1002 BC 912 C 956

66 C 65 C 78 C 76 C 71

P700

1096 B 1134

BC 1184 B 1233 B 1162

13 DE 15 E 20 D 21 D 10

W400 1188 B 1202 B 1228 B 1223 B 1210 22 D 29 D 32 D 34 D 29

Mean

1171

61


180

Table S2.7 Person correlation coefficients between two normally distributed interval variables during the 58−days incubation period.

CO2 CH4 N2O FDA NO3 DOC DIC DN pH

CO2 1 p value 1

CH4 -0.255 1

p value *** N2O 0.154 -0.129 1

p value * 0.075 FDA 0.286 -0.295 0.412 1

p value *** *** *** NO3 0.013 0.113 0.355 0.165 1

p value 0.857 0.117 *** * DOC 0.050 -0.248 -0.369 -0.243 -0.799 1

p value 0.495 *** *** *** *** DIC -0.328 -0.220 -0.351 -0.259 -0.697 0.737 1

p value *** ** *** *** *** *** DN 0.041 0.067 0.355 0.170 0.980 -0.727 -0.643 1

p value 0.572 0.360 *** * *** *** *** pH -0.531 -0.130 -0.365 -0.293 -0.567 0.558 0.869 -0.544 1

p value *** 0.071 *** *** *** *** *** *** Emissions of CO2 (mg C kg dry peat-1), CH4 (mg C kg dry peat-1), and N2O (mg N kg dry peat-1); FDA, fluorescein diacetate hydrolysis rate (μg fluorescein g dry peat-1 h-1); NO3-N (mg N kg dry peat-1); DOC, dissolved organic carbon (mg Corg kg dry peat-1); DIC, dissolved inorganic carbon (mg Cinorg kg dry peat-1); and DN, dissolved nitrogen (mg N kg dry peat-1). 1 p = ≤ 0.05, **p = ≤ 0.01, *** p= ≤ 0.001. Numbers indicate non-significant value of F at the 5% level.

181

Fig. S2.1 Biochars water retention curves. Bars show standard errors (± SE) of means for each biochar (n = 4). M400, M550 and M700, Maple bark with pyrolysis temperature at 400 ˚C, 550˚C and 700˚C, respectively; P700, Pine chips with pyrolysis temperature at 700˚C; W400, Willow chips with pyrolysis temperature at 400˚C.

182

Fig. S2.2 Effect of different biochars and a compost on pH in a peat-based GM measured by the saturated media extract method. Compost did not show any significant effect on the extracts pH and therefore values obtained in treatments with or without compost were combined. For each sampling date means (n = 8) labelled with different letters are significantly different according to Tukey’s test at p < 0.05. Bars show standard errors (± SE) of means. Control without biochar; biochar treatments received 15% (v/v) of: maple bark produced at 400 ˚C, M400; 550˚C, M550 and 700˚C, M700, pine chips produced at 700˚C, P700, or willow chips produced at 400˚C, W400. GM, growing media.

183


Fig. S3.1 Teneur en eau volumétrique en fonction de la tension administrée au substrat tourbeux amendé avec 0, 5, 10 ou 15% de biochar.

184

Tableau S3.1 Propriétés chimiques des substrats de croissance.

Traitement pH CE DN NO3-N PO4-P K+ Ca2+ Mg2+ DOC DIC Ctot Ntot C : N

(mS cm-1) (g kg substrat sec-1) (%) (%) (ratio)

Témoin (0%) 5,4 1,0 2,25 1,88 0,14 0,74 1,43 0,26 2,24 0,01 22,4 0,4 50

M550 (5%) 5,4 1,1 2,60 1,80 0,33 2,05 1,03 0,28 2,59 0,02 28,7 0,5 55 M550 (10%) 6,3 1,1 2,70 1,36 0,16 1,99 1,00 0,17 2,59 0,11 32,4 0,5 60

M550 (15%) 7,1 1,3 3,95 1,29 0,09 3,38 1,00 0,15 3,62 0,33 38,6 0,6 66 M700 (5%) 5,6 1,0 2,52 1,66 0,13 1,36 1,12 0,24 2,50 0,02 29,5 0,6 52

M700 (10%) 5,9 1,0 2,60 1,26 0,13 1,72 0,79 0,17 2,53 0,06 33,0 0,6 59

M700 (15%) 6,6 1,1 3,44 1,21 0,12 2,35 0,94 0,16 3,17 0,27 35,9 0,6 63 P700 (5%) 5,8 0,9 2,96 1,60 0,13 0,85 1,44 0,23 2,92 0,04 25,6 0,5 52

P700 (10%) 5,9 0,8 2,50 1,10 0,10 0,86 1,10 0,18 2,46 0,04 28,1 0,5 59

P700 (15%) 5,7 0,8 2,95 1,23 0,23 1,09 1,19 0,20 2,93 0,02 31,4 0,5 68 CE, conductivité électrique; DN, azote dissous; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Les valeurs de chaque colonne représentent la moyenne (n = 2). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

185

Tableau S3.2 Propriétés physiques des substrats de croissance avant incubation.

Traitement MVA PT PA RFU RU Ksat Tort Ds/Do DMP

(g cm-3) (cm3 cm-3) (cm s-1) (m m-1) (m2 s m-2 s-1) (mm)

Témoin (0%) 0,12 0,94 0,19 0,34 0,40 0,03 101,2 0,002 1,15

M550 (5%) 0,12 0,93 0,18 0,33 0,42 ab 0,03 70,1 0,003 1,07 ab***

M550 (10%) 0,14 0,92 0,18 0,32 0,36 c 0,03 82,1 0,002 1,05 ab***

M550 (15%) 0,13 0,93 0,20 0,32 0,39 abc 0,03 84,0 0,003 0,90 e***

M700 (5%) 0,12 0,94 0,18 0,34 0,42 a 0,03 63,2 0,003 0,97 cd***

M700 (10%) 0,14 0,92 0,19 0,31 0,38 bc 0,03 79,2 0,003 0,96 cde***

M700 (15%) 0,14 0,92 0,17 0,32 0,41 ab 0,03 62,1 0,003 0,92 de***

P700 (5%) 0,12 0,93 0,18 0,34 0,43 a 0,03 69,3 0,003 1,07 ab***

P700 (10%) 0,14 0,92 0,19 0,31 0,40 abc 0,03 69,2 0,003 1,07 a***

P700 (15%) 0,12 0,93 0,21 0,31 0,40 abc 0,03 95,8 0,002 1,01 bc*** MVA, masse volumique apparente; PT, porosité totale ; PA, porosité de l’air ; RFU, réserve en eau facilement utilisable ; RU, réserve utile en eau ; Ksat, conductivité hydraulique saturée ; Tort, tortuosité ; Ds/Do, diffusion des gaz ; DMP, diamètre moyen pondéré. Les moyennes des traitements biochars (n = 3) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significatives différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements biochars ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

186

Tableau S3.3 Tensions journalières moyennes et des volumes moyens journaliers des irrigations et des lessivages par espèce de plante et en fonction des traitements de substrat et de la dose en fertilisant.

TOMATE (cv. Micro-Tom) POIVRON (cv. Redskin) Traitement Tension Irrigation Lessivage Lessivage1 Tension Irrigation Lessivage Lessivage1

(cm) (mL j-1) (mL j-1) (%) (cm) (mL j-1) (mL j-1) (%) Fertilisation (F50)

Témoin (0%) -34 267 22 8 -29 703 55 8

M550 (5%) -35 217 29 13 -30 592 86 15 M550 (10%) -32 231 37 16 -30 492 102 21 M550 (15%) -33 230 23 10 -30 452 34 8 M700 (5%) -35 217 65 30 -30 592 72 12

M700 (10%) -32 231 47 20 -30 492 99 20 M700 (15%) -33 230 14 6 -30 452 39 9

P700 (5%) -35 217 22 10 -30 592 84 14 P700 (10%) -32 231 25 11 -30 492 124 25 P700 (15%) -33 230 22 10 -30 452 53 12

Fertilisation (F100) Témoin (0%) -28 246 53 22 -32 576 77 13

M550 (5%) -32 224 47 21 -29 593 78 13

M550 (10%) -35 229 47 21 -29 475 33 7 M550 (15%) -34 228 45 20 -30 472 37 8 M700 (5%) -32 224 54 24 -29 593 69 12

M700 (10%) -35 229 25 11 -29 475 62 13 M700 (15%) -34 228 31 14 -30 472 21 4

P700 (5%) -32 224 46 21 -29 593 95 16 P700 (10%) -35 229 46 20 -29 475 59 12 P700 (15%) -34 228 18 8 -30 472 57 12

1 Lessivage (%) = Volume de lessivage journalier (mL j-1) / Volume d’irrigation journalier (mL j-1) x 100. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

187

Tableau S3.4 Volumes moyens journaliers des irrigations par espèce de plante et en fonction de la dose de biochar dans le substrat de tourbe et de la dose en fertilisation.

Dose en fertilisation Dose de biochar

TOMATE POIVRON (mL j-1) (mL j-1)

F50 Témoin (0% biochar) 267.1 a 703.4 a F50 Biochar (5%) 217.3 c 592.2 b F50 Biochar (10%) 230.6 bc 491.6 c F50 Biochar (15%) 230.1 bc 451.8 c

F100 Biochar (0%) 245.8 ab 575.9 b

F100 Biochar (5%) 224.2 bc 592.8 b F100 Biochar (10%) 229.0 bc 474.8 c F100 Biochar (15%) 227.6 bc 471.6 c

Les moyennes des doses de biochars (n = 63) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

188

Tableau S3.5 Deux analyses ANOVA de l’analyse chimique des concentrations minérales moyennes des lixiviats, du pH et de la conductivité électrique dans les différents traitements de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).

Traitement TOMATE POIVRON

pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+

ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets

FERT 1 *** *** *** ** *** *** *** *** *** *** * *** *** ***

TRT_DOSE 2 *** 0,444 0,911 0,173 0,879 0,607 0,785 *** 0,179 ** *** 0,122 *** **

TRT_DOSE * FERT 0,901 0,716 0,960 0,654 0,989 0,783 0,886 *** 0,383 0,131 0,194 0,298 0,139 0,494

ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets

FERT *** *** *** * *** *** *** ** *** *** 0,146 *** *** ***

TRT_DOSE *** 0,406 0,771 0,057 0,771 0,415 0,574 *** 0,240 0,276 ** 0,816 ** 0,235

TRT_DOSE * FERT 0,924 0,713 0,874 0,373 0,954 0,602 0,723 *** 0,667 0,352 0,942 0,512 0,288 0,845

Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar LINÉAIRE *** 0,343 0,093 ** 0,684 ** 0,057 *** 0,081 * ND 0,187 *** **

QUADRATIQUE 0,815 0,348 0991 0,846 0,900 0,700 0,999 *** 0,879 0,700 ND 0,538 0,369 0,522 Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique (mS cm-1); Éléments minéraux (NO3-N, PO4-P, K+, Mg2+, Ca2+) (mg L-1). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

ND, Valeur Non Déterminée.

189

Tableau S3.6 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 4).

pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC (mS cm-1) (mg kg substrat sec -1) ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERT 1 *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** * *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT * ** *** *** 0,061 *** ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERT *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** 0,110 *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,059 0,084 * *** 0,096 *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** * 0,203 *** ** *** QUADRATIQUE ** 0,349 ** 0,364 0,635 ***

Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

190

Tableau S3.7 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 4).

pH CE NO3-N PO4-P DOC DIC (mS cm-1) (mg kg substrat sec -1) ANOVA 1: Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERT 1 *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT *** *** *** *** *** *** ANOVA 2: Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERT *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT *** *** ** *** *** *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** *** 0,192 *** *** *** QUADRATIQUE 0,831 *** 0,180 *** ** ***

Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). CE, conductivité électrique; DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

191

Tableau S3.8 Deux analyses ANOVA des analyses chimiques des substrats qui ont été déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).

TOMATE POIVRON DN K+ Mg2+ Ca2+ DN K+ Mg2+ Ca2+ ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr P > Pr

FERT 1 *** *** *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE 2 *** 0,069 *** *** *** ** ** ***

TRT_DOSE * FERT *** 0,374 *** *** *** *** * ** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins

Effets P > Pr P > Pr FERT *** *** *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE *** 0,067 *** *** *** 0,164 * *** TRT_DOSE * FERT 0,072 0,873 *** *** ** 0,120 0,490 0,144

Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar LINÉAIRE 0,085 * *** 0,089 0,467 0,105 0,744 0,251

QUADRATIQUE 0,096 0,598 * ** 0,097 0,618 0,480 0,733 Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Concentration minérale (mg kg substrat sec-1) en DN, azote inorganique dissous; K+; Mg2+; Ca2+. 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

192

Tableau S3.9 Deux analyses ANOVA de l’activité enzymatique et de la biomasse microbienne en carbone et en azote dans les différents substrats de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours chacune (n = 4).

TOMATE POIVRON FDA MBC MBN FDA MBC MBN

ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr P > Pr

FERT 1 *** *** * *** *** *** TRT_DOSE 2 *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT *** ** *** 0,450 *** *** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr P > Pr

FERT *** *** *** ** *** *** TRT_DOSE *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE * FERT *** ** *** 0,685 *** *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** ** *** *** ** *** QUADRATIQUE 0,091 *** *** 0,881 0,303 0,056

Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (mg kg substrat sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg kg substrat sec-1). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

193

Tableau S3.10 Deux analyses ANOVA de la masse volumique apparente des substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).

POIVRON

Masse volumique apparente

(g cm-3) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 1 0,224 TRT_DOSE 2 ***

TRT_DOSE * FERT 0,132 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI 0,191 TRT_DOSE ***

TRT_DOSE * FERT 0,098 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** QUADRATIQUE ***

Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

1 FERT, fertilisation.

2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

194

Tableau S3.11 Deux analyses ANOVA des concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé ou non en biochar de la culture de la tomate cv. Micro-Tom et du poivron cv. Redskin.

TOMATE POIVRON

CO2 (μL L-1) CO2 (μL L-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 1 0,719 0,140 TRT_DOSE 2 *** **

TRT_DOSE * FERT 0,356 0,583 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI 0,471 0,187 TRT_DOSE *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,273 0,632 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** 0,434 QUADRATIQUE 0,629 0,252

Une analyse des contrastes polynomiaux a été effectuée entre les doses de biochar en excluant les témoins. p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). 1 FERT, fertilisation. 2 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

195

Tableau S3.12 Deux analyses ANOVA de la biomasse, nombre (Nb) de fruits et surface foliaire des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).

Total 1 Aérienne 2 Feuilles Fruits Tiges Racines Fruit Masse fruits frais Surface foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)

ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 3 0,514 0,572 0,630 0,320 0,456 0,462 *** * 0,486 TRT_DOSE 4 *** *** * *** ** 0,980 *** * **

TRT_DOSE * FERT 0,526 0,575 0,189 0,962 0,249 0,442 0,704 0,889 0,294 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI 0,288 0,320 0,399 0,179 0,603 0,397 *** 0,028 0,269 TRT_DOSE * ** 0,547 ** 0,326 0,999 ** 0,119 0,256

TRT_DOSE * FERT 0,544 0,590 0,183 0,981 0,190 0,344 0,631 0,843 0,339 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE 0,662 0,645 0,424 0,858 0,419 0,937 0,253 0,961 0,167 QUADRATIQUE 0,448 0,434 0,791 0,116 0,821 0,816 * 0,137 0,297


1 Total = feuilles + fruits + tiges + racines.

2 Aérienne = feuilles + fruits + tiges.



196

Tableau S3.13 Deux analyses ANOVA de la biomasse sèche et fraiche, nombre (Nb) de fruits et la surface foliaire des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).

Total 1 Aérienne 2 Feuilles Fruits Tiges Racines Fruit Masse fruits frais Surface foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)

ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 3 *** *** *** ** *** *** ** 0,869 *** TRT_DOSE 4 *** *** *** ** *** * *** *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,193 0,209 * 0,376 0,183 0,102 ** 0,921 0,078 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI *** *** *** ** *** *** ** 0,711 *** TRT_DOSE ** ** *** 0,271 *** 0,089 0,101 0,057 ***

TRT_DOSE * FERT * * * 0,146 0,157 * ** 0,734 * Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE ** ** *** 0,369 * 0,649 0,428 ** *** QUADRATIQUE 0,251 0,258 0,881 0,089 0,657 0,356 0,987 0,641 0,987




3 FERT, fertilisation. 4 TRT_DOSE, traitement associé à une dose de biochar.

197

Tableau S3.14 Deux analyses ANOVA des concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des tissus des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).

N Total 1 N Aérienne

2 N Feuilles N Fruits N Tiges N Racines P Total 1 P Aérienne

2 P Feuilles P Fruits P Tiges P Racines

(mg N kg masse sèche-1) (mg P kg masse sèche-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 3 *** *** *** 0,229 ** *** *** 0,059 0,816 *** *** *** TRT_DOSE 4 ** * ** ** 0,326 * *** *** *** ** *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,122 0,063 0,129 0,735 0,448 0,540 *** 0,065 0,171 0,464 0,072 *** ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI *** *** *** 0,131 ** *** *** 0,060 0,690 *** *** *** TRT_DOSE ** * ** ** 0,320 * *** *** *** * *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,160 0,107 0,100 0,755 0,396 0,468 *** * 0,130 0,378 * *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE 0,148 0,409 0,357 ** 0,151 0,055 *** ** * 0,241 *** *** QUADRATIQUE 0,060 * 0,113 0,492 0,057 0,249 ** ** * * * 0,238






198

Tableau S3.15 Deux analyses ANOVA des concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des tissus des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours (n = 6).

N Total1 N Aérienne2 N Feuilles N Fruits N Tiges N Racines P Total P Aérienne P Feuilles P Fruits P Tiges P Racines

(mg N kg masse sèche-1) (mg P kg masse sèche-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars

Effets P > Pr FERTI 3 *** *** * *** *** *** *** *** *** *** *** ***

TRT_DOSE 4 *** *** ** * ** 0,061 *** *** *** ** ** *** TRT_DOSE * FERT 0,101 0,250 0,711 0,370 0,083 *** *** 0,420 0,112 0,086 0,590 ***

ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoin Effets P > Pr

FERTI *** *** * *** *** *** *** *** *** *** *** *** TRT_DOSE *** ** ** 0,110 ** * *** *** *** ** *** ***

TRT_DOSE * FERT 0,236 0,227 0,671 0,027 0,069 *** *** 0,481 0,143 0,075 0,570 *** Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** *** 0,055 * *** *** *** *** * *** *** *** QUADRATIQUE 0,458 0,660 * * 0,815 0,315 ** 0,928 0,815 0,200 0,459 **






199

Tableau S3.16 Deux analyses ANOVA de l’efficacité d’utilisation de l’eau (EUE) d’irrigation en fonction des rendements en fruits de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin des deux expériences en serre de 63 jours (n = 6).

TOMATE POIVRON

(g fruit sec L-1) (g fruit sec L-1) ANOVA 1 : Comparaison entre les témoins et les traitements biochars Effets P > Pr

FERTI 1 0,309 0,160 TRT_DOSE 2 *** ***

TRT_DOSE * FERT ** 0,349 ANOVA 2 : Comparaison entre les traitements biochars en excluant les témoins Effets P > Pr

FERTI 0,900 0,298 TRT_DOSE ** ***

TRT_DOSE * FERT * 0,330 Contrastes polynomiaux entre les doses de biochar

LINÉAIRE *** * QUADRATIQUE 0,316 ***




200

Tableau S3.17 Concentrations minérales moyennes des lixiviats dans les différents traitements fertilisés avec la moitié (F50) et la dose complète (F100) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune.


pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ pH CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ (mS cm-1) (mg L-1) (mS cm-1) (mg L-1)

F50 Témoin (0%) 6,3 1,7 2,6 1,3 0,9 0,9 5,8 7,0 1,0 6,5 5,8 9,0 2,0 16,4

M550 (5%)

6,8 cb* 1,5 1,6 0,8 2,9 0,6 3,1 7,3 cd 0,8 3,3 5,9 6,8 2,6 14,8

M550 (10%) 7,5 b*** 1,5 3,3 0,9 6,2 0,7 4,6

7,7 b*** 0,8 0,2 2,4 3,0 1,1 7,7 M550 (15%)

8,3 a*** 1,6 2,9 0,5 8,1 0,8 4,9 8,3 a*** 1,0 0,2 0,9 5,3 0,8 7,0

M700 (5%) 6,8 cde* 1,4 5,8 2,1 7,1 1,4 8,3

7,5 bcd 0,7 0,8 4,8 2,2 1,9 13,4 M700 (10%)

7,3 bc*** 1,3 3,8 1,3 5,2 1,0 6,2 7,7 bc*** 0,8 0,2 2,3 1,9 1,3 7,8

M700 (15%) 8,2 a*** 1,0 0,1 0,2 2,6 0,1 1,1

8,0 ab*** 0,9 0,9 1,3 5,0 1,0 7,7 P700 (5%)

6,3 ef 1,5 1,9 1,4 1,4 0,8 4,5 7,2 de 0,7 0,9 6,0 2,7 1,9 14,7

P700 (10%) 6,4 def 1,5 3,8 2,3 2,0 1,2 7,8

6,8 ef 0,8 2,3 5,6 5,7 1,6 11,7 P700 (15%)

6,2 f 2,0 1,4 1,5 1,7 0,8 4,9 6,7 f 0,8 0,3 5,2 1,8 1,3 9,3

F100 Témoin (0%) 6,3 4,6 18,5 5,0 19,8 3,5 21,0 6,3 2,5 34,4 12,8 49,8 6,4 42,9

M550 (5%)

6,8 cb* 4,7 20,6 3,8 26,7 4,8 20,5 7,0 B 2,8 21,0 6,9 35,8 5,5 26,8

M550 (10%) 7,5 b*** 4,1 20,6 1,7 28,9 3,4 20,3

7,4 AB* 3,0 17,8 3,3 30,7 4,5 25,1 M550 (15%)

8,3 a*** 5,3 15,2 0,8 27,0 2,2 13,6 8,4 A*** 3,6 9,6 1,3 30,8 2,8 21,7

M700 (5%) 6,8 cde* 4,3 24,1 4,1 23,6 5,2 26,5

7,2 B* 2,6 23,7 6,3 41,2 6,1 33,4 M700 (10%)

7,3 bc*** 5,5 14,1 1,2 18,3 2,6 13,3 7,1 B* 2,6 22,7 5,8 35,5 4,8 28,6

M700 (15%) 8,2 a*** 5,1 17,7 0,8 26,7 2,6 16,5

8,6 A*** 3,5 2,0 - 14,4 1,6 10,6 P700 (5%)

6,3 ef 6,1 27,7 7,1 26,2 5,7 31,8 6,6 B 3,1 22,4 7,9 35,4 5,2 31,2

P700 (10%) 6,4 def 4,9 19,7 5,0 19,9 3,9 22,5

6,4 B 3,6 15,1 5,4 22,9 3,1 20,1 P700 (15%) 6,2 f 6,8 11,4 2,8 11,3 2,7 13,8 6,8 B 2,8 20,9 7,1 36,0 5,5 28,0

Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

201

Tableau S3.18 Concentrations minérales moyennes des lixiviats dans les différents traitements de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) au cours des deux expériences en serre de 63 jours chacune.


CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+ CE NO3-N PO4-P K+ Mg2+ Ca2+

(mS cm-1) (mg L-1) (mS cm-1) (mg L-1) Témoin (0%) 3,2 10,6 3,2 10,4 2,2 13,4

1,8 20,5 9,3 29,4 4,2 29,7

M550 (5%) 3,1 11,1 2,3 14,8 2,7 11,8

1,8 12,2 6,4 a 21,3 4,1 a 20,8

M550 (10%) 2,8 12,0 1,3 17,6 2,1 12,5 1,9 9,0* 2,9 ab*** 16,9 2,8 abc 16,4*

M550 (15%) 3,5 9,1 0,7 17,6 1,5 9,3 2,3 4,9*** 1,1 b*** 18,1 1,8 c*** 14,4***

M700 (5%) 2,9 15,0 3,1 15,4 3,3 17,4 1,7 12,3 5,6 ab* 21,7 4,0 ab 23,4

M700 (10%) 3,4 9,0 1,3 11,8 1,8 9,8 1,7 11,5 4,1 ab** 18,7 3,1 abc 18,2*

M700 (15%) 3,1 8,9 0,5 14,7 1,4 8,8 2,2 1,5*** -1 9,7 1,3 bc*** 9,2***

P700 (5%) 3,8 14,8 4,3 13,8 3,3 18,2 1,9 11,7 7,0 a 19,1 3,6 abc 23,0

P700 (10%) 3,2 11,8 3,6 11,0 2,6 15,2 2,2 8,7** 5,5 ab* 14,3 2,4 abc** 15,9**

P700 (15%) 4,4 6,4 2,2 6,5 1,8 9,4 1,8 10,6* 6,2 a 18,9 3,4 abc 18,7*

Pas d’interraction significative entre les traitements et la dose en fertilisation, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées pour évaluer l’effet du biochar sur la concentration minérale des lixiviats. Les moyennes des traitements biochars (n = 8) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 L’analyse statistique de la concentration en PO4-P pour le traitement M700 (15%) n’a pas été prise en considération pour la culture du poivron.

202

Tableau S3.19 Analyses chimiques des substrats déterminées par la méthode d’extraction des substrats artificiels (SME) de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin) à la fin des deux expériences en serre de 63 jours.

TOMATE POIVRON

Traitement DN K+ Mg2+ Ca2+ DN K+ Mg2+ Ca2+ (g kg substrat sec-1) (g kg substrat sec-1)

F50 Témoin (0%) 0,5 0,5 0,2 1,3 0,8 1,2 0,3 1,9

M550 (5%) 0,3 1,2 0,1 bc 0,6 cd** 0,3 b 1,1 0,2 bcd 1,3 cde***

M550 (10%) 0,6 1,6* 0,1 bc 0,9 bcd 0,1 b 1,1 0,2 cde 1,3 cde*** M550 (15%) 0,2 2,1*** 0,1 c* 0,5 d*** 0,1 b 1,2 0,1 e*** 1,1 e*** M700 (5%) 0,6 0,9 0,2 ab 1,1 bc 0,3 b 1,0 0,2 bcd 1,4 cde**

M700 (10%) 0,6 1,4 0,2 bc 1,0 bcd 0,2 b 1,0 0,3 abc 1,5 bcd M700 (15%) 0,1 1,3 0,1 c* 0,5 cd** 0,1 b 1,2 0,1 de*** 1,2 de***

P700 (5%) 0,4 0,6 0,2 bc 1,0 bcd 0,7 a 1,6 0,3 ab 1,9 ab P700 (10%) 0,6 0,7 0,2 ab 1,3 ab 0,3 b 1,1 0,3 abc 1,7 bc P700 (15%) 0,9 1,3 0,3 a* 1,8 a 0,3 b 0,9 0,4 a* 2,1 a

F100 Témoin (0%) 5,5 7,1 1,1 5,7 2,6 4,6 0,5 3,2

M550 (5%) 4,2 AB** 6,5 0,8 ABC** 3,5 CD*** 3,3 AB 7,6* 1,0 * 4,3

M550 (10%) 4,0 AB** 6,4 0,6 BCD*** 3,4 CD*** 1,9 B 7,6* 0,8 3,7 M550 (15%) 3,4 B*** 6,9 0,4 D*** 2,4 D*** 3,2 AB 7,7* 0,7 3,6 M700 (5%) 3,9 AB** 6,2 0,7 BCD*** 3,3 CD*** 2,5 AB 6,1 0,7 3,2

M700 (10%) 4,4 AB* 6,9 0,7 ABC** 3,9 BC*** 2,9 AB 9,1*** 1,2 ** 4,9 M700 (15%) 3,8 AB** 6,6 0,6 CD*** 3,2 CD*** 2,0 B 8,6*** 0,9 5,0

P700 (5%) 5,0 A 6,5 0,9 A 4,9 AB 3,5 AB 7,3* 1,0 4,6 P700 (10%) 4,7 AB 5,9 0,9 A 5,2 A 3,5 AB 7,0 0,9 4,7 P700 (15%) 4,6 AB 6,6 0,9 AB 4,9 AB 4,2 A 8,0** 1,1 * 5,1 *

Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). DN, azote inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

203

Tableau S3.20 Masse volumique apparente des différents substrats de la culture du poivron (cv. Redskin) à la fin de l’expérience de 63 jours.

Traitement Masse volumique apparente

(g cm-3) F50

Témoin (0%) 0,095 M550 (5%) 0,102 bc* M550 (10%) 0,110 b** M550 (15%) 0,128 a*** M700 (5%) 0,106 bc** M700 (10%) 0,103 bc* M700 (15%) 0,115 ab*** P700 (5%) 0,095 c P700 (10%) 0,095 c P700 (15%) 0,096 c

F100 Témoin (0%) 0,094 M550 (5%) 0,110 B*** M550 (10%) 0,103 BC* M550 (15%) 0,126 A*** M700 (5%) 0,103 BC* M700 (10%) 0,103 BC* M700 (15%) 0,124 A*** P700 (5%) 0,095 C P700 (10%) 0,101 BC P700 (15%) 0,101 BC

Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation.Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

204

Tableau S3.21 Biomasse microbienne en carbone (MBC) et en azote (MBN) dans les substrats à base de tourbe amendé de biochars de la culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).


MBC MBN MBC MBN F50

Témoin (0%) 1,76 0,13 1,36 0,13

M550 (5%) 2,24 ab 0,20 ab 2,53 a*** 0,25 a*** M550 (10%) 1,92 abc 0,21 ab 2,35 ab*** 0,21 ab*** M550 (15%) 1,79 abc 0,14 b 2,01 ab** 0,17 b M700 (5%) 1,77 abc 0,11 b 1,88 b* 0,16 b

M700 (10%) 2,45 a 0,31 a*** 2,34 ab*** 0,21 ab*** M700 (15%) 1,39 bc 0,11 b 2,20 ab*** 0,18 b*

P700 (5%) 1,60 abc 0,13 b 2,01 ab** 0,17 b P700 (10%) 1,29 c 0,13 b 1,94 ab* 0,19 b** P700 (15%) 1,77 abc 0,13 b 2,01 ab** 0,19 b**

F100 Témoin (0%) 1,69 0,66 1,23 0,18

M550 (5%) 1,56 BCD 0,41 AB 1,49 B 0,33 AB

M550 (10%) 2,06 A 0,76 A 1,55 B 0,49 A*** M550 (15%) 0,96 E*** -0,69 D*** 1,55 B 0,25 B M700 (5%) 1,72 ABC 0,50 A 1,33 B 0,04 CD

M700 (10%) 1,84 AB 0,38 AB 1,42 B 0,33 AB M700 (15%) 1,30 CDE -0,58 D*** 2,60 A*** 0,23 B

P700 (5%) 1,11 DE** -0,08 C*** 1,54 B -0,15 D*** P700 (10%) 1,24 CDE* 0,00 BC*** 1,34 B -0,59 E*** P700 (15%) 1,16 DE** -0,42 CD*** 1,42 B 0,20 BC

Les moyennes des traitements biochars (n = 4) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation pour la culture de la tomate et du poivron. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. MBC, biomasse microbienne en carbone (g kg substrat sec-1); MBN, biomasse microbienne en azote (g kg substrat sec-1). F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

205

Tableau S3.22 Concentrations moyennes en CO2 dans l’air du substrat à base de tourbe amendé ou non en biochar de la culture de la tomate cv. Micro-Tom et du poivron cv. Redskin.

Traitement TOMATE POIVRON CO2 (μL L-1) CO2 (μL L-1)

Témoin (0%) 1243 1508

M550 (5%) 1259 bcd 2212 ab***

M550 (10%) 1449 abcd 2444 a*** M550 (15%) 1646 a*** 2449 a*** M700 (5%) 1206 cd 2351 ab***

M700 (10%) 1530 abc 2251 ab*** M700 (15%) 1584 ab** 2351 ab***

P700 (5%) 1149 d 2365 ab*** P700 (10%) 1157 d 1836 b

P700 (15%) 1273 bcd 1905 b La dose en fertilisation n’a pas montré un effet significatif sur les concentrations moyennes en CO2 dans le substrat, donc les valeurs obtenues pour chaque traitement ont été combinées. Les moyennes des traitements biochars (n = 8) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

206

Tableau S3.23 Biomasses, nombre (Nb) de fruits et surface foliaire des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement

Total 1 Aérienne 2 Feuille Fruit Tige Racine Fruit Masse fruit frais Surface Foliaire Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1)

F50 Témoin (0%) 44 40 7 25 7 4 122 222 0,16

M550 (5%) 58* 53 ab** 11 33** 9 5 152 268 0,20

M550 (10%) 55 49 ab 11 29 9 6 131 237 0,22* M550 (15%) 56 51 ab* 11 30 9 5 130 249 0,22* M700 (5%) 53 48 b 9 30 8 5 149 266 0,18

M700 (10%) 56 51 ab* 11 32* 9 5 124 269 0,21 M700 (15%) 65*** 60 a*** 13** 35*** 11** 5 173 286* 0,24***

P700 (5%) 63*** 57 ab*** 12* 34*** 10* 5 186 273 0,23** P700 (10%) 60** 55 ab*** 12** 32* 11** 4 146 249 0,24*** P700 (15%) 63*** 57 ab*** 13** 33** 11** 6 172 262 0,24***

F100 Témoin (0%) 49 44 9 27 8 5 148 222 0,18

M550 (5%) 58 53 12 31 10 5 199 243 0,22

M550 (10%) 53 49 10 30 9 4 155 241 0,20 M550 (15%) 54 49 11 28 10 5 163 227 0,21 M700 (5%) 55 49 11 28 10 5 150 224 0,20

M700 (10%) 59 54 13 30 11 5 168 238 0,22 M700 (15%) 56 51 9 32 9 5 191 269 0,20

P700 (5%) 61 56 * 11 35* 10 4 222* 272 0,20 P700 (10%) 60 55 12 32 11 5 195 245 0,24 P700 (15%) 58 53 11 33 10 5 161 256 0,21

Les moyennes des traitements biochars (n = 6) dans chaque colonne suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05), en excluant les témoins. Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les traitements ont été analysés séparément selon la dose de fertilisation. Les moyennes des traitements biochars suivies d’un ou de plusieurs astérisques sont significativement différentes du témoin respectif selon le test de Dunnett (p : * ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001). Témoin sans biochar; 5, 10 et 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. 1 Total = feuille + fruit + tige + racine. 2 Aérienne = feuille + fruit + tige. F50 et F100 représente respectivement une fertilisation à 50% et à 100% de la dose recommandée.

207

Tableau S3.24 Biomasses, nombre (Nb) de fruits et la surface foliaire des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement

Total 1 Aérienne 2 Feuille Fruit Tige Racine Fruit Masse fruit frais Surface Foliaire

Masse sèche (g plant-1) (Nb plant-1) (g plant-1) (m2 plant-1) F50

Témoin (0%) 88 81 23 47 11 7 29 733 0,56

M550 (5%) 127 *** 119 *** 34 a*** 66 19 *** 8 47 * 1022*** 0,82 ab*** M550 (10%) 119 ** 110 ** 31 ab*** 63 17 ** 8 51 ** 988*** 0,79 abc** M550 (15%) 120 ** 111 ** 27 b 69* 16 * 8 53 *** 941** 0,66 bc M700 (5%) 129 *** 121 *** 33 a*** 70* 18 ** 8 44 997*** 0,85 a***

M700 (10%) 134 *** 125 *** 31 ab*** 77*** 17 ** 9 54 *** 1001*** 0,76 abc** M700 (15%) 119 ** 110 *** 27 b 66* 16 * 10* 56 *** 926* 0,68 abc

P700 (5%) 117 * 109 ** 31 ab*** 64 15 7 46 * 1018*** 0,74 abc* P700 (10%) 117 * 109 ** 28 b 68* 14 8 46 * 952** 0,67 bc P700 (15%) 114 * 107 * 27 b 65 15 8 51 *** 911* 0,64 c

F100 Témoin (0%) 108 100 30 56 14 8 32 769 0,76

M550 (5%) 145 AB 135 AB 43 ABC* 68 23 AB 10 62 AB** 1105* 1,15 AB*

M550 (10%) 180 A** 168 A** 47 AB** 95* 26 AB** 11* 63 AB** 943 1,23 AB** M550 (15%) 141 AB 132 AB 42 BC 68 22 AB 9 43 B 972 1,01 B M700 (5%) 187 A*** 175 A*** 56 A*** 86 32 A*** 12* 70 A*** 975 1,54 A***

M700 (10%) 150 AB 141 AB 43 ABC* 76 22 AB 10 53 AB* 930 1,09 B M700 (15%) 153 AB 143 AB 42 BC 78 23 AB 10 61 AB** 995 1,07 B

P700 (5%) 148 AB 138 AB 40 BC 78 21 B 10 54 AB* 997 1,06 B P700 (10%) 143 AB 133 AB 38 BC 75 21 B 10 49 AB 945 0,99 B P700 (15%) 126 B 116 B 33 C 64 20 B 9 45 B 810 0,84 B


208

Tableau S3.25 Concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des différentes parties des plants de tomate (cv. Micro-Tom) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement N Total 1 N Aérienne 2 N Feuille N Fruit N Tige N Racine P Total 1 P Aérienne 2 P Feuille P Fruit P Tige P Racine (g N kg masse sèche-1) (g P kg masse sèche -1)

F50 Témoin (0%) 75 59 27 15 17 16 31 17 8 3,6 5,7 14

M550 (5%) 74 a 59 ab 28 14 17 15 29 bc 17 abc 7,7 ab 3,2 ab 6,2 ab 12 a

M550 (10%) 74 ab 59 a 29 14 17 15 27 c* 16 abc 6,9 ab 3,3 ab 6,1 ab 10 bc** M550 (15%) 75 a 58 ab 27 15 15 17 21 d*** 14 bc* 5,7 b* 3,3 ab 5,2 b 6 d*** M700 (5%) 72 ab 56 ab 26 14 16 16 32 ab 17 abc 7,1 ab 3,4 ab 6,1 ab 15 a

M700 (10%) 73 ab 57 ab 26 15 17 16 29 bc 17 ab 7,5 ab 3,6 a 6,1 ab 12 b M700 (15%) 71 ab 56 ab 26 14 15 16 22 d*** 14 c* 5,8 b* 3,2 ab 5,1 b 8 cd***

P700 (5%) 70 ab 55 ab 26 13 * 16 15 32 ab 15 bc 6,5 ab 2,9 b* 5,7 ab 17 a* P700 (10%) 74 a 59 ab 28 14 17 15 35 a* 18 a 8,1 a 3,3 ab 7,0 a* 17 a* P700 (15%) 68 b** 54 b* 25 14 14 14 32 ab 16 abc 6,9 ab 3,1 ab 6,1 ab 16 a

F100 Témoin (0%) 74 60 27 15 17 14 35 17 7 3,2 6,8 18

M550 (5%) 74 60 29 AB 15 AB 16 14 37 AB 16 ABC 6,9 ABC 3,0 6,6 ABC 21 AB

M550 (10%) 74 61 30 A 14 AB 16 14 30 C 16 BC 6,6 BC 3,1 6,2 ABC 14 C M550 (15%) 77 63 31 A* 14 AB 17 15 19 D*** 14 C* 5,4 C* 2,9 5,8 C 5 D*** M700 (5%) 75 61 29 AB 14 AB 18 13 38 AB 18 AB 7,2 ABC 3,1 7,2 AB 20 AB

M700 (10%) 76 63 28 AB 16 A 19 14 33 BC 17 AB 7,4 AB 3,1 6,9 ABC 15 C M700 (15%) 75 61 29 AB 15 AB 17 14 23 D*** 16 BC 6,5 BC 3,2 6,1 BC 8 D***

P700 (5%) 71 57 26 B 13 B 17 14 38 AB 17 ABC 7,0 ABC 2,8 7,2 AB 19 BC P700 (10%) 74 60 29 AB 14 AB 17 14 40 A 17 ABC 7,2 ABC 3,0 6,8 ABC 21 AB P700 (15%) 76 61 30 A 15 AB 16 14 43 A*** 19 A 8,7 A 3,2 7,4 A 24 A***


209

Tableau S3.26 Concentrations en azote (N) et en phosphore (P) mesurées dans la biomasse sèche des différentes parties des plants de poivron (cv. Redskin) selon le type de substrat à la fin de l’expérience en serre de 63 jours.

Traitement N Total 1 N Aérienne 2 N Feuille N Fruit N Tige N Racine P Total 1 P Aérienne 2 P Feuille P Fruit P Tige P Racine (g N kg masse sèche-1) (g P kg masse sèche-1)

F50 Témoin (0%) 96 73 40 18 14 23 22 11 4,3 4,0 2,8 11

M550 (5%) 90 ab 71 ab 38 18 15 a 19 c*** 18 c** 11 abc 3,7 ** 3,9 ab 2,9 a 8 cd M550 (10%) 90 ab 71 ab 40 17 14 abc 19 bc*** 20 bc 10 abc 3,9 3,7 ab 2,8 abc 9 bc M550 (15%) 86 b*** 67 ab* 37 17 13 bcd 19 bc*** 14 d*** 10 c*** 3,7 ** 3,5 b* 2,3 c* 4 d*** M700 (5%) 93 a 72 a 41 17 14 ab 21 abc 20 abc 11 abc 3,9 3,8 ab 2,8 ab 10 abc

M700 (10%) 91 ab 70 ab 40 16 14 ab 21 abc 22 ab 10 abc* 3,9 3,4 b** 2,7 abc 12 ab M700 (15%) 85 ab*** 65 b** 38 16* 12 d* 20 abc** 17 c*** 10 bc** 4,0 3,4 b** 2,4 bc* 8 cd*

P700 (5%) 92 ab 70 ab 38 18 14 ab 22 a 23 a 11 a 4,3 4,0 a 2,8 abc 12 ab P700 (10%) 94 a 72 a 41 18 14 abcd 22 ab 24 a 11 ab 4,0 3,9 ab 2,8 ab 13 a P700 (15%) 88 b** 67 ab 39 16 12 cd* 21 abc* 23 a 10 abc* 4,1 3,5 ab 2,3 c* 13 a

F100 Témoin (0%) 99 79 41 22 16 21 32 12 4,3 4,5 3,2 20

M550 (5%) 100 AB 76 AB 39 21 15 25 A*** 34 BC 12 AB 4,2 AB 4,5 3,3 22 BC M550 (10%) 96 AB 73 B 38 21 15 23 AB 30 CD 12 AB 4,2 AB 4,3 3,2 18 CD M550 (15%) 99 AB 76 AB 39 21 15 23 AB* 18 E*** 11 B 3,6 B* 4,2 2,9 7 E*** M700 (5%) 105 A 83 A 42 23 18 23 AB 38 AB 13 A 4,8 A 4,6 3,8 25 ABC

M700 (10%) 99 AB 76 AB 41 20 15 23 AB 34 ABC 12 AB 4,2 AB 4,3 3,2 23 ABC M700 (15%) 95 B 74 AB 39 21 14 21 BC 24 DE 11 AB 4,2 AB 4,4 2,9 12 DE

P700 (5%) 98 AB 77 AB 40 20 17 21 BC 40 AB 12 AB 4,5 A 4,4 3,5 28 AB P700 (10%) 98 AB 77 AB 41 20 16 21 BC 39 AB 12 AB 4,5 A 4,3 3,2 27 AB P700 (15%) 97 AB 78 AB 39 22 16 20 C 42 A** 12 AB 4,4 A 4,5 3,3 30 A**


210

Tableau S3.27 Coefficients de correlation Pearson entre les variables mesurées au cours des 63 jours de culture de la tomate (cv. Micro-Tom) et du poivron (cv. Redskin).

Les symbols indiquent une valeur de p value significatif à: * = ≤ 0.05, ** = ≤ 0.01, *** = ≤ 0.001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05). Concentration moyenne en CO2 dans l’air du substrat (μL L-1); FDA, fluorescéine diacétate (μg Fluorescéine g substrat sec-1 h-1); MBC, biomasse microbienne en carbone (mg kg substrat sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg kg substrat sec-1); Concentration minérale dans le substrat Biomasses sèches (totale, feuilles, fruits, tiges, racines, aérienne) (g plant-1); Surface foliaire (m2 plant-1); et Concentration totale en azote (N) et en phosphore (P) dans les tissus de la biomasse totale (feuilles, tiges, fruits et racines) de la plante (mg kg masse sèche-1).

211


Tableau S4.1 Analyse de la variance (ANOVA) sur les indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences dans les différents substrats après 63 jours dans une culture de la tomate et du poivron de serre fertilisées avec la dose recommandée en nutriments (F100) (n = 4).

Unité Amplification

(qPCR) Chao1 Observed OTUs

Faith's PD Whole Tree

Shannon Simpson

Pr > F TOMATE 0,768 0,483 0,419 0,094 0,508 0,507

POIVRON * ** ** ** ** 0,374 p : * = ≤ 0,05; ** ≤ 0,01; *** ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

Tableau S4.2 Analyse statistique nonparamétrique ADONIS basée sur la matrice de comparaison des distances unweighted Unifrac

Comparaison par paire Tomate Poivron

F. Model R2 Pr (>F) F. Model R2 Pr (>F)

Témoin vs M550 4,08 0,41 0,03 7,34 0,55 0,03

Témoin vs M700 3,67 0,38 0,03 8,30 0,58 0,03

Témoin vs P700 1,76 0,23 0,03 3,25 0,35 0,03

M550 vs M700 1,90 0,24 0,03 3,31 0,36 0,03

M550 vs P700 4,64 0,44 0,03 6,17 0,51 0,03 M700 vs P700 4,00 0,40 0,04 6,62 0,52 0,04

F-Tests p < 0,05 indique une différence significative entre la comparaison par paire pour chacune des cultures. La variation des effets des traitements sur la composition des communautés bactériennes a été estimée avec 999 permutations.

212

Tableau S4.3 Indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences dans les différents substrats après 63 jours dans une culture de la tomate et du poivron de serre fertilisées avec la dose recommandée en nutriments (F100).

Unité d’amplification Nb OTUs Indices de diversité alpha (qPCR) Observé Chao1 Faith's PD Shannon Simpson

TOMATE

Témoin 1,47E+10 920 1752 62,3 8,1 0,984 M550 1,03E+10 932 1795 68,1 7,7 0,970 M700 1,11E+10 1028 1927 72,8 8,3 0,987 P700 1,15E+10 1000 1964 69,2 8,2 0,977

POIVRON

Témoin 1,15E+10 ab 983 c 1771 b 67,1 c 8,1 b 0,986 M550 1,64E+10 ab 1031 bc 1936 ab 72,9 b 8,4 ab 0,991 M700 2,51E+10 a 1108 a 2081 a 77,4 a 8,7 a 0,991 P700 1,04E+10 b 1059 ab 2006 a 72,6 b 8,5 a 0,990

Les moyennes (n = 4) suivies d’une lettre distincte sont significativement différentes selon le test de Tukey (p < 0,05). Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochars d’érables pyrolysés à 550˚C et 700˚C respectivement et de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

Tableau S4.4 Évaluation de la croissance d’un agent de lutte biologique Streptomyces griseoviridis de la souche K61 (Mycostop) après 3 jours sur une gélose à 10% de TSA en présence ou en absence de biochar.

Traitements Streptomyces griseoviridis UFC mL-1 (1 x 104)

M400 49 ± 6 b M550 14 ± 2 c M700 18 ± 4 c P700 75 ± 4 a W400 16 ± 2 c

Témoin (TSA) 51 ± 8 b Expérience effectuée dans des plats de Petri sur un milieu TSA à 10%. Témoin sans biochar (TSA 10% seulement); 5% (m/v) de M400, M550 et M700, biochars d’érables pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C et de W400, biochar de saule pyrolysé à 400˚C. UFC, Unité formant colonie; TSA, Trypto-caséine soja.

213

Fig. S4.1 Pourcentage d’abondance relative des unités taxonomiques opérationnelles (OTUs) bactériennes dans les substrats au niveau de la classe après 63 jours dans la culture de la tomate et du poivron de serre, fertilisées avec la dose recommandée en nutriments. Témoin sans biochar; 15% (v/v) de M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 550˚C et 700˚C respectivement; et 15% (v/v) de P700, biochar de pin pyrolysés à 700˚C.

214


Tableau S5.1 Caractérisation des traitements de sol avec ou sans compost.

Traitement pHa NO3b NH4

b Ctotc Ntot

c C:Nd

(mg N kg sol sec-1) (%) (%) (ratio)

Sans compost

Témoin 6,5 ± 0,0 2,9 ± 0,1 4,3 ± 0,4 2,6 ± 0,1 0,2 ± 0,0 11

M400 6,7 ± 0,1 3,1 ± 0,2 4,7 ± 0,2 5,7 ± 0,2 0,3 ± 0,0 21

M550 7,0 ± 0,0 3,2 ± 0,1 4,9 ± 0,2 5,5 ± 0,0 0,3 ± 0,0 20

M700 6,9 ± 0,0 3,1 ± 0,2 4,9 ± 0,3 5,1 ± 0,0 0,3 ± 0,0 20

P700 6,5 ± 0,0 3,0 ± 0,2 4,4 ± 0,4 6,7 ± 0,1 0,2 ± 0,0 27

Avec compost

Témoin 6,5 ± 0,0 10,6 ± 0,5 6,5 ± 0,4 4,1 ± 0,1 0,3 ± 0,0 12

M400 6,5 ± 0,1 11,4 ± 0,8 6,6 ± 0,2 6,8 ± 0,3 0,3 ± 0,0 20

M550 6,9 ± 0,0 10,7 ± 0,5 6,3 ± 0,1 6,5 ± 0,0 0,3 ± 0,0 19

M700 6,8 ± 0,0 11,2 ± 1,4 6,7 ± 0,3 6,6 ± 0,1 0,3 ± 0,0 19

P700 6,5 ± 0,0 11,8 ± 0,8 6,9 ± 0,3 7,4 ± 0,4 0,3 ± 0,0 23

Les valeurs représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 2). a Extraction à l’eau (ratio 1 : 2). b Extraction 2M KCl (ratio 1 :10). c Combustion avec un analyseur élémentaire (vario MACRO CNS, Hanau, DE). d Le ratio C:N a été calculé à partir des valeurs obtenues en Ctot et Ntot. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

215

Tableau S5.2 Analyse de la variance (ANOVA) sur les émissions de gaz et de l’analyse chimique et biologique du sol au jour 44 et à la fin d’une étude d’incubation (jour 338) (n = 4).

Effet (Pr > F) Émissions gaz Concentration minérale Activité biologique

CO2 CH4 N2O DN NO3 NH4 DOC DIC Ctot Ntot C:N pH MBC MBN FDA Compost *** 0,758 0,586 *** ** 0,362 *** 0,057 *** *** *** *** *** *** **

Traitement *** *** *** *** *** 0,182 *** *** *** *** *** *** * 0,156 *** Compost x Traitement *** 0,772 * * * 0,576 0,445 *** *** *** 0,226 0,057 0,760 0,898 0,619

Temps *** *** *** *** *** *** 0,244 *** 0,230 *** *** *** *** 0,372 0,066

Compost x Temps *** 0,427 * *** *** 0,942 ** 0,204 0,705 0,082 0,424 0,163 0,119 0,792 0,841 Traitement x Temps *** *** 0,330 *** *** 0,148 0,774 *** ** 0,569 * ** *** 0,304 ***

Compost x Traitement x Temps *** 0,416 ** *** *** 0,717 0,094 0,710 0,503 0,206 0,930 0,606 0,986 0,410 **

Effet (Pr > F) Cumul total gaz

CO2 CH4 N2O Compost *** 0,435 0,095

Traitement *** *** *** Compost x Traitement *** 0,656 ***

Émissions en CO2 (mg C kg sol sec-1 j-1), CH4 (μg C kg sol sec-1 j-1) et N2O (μg N kg sol sec-1 j-1); DN, azote total dissous (mg N kg sol sec-1) ; NO3, nitrate (mg N kg sol sec-1) ; NH4, ammonium (mg N kg sol sec-1), DOC, carbone organique dissous (mg C kg sol sec-1) ; DIC, carbone inorganique dissous (mg C kg sol sec-1) ; Ctot, carbone total (%) ; Ntot, azote total (%) ; C:N, carbone / azote (ratio) ; MBC, biomasse microbienne en carbone (mg C kg sol sec-1), MBN, biomasse microbienne en azote (mg N kg sol sec-1), FDA, fluorescéine diacétate (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1). p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

216

Tableau S5.3 Concentrations en carbone organique et inorganique dissous et le pH mesurés dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.

DOC DIC pH (mg C kg sol sec-1) (mg C kg sol sec-1)

Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338

Sans compost

Témoin 12 ± 1 b 15 ± 3 b 4 ± 1 b 2 ± 0 c 6,6 ± 0,1 c 6,4 ± 0,1 b

M400 29 ± 5 a 28 ± 2 a 23 ± 1 a 15 ± 2 b 7,6 ± 0,1 a 7,5 ± 0,1 a M550 25 ± 9 a 23 ± 0 a 24 ± 0 a 18 ± 1 a 7,6 ± 0,1 a 7,6 ± 0,1 a M700 24 ± 3 a 28 ± 2 a 22 ± 2 a 16 ± 1 ab 7,7 ± 0,1 a 7,6 ± 0,0 a

P700 10 ± 2 b 14 ± 5 b 4 ± 2 b 2 ± 1 c 7,0 ± 0,2 b 6,6 ± 0,2 b Avec compost

Témoin 43 ± 2 C 37 ± 2 B 5 ± 1 c 5 ± 3 B 6,8 ± 0,1 C 6,7 ± 0,1 c

M400 60 ± 5 A 58 ± 6 A 24 ± 1 a 16 ± 1 A 7,6 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a M550 50 ± 4 BC 50 ± 5 A 24 ± 0 a 17 ± 1 A 7,7 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a M700 58 ± 2 AB 55 ± 4 A 20 ± 1 b 15 ± 1 A 7,6 ± 0,1 A 7,6 ± 0,0 a

P700 45 ± 10 C 35 ± 3 B 5 ± 1 c 3 ± 0 B 7,0 ± 0,2 B 6,9 ± 0,1 b Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

217

Tableau S5.4 Concentrations en azote minéral mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.

DN NO3- NH4

+

(mg N kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1)

Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338

Sans compost

Témoin 114 ± 3 a 279 ± 14 a 107 ± 2 a 267 ± 17 0,06 ± 0,10 0,00 ± 0,00 M400 73 ± 6 b 217 ± 5 d 70 ± 4 b 253 ± 9 0,22 ± 0,24 0,00 ± 0,00 M550 84 ± 3 b 260 ± 2 b 81 ± 3 b 273 ± 22 0,15 ± 0,27 0,13 ± 0,15 M700 79 ± 1 b 242 ± 9 c 74 ± 4 b 261 ± 8 0,23 ± 0,24 0,00 ± 0,00

P700 34 ± 9 c 212 ± 5 d 45 ± 7 c 243 ± 8 0,06 ± 0,12 0,00 ± 0,00 Avec compost

Témoin 120 ± 5 A 340 ± 9 A 109 ± 5 A 327 ± 6 A 0,11 ± 0,13 0,00 ± 0,00 M400 86 ± 7 C 263 ± 11 C 77 ± 7 C 211 ± 8 C 0,28 ± 0,35 0,00 ± 0,00

M550 102 ± 3 B 288 ± 17 B 94 ± 4 B 251 ± 7 B 0,09 ± 0,08 0,00 ± 0,00 M700 87 ± 3 C 270 ± 4 BC 79 ± 4 C 239 ± 7 B 0,07 ± 0,06 0,00 ± 0,00 P700 52 ± 6 D 248 ± 1 C 59 ± 7 D 211 ± 8 C 0,01 ± 0,03 0,00 ± 0,00

Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. DN, azote total dissous. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

218

Tableau S5.5 Concentrations en carbone (C) et en azote (N) total mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.

Ctot Ntot C:N

(%) (%) (ratio) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Sans compost

Témoin 2,6 ± 0,0 b 2,5 ± 0,0 c 0,24 ± 0,00 b 0,26 ± 0,01 b 10,5 ± 0,1 c 9,8 ± 0,3 c M400 6,0 ± 0,4 a 5,9 ± 0,2 b 0,33 ± 0,02 a 0,36 ± 0,01 a 18,2 ± 0,3 b 16,6 ± 0,2 b M550 6,2 ± 0,3 a 5,9 ± 0,2 b 0,34 ± 0,01 a 0,35 ± 0,02 a 18,3 ± 0,4 b 16,6 ± 0,3 b M700 6,1 ± 0,3 a 5,8 ± 0,3 b 0,33 ± 0,01 a 0,35 ± 0,01 a 18,5 ± 0,6 b 16,5 ± 0,5 b P700 6,9 ± 0,6 a 7,2 ± 0,3 a 0,33 ± 0,02 a 0,35 ± 0,01 a 21,0 ± 2,1 a 20,9 ± 1,2 a

Avec compost Témoin 3,7 ± 0,0 B 3,6 ± 0,0 C 0,31 ± 0,01 A 0,33 ± 0,00 A 11,9 ± 0,5 C 10,8 ± 0,1 C

M400 5,1 ± 0,3 A 4,7 ± 0,2 B 0,27 ± 0,01 B 0,28 ± 0,01 BC 19,2 ± 0,8 B 16,9 ± 0,5 B M550 4,9 ± 0,1 A 4,7 ± 0,1 B 0,26 ± 0,01 B 0,28 ± 0,00 B 19,0 ± 0,2 B 16,9 ± 0,2 B M700 4,9 ± 0,2 A 4,9 ± 0,1 B 0,26 ± 0,00 B 0,28 ± 0,01 B 19,0 ± 0,7 B 17,4 ± 0,9 B P700 5,5 ± 0,6 A 6,0 ± 0,2 A 0,24 ± 0,01 C 0,27 ± 0,01 C 22,9 ± 2,2 A 22,4 ± 0,3 A

Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

219

Tableau S5.6 Biomasse microbienne en carbone et en azote et activité enzymatique mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.

MBC MBN FDA (mg C kg sol sec-1) (mg N kg sol sec-1) (μg fluorescéine g sol sec-1 h-1) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338

Sans compost

Témoin 310 ± 32 b 328 ± 47 a 23 ± 5 28 ± 12 25 ± 4 b 32 ± 4 a M400 419 ± 30 a 283 ± 47 ab 35 ± 5 29 ± 3 33 ± 1 a 20 ± 4 b M550 311 ± 45 b 265 ± 44 b 30 ± 9 21 ± 5 24 ± 5 b 21 ± 4 b M700 352 ± 30 ab 274 ± 34 ab 26 ± 7 23 ± 10 28 ± 4 ab 21 ± 3 b P700 298 ± 26 b 309 ± 15 ab 29 ± 7 36 ± 13 17 ± 1 c 25 ± 4 ab

Avec compost Témoin 390 ± 23 379 ± 24 33 ± 4 35 ± 13 27 ± 6 AB 31 ± 4 A

M400 461 ± 37 290 ± 38 43 ± 8 31 ± 1 28 ± 6 AB 26 ± 3 AB M550 375 ± 38 301 ± 74 34 ± 13 33 ± 7 30 ± 3 AB 23 ± 5 B M700 410 ± 31 319 ± 63 34 ± 9 38 ± 16 32 ± 3 A 23 ± 2 B P700 377 ± 60 340 ± 95 42 ± 13 37 ± 11 22 ± 5 B 26 ± 2 AB

Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. MBC, biomasse microbienne en carbone; MBN, biomasse microbienne en azote; FDA, fluorescéine diacétate. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

220

Tableau S5.7 Analyse de la variance (ANOVA) sur les taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote et de l’analyse chimique du sol au jour 0 et au jour 343 de l’étude d’incubation (n = 4).

Effet (Pr > F)

Taux bruts 15N Analyse du sol 15N

N M I

pH Ctot Ntot Abondance

15N 15Ntot

Taux de récupération

15N Compost 0,340 0,138 0,219 0,222 *** *** *** 0,116 0,114

Traitement 0,260 ** * *** *** *** ** *** *** Compost x Traitement 0,767 0,907 0,866 0,115 0,522 0,116 0,372 0,655 0,654

Temps ** *** *** ** ** * *** *** ***

Compost x Temps 0,503 0,307 0,360 0,790 0,171 0,464 0,554 0,324 0,325 Traitement x Temps 0,510 0,088 0,680 0,492 0,550 0,920 0,924 0,926 0,927

Compost x Traitement x Temps 0,210 0,547 0,896 0,114 0,402 0,417 0,824 0,809 0,809 N, nitrification (mg N kg sol sec-1 h-1), M, minéralisation (mg N kg sol sec-1 h-1) ; I, immobilisation (mg N kg sol sec-1 h-1) ; Ctot, carbone total (%) ; Ntot, azote total (%) ; C:N, carbone / azote (ratio) ; Abondance 15N (atom %) ; 15Ntot, azote total marquée (mg kg sol sec-1) ; Taux de récupération 15N (%). p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

221

Tableau S5.8 Taux bruts de nitrification, minéralisation et d’immobilisation de l’azote dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation de 343 jours.

Taux bruts 15N (mg N kg sol sec-1 h-1)

Traitement N M I

(mg N kg-1 h-1) (mg N kg-1 h-1) (mg N kg-1 h-1) Jour 0

Sans compost Témoin 1,37 ± 1,18 0,17 ± 0,11 0,46 ± 0,19

M400 1,19 ± 0,72 0,10 ± 0,02 0,50 ± 0,40 M550 0,55 ± 0,33 0,13 ± 0,07 0,62 ± 0,33 M700 0,86 ± 0,37 0,11 ± 0,02 0,62 ± 0,37 P700 0,35 ± 0,41 0,07 ± 0,03 0,33 ± 0,22

Avec compost Témoin 1,10 ± 0,68 0,18 ± 0,10 0,64 ± 0,28

M400 1,14 ± 0,92 0,14 ± 0,08 0,63 ± 0,32 M550 1,40 ± 0,62 0,22 ± 0,12 0,66 ± 0,59 M700 1,42 ± 1,06 0,17 ± 0,04 0,97 ± 0,34 P700 0,83 ± 0,71 0,08 ± 0,05 0,35 ± 0,17

Jour 343 Sans compost

Témoin 0,81 ± 0,85 0,04 ± 0,04 0,42 ± 0,31 M400 1,71 ± 0,74 0,03 ± 0,01 0,24 ± 0,07 M550 3,98 ± 2,19 0,06 ± 0,04 0,29 ± 0,14 M700 2,75 ± 1,38 0,07 ± 0,02 0,47 ± 0,34 P700 1,05 ± 0,68 0,02 ± 0,01 0,26 ± 0,25

Avec compost Témoin 2,72 ± 3,17 0,03 ± 0,02 0,30 ± 0,17

M400 3,88 ± 3,70 0,02 ± 0,01 0,22 ± 0,18 M550 2,12 ± 1,98 0,05 ± 0,02 0,38 ± 0,33 M700 2,41 ± 2,45 0,07 ± 0,04 0,58 ± 0,33 P700 1,90 ± 1,13 0,06 ± 0,05 0,30 ± 0,18

Les valeurs représentent les moyennes ± écart-type (n = 4). L’analyse statistique est présentée au tableau S5.7 et les résultats de l’analyse au tableau 5.1.

N, nitrification ; M, minéralisation; I, immobilisation. Témoin sans biochar; M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

222

Tableau S5.9 Analyse chimique dans les traitements de sol lors d’une étude d’incubation au jour 0 et au jour 343.

pH Ntot Ctot C:N Abondance 15N 15Ntot

Taux de récupération 15N

(%) (%) (ratio) (atom %) (mg kg sol sec-1) (%)

Effet traitement1

Témoin 6,8 ± 0,2 c 0,28 ± 0,04 b 3,13 ± 0,58 c 11,0 ± 0,8 0,48 ± 0,03 a 29,8 ± 5,3 a 135 ± 24 a

M400 7,7 ± 0,2 a 0,30 ± 0,04 a 5,52 ± 0,70 b 18,4 ± 0,8 0,47 ± 0,02 ab 29,1 ± 5,8 a 132 ± 26 a

M550 7,7 ± 0,1 a 0,30 ± 0,04 a 5,44 ± 0,54 b 18,2 ± 1,1 0,47 ± 0,02 ab 28,9 ± 5,3 a 131 ± 24 a

M700 7,6 ± 0,2 a 0,30 ± 0,04 a 5,56 ± 0,95 b 18,7 ± 1,8 0,46 ± 0,02 b 27,1 ± 5,8 ab 123 ± 26 ab

P700 7,1 ± 0,2 b 0,28 ± 0,04 b 6,64 ± 0,65 a 24,0 ± 1,5 0,46 ± 0,02 b 24,9 ± 5,7 b 113 ± 26 b

Effet temps

Jour 0 7,4 ± 0,4 A 0,28 ± 0,04 B 5,36 ± 1,36 A 18,5 ± 4,2 0,47 ± 0,02 A 29,4 ± 5,1 A 133 ± 23 A

Jour 343 7,3 ± 0,5 B 0,29 ± 0,04 A 5,15 ± 1,33 B 17,6 ± 4,4 0,46 ± 0,03 B 26,5 ± 6,1 B 120 ± 28 B Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. 1 Les moyennes des traitements sans et avec compost (3,8 % m/m) ont été combinées, car il n’y avait aucune interraction significative entre traitement et compost (p > 0,05) (Tableau S5.7). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

223

Tableau S5.10 Émissions de gaz mesurées dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 et au jour 338 de l’incubation.

CO2 CH4 N2O (mg C kg sol sec-1 j-1) (μg C kg sol sec-1 j-1) (μg N kg sol sec-1 j-1) Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338 Jour 44 Jour 338

Sans compost

Témoin 3,4 ± 0,2 b 2,5 ± 0,3 a -0,11 ± 0,09 a 0,09 ± 0,01 7,7 ± 12,5 12,0 ± 13,0 a M400 4,2 ± 0,6 a 1,1 ± 0,1 c 0,04 ± 0,07 a 0,13 ± 0,03 0,6 ± 0,2 0,3 ± 0,2 ab M550 2,1 ± 0,2 c 0,8 ± 0,0 d 0,03 ± 0,04 a 0,08 ± 0,05 1,9 ± 2,7 0,1 ± 0,0 b M700 3,4 ± 0,5 b 0,9 ± 0,1 d 0,02 ± 0,15 a 0,13 ± 0,03 0,4 ± 0,2 0,2 ± 0,1 b P700 3,1 ± 0,1 b 1,7 ± 0,1 b -0,27 ± 0,11 b 0,12 ± 0,07 0,3 ± 0,0 0,1 ± 0,0 b

Avec compost Témoin 6,4 ± 0,4 A 2,3 ± 0,2 A -0,05 ± 0,04 a 0,11 ± 0,01 3,7 ± 4,5 0,2 ± 0,0 A

M400 4,5 ± 0,3 B 1,0 ± 0,1 B 0,03 ± 0,03 a 0,09 ± 0,02 0,6 ± 0,1 0,2 ± 0,0 A M550 3,4 ± 0,4 C 1,1 ± 0,2 B 0,03 ± 0,01 a 0,13 ± 0,06 0,9 ± 0,8 0,2 ± 0,1 A M700 4,6 ± 0,3 B 1,0 ± 0,1 B 0,01 ± 0,04 a 0,14 ± 0,06 0,6 ± 0,2 0,2 ± 0,0 A P700 5,2 ± 0,5 B 2,1 ± 0,2 A -0,23 ± 0,11 b 0,06 ± 0,03 0,4 ± 0,2 0,1 ± 0,0 A

Les moyennes ± écart-type (n = 4) dans chaque colonne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C.

224

Tableau S5.11 Analyse de la variance (ANOVA) sur les différents indices de la diversité bactérienne à 97% de similarité des séquences

(n = 4).

Effet (Pr > F) OTUs observé Faith's PD Chao1 Shannon Simpson

Compost *** *** *** *** ***

Traitement *** *** *** ** 0,252

Compost x Traitementt * 0,201 * * 0,225

Temps *** *** *** *** 0,189

Traitement x Temps *** *** *** *** 0,480

Compost x Temps 0,213 0,206 0,117 *** *

Compost x Traitement x Temps 0,909 0,840 0,508 0,567 0,482 p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

225

Tableau S5.12 Analyse de la variance (ANOVA) sur la composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les différents traitements de sol (biochar) avec et sans compost en fonction du temps (jour) d’incubation (n = 4).

Effet (Pr > F)

Classe Biochar Compost Biochar*Compost Jour Jour*Biochar Jour*Compost Jour*Biochar*Compost

Acidobacteria-6 *** *** 0,474 *** 0.056 * 0,505 Actinobacteria 0,095 *** 0,073 ** ** 0,837 0,565

Thermoleophilia *** *** 0,234 *** * 0,136 0,851 Cytophagia *** *** *** *** *** *** ***

Rhodothermi 0,226 *** 0,229 *** *** *** *** Anaerolineae 0,160 *** 0,138 0,107 0,230 0,329 0,451

Chloroflexi *** *** * ** *** ** 0,690 Bacilli 0,063 0,299 0,215 *** 0,378 0,092 0,416

Gemmatimonadetes 0,091 *** 0,610 *** ** 0,842 0,144 Nitrospira *** *** 0,688 *** *** 0,239 0,438

Alphaproteobacteria *** *** 0,758 *** ** *** 0,438 Betaproteobacteria *** *** *** *** * ** 0,651 Deltaproteobacteria *** *** * 0,524 *** 0,273 **

Gammaproteobacteria *** * 0,303 * *** *** * Opitutae ** ** 0,065 * 0,087 0,313 0,253

Pedosphaerae *** *** 0,159 *** * * 0,792 Spartobacteria *** *** 0,767 * 0,074 0,192 0,962

p : * = ≤ 0,05, ** = ≤ 0,01, *** = ≤ 0,001. Les chiffres indiquent une valeur de p non significative (p > 0,05).

226

Tableau S5.13 Composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 de l’incubation.

JOUR 44 Sans compost Avec compost

Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria-6 3,8 a 2,7 b 2,9 b 3,0 b 4,0 a 2,7 A 2,3 A 2,5 A 2,1 A 3,1 A

Actinobacteria 9,8 a 12,8 a 10,9 a 11,2 a 10,0 a

6,1 B 7,8 AB 8,9 A 9,0 A 8,5 AB

Thermoleophilia 10,2 a 9,3 a 10,5 a 8,8 a 10,7 a

5,5 A 6,2 A 6,6 A 6,0 A 6,9 A

Cytophagia 0,6 b 1,3 a 1,0 ab 1,6 a 0,6 b

1,8 AB 2,2 A 1,7 AB 2,0 AB 1,2 B

Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a

6,7 A 4,8 A 4,8 A 5,3 A 5,7 A

Anaerolineae 1,3 ab 0,9 b 1,0 b 1,0 b 1,5 a

25,5 A 22,0 A 19,8 A 18,9 A 21,3 A

Chloroflexi 3,2 a 2,4 b 2,4 ab 2,4 b 3,1 ab

1,4 B 1,3 B 1,5 B 1,5 B 2,0 A Bacilli 2,2 ab 2,7 a 2,0 ab 2,0 ab 1,6 b

1,9 A 2,2 A 3,0 A 2,1 A 2,1 A

Gemmatimonadetes 13,9 a 13,1 a 15,9 a 14,2 a 14,1 a

9,4 A 9,1 A 10,0 A 9,9 A 8,9 A Nitrospira 0,7 a 0,8 a 0,7 a 0,7 a 1,0 a

0,4 A 0,4 A 0,4 A 0,4 A 0,6 A

Alphaproteobacteria 9,1 b 11,4 a 10,3 ab 10,9 a 9,0 b

7,6 BC 9,5 A 8,9 ABC 9,1 AB 7,5 C

Betaproteobacteria 10,0 ab 11,6 ab 11,6 ab 11,8 a 8,9 b

6,5 A 6,8 A 7,1 A 7,6 A 6,4 A

Deltaproteobacteria 5,2 a 4,6 abc 3,7 c 5,0 ab 4,0 bc

3,1 C 4,4 A 3,4 BC 4,0 AB 3,3 BC Gammaproteobacteria 1,4 b 2,1 a 1,5 b 1,8 ab 1,9 ab

1,8 B 2,2 AB 2,3 AB 2,9 A 2,2 AB

Opitutae 0,6 a 0,7 a 0,5 a 0,7 a 0,5 a

0,8 A 0,7 A 0,7 A 0,7 A 0,6 A Pedosphaerae 1,6 ab 1,6 ab 1,4 b 1,8 ab 2,1 a

1,0 AB 1,0 AB 0,7 B 0,9 AB 1,3 A

Spartobacteria 1,6 ab 1,1 c 1,3 bc 1,3 bc 1,8 a

1,1 A 0,6 B 0,8 AB 0,8 AB 1,1 AB Autres bactéries 24,8 20,9 22,3 21,8 25,4 16,8 16,7 17,0 16,8 17,4

Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

227

Tableau S5.14 Composition bactérienne (niveau de la classe) présente dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 338 de l’incubation.

JOUR 338 Sans compost Avec compost

Classe Témoin M400 M550 M700 P700 Témoin M400 M550 M700 P700 Acidobacteria-6 4,0 b 4,2 ab 3,6 b 3,8 b 4,9 a

2,8 B 2,8 B 2,8 B 2,5 B 3,9 A

Actinobacteria 10,4 a 9,6 a 10,7 a 9,9 a 9,8 a

7,0 A 6,2 A 7,5 A 7,1 A 7,7 A Thermoleophilia 13,9 a 10,2 b 12,6 ab 10,4 b 12,1 ab

7,9 AB 5,8 B 8,1 AB 6,2 AB 8,6 A

Cytophagia 0,4 b 0,9 ab 0,7 ab 1,0 a 0,3 b

2,3 B 5,7 A 5,0 A 4,7 A 1,3 B Rhodothermi 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a 0,0 a

2,9 B 5,4 A 3,4 B 4,2 AB 2,8 B

Anaerolineae 2,9 a 3,3 a 3,1 a 3,5 a 3,0 a

24,3 A 23,4 A 19,6 A 25,1 A 17,6 A Chloroflexi 3,1 a 1,7 b 1,9 b 1,7 b 2,9 a

2,0 AB 1,0 C 1,3 BC 1,0 C 2,1 A

Bacilli 4,4 a 5,1 a 4,8 a 4,6 a 2,4 a

3,9 A 3,2 A 3,4 A 4,3 A 3,2 A Gemmatimonadetes 11,3 a 11,7 a 11,1 a 11,1 a 12,0 a

7,0 AB 5,2 B 6,2 B 5,3 B 8,9 A

Nitrospira 1,0 b 1,0 b 1,2 b 1,1 b 2,4 a

0,6 C 0,9 BC 1,1 B 0,8 BC 2,1 A Alphaproteobacteria 8,6 a 9,1 a 8,4 a 9,2 a 8,4 a

8,3 AB 9,4 A 7,8 B 8,1 AB 7,4 B

Betaproteobacteria 7,7 c 11,1 a 8,6 bc 9,7 ab 7,9 bc

5,7 A 6,6 A 6,2 A 6,3 A 7,3 A Deltaproteobacteria 3,5 d 5,2 ab 4,4 bc 5,4 a 3,8 cd

3,0 B 4,2 A 3,8 AB 4,4 A 3,8 AB

Gammaproteobacteria 1,1 c 2,7 ab 2,6 ab 3,2 a 1,7 bc

1,4 B 2,2 AB 2,6 A 2,6 A 1,9 AB Opitutae 0,4 abc 0,6 a 0,3 bc 0,6 ab 0,2 c

0,5 BC 0,6 B 0,9 A 0,8 AB 0,2 C

Pedosphaerae 0,9 b 1,2 ab 1,0 b 1,2 ab 1,4 a

0,5 A 0,6 A 0,7 A 0,6 A 0,8 A Spartobacteria 1,6 a 0,7 b 0,9 b 0,9 b 1,8 a

1,2 AB 0,5 B 0,6 AB 0,5 B 1,3 A

Autres bactéries 24,9 21,9 23,9 22,7 24,9 18,7 16,2 19,2 15,6 19,2 Les moyennes (n = 4) dans chaque ligne suivies par une lettre distincte, minuscule ou majuscule, diffèrent significativement selon le test Tukey (p < 0,05). Les lettres minuscules et majuscules indiquent que les valeurs ont été analysées séparément. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 %(m/m).

228

Fig. S5.1 Concentration minérale et pH dans les traitements de sol avec ou sans compost au cours d’une étude d’incubation de 338 jours. DOC, carbone organique dissous; DIC, carbone inorganique dissous; DN, concentration en azote total dissous et C:N, ratio en carbone sur azote total. Dates d’échantillonnages lors de l’étude d’incubation : 9, 16, 23, 44, 86, 170 et 338 jours. Les barres représentent la moyenne ± écart type (n = 4). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m). Application de la solution fertilisante aux jours 0, 84, 168 et 252 de l’incubation.

229

Fig. S5.2 Émissions en CO2 cumulées dans les traitements de sol avec ou avec compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).

230

Fig. S5.3 Émissions en CH4 cumulées dans les traitements de sol avec ou sans compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).

231

Fig. S5.4 Émissions en N2O cumulées dans les traitements de sol avec ou sans compost en fonction du temps d’incubation (338 jours). Les points représentent la moyenne ± erreur type (n = 4); les flèches pointillées représentent les dates de fertilisation azotée durant l’incubation (aux jours 0, 84, 168 et 252). Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m).

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Fig. S5.5 Pourcentage d’abondance relative des OTUs bactériennes au niveau de la classe dans les traitements de sol avec ou sans compost au jour 44 (a) et au jour 338 (b) de l’incubation. Témoin sans biochar; 5% (m/m) de M400, M550 et M700, biochar d’érable pyrolysé à 400˚C, 550˚C et 700˚C respectivement; et 5% (m/m) de P700, biochar de pin pyrolysé à 700˚C. Dose de compost = 3,8 % (m/m). OTUs, unités taxonomiques opérationnelles.

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