Acara II Biokimia Isolasi Amilum Revisi 1

ACARA II

ISOLASI AMILUM DARI UBI KAYU DAN HIDROLISISNYA

A. Pendahuluan

1. Latar belakang

Secara biokimia, karbohidrat adalah polihidroksil-aldehida atau

polihidroksil-keton, atau senyawa yang menghasilkan senyawa-senyawa

ini bila dihidrolisis. Karbohidrat mengandung gugus karbonil (sebagai

aldehida atau keton) dan banyak gugus hidroksil. Pada awalnya istilah

karbohidrat digunakan untuk golongan senyawa yang mempunyai rumus

(CH2O)n yaitu senyawa-senyawa yang n atom karbonnya tampak terhidrasi

oleh n molekul air. Namun demikian ada juga karbohidrat yang tidak

memiliki rumus demikian dan ada pula yang mengandung nitogen,

fosforus atau sulfur.

Pati merupakan zat gizi penting dalam makanan sehari-hari.

Menurut Greenwood dan Munro, sekitar 80% kebutuhan energi manusia

didunia dipenuhi oleh karbohidrat. Karbohidrat ini dapat dipenuhi dari

berbagai sumber seperti biji-bijian, umbi-umbian dan batang (sagu)

sebagai tempat penyimpanan pati yang merupakan cadangan makanan

bagi tanaman. Sumber dan produksi pati di negara kita sangat berlimpah,

yang terdiri dari tapioka, pati sagu, pati beras, pati umbi umbian selain

singkong diasmping sumber pati yang belum diproduksi secara komersial.

Dilain pihak, industri pengguna pati menginginkan pati yang yang

mempunyai spesifikasi, kekentalan yang stabil baik pada suhu tinggi

maupun suhu rendah, ketahanan yang baik terhadap perlakuan mekanis,

dan daya pengentalnya tahan pada kondisi asam dan suhu tinggi.

Pati mengandung 10% air pada RH 54% dan 20oC. Pada umumnya

pati tersusun dari 25% amilosa dan 75% amilopektin. Amilosa merupakan

polimer berbentuk panjang dan lurus dan sedikit cabang (kurang dari 1%)

dengan berat molekul 500.000 g/mol. Unit-unit glukosa terhubung oleh

ikatan α-1,4 pada molekul amilosa. Molekul amilosa berbentuk helix dan

bersifat hidrofobik. Amilopektin memiliki bentuk yang bercabang dan

memiliki berat molukul 107-109g/mol bergantung pada jenis tanamannya.

Pati terbentuk dari monomer-monomer glukosa.

Pati alami seperti tapioka, pati jagung, sagu dan pati-pati lain

mempunyai beberapa kendala jika dipakai sebagai bahan baku dalam

industri pangan maupun non pangan. Jika dimasak, pati membutuhkan

waktu yang lama, juga membentuk pasta yang terbentuk keras dan tidak

bening. Selain itu sifatnya terlalu lengket dan tidak tahan dengan

perlakuan asam. Kendala-kendala tersebut menyebabkan pati alami

terbatas penggunaannya dalam industri.

Pati (C6 H10O5 )n dalam perdagangan dikenal dua macam pati,

yaitu pati yang belum dimodifikasi dan pati yang telah dimodifikasi. Pati

dapat dimodifikasi melalui cara hidrolisis, oksidasi, cross-linking atau

cross ling starch. Pati ini biasanya dibuat dengan cara mengasamkan

suspensi pati sampai pH tertentu dan memanaskan pada kondisi tertentu

pula, sampai diperoleh derajat konversi atau modifikasi yang diinginkan,

karena sebagian pati terhidrolisis menjadi dekstrin, maka viskositas larutan

menjadi rendah. Ekstraksi pati dari ubi kayu dapat dilakukan dengan

berbagai cara, dari yang amat sederhana sampai yang sangat modern.

Walaupun demikian, prinsip dasar dan cara kerja dari proses-proses

industri tersebut sama. Pemisahan pati dari sel-sel parenkim penyimpanan

pati di dalam ubi kayu dilakukan cara memarut, kemudian pati dipisahkan

dari serat-serat kasar (selulosa) dengan cara pengendapan dan penepisan.

Suspensi encer pati (amilum) di dalam air bila dipanaskan akan

mempercepat dan meningkatkan penyerapan air oleh butir-butir pati.

Semakin tinggi suhu pemanasan, akan semakin banyak air yang diserap

butir pati, yang berakibat terjadinya penggelembungan butir pati tersebut.

Bila penggelembungan pati ini melewati batas maksimum, maka butir pati

akan pecah dan molekul pati yang telah terhidrasi akan ”terlarut” kedalam

air (membentuk koloid). Pada fase ini pati telah mengalami gelatinisasi.

Viskositas suspensi pati meningkat selama pemanasan, menurun setelah

mencapai suhu gelatinisasi, dan meningkat setelah didinginkan. Suhu

gelatinisasi pada tiap-tiap jenis pati sangat bervariasi, biasanya merupakan

kisaran antara lain pati beras 68-78o C, pati kentang 55-58o C dan pati

jagung 62-72o C.

2. Tujuan Praktikum

Tujuan praktikum acara II isolasi amilum ubi kayu dan

hidrolisisnya ini adalah sebagai berikut :

1. Mengetahui isolasi pati pada ubi kayu

2. Menentukan produk hidrolisis pati

3. Melakukan uji kualitatif terhadap hidrolisis pati dengan cara uji

molisch, uji pikrat, uji barfoed, dan uji selliwanof.

4. Mengetahui reaksi peragian (fermentasi) dengan uji benedict dan uji

iod.

B. Tinjauan Pustaka

1. Tinjauan Bahan

Amilum atau bahasa sehari-hari disebut pati terdapat pada umbi,

daun, batang dan biji-bijia. Batang pohon sagu mengandung pati yang

setelah dikeluarkan dapat dijadikan bahan makanan rakyat di daerah

Maluku. Umbi yang terdapat pada ubi jalar atau ketela pohon atau

singkong mengandung pati yang cukup banyak, sebab ketela pohon

tersebut selain dapat digunakan sebagai makanan sumber karbohidrat, juga

digunakan sebagai bahan baku dalam pabrik tapioka (Poedjiaji, 1994).

Ubi kayu atau singkong atau ketela pohon merupakan tanaman perdu

yang berasal dari benua Amerika tepatnya Brazil. Penyebarannya hampir

ke seluruh dunia, antra lain Afrika, Madagaskar, India dan

Tiongkok.Pengolahan Ubi kayu dalam industry makanan dapat

digolongkan menjadi 3, yaitu hasil fermentasi ubi kayu (tape/peuyem), ubi

kayu dikeringkan (gaplek), tepung ubi kayu/tapioka. Ubi kayu juga

merupakan tanaman perdaganagan (cash crop) yang menghasilkn pati

(starch), etanol, gula cair, sorbitol, monosodium glutamate, tepung

aromatik dan pellet (Malikhah, 2010).

Ragi adalah suatu inokulum atau starter untuk melakukan fermentasi

dalam pembuatan produk tertentu. Ragi ini dibuat dari tepung beras, yang

dijadikan adonan ditambah ramuan-ramuan tertentu dan dicetak dengan

diameter ± 2 – 3 cm, digunakan untuk membuat arak, tape ketan, tape

ketela (peuyeum), dan brem di Indonesia. Secara tradisional bahan-bahan

seperti laos, bawang putih, tebu kuning atau gula pasir, ubi kayu, jeruk

nipis dicampur dengan tepung beras, lalu ditambah sedikit air sampai

terbentuk adonan. Adonan ini kemudian didiamkan dalam suhu kamar

selama 3 hari dalam keadaan terbuka, sehingga ditumbuhi khamir dan

kapang secara alami. Setelah itu adonan yang telah ditumbuhi mikroba

diperas untuk mengurangi airnya, dan dibuat bulatan-bulatan lalu

dikeringkan (Puspitasari, 2009).

Uji glukosa yang sangat positif ( lebih dari 2% glukosa dalam air

seni ) dinyatakan dari produksi endapan perak atau larutan merah. Pada

konsentrasi larutan gula yang rendah, larutan uji yang biru berubah

menjadi hijau atau kuning. Gula tidak memberikan uji positif dengan

pereaksi benedict dan tollens jika bentuk siklik dan aldehida tidak berada

dalam kesetimbangan dengan bentuk aldehida. Semua gula yang berupa

asetat atau ketal ( baik disebabkan oleh pembentukan eter dari gugus

hidroksil hemi asetal dengan alcohol biasa atau pembentukan ikatan

glikosida ). Bersifat non pereduksi. Uji benedict dan tollens untuk

karbohidrat berlaku bagi gula sederhana. Polisakarida seperti amilosa

seharusnya adalah gula pereduksi, karena bentuk hemi asetal pada unit

gula terakhir berada dalam kesetimbangan dengan bentuk aldehidanya.

Tetapi jika rantai polisakarida terlalu panjang, jumlah gugus ujung dalam

suatu contoh misbi sedikit sehingga kepositifan uji benedict atau tollens.

Jadi, polisakarida besar seperti pati atau selulosa pada umumnya bukan

gula pereduksi (Wilbraham, 1992).

Pati adalah polimer D-glukosa dan ditemukan sebagai karbohidrat

simpanan dalam tumbuhan. Pati terdapat sebagai butiran kecil dengan

berbagai ukuran dan bentuk yang khas untuk setiap spesies tumbuhan. Pati

terdiri atas 2 polimer yang berlainan, senyawa rantai lurus, amilosa, dan

komponen yang bercabang, amilo pektin. Dalam pati yang paling umum

seperti jagung, beras, dan kentang, fraksi rantai lurus merupakan

komponen tambahan dan besarnya sekitar 17-30% dari keseluruhan.

Warna biru khas pati yang dihasilkan dengan iodium berkaitan khusus

dengan fraksi rantai lurus ( Deman, 1988).

2. Tinjauan Teori

Oksidasi mempunyai peranan penting dalam kimia dan analisis

karbohidrat. Gula pereduksi teroksidasi dan zat pengoksidasi lemah seperti

larutan benedict dan fehling dan pereaksi tollens. Hasil oksidasi pertama

aldosa ialah asam monokarboksilat yang dikenal sebagai asam aldonat.

Penamaan asam aldonat ialah dengan mengakhirkan –osa pada nama aldosa

dengan asam –onat. Pereaksi benedict fehling dan tollens mengoksidasi baik

aldosa maupun 2-ketosa menjadi asam aldonat, akan tetapi mereka biasanya

tak digunakan dalam sintesis asam tersebut. Polisakarida penting, yaitu pati

dan selulosa, adalah poliglukosida. Sifat fisiknya yang amat berbeda

disebabkan oleh perbedaan konfigurasi pada atom karbon kiral ( karbon

anomer ) ikatan glukosida ( Pine, 1988).

Tujuan penyaringan adalah untuk mendapatkan endapan yang bebas

(terpisah) dari larutan (cairan induk). Alat-alat yang digunakan untuk

menyaring adalah kertas saring (pakai corong gelas), gooch dilapisi serat

asbes, dan penyaring atau gelas sinter.Saringan yang digunakan tergantung

dari sifat endapan dan juga dari suhu pengerjaan selanjutnya. Kertas saring

dipakai untuk endapan yang gelatinus. Kertas saring harus dapat menahan

zarah-zarah endapan tetapi dapat dilalui dengan mudah oleh cairan. Kertas

saring berdasarkan pada besarnya pori-pori kertas ada 3 macam yaitu untuk

endapan yang sangat halus, untuk endapan sedang, dan untuk endapan yang

gelatinus. Endapan yang masih melekat pada dasar tempat pengendapan

dilepas dengan gelas pengaduk yang ujungnya diberi pipa karet/plastic yang

sesuai. Seluruh endapan secara kuantitatif harus masuk saringan dan tertahan

sempurna oleh saringan juga pengaduk harus bebas dari endapan yang masih

melekat dengan menyemprot menggunakan aquades dan ditampung kedalam

saringan (Rohman, 1993).

Amilum terdiri atas dua macam polisakarida yang kedua-keduanya

adalah polimer dari glukosa, yaitu amilosa (kira-kira 20-28%) dan sisanya

amilopektin. Amilosa terdiri atas 250-300 unit D-glukosa yang terikat

dengan ikatan α 1,4-glikosidik dan sebagian lagi ikatan 1,6-glikosidik.

Adanya ikatan 1,6-glikosidik ini menyebabkan terjadiny cabang, sehingg

molekul amilopektin berbentuk rantai terbuka dan bercabang-cabang.

Amilum dapat dihidrolisis sempurna dengan menggunakan asam sehingga

menghasilkan glukosa. Hidrolisis ini juga dapat dilakukan dengan bantuan

enzim amilase (Poedjiaji, 1994).

Pati merupakan homopolimer glukosa dengan ikatan α-glikosidik.

Berbagai macam pati tidak sama sifatnya, tergantung dari panjang rantai C-

nya, serta apakah lurus atau bercabang rantai molekulnya. Pati terdiri dari

dua fraksi yang dapat dipisahkan dengan air panas. Fraksi terlarut disebut

amilosa dan fraksi tidak terlarut disebut amilopektin. Amilosa mempunyai

cabang dengan ikatan α-(1,4)-D-glukosa, sedang amilopektin mempunyai

cabang dengan ikatan α-(1,4)-D-glukosa sebanyak 4-5% dari berat total.

Pada umumnya karbohidrat dapat dikelompokan menjadi monosakarida,

oligosakarida dan polisakarida. Monosakarida merupakan sautu molekul

yang dapat terdiri dari 5 atau 6 atom C, sedangkan oligosakarida merupakan

polimer dari 2-10 monosakarida, dan pada polisakarida merupakan polimer

yang terdiri dari lebih 10 monomer monosakarida (Winarno, 1984).

Pati terisolasi dari tanaman berbonggol banyak seperti tanaman

serealia. Pati adalah bahan baku yang relatif murah dengan sifat fisik dan

kimia yang ideal dalam berbagai aplikasi di bidang makanan maupun non-

pangan. Fungsi pati menjadi lebih kompleks dengan didorong kemampuan

untuk memodifikasi granula pati secara kimia, genetika dan enzimatis, serta

urutan variasi dalam sifat pati itu sendiri. Hal itu bergantung pada genotipe

tanaman dan kondisi lingkungan sekitar (Wischmann, 2006).

Pati singkong berasal dari akar singkong yang secara luas digunakan

dalam industri makanan karena viskositasnya tinggi, penampilan yang baik

serta biaya produksi yang relatif rendah. Biasanya pati termodifikasi

digunakan untuk industri baik dalam bidang pangan maupun non-pangan

seperti untuk zat aditif, pengikat, pelapis pasta dll. Untuk singkong yang

dirubah menjadi pati, pati singkong dijadikan substrat awal baku dan

dilarutkan sebagai larutan koloid yang disebut Cassava Starch Solution

(CSS). Pengetahuan tentang sifat-sifat CSS penting diketahui untuk

mendesain sebuah proses produksi yang tepat. (Cansee, 2008).

C. Metodologi

1. Alat

a. Tabung reaksi dan rak tabung reaksi

b. Pipet ukur

c. Gelas ukur

d. Cawan porselen

e. Corong Buchner

f. Stopwatch

g. Timbangan analitik

h. Waterbath

i. pH meter

j. Spektrofotometer

k. Bola hisap

l. Blender

m. Alat parut

n. Pisau

o. Kain saring

2. Bahan

a. Umbi ubi kayu

b. Alkohol 95%

c. HCl pekat

d. H2SO4 pekat

e. Na2CO3 1M

f. Aquades

g. Pereaksi Fehling

h. Pereaksi Barfoed

i. Pereaksi Selliwanoff

j. Pereaksi Molisch

k. Pereaksi Pikrat

l. Larutan ragi roti 20%

m. Larutan Iodine 0,01 M

n. Larutan NaOH 8N

o. Larutan gula 1%

p. Larutan fruktosa 1%

q. Larutan pati 1%

r. Hidrolisa pati

1. Cara Kerja

Percobaan 1 : Isolasi pati ubi kayu

A. Isolasi Pati Umbi/biji-bijian

Ubi kayu kemudian dicuci,diparut dan dimasukan kedalam blender

Umbi-umbian dikupas dan ditimbang sebanyak 100 gram.

Aquades dimasukan sebanyak 200ml kemudian dihaluskan selama 30 detik.

Residu disaring dengan kain saring dan larutan yang keruh ditampung dalam gelas ukuran 500ml

ditambahkan 200ml aquades, dikocok kemudian pertikel yang tidak larut dibiarkan mengendap dan larutan yang jernih didekantasi.

Larutan yang keruh dan endapannya ditambah dengan 100ml alkohol 95% dan disaring dengan corong buchner

Pati yang diperoleh dikeringkan dengan meratakan pati yang didapat pada kertas saring suhu kamar.

Hidrolisis Pati

B. Uji kualitatif terhadap Hidrolisis Pati

disediakan 25ml larutan pati 1% (dibuat dari amilum tahap pertama) dalam sebuah gelas beaker.

ditambahkan 10 tetes HCL pekat, dan didihkan

Setelah 2 atau 5 menit, larutan diambil dan dilakukan uji iod. Hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15

Pada waktu yang sama (menit ke 2 atau 5) diambil 1ml larutan pati kedalam tabung reaksi, hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15.

Setelah itu pada masing-masing tabung reaksi ditambahkan 5ml pereaksi Fehling.

diamati derajat yang reduksi yang terjadi dan bandingkan dengan pekerjaan uji iod (perubahan warna)

Sisa hidrolisat pati dari tahap II dipanaskan lebih lanjut selama 10 menit dalam penangas air.

didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8N

Diamati perubahan warna dan pH (cek dengan kertas pH atau pH meter.

1. Uji Molisch

2. Uji Pikrat

3. Uji Barfoed (monosakarida yang reduksi)

ditambahkan 2 tetes pereaksi molisch ke dalam tabung-tabung reaksi yang telah berisi 2 ml larutan glukosa 1%, fruktosa 1% hidrolisat pati dan larutan pati 1%

Asam sulfat pekat sebanyak 5 ml dengan hati-hati dan perlahan-lahan tambahkan melalui dinding tabung-tabung reaksi tersebut

diamati perubahan yang terjadi

dicampur 2 ml larutan-larutan glukosa 1% fruktosa 1%, hidrolisat pati dan larutan pati 1% masing-masing dengan 1 ml larutan asam pikrat jenuh dan 0,5 ml Na2CO3

1M

Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersama didalam penangas air yang mendidih sampai terjadi perubahan warna

ditambahkan 1 ml dari larutan glukosa 1%, fruktosa 1%, hidrisilat pati dan larutan pati 1% kedalam masing-masing tabung reaksi yang berisi 3 ml pereaksi Barfoed.

Seluruh tabung reaksi kemudian diletakan pada pemanas air yang telah mendidih selama 1 menit atau lebih sampai terlihat adanya reduksi.

Amati perubahan yang terjadi

4. Uji seliwanof

Masing-masing tabung reaksi dimasukan pereaksi Seliwanof sebanyak 3 ml

Larutan glukosa 15, fruktosa 1%, hidrosilat pati dan larutan pati 1% ditambahkan sebanyak 3 tetes kedalam setiap tabung reaksi

Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersamaan didalam pemanas air yang mendidih sampai terjaid perubahan warna

diamati perubahan warna yang terjadi.

Tabung reaksi dimasukan 5 ml larutan suspensi ragi roti 20%, 5 ml hidrosilat pati dan 5 ml buffer fosfa (pH 6,6-6,8)

Campuran dibiarkan selama 1 jam

Prosedur yang sama dilakukan untuk larutan pati 1%. Adanya gelembung CO2

menunjukan adanya reaksi peragian.

Uji benedict dilakukan dengan memasukan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan sampel kedalam tabung reaksi

Tabung reaksi dimasukan kedalam pemanas air selama 5 menit atau dipanaskan langsung selama 1 menit.

Reaksi positif jika terjadi warna hijau, merah, oranye, atau merah bata dan endapan merah bata tergantung dari banyaknya Cu2O yang terbentuk

Uji Iod dilakukan dengan mengambil 1 tetes larutan (larutan suspensi ragi roti 5% dan larutan sukrosa 10%

diteteskan ke lampeng porselin/ test plate dan ditambah 1 tetes larutan 0,01 N Iod.

E. HASIL DAN PEMBAHASAN

I. Isolasi Pati dari Ubi Kayu

a. Isolasi Pati Ubi Kayu

Massa awal ubi kayu : 100 gr (a)

Massa akhir pati : 16,8 gr (b)

Rendemen = MassaakhirMassa awal

X 100%

=

16 , 8100

x 100 %

= 16,8 %

Pembahasan :

Pengamatan pada praktikum Isolasi Pati Ubi Kayu, berat ubi

kayu setelah proses pengupasan sebesar 100 gram. Kemudian, ubi

kayu diblender dengan aquades 200 ml selama 30 detik. Residu

disaring menggunakan kertas saring sehingga didapatkan larutan

keruh. Kemudian, menambahkan aquades kembali sebanyak 200 ml,

dihomogenkan dan bila ada partikel yang tidak larut dibiarkan

sehingga terjadi endapan dan larutan jernih terdekantasi. Larutan keruh

beserta endapannya tersebut ditambahkan lagi alkohol 95% sebanyak

100 ml kemudian disaring dengan 2 saringan yaitu kertas saring dan

kain saring. Pati pada kertas saring dikeringkan dan diperoleh massa

pati sebesar 16,8 gram dan rendemen sebanyak 16,8%.

Faktor yang mempengaruhi rendemen pati adalah mutu bahan

baku (umur, penanaman, bibit), penanganan pasca panen (perajangan,

perbandingan bahan-air),proses ekstraksi, lama penyaringan. Fungsi

dari penambahan alkohol 95% adalah untuk mencuci endapan yang

kemudian disaring dengan kertas saring. Hasilnya adalah larutan jernih

dan endapan putih, kemudian endapan putih ini dikeringkan

menggunakan oven yang selanjutnya digunakan untuk hidrolisis.

b. Hidrolisis Pati

Tabel 2.1 Uji Iod Hasil Hidrolis Pati

Kel Waktu SampelPerubahan Warna

KeteranganWarna Awal

Warna Akhir

1 dan 7

0’

15 ml larutan pati 1% + 10 tetes HCl pekat*didihkan, ambil 1 tetes larutan tersebut + 1 tetes larutan iod 0,01 N

Putih bening

Kuning bening dan ada bercak

biru

Warna biru menunjukkan adanya pati

1 dan 7

5’Putih keruh

Biru tua


1 dan 7

10’Putih keruh

Biru lebih tua


7 Putih keruh

Ungu tua Tidak ada endapan

115’ Putih

keruhBiru

kehitaman


7Putih keruh

Coklat Tidak ada endapan

Sumber : Laporan Sementara

Proses hidrolisis pati, larutan pati 1% terlebih dahulu ditambah 10 tetes

HCl sebelum larutan iod. Hidrolisis pati dengan asam, dapat dibuat dengan

mengontrol hidrolisis asam dalam suspensi. Fungsi penambahan HCl pekat

sebagai enzim yang dapat mempercepat terbentuknya pati. Kemudian

dididihkan. Setelah 5 menit larutan diambil 1 tetes untuk melakukan uji Iod

dengan cara menambah 1 tetes larutan 0,01 N Iod ke lempeng porselen/test

plate. Dari hasil pengujian Iod tersebut, diperoleh data pada menit ke-0, menit

ke-5, menit ke-10 dan menit ke-15 warna yang terjadi adalah putih keruh

menjadi biru hitam dan tidak ada endapan. Pati yang berikatan dengan iodin

akan menghasilkan warna biru. Sifat ini menunjukan adanya pati. Struktur

molekul pati yang berbentuk spiral, sehingga akan mengikat molekul iodin. Bila

pati dipanaskan, spiral merenggang, molekul – molekul iodin terlepas sehingga

warna biru hilang. Pati akan merefleksikan warna biru bila berupa molekul

amilosa. Bila polimernya kurang dari dua puluh seperti amilopektin, maka akan

menghasilkan warna merah. Sedangkan dekstrin membentuk warna coklat

(Winarno, 2004).

Tabel 2.1 menunjukan hasil hidrolisis pati. Larutan pati mulanya

berwarna bening kemudian ditambahkan HCl pekat dan didihkan. Setelah itu

larutan yang sudah didihkan diambil sebanyak 1 tetes untuk ditambahkan

larutan iod 0,01 N. Hasil pengamatan pada kelompok 1 menunjukan hasil warna

kuning bening dan bercak biru menurut pengamatan kelompok 7. Kemudian

larutan didiamkan dan diamati pada menit ke-5, ke-10 dan ke-15. Hasil

pengamatan warna larutan pada menit ke-5 oleh kelompok 1 dan 7 adalah biru

tua, hasil pengamatan pada menit ke-10 oleh kelompok 1 biru lebih tua dan oleh

kelompok 7 ungu tua, sedangkan pada menit ke-15 hasil pengamatan kelompok

1 adalah biru kehitaman dan oleh kelompok 7 adalah coklat. Hasil percobaan

dari menit ke-0 hingga menit ke-15 tidak ada endapan yang terbentuk.

Amilum atau pati dapat terhidrolisis dengan sempurna dengan

menggunakan asam sehingga didapatkan glukosa. Penambahan HCl pekat pada

pemanasan yang pertama dimaksudkan agar pati terhidrolisis menjadi glukosa

beserta polimernya. Penggunaan larutan Iodine juga dimaksudkan untuk

mengetahui adanya kandungan pati pada suatu bahan.

Pati yang berikatan dengan Iodine (I2) akan menghasilkan warna biru.

Sifat ini dapat digunakan untuk menganalisis adanya pati. Hal ini disebabkan

oleh struktur molekul pati yang berbentuk spiral, sehingga akan mengikat

molekul Iodine dan terbentuklah warna biru. Bila dipanaskan molekul

meregang, molekul-molekul Iodine terlepas sehingga warna biru itu hilang. Dari

percobaan diketahui bahwa pati akan merefleksikan warna biru bila berupa

polimer glukosa yang lebih besar dari dua puluh, misalnya molekul-molekul

amilosa. Bila polimernya kurang dari dua puluh seperti amilopektin, maka

dihasilkan warna merah. Sedangkan dekstrin dengan polimer 6, 7, dan 8

membentuk warna dengan Iodine.

Hasil percobaan didapatkan bahwa sampel kelompok 1 yang

menghasilkan warna biru kehitaman mengandung molekul amilosa yang lebih

banyak dibandingkan dengan molekul lainnya. Sedangkan hasil pengamatan

kelompok 7 menghasilkan warna biru tua pada menit ke-5, namun pada menit

ke-15 menghasilkan warna coklat, maka dapat disimpulkan bahwa pati

terhidrolisis menjadi dekstrin karena menghasilkan warna coklat ketika uji Iod.

II. Uji Kualitatif terhadap hidrolisis pati

Tabel 2.2 Uji Kualitatif terhadap hidrolisis pati

KelSampel

Perubahan yang

TerjadipH Keterangan

Warna

Awal

Warna

Akhir

2

Hidrolisat pati

*dipanaskan selama 10 menit, lalu

didinginkan dan

dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8 N

Putih keruh

Bening 12 Setelah ditambahkan NaOH larutan termasuk basa kuat

8

Putih tepung

Putih jernih -

Kertas pH berubah warna dari biru menjadi ungu


Pembahasan :

Dalam uji kualitatif hidrolisis pati, sisa hidrolisat pati dipanaskan

selama 10 menit, kemudian didinginkan lalu ditambah 0,5 ml larutan

NaOH 8 N. Fungsi penambahan NaOH 8 N dalam uji ini yaitu untuk

menetralkan larutan.

Sisa dari hidrolisa pati yang dipanaskan selama 10 menit,

kemudian didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8 N.

penambahan NaOH pada percobaan kali ini dimaksudkan untuk

menetralkan kembali hidrolisa pati yang pada percobaan sebelumnya

sudah ditambahkan HCl. Hasil percobaan kelompok 2 menunjukan sampel

dengan warna awal putih keruh berubah menjadi bening dan setelah diukur

dengan pH meter didapatkan pH 12, dan hasil percobaan kelompok 8

menunjukan larutan sampel yang mulanya berwarna putih tepung menjadi

putih jernih sementara kertas pH berubah warna menjadi ungu hal ini

menunjukan bahwa larutan hidrolisa pati itu bersifat basa. Warna kertas

lakmus seharusnya tidak berubah bila pH larutan telah netral kembali.

a. Uji Molisch

Tabel 2.3 Uji MolischKel Sampel Perubahan yang Terjadi Keterangan

Warna Awal

Warna Akhir

3

2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan glukosa

1% + 5 ml H2SO4 pekat

Bening

Ungu pekat dan warna coklat pada

bagian bawah

Warna ungu menunjukkan reaksi positif

9 Ungu tua Tidak ada endapan

3

2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan fruktosa

1% + 5 ml H2SO4 pekat

Bening Coklat pekat -9 Ungu tua Tidak ada

endapan

3 2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan pati 1% + 5 ml H2SO4

pekat

Putih keruh

Ungu pekat dan warna coklat

bening pada bagian bawah


9 Putih tepung


3

2 tetes pereaksi molisch + 2 ml hidrolisat pati +

5 ml H2SO4

pekat

Putih keruh

Ungu tua, coklat pekat, dan coklat

bening pada bagian bawah


9

Kuning keruh



Pembahasan :

Uji molisch digunakan untuk menunjukan adanya karbohidrat yang

terkandung dari tiap sampel (glukosa 1&, fruktosa 1%, larutan hidrolisa pati dan

larutan pati 1%). Dari data, diketahui perubahan larutan sampel terhadap pereaksi

molisch. Pada sampel glukosa 1% dengan warna awal yaitu bening kemudian

berubah menjadi ungu pekat dengan bagian bawah sedikit coklat. Kemudian,

sampel fruktosa dari warna bening menjadi coklat pekat. Dalam sampel hidrolisa

pati awalnya berwarna putih keruh menjadi ungu pekat dengan bagian bawah

coklat bening. Dan pada sampel larutan pati dari warna putih keruh kemudia

bereaksi menjadi warna lapisan ungu, coklat dan coklat bening. Dari hasil tersebut

semua sampel berubah menjadi berwarna ungu hitam hal ini menunjukkan bahwa

semua sampel tersebut mengandung karbohidrat. Fungsi penambahan H2SO4

adalah sebagai katalis, yaitu untuk mempercepat reaksi.

Secara umum fungsi dari uji molish adalah untuk mengetahui adanya

senyawa karbohidrat. Pereaksi molisch terdiri dari α-napthol (larutan napthol

dalam alkohol) dan akan bereaksi dengan furfural membentuk senyawa kompleks

berwarna ungu. Uji ini bukan uji spesifik untuk karbohidrat, walaupun hasil reaksi

yang negatif menunjukkan bahwa larutan yang diperiksa tidak mengandung

karbohidrat.

Tabung pertama diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan

glukosa 1% menghasilkan warna awal yaitu bening kemudian ketika

ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir coklat keunguan

pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hal ini

menunjukkan bahwa larutan bereaksi positif terhada uji molisch sehingga

glukosa merupakan monosakarida.

Tabung ke-2 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan

fruktosa 1% menghasilkan warna awal yaitu bening. Kemudian ketika

ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir coklat pekat pada

kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hasil kelompok 9

menunjukkan bahwa larutan beraksi positif terhadap uji Molisch sehingga

fruktosa merupakan monosakarida sedangkan pada kelompok 3 mengalami

penyimpangan karena tidak menunjukkan hasil yang positif terhadap uji

Molisch.

Tabung ke-3 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan pati

1% menghasilkan warna awal putih keruh. Kemudian ketika ditambahkan 5 ml

H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir yaitu ungu pekat dan bagian bawah

berwarna agak coklat pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada

kelompok 9. Hasil ini menunjukkan reaksi positif pada kelompok 3 dan 9

terhadap uji Molisch sehingga terdapat monosakarida pada larutan pati.

Tabung ke-4 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml hidrolisat pati

menghasilkan warna awal yaitu putih keruh pada kelompok 3 dan kuning keruh

pada kelompok 9. Kemudian ketika ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat

menghasilkan warna akhir larutan menjadi ungu tua dan bagian bawah

berwarna coklat tua dan coklat bening pada kelompok 3 dan warna akhir ungu

tua pada kelompok 9. Hal ini menunjukkan bahwa pada hidrolisat pati bereaksi

positif dengan molisch. Pati merupakan polisakarida, namun karena dipanaskan

dengan ditambah asam sulfat pekat, maka hidrolisat pati dan larutan pati

terhidrolisis menjadi molekul yang lebih sederhana, yaitu menjadi monomer

penyusunnya berupa glukosa sehingga ketika dilakukan uji Molisch

menunjukkan reaksi positif.

b. Uji Pikrat

Tabel 2.4. Uji PikratKel Sampel Perubahan yang Terjadi Keterangan

Warna Awal

Warna Akhir

4

2 ml larutan glukosa 1% + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1 M*dipanaskan

Putih bening

Coklat bening Setelah pemanasan

terdapat warna kuning pada permukaan

10Orange tua Orange tua Tidak ada

endapan

4

2 ml larutan fruktosa 1% + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1 M*dipanaskan

Putih bening

Orange bening

Terdapat warna kuning pada permukaan

10 Orange tua Orange tua Tidak ada endapan

4 2 ml larutan pati 1% + 1 ml asam pikrat jenuh +

0,5 ml NaHCO3

1 M*dipanaskan

Putih keruh Orange bening

Terdapat endapan

10 Kuning Orange tua Tidak ada endapan

4 2 ml hidrolisat pati + 1 ml asam

pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3

1 M*dipanaskan

Putih keruh Kuning bening

Terbentuk gelembung-

gelembung kecil & endapan hitam

10 Kuning Orange tua Tidak ada endapan

Sumber: Laporan Sementara

Dalam uji pikrat ini menggunakan sampel 2 ml glukosa 1%, 1 ml asam

pikrat, dan 0,5 ml Na2CO3 1 N. Warna awal sampel sebelum dipanaskan

putih bening, dan setelah dipanaskan menjadi orange bening dan terdapat

endapat. Menurut teori, trinitrofenol atau asam pikrat jenuh dalam suasana

basa dapat digunakan untuk menunjukkan adanya karbohidrat pereduksi.

Reaksi yang terjadi dengan uji ini adalah oksidasi karbohidrat pereduksi

menjadi asam onat dan reduksi asam pikrat yang berwarna kuning menjadi

asam pikramat yang berwarna merah (Sumardjo, 2009). Karakter reagen

pikrat pada tiap-tiap sampel yaitu dapat mengalami oksidasi karbohidrat

pereduksi menjadi asam onat dan reduksi asam pikrat.

Percobaan dilakukan dengan menyediakan 4 tabung reaksi. Tabung

pertama diisi dengan 2 ml larutan glukosa 1% kemudian ditambahkan 1 ml

asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO3 1 M menghasilkan warna awal putih

bening pada kelompok 4 dan warna awal orange tua pada kelompok 10 dan

setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir coklat bening pada kelompok 4

dan warna akhir orange tua pada kelompok 10. Pada kelompok 10 reaksi ini

menunjukan reaksi positif terhadap uji pikrat. Hal ini menunjukkan bahwa

glukosa merupakan gula pereduksi. Sedangkan pada kelompok 4

menunjukkan penyimpangan karena tidak menunjukkan reaksi positif

terhadap uji pikrat.

Tabung ke-2 diisi dengan 2 ml larutan fruktosa 1% kemudian

ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO3 1 M menghasilkan

warna awal putih bening pada kelompok 4 dan warna awal orange tua pada

kelompok 10 dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir orange

bening pada kelompok 4 dan warna akhir orange tua pada kelompok 10.

Reaksi ini menunjukan reaksi positif terhadap uji pikrat. Hal ini menunjukkan

bahwa fruktosa merupakan gula pereduksi. Tabung ke-3 diisi dengan 2 ml

larutan pati 1% kemudian ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml

NaHCO3 1 M menghasilkan warna awal putih keruh pada kelompok 4 dan

warna awal kuning pada kelompok 10 dan setelah dipanaskan menghasilkan

warna akhir kuning bening pada kelompok 4 dan warna akhir orange tua pada

kelompok 10. Hasil kedua kelompok menunjukkan bahwa larutan pati

mengandung gula pereduksi.

Tabung ke-4 diisi dengan 2 ml hidrolisat pati kemudian

ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO3 1 M menghasilkan

warna awal putih keruh pada kelompok A dan warna awal kuning pada

kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir orange bening

pada kelompok A dan warna akhir orange tua pada kelompok B. Hasil

pengamatan pads kedua kelompok menunjukan bahwa hidrolisat pati

mengandung gula pereduksi.

c. Uji Barfoed (untuk monosakarida yang mereduksi).

Tabel 2.5 Uji BarfoedKel Sampel Perubahan yang

TerjadiKeterangan

Warna Awal

Warna Akhir

5

3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan glukosa

1%*dipanaskan

Biru bening

Merah kejingga-jinggaan

pada bagian bawah

Terdapat endapan merah orange

11 Biru Biru tuaTerdapan endapan merah saat 1 menit

pemanasan

5

3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan fruktosa

1%*dipanaskan

Biru bening

Merah kejingga-jinggaan

pada bagian bawah

Endapan merah orange

11 Biru Biru tuaTerdapan endapan merah saat 1 menit

pemanasan

5

3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan pati 1%

*dipanaskan

Biru bening

Biru agak gelap dan

sedikit merah

kejingga-jinggaan


11Biru Biru tua Tidak ada endapan saat

1 menit pemanasan

5

3 ml pereaksi barfoed + 1 ml hidrolisat pati*dipanaskan

Biru bening

Biru gelap dan sedikit

merah kejingga-jinggaan


11Biru Biru tua Terdapat endapan

merah saat 1 menit pemanasan


Dalam percobaan pada uji Barfoed (untuk monosakarida yang

mereduksi), sebelumnya menambahkan 1 ml dari larutan glukosa 1%,

fruktosa 1%, hidrolisat pati dan larutan pati 1% ke dalam masing-masing

tabung reaksi yang berisi 3 ml pereaksi barfoed. Pereksi terdiri dari kupri

asetat dan asam asetat. Endapan berwarna merah orange menandakan

adanya monosakarida dalam sampel (Winarno, 2004). Kemudian dipanaskan

dalam penangas air yang mendidih samapi terjadi perubahan warna. Fungsi

pemanasan yaitu untuk mempercepat reaksi. Dalam percobaan uji berfoed

menandakan adanya endapan merah orange menunjukkan adanya

monosakarida. Larutan pati dan larutan hidrolisat pati warna akhir berubah

menjadi endapan merah orange namun lebih sedikit. Hal tersebut

menandakan kandungan monosakarida pada hidrolisat pati dan larutan pati

lebih sedikit. Karakter reagen barfoed tiap sampel, uji barfoed lebih spesifik

untuk menandakan adanya monosakarida pada sampel sehingga merubah

warna biru bening menjadi merah orange.

Percobaan ini dilakukan dengan 4 tabung reaksi dari masing-masing

kelompok. Tabung pertama diisi 3 ml pereaksi barfoed dan 1 ml larutan

glukosa 1% kemudian dipanaskan. Warna awal dari sampel kelompok 5 dan

11 adalah biru kemudian setelah dipanaskan didapatkan warna merah

kejingga-jinggaan dan terdapat endapan warna merah bata saat pemanasan

dalam waktu 1 menit. Reaksi ini menunjukan bahwa glukosa adalah

monosakarida.

Tabung kedua diisi 1 ml larutan fruktosa 1% dan ditambahkan 3 ml

pereaksi barfoed kemudain dipanaskan. Warna awal pada kelompok 5 dan

11 adalah biru. Kemudian setelah dipanaskan warnanya berubah menjadi

merah kejingga-jinggaan dengan endapan merah orange setelah pemanasan

selama 1 menit. Reaksi ini menunjukan bahwa fruktosa adalah

monosakarida.

Tabung ketiga, diisi dengan larutan pati 1% kemudian ditambahkan

3 ml barfoed dan kemudian di panaskan. Warna awal sampel kelompok 5

dan 11 setelah ditambahkan barfoed berwarna biru kemudian setelah

dipanaskan menjadi biru agak gelap dan tidak terdapat endapan. Hal ini

menunjukan bahwa tidak ada monosakarida dalam larutan pati karena belum

terhidrolisa sehingga bentuknya masih polisakarida.

Pada tabung ke empat, diisi larutan pati 1 ml dan ditambahkan

barfoed sebanyak 3 ml dan dipanaskan. Warna setelah ditambahkan barfoed

adalah biru kemudian setelah dipanaskan menjadi biru gelap agak kemerah

jinggaan pada kelompok 5, sementara pada kelompok 11 warna akhirnya

adalah biru tua dengan sedikit endapan merah bata. Hal ini menunjukan

bahwa pati merupakan polisakarida namun setelah dipanaskan dan

ditambahkan asam sulfat pekat, maka hirolisa pati dan larutan pati

terhidrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana.

d. Uji Seliwanoff

Tabel 2.6 Uji SeliwanoffKel Sampel Perubahan yang

TerjadiWaktu Keterangan

Warna Awal

Warna Akhir

63 ml pereaksi seliwanoff +

3 tetes larutan glukosa 1%*dipanaskan

Pink orange

Merah bata 15 detik

Tidak ada endapan

12Kuning pudar Orange

Tidak ada endapan


3 tetes larutan fruktosa 1%*dipanaskan

Kuning pudar

Orange

1 menit 25 detik

12Pink

orangeMerah bata

Tidak ada endapan

6 dan 12


3 tetes larutan pati 1%

*dipanaskan

Kuning pudar

Orange kuning

1 menit 25 detik

Tidak ada endapan

6 dan 12


3 tetes hidrolisat pati*dipanaskan

Bening Orange ke-

merah-meraha

n

26 detik Tidak ada endapan


Berdasarkan Tabel 2.6 Hasil Uji Selliwanof dapat diketahui perubahan

yang terjadi setelah pereaksi selliwanof ditambah dengan larutan sampel dan

dipanaskan. Dari keempat tabung hasil reaksi akhir berwarna orange dan

merah. Uji seliwanoff, pereaksi dibuat sebelum uji dimulai. Pereaksi dibuat

dengan mencampurkan 3,5 resorsinol 0,5% dengan 12 ml HCl pekat,

kemudian diencerkan menjadi 35 ml dengan air suling. Uji dilakukan, bila

terdapat warna merah cherry pada hasil akhir menunjukkan adanya fruktosa

dalam contoh (Winarno,2004). Fungsi pemanasan dalam uji seliwanoff yaitu

untuk mempercepat reaksi yang terjadi, dalam ini ditunjukkan pada saat

campuran yang dipanaskan akan berubah menjadi orange.

Percobaan ini dilakukan dengan menyediakan 4 buah tabung reaksi.

Tabung pertama diisi dengan 3 tetes larutan glukosa 1% kemudian

ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal pink orange

pada kelompok A dan warna awal kuning pudar pada kelompok B dan setelah

dipanaskan menghasilkan warna merah bata pada kelompok A dan warna

akhir orange pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok A

menunjukkan reaksi positif terhadap uji Seliwanoff karena perubahan warna

menjadi merah bata. Namun, hal ini dikatakan menyimpang karena menurut

teori (Poedjiadi, 2009) tidak ada gugus keton pada glukosa karena glukosa

tidak mengandung gugus ketosa melainkan aldoheksosa.

Tabung ke-2 diisi dengan 3 tetes larutan fruktosa 1% kemudian

ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal kuning pudar

pada kelompok A dan warna awal pink orange pada kelompok B dan setelah

dipanaskan menghasilkan warna orange pada kelompok A dan warna akhir

merah bata pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok B

menunjukkan reaksi positif terhadap uji Seliwanoff karena perubahan warna

menjadi merah bata. Hasil ini menunjukkan bahwa adanya gugus keton pada

fruktosa.

Tabung ke-3 diisi dengan 3 tetes larutan pati 1% kemudian ditambahkan 3

ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal bening pada kelompok A dan

warna awal kuning pudar pada kelompok B dan setelah dipanaskan

menghasilkan warna akhir orange merah pada kelompok A dan warna akhir

orange kuning pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok B

menunjukkan reaksi negatif terhadap uji Seliwanoff karena tidak adanya

perubahan warna menjadi merah cherry atau merah bata. Hasil ini

menunjukkan bahwa tidak adanya gugus keton pada larutan pati. Pati

merupakan susunan dari unit-unit glukosa yang dihubungkan oleh ikatan 1,4-a-

glikosida sehingga pati tidak mengandung gugus ketosa.

Tabung ke-4 diisi dengan 3 tetes hidrolisat pati kemudian

ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal kuning pudar

pada kelompok A dan warna awal bening pada kelompok B dan setelah

dipanaskan menghasilkan warna orange kuning pada kelompok A dan warna

akhir orange merah pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan

kelompok A dan B menunjukkan reaksi negatif terhadap uji Seliwanoff karena

tidak adanya perubahan warna menjadi merah cherry atau merah bata. Hasil

ini menunjukkan bahwa tidak adanya gugus keton pada hidrolisat pati.

e. Reaksi peragian

Tabel 2.7 Reaksi PeragianKel Sampel Reaksi yang Terjadi Keterangan

7 5 ml larutan suspensi ragi roti

20% + 5 ml hidrolisat pati

Adanya gelembung-gelembung kecil di permukaan larutan.

Terdapat endapan coklat muda dan diatasnya berupa

larutan keruh berwarna coklat agak tua,

tercium bau alkohol

1Terdapat gelembung-

gelembung CO2

Waktu : 1 jamWarna awal : coklat

mudaWarna akhir : coklat

muda

7 5 ml larutan suspensi ragi roti

20% + 5 ml larutan pati 1%

Tidak ada gelembung-gelembung kecil di dalam

larutan

Terdapat endapan coklat muda dan diatasnya berupa

larutan keruh berwarna putih keruh

1Tidak terdapat gelembung

CO2

Waktu : 1 jamWarna awal : Coklat

mudaWarna akhir : Coklat

mudaSumber : Laporan sementara

Pada reaksi peragian, terjadi reaksi pemutusan ikatan pada suatu

polimer (amilum pada ubi) menjadi monomer-monomernya. Supensi ragi

roti sebesar 20%, larutan karbohidrat (amilum), dengan perbandingan 1:1:1

membuat reaksi cepat terjadi dan tidak membutuhkan waktu yang lama

sehingga muncul gelembung-gelembung gas pada tabung reaksi.

Gelembung tersebut merupakan gas CO2 yang merupakan hasil sampingan

dari pemutusan ikatan pada amilum, dan semakin lama gelembung gas

yang terbentuk semakin banyak dan memenuhi mulut tabung reaksi.

Terbentuknya gelembung gas CO2 ini menunjukkan adanya reaksi peragian.

Fungsi dari fermentasi glukosa atau reaksi peragian ini adalah untuk

mengubah glukosa menjadi etanol dan karbon dioksida. Berdasarkan data

Tabel 3.6 Hasil Pengamatan Reaksi Peragian, dapat diketahui bahwa

setelah 1 jam tampak adanya gelembung CO2. Enzim ragi roti mengubah

gula (glukosa dan fruktosa) menjadi etanol (C2H5OH) dan karbondioksida

(CO2) saat fermentasi. Pelepasan karbondioksida menyebabkan adanya

gelembung dalam tabung.

Tahap kedua adalah proses fermentasi untuk mengkonversi glukosa

(gula) menjadi etanol dan CO2. Fermentasi etanol adalah perubahan 1 mol

gula menjadi 2 mol etanol dan 2 mol CO2. Enzim yang berperan dalam

peragian dapat dihasilkan oleh mikroorganisme atau telah ada dalam bahan

pangan itu sendiri. Pada praktikum ini, enzim yang berperan berasal dari

ragi roti yang merupakan turunan Saccharomyces cerevisiae. Sedangkan

sebagai substratnya digunakan larutan gula pasir. larutan gula pasir cepat

ditransformasikan oleh enzim ragi, invertase, menjadi glukosa dan fruktosa.

Pada proses fermentasi etanol, khamir terutama akan memetabolisme

glukosa dan fruktosa membentuk asam piruvat melalui tahapan reaksi pada

jalur Embden-Meyerhof-Parnas, sedangkan asam piruvat yang dihasilkan

akan didekarboksilasi menjadi asetaldehida yang kemudian mengalami

dehidrogenasi menjadi etanol.

Tabel 2.8 Uji Benedict

Kel. SampelPerubahan warna

KeteranganWarna awal Warna akhir

2

2ml reagen benedict + 1ml lar. Suspensi ragi roti 5% +

larutan Sukrosa 10 %

Biru kecoklat-coklatan

Menjadi sedikit hijau

Ada endapan

8

2ml reagen benedict + 1ml lar. Suspensi ragi roti 5%

BiruBiru agak

keruh

Ada sedikit endapan merah

bata

8

2ml reagen benedict +

larutan sukrosa 10%

Biru BiruTidak ada endapan

Sumber : Laporan sementara

Pereaksi Benedict, pereaksi ini berupa larutan yang mengandung

kuprisulfat,natrium karbonat dan natriumsitrat. Adanya natrium karbonat dan

natrium sitrat membuat pereaksi benedict bersifat basa lemah. Endapan yang

dapat terbentuk dapat berwarna hijau,kuning, merah bata.

Pada reaksi benedict, benedict merupakan uji karbohidrat yang paling

sering digunakan, selain dengan indikator iod. Benedict mampu menunjukkan

proses yang terjadi dalam larutan tahap demi tahap sesuai perubahan yang

terjadi dari hijau, kuning, merah, oranye, merah bata + endapan. Dari sampel

suspensi ragi roti dan larutan sukrosa mendapatkan hasil positif yaitu dengan

hasil akhir endapan berwarna kehijauan dan larutan biru. Warna endapan yang

dihasilkan tergantung pada konsentrasi karbohidrat yang diperiksa.

Percobaan dilakukan dengan menyediakan tiga tabung reaksi. Tabung

pertama diisi dengan 2 ml reagen benedict, 1 ml larutan sukrosa 10 %, dan

larutan suspensi ragi roti 5 % lalu dipanaskan dan terjadi perubahan warna

yang semula berwarna biru kecoklatan berubah warna menjadi sedikit hijau.

Perubahan warna ini menunjukkan adanya gula pereduksi pada pencampuran

larutan sukrosa 10 % dan larutan suspensi ragi roti 5 % yang mereduksi logam

Cu2+ menjadi Cu+ pada reagen benedict sehingga menghasilkan warna hijau.

Pada tabung ke-2 yang diisi dengan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan

suspensi ragi roti 5 % terjadi perubahan warna setelah pemanasan. Warna

larutan sedikit berubah dari biru menjadi biru sedikit berkeruh. Hal ini

menunjukkan bahwa pada tabung ke-2 mengandung sedikit gula pereduksi.

Selain itu juga dihasilkan sedikit endapan berwarna merah bata, yang

menunjukkan bahwa tabung ke-2 mengandung sedikit gula pereduksi. Gula

pereduksi yang dimaksud adalah glukosa.

Sedangkan tabung ke-3 yang diisi dengan 2 ml reagen benedict dan 1 ml

larutan sukrosa 10 % tidak terjadi perubahan warna setelah pemanasan. Warna

larutan tetap berwarna biru dan tidak terbentuknya endapan. Hasil ini

menunjukkan bahwa pada larutan sukrosa tidak mengandung gula pereduksi.

Menurut (Poedjiadi, 2009) molekul sukrosa tidak memiliki gugus aldehida

ataupun keton bebas, atau tidak mempunyai gugus –OH glikosidik. Dengan

demikian sukrosa tidak mempunyai sifat dapat mereduksi ion Cu2+ atau Ag+.

Tabel 2.9 Uji Iod pada peragian

Kel SampelPerubahan warna

KeteranganAwal Akhir

6

1 tetes lar (lar suspensi ragi roti 5% & lar sukrosa 10%) + 1 tetes lar 0,01N Iod

kuningKuning

kecoklatanTidak ada endapan

12

1 tetes lar suspensi ragi roti 5% + 1 tetes

lar 0,01N Iod

Kuning kecoklatan

Kuning kecoklatan

Tidak terjadi perubahan

warna setelah

penambahan Iod

1 tetes lar sukrosa 10% + 1 tetes lar

0,01N IodBening Kuning

Terjadi perubahan

warna setelah

penambahan Iod

Sumber : Laporan sementara

Pengujian selanjutnya adalah pengujian yang menggunakan iodium

sebagai reagen yang dikenal sebagai uji iod. Uji atau tes ini digunakan untuk

memisahkan amilum atau pati yang terkandung dalam larutan tersebut. Reaksi

positifnya ditandai dengan adanya perubahan warna menjadi biru. Warna biru

yang dihasilkan diperkirakan adalah hasil dari ikatan kompleks antara amilum

dengan iodin. Sewaktu amilum yang telah ditetesi iodin kemudian dipanaskan,

warna yang dihasilkan sebagai hasil dari reaksi yang positif akan menghilang.

Dan sewaktu didinginkan warna biru akan muncul kembali. Di dalam amilum

sendiri terdiri dari dua macam amilum yaitu amilosa yang tidak larut dalam air

dingin dan amilopektin yang larut dalam air dingin (Wahyudi,dkk., 2003:116).

Ketika amilum dilarutkan dalam air, amilosa akan membentuk micelles yaitu

molekul-molekul yang bergerombol dan tidak kasat mata karena hanya pada

tingkat molekuler.

Pada percobaan uji Iod dengan menggunakan larutan suspensi ragi roti

5% ditambah larutan sukrosa 10% kemudian ditambahkan larutan Iod 0,01N,

warna awal sampel berwarna kuning kemudian berubah menjadi kuning

kecoklatan. Perubahan warna ini menunjukkan bahwa larutan suspensi ragi

roti 5% merupakan polisakarida yaitu glikogen. Pada tabung yang berisi

larutan sukrosa 10% ditambah larutan Iod terjadi perubahan warna yang

semula berwarna bening berubah menjadi kuning. Selanjutnya pada tabung

larutan ragi roti ditambah larutan Iod tidak terjadi perubahan warna yaitu tetap

berwarna coklat muda. Berdasarkan percobaan di atas menunjukkan bahwa

semua sampel yang diuji hasilnya negatif terhadap uji iod karena tidak

dihasilkan warna biru atau warna yang mendekati biru ketika ditetesi larutan

iod. Sehingga dapat ditarik kesimpulan bahwa larutan sampel, larutan suspensi

ragi roti 5% dan larutan sukrosa 10% tidak mengandung amilum.

III. KESIMPULAN

Dari praktikum Isolasi Amilum Ubi Kayu dan Hidrolisisnya dapat

disimpulkan sebagai berikut :

1. Pada isolasi pati ubi kayu, diperoleh rendemen sebesar 16,8% dari

hasil perhitungan.

2. Berberapa faktor yang mempengaruhi rendemen pati adalah mutu

bahan baku (umur, penanaman, bibit), penanganan pasca panen, proses

ekstraksi, lama pengeringan/penggilingan/penyaringan.

3. Hasil uji Iod pada hidrolisis pati yaitu positif dengan perubahan warna

biru tua, kecuali menit ke 15 pada kelompok 7 yang justru berubah

menjadi coklat.

4. Pada uji pH, uji hidrolisa pati yang dipanaskan selama 10 menit,

didinginkan kemudian dinetralkan dengan NaOH 8 N perubahan warna

dari putih menjadi lebih jernih.

5. Pada uji pH, sampel tersebut ketika diukur pH nya dengan

menggunakan pH meter menunjukkan angka 12 dan ketika diuji

dengan kertas pH menunjukkan perubahan kertas pH dari warna biru

menjadi ungu. Hal ini menunjukkan bahwa larutan hidrolisat pati

tersebut bersifat basa.

6. Pada uji molisch, keempat tabung menunjukan hasil yang positif

dengan perubahan warna menjadi ungu dari glukosa, fruktosa, larutan

pati 1% dan larutan hidrolisa pati.

7. Reaksi positif terhadap uji Barfoed terjadi pada ketiga tabung yang

diisi glukosa, fruktosa dan hidrolisat pati dengan menunjukan hasil

endapan merah orange.

8. Reaksi negatif pada uji Barfoed terjadi pada tabung keempat yang

berisi larutan pati, karena tidak terjadi perubahan warna dan tidak ada

endapan merah. Hal ini disebabkan larutan hidrolisa pati berlum

terhidrolisis sehingga masih berbentuk polisakarida.

9. Pada reaksi peragian, tabung reaksi pertama yang berisi larutan

suspensi ragi roti dan hidrolisa pati timbul gelembung-gelembung kecil

pertanda adanya CO2 pada larutan tersebut, terdapat endapan coklat

muda yang disertai bau alkohol.

10. Pada reaksi peragian di tabung reaksi kedua yang berisi larutan

suspensi ragi roti dan larutan pati 1% tidak terdapat gelembung-

gelembung CO2 , terdapat endapan coklat muda namun rtidak tercium

bau alkohol.

11. Pada uji benedict, terjadi perubahan warna sampel larutan dari biru

menjadi biru kehijauan dan terdapat sedikit endapan merah bata yang

menunjukan adanya gula pereduksi.

12. Pada uji Iod, sampel pertama dengan 1 tetes larutan sukrosa 10% dan 1

tetes larutan 0,01 N Iod menunjukan perubahan warna dari bening

menjadi kuning. Hal ini menunjukan sukrosa tidak mengandung

amilum karena tidak terjadi perubahan warna menjadi biru.

13. Pada uji Iod kedua dengan sampel 1 tetes larutan ragi 5% dan 1 tetes

larutan Iod 0,01 N tidak terjadi perubahan warna, dari kuning

kecoklatan tetap menjadi kuning kecoklatan. Hal ini juga menunjukan

bahwa larutan ragi 5% tidak mengandung amilum.

DAFTAR PUSTAKA

Cansee, Sopa. 2008. Effects of Temperature and Concentration on Thermal Properties of Cassava Starch Solutions Songklanakarin Journal of Food Science and Technology 30 (3) 405-411.

Deman, John.1988. Kimia Makanan. Penerbit ITB.Bandung.

Herzig. 2005. Vet. Med. – Czech, 50, 2005 (12): 521–525.

Kumar, Ashok. 2011. International Journal of Universal Pharmacy and Life Sciences.

Lingga, Linus, dkk. 1986. Bertanam Ubi-ubian. Penebar Swadaya. Jakarta.

Miller, Donald. 2006. Journal of American Physicians and Surgeons Volume 11 Number 4 Winter.

Pine, Stanley. 1988. Kimia Organik 2. Penerbit ITB.Bandung.

Poedjiaji, Anna. 1994. Dasar-Dasar Biokimia.UI-Press. Jakarta.

Rohman, Abdul. 1993. Kimia Farmasi Analisis.Pustaka Pelajar.Yogyakarta..

Winarno, F.G. 1984. Kimia Pangan dan Gizi. Gramedia Pustaka Utama. Jakarta.

Wischmann, Bente. 2006. Testing Properties of Potato Starch from Different Scales of Isolations-A Ring Test Journal of Food Engineering 79 (2007) 970-978.

Documents

Acara II Biokimia Isolasi Amilum Revisi 1