142392999 Quimica Organica Guia 2012

Q u í m i c a Orgánica

Alejandro Fukusaki Yoshizawa

Nestor Gomero Ostos

Lima – Perú

2012

G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a

0

GUÍA DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA ORGÁNICA © Derechos Reservados 2012

© Área de Química

Segunda Edición

Primera reimpresión Diseño, Diagramación e Impresión

Universidad Científica del Sur

Panamericana Sur Km. 19. Lima-Perú 610-6400

Tiraje 1500 ejemplares

IMPRESO EN PERÚ


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Coordinador de Ciencias Básicas

Alejandro Fukusaki Yoshizawa

Coordinadores de Área

Biología Joyce Del Pino Robles

Ecología

Héctor Aponte Ubillús

Matemática y Estadística

Responsable: José Dávila Tapia

• Matemática: Michaels Mejía lagos

• Estadística: Alfredo Salinas Moreno Química

Néstor Gomero Ostos

Física

Rodolfo Andrade Bambaren

Coordinadora Honoraria

María Pía Sirvent de Luca

Asistente de la Coordinación

Rocío Zúñiga Cabrera

Reservados todos los derechos: ningún material de este manual puede ser reproducido sin autorización expresa por escrita por los autores. La autorización será en hoja aparte y firmada y adosada a este material. Todo compromiso suscrito aparte, no se refiere a este manual. Queda exento del compromiso, el fotocopiado interno en una cantidad no mayor de 100, solo para uso con fines educativos y sin lucro


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CONTENIDO Introducción Normas de seguridad Capítulo 1. Propiedades de los compuestos orgánicos

i

ii

6

Capítulo 2. Cristalización

19

Capítulo 3. Destilación

28

Capítulo 4. Extracción 36

Capítulo 5. Cromatografía 45

Capítulo 6. Propiedades químicas de los Hidrocarburos 58

Capítulo 7. Propiedades químicas de los Alcoholes 68

Capítulo 8. Propiedades químicas de los aldehídos y cetonas 78

Capítulo 9. Propiedades químicas de lo Lípidos saponificables 86

Capítulo 10. Propiedades de químicas de los Carbohidratos 93

Capítulo 11. Propiedades químicas de los Aminoácidos y Proteínas 104

Bibliografía 117


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INTRODUCCIÓN

Este manual de prácticas de laboratorio de Química Orgánica está concebido de tal manera que el lector tome conocimiento y pueda utilizar las técnicas más importantes de laboratorio en lo que respecta al manejo de las sustancias Orgánicas.

El uso de técnicas de reconocimiento, extracción, purificación y análisis de compuestos orgánicos requiere de un conocimiento básico adquiridos en las aulas universitarias Este manual le proporcionará los elementos necesarios para que el estudiante tenga una gran riqueza intelectual práctica e incrementar su habilidad en el manejo de materiales, equipos y reactivos. Éste les proporcionará los elementos y conceptos fundamentales que deben conocer los estudiantes que siguen una carrera en una escuela profesional de medicina, odontología, veterinaria, ciencias de los alimentos, nutrición, ambiental, biología, química de productos naturales y otras ciencias afines. Y está dirigido a estudiantes que tengan o no como competencia principal la química pura.

El Manual cuenta con dos partes fundamentales: la primera corresponde a las técnicas principales de uso y manejo de equipos de laboratorios y la segunda a la reactividad de los compuestos orgánicos, según grupo funcional o estructura..

Este Manual ha sido plasmado de tal manera que la operatividad y el conocimiento tengan una relación muy fluida y que al concluir cada experiencia, dentro de una sesión de prácticas, el estudiante pueda autoevaluarse y ver si el objetivo trazado al inicio de la experiencia se ha cumplido.

Cada experimento cuenta con una breve introducción, conceptos y fundamentos. Algunas experiencias se han descrito en forma detallada para su adecuada comprensión. Al final de cada práctica el estudiante tendrá que presentar una hoja de reporte y las respuestas adecuadas a cada una de las preguntas, que dependerá muchísimo de la observación y ejecución de las experiencias, utilizando el criterio químico.

Es obligación para todos los estudiantes leer con anticipación la práctica de Laboratorio a realizar, porque sin este requisito no podrá entender el por qué de cada uno de los pasos a seguir.


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Agradezco a todos y cada uno de los profesionales que han revisado y sugerido algunas modificaciones a los escritos previos a este Manual de Prácticas.

Asimismo, a los doctores Pedro Cueva M. y Juan José León Cam coautores de las anteriores ediciones del Manual de Prácticas de Laboratorio en Química Orgánica y que muchas de las experiencias son tomadas de esa edición, cuyo registro se encuentra actualmente en la Biblioteca Agrícola Nacional.


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NORMAS DE SEGURIDAD El descuido o desconocimiento de las normas de seguridad del laboratorio, muy a menudo pueden originar accidentes. Por lo tanto, el estudiante debe leer todas las normas de seguridad que se encuentra en el laboratorio y estar atento a todas las indicaciones que el profesor haga en clases.

1. Leer cuidadosamente y con anticipación las instrucciones que se dan en este

manual. 2. Evite las bromas y juegos en el laboratorio 3. No consumir alimentos ni bebidas en un laboratorio. 4. No llevar el cabello largo suelto. Éstos fácilmente se pueden quemar por acción

de los reactivos o mechero. 5. El estudiante en el laboratorio debe contar con un mandil o batas protectoras.

Mantener el mandil siempre abotonado. 6. Debe conocer la ubicación exacta del extintor y los caños de agua. 7. Jamás sentarse en la mesa del laboratorio. Trazas de soluciones cáusticas

pueden quemar la ropa y causar daños a la piel. 8. Si se produce un accidente, por ruptura del material, daños leves del material de

vidrio u otros, avise de inmediato al profesor. 9. No calentar ningún material de vidrio dañado. 10. Tener conocimiento del encendido del mechero. Antes de abrir la llave general,

asegurarse que la llave del mechero se encuentre cerrada. 11. No encender el mechero en lugares cercanos a los reactivos inflamables, aun si

éstos estuviesen cerrados. 12. Jamás calentar a fuego directo líquidos inflamables. Use el baño María o

planchas de calentamiento. 13. Nunca calentar recipientes cerrados. 14. Calentar el tubo de ensayo con la boca de salida dirigida a la pared o a un lugar

donde la posible proyección del líquido no dañe al compañero. 15. Al trasvasar algún solvente o reactivo a un tubo de ensayo, hágalo con cuidado

y luego lavarse las manos, aun si cree no haber derramado su contenido. 16. Si hay derramamiento de algún contenido del recipiente avise de inmediato al

profesor. 17. Si algún contenido de un recipiente salpica o cae en algún lugar del cuerpo, de

inmediato lavarse con abundante agua y avise al profesor. 18. No intente llevar la boca de los frascos a la nariz. 19. Nunca inhale los vapores de los frascos, aun si éstos fueran de los sólidos. 20. Cuando intente introducir un tubo de vidrio a un tapón, hágalo utilizando una

franela. 21. No arrojar residuos de los tubos de ensayos al lavatorio. Consulte al profesor. 22. No arrojar residuos sólidos, ni papeles al lavatorio. 23. Antes de abandonar el laboratorio, lavarse las manos. 24. Otras indicaciones del profesor.


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PROPIEDADES DE LOS

COMPUESTOS ORGÁNICOS


7

INTRODUCCIÓN

La química orgánica es la ciencia que estudia las estructuras, nomenclaturas, reacciones y propiedades de los compuestos del carbono. Inicialmente se pensaba que los compuestos orgánicos deberían proceder de los organismos de plantas y animales y se creyó que los sistemas vivos poseían una fuerza especial que actuaba sobre el proceso de la producción de compuestos orgánicos, es decir de una fuente vital, hasta que en 1828, el Químico alemán Friedrich Whöler demostró que esa teoría era falsa, al sintetizar la urea a partir del cianato de amonio.

NH4CNO NH2CONH2

Cianato de amonio Urea

Asimismo, Whöler (1862) preparó el acetileno a partir del carburo de calcio

CaC2 + H2O C2H2 + Ca(OH)2

Carburo de calcio Acetileno Las características de los compuestos no iónicos están determinadas por su polaridad. Existe una regla empírica que compuestos similares en polaridad se disuelven en solventes de las mismas características. El propano es soluble en solventes no polares como el tetracloruro de carbono. Y el tetracloruro de carbono no es miscible en agua (polar).

Una cantidad apreciable de compuestos orgánicos son insolubles en agua, y en menor número son solubles en solventes polares, como el agua y para que suceda esto deben tener grupos polares como OH, C=O, COOH, etc. y de cadena carbonada corta de carbono. En cambio un mayor porcentaje de compuestos inorgánicos son solubles en agua.

Otra de las características que diferencian un compuesto orgánicos de los inorgánicos, es en el tipo de enlace, en los compuestos orgánicos predominan los enlaces covalentes. Es por ello que la gran mayoría de las soluciones acuosas de los compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad, en cambio las soluciones de los compuestos orgánicos son pobres conductores de la electricidad:


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una solución acuosa de alcohol etílico, el compuesto orgánico se encuentra disociado en un bajo porcentaje. La ecuación es reversible.

La mayoría de las reacciones con compuestos orgánicos son lentas y necesitan de catalizadores; en los compuestos inorgánicos, en su gran mayoría, son más rápidas y fáciles de cuantificar.

1. Análisis elemental orgánico

Identificación de carbono e hidrógeno

En una muestra pura, frecuentemente, es necesario determinar los elementos presentes en el compuesto. En forma cualitativa, se realiza calentando el compuesto para ver si se carboniza o arde con llama de diferentes coloraciones. Es decir, es suficiente calentar el compuesto orgánico, para ello se coloca unos miligramos de compuestos en una cápsula o crisol limpio sobre una llama de un mechero. Y se realiza la observación. Aquí existen dos posibilidades, una que deje un residuo negro (presencia de carbono).

Combustión completa:

(*)

C3H8 + 5 O2 3 CO2 + 4 H2O Combustión incompleta (deficiencia en oxígeno)

C3H8 + 3,5 O2 3 CO + 4 H2O

C3H8 + 2 O2 3 C + 4 H2O

y la otra que, si es una sustancia orgánica volátil o inorgánica, no dejan residuos. y por lo tanto es necesario agregarle un compuesto que ayude a la combustión para que se produzca el CO2.

Para este último caso, es necesario realizar una prueba confirmatoria y para ello se coloca en un tubo de ensayo una pequeña cantidad de muestra y se le adiciona óxido cúprico. En la boca de salida del tubo se le conecta un tubo de vidrio cuya salida se sumerge en una solución de hidróxido de bario. Si la muestra es orgánica, libera dióxido de carbono, éste reaccionará con el hidróxido de bario formando carbonato de bario, que en un medio acuoso se notara una turbidez por su baja solubilidad del carbonato en agua.

La aparición de gotas agua en el interior del tubo de ensayo indicará la presencia de hidrógeno en el compuesto.


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En una combustión completa: Esta combustión hace que libere CO2 que se combinará con el hidróxido de bario para dar carbonato de bario.

Muestra orgánica + CuO CO2 + Cu

CO2 + Ba(OH)2 BaCO3 + + H2O

Es necesario anotar, que si la combustión no es completa libera CO y carbón.

Parte experimental A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno

1. Prueba preliminar de la presencia de carbono

En una cápsula o crisol de porcelana se coloca una pequeña cantidad de una pastilla de aspirina o ácido acetil salicílico o antalgina u otro compuesto orgánico, previamente molida en un mortero, y se somete al calor del mechero. Después de unos minutos de calentamiento, observe y llene el cuadro correspondiente.

Cápsula

Figura.1.1. Prueba preliminar Nota: en esta prueba preliminar no se agrega el CuO (color negro) que se confundiría con la presencia de carbono.


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2. Prueba definitiva Colocar en un tubo de ensayo seco, pequeña cantidad ( 0.5 g ) de la muestra y añada 0,5 g de óxido de cobre (II) en polvo muy fino.

Coloque en la boca del tubo de ensayo un tapón con un tubo de desprendimiento, cuya salida va sumergida en una solución de hidróxido de bario. Someterlo a la acción de la llama de un mechero.

Si después de unos minutos la solución de hidróxido de bario (transparente), se enturbia o existe la formación de un precipitado de color blanco nos indicará la presencia de carbonato, que indirectamente nos indicará que el compuesto orgánico tiene carbono.

Asimismo, si observa la presencia de gotas de líquido en la parte superior fría del tubo, indicará la presencia de hidrógeno en la muestra.

Nota: La presencia de un residuo negro, en esta prueba confirmatoria, no indica

la presencia de carbono, debido a que el óxido de cobre añadido es de ese color.

CO2

Tubo con solución de hidróxido bario

muestra

Figura.1.2 Equipo de combustión para la prueba definitiva del

compuesto orgánico

BaCO3

CO2 + Ba(OH)2


11

B. COMBUSTIÓN Coloque 15 gotas de muestra (indicada por el profesor) en una cápsula y llevar a ignición, con un fósforo. No utilice mechero. Reporte los resultados: color de la llama y residuo.

Figura .1. 3 Combustión de un compuesto orgánico

C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD

Miscibilidad en Agua Coloque 10 a 15 gotas (1mL) de muestra orgánica y añada 3 mL de agua. Agite y observe si se forma una sola fase. En el caso de formar dos fases o si la "solución" se torna lechosa nos indicará que es inmiscible. Nota: observe que si se forman dos fases, la de mayor volumen corresponde al agua (depende de la densidad del líquido orgánico)

Agua

A B

Figura 1. 4. Esquema representativo de dos líquidos inmiscibles A) El solvente orgánico es más denso B) El solvente orgánico es menos denso

Miscibilidad del n-hexano en diferentes solventes orgánicos

Coloque en tres tubos de ensayo, 10 a 15 gotas de hexano y añada igual cantidad de los solventes señalados por el profesor. Agite y observe.

3.1 Solubilidad de sólidos en agua


12

Coloque, por separado, aproximadamente una pequeña cantidad de sacarosa y urea en tubos de ensayo y agregue a cada uno de ellos 20 gotas de agua. Agite y observe. En el caso de no disolverse, calentar en baño maría (b.m.).


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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR

FACULTAD DE ..........................................

Nombre del laboratorio: Química CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 1: CARACTERÍSTICAS DE LOS COMPUESTOS ORGÁNICOS

COMPETENCIA: Verificación de las características de los compuestos orgánicos

Reconocimiento de los compuestos orgánicos. Visualización de las características más importantes de los compuestos orgánicos. Diseñar un

protocolo de determinación del compuesto del carbono A. Reconocimiento de la presencia de carbono e hidrógeno

1. Prueba preliminar de la presencia de carbono

Muestra Prueba preliminar

(Residuo carbonoso) Observación

Antalgina

Muestra problema N°

Conclusión sobre la muestra problema


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3. Prueba definitiva (con la muestra problema)

Muestra Confirmatoria Observación CO2

(Formación de BaCO3)

agua


Conclusión

Evaluación

Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa y la reacción del dióxido de carbono con hidróxido de bario.

¿Todos los compuestos orgánicos tienen carbono?

¿La ausencia de residuos carbonosos es indicativo que una muestra sea inorgánica?. ¿Por qué?

Plantear un procedimiento (diseño de un método) para comprobar que una muestra de piel o uña es orgánica.


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Muestra Confirmatoria Observación CO2

(Formación de BaCO3)

agua


Conclusión

B. COMBUSTIÓN

Muestras Orgánicas Color de la llama Color del residuo

1.

2

3.

4.

Evaluación

¿Todos los compuestos orgánicos son combustibles?

¿Qué indica el color de la llama?


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C. SOLUBILIDAD O MISCIBILIDAD

Miscibilidad en Agua (Solvente polar)

Muestra orgánica Miscibilidad en agua Observación (formación de fases)

1.

2.

3.

4.

Miscibilidad en n-hexano (solvente no polar) Solventes Orgánicos Miscibilidad en n-

hexano (sì o no) Observaciones

1.

2.

3.

Solubilidad de compuestos orgánicos sólidos en agua

Sustancia orgánica Solubilidad en agua Observación

Frìo Caliente

Sacarosa

Acetanilida

Ùrea


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Evaluación

¿A qué atribuye las diferentes solubilidades de los compuestos orgánicos?.

Sin utilizar las tablas de solubilidad y miscibilidad de los compuestos orgánicos, ¿puede determinar, solo con las fórmulas estructurales, si estos compuestos son solubles en determinados solventes ?. Comente


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CUESTIONARIO 1. Haga un cuadro comparativo de las características de compuestos orgánicos e

inorgánicos. 2. Plantear las ecuaciones químicas de: combustión completa e incompleta del 2-

Metil pentano y del pentano. 3. ¿A qué se debe que los compuestos orgánicos tengan un amplio rango de

solubilidad? 4. ¿Por qué algunos los compuestos orgánicos arden con llama de color azul? 5. ¿Por qué el n-heptano no es soluble en el agua? 6. ¿ Es el ácido acético es soluble en el agua? 7. ¿Es necesario conocer la geometría de la molécula para predecir la solubilidad

de los compuestos orgánicos?. 8. ¿Qué tipos de solventes se utilizan en un lavado en seco? 9. ¿Qué tipos de cambios (físicos /químicos) ocurren en la combustión? 10. Explique a qué se debe la solubilidad, en todas las proporciones, del alcohol

etílico en agua.


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CRISTALIZACIÓN


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INTRODUCCIÓN La cristalización es uno de los métodos para purificar compuestos sólidos, es un método que nos permite eliminar impurezas. Muchas veces, no es suficiente un solo proceso de cristalización, debido a que existen las posibilidades que ciertas impurezas queden atrapadas en la red cristalina y para ello es necesario realizar una recristalización con el fin de obtener al compuesto con un alto grado de pureza. El grado de pureza, puede ser monitoreado a través de métodos como el de punto de fusión, cromatografía en capa fina, papel, etc.

Para conseguir buenos resultados en la purificación deberán tener en cuenta los siguientes requisitos:

• El compuesto a cristalizar debe ser muy soluble a temperatura elevada. • El soluto debe ser muy poco soluble a baja temperatura. • El compuesto no debe reaccionar con el solvente, sobre todo si se trabaja a altas temperaturas.

• El soluto no debe correr el riesgo de descomposición a la temperatura del proceso. • El solvente a emplear, además de cumplir los requisitos anteriores puedan ser eliminados fácilmente.

Generalmente la solubilidad de un compuesto aumenta con la temperatura. La solubilidad de un sólido en un líquido determinado es limitada y depende fundamentalmente de la temperatura. Por ello es importante hacer un análisis de la curva de solubilidad y para ello se trazan un sistema de coordenadas en el cual se comparan las cantidades de sustancias disueltas en la abscisa y temperatura en la ordenada.

100

90 80 70 60 50 40 30 20 10

0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

gram os / 100 m Lsol F i g u r a . 2 1 . C u r v a d e s o l u b i l i d a d d e u n c o m p u e s t o e n u n d e t e r m i n a d o

s o l v e n t e .


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Parte experimental 1. Elección del solvente Colocar unos miligramos de la muestra indicada por el profesor en un tubo de ensayo y tratar de disolverlas (frío y caliente) en los siguientes disolventes:

1. Solvente no polar 2. Cloroformo 3. Etanol 4. Agua destilada

Nota: Si la muestra es insoluble en frío calentarla en un baño maría

2. Cristalización

Una vez elegido el solvente ideal de cristalización, se colocan 5g de muestra impura en un Erlenmeyer de 250 mL y se disuelve en 100 mL del solvente elegido y se lleva a ebullición. Luego se enfría y se añade 0,2 g de carbón activado y se calienta a ebullición, siempre con una constante agitación). La solución se filtra por gravedad en caliente y se recibe en un vaso de 250 mL (siempre mantenerlo en caliente) y el filtrado (que debe ser claro) se enfría en un baño de agua y después en un baño de hielo. Cuando se requieren temperaturas más bajas se utiliza el "hielo seco" (dióxido de carbono sólido) por unos 15 minutos., no se debe forzar el enfriamiento. Se filtra a presión reducida utilizando un embudo Büchner, con un papel filtro previamente pesado y se lavan con unos mililitros de agua fría. Colocar el papel filtro y los cristales en una luna de reloj y dejarlo en un desecador por 24 horas y pesar.

En el caso de tratar de recuperar al máximo el compuesto, es necesario que todo el líquido filtrado se pase a un Erlenmeyer y se concentre por ebullición hasta una cuarta parte de su volumen y se enfría obteniéndose una nueva porción de cristales (mínima).

Varilla de vidrio

Solución

Asbesto

a) b)

Figura 2.2. a) Calentamiento, si el solvente NO ES INFLAMABLE, b) filtración por gravedad, Utilice una plancha de calentamiento).


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Varilla de vidrio Bomba de vacío

Embudo Buchner

Cristales

Kitasato Trampa

Muestra a secar

Desecador

Figura 2.3. Materiales y equipos para una cristalización


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FACULTAD DE ..........................................

Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4) PRÁCTICA N° 2: CRISTALIZACIÓN

COMPETENCIA: Destreza en la metodología de purificación de sólidos

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Aplicar los conceptos de solubilidad y el efecto de la temperatura en la purificación. Adquirir destreza en las operaciones y manejo de equipos de filtración por gravedad y a presión reducida. Demostrar la propiedad del carbón activado en capturar ciertas impurezas, como colorantes.

1. Elección del solvente para la acetanilida

n-Hexano Cloroformo Etanol Agua Ác. acético

frío calor frío calor frío calor frío calor frío calor

Conclusión


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Evaluación

¿Cuáles son las características de un buen solvente de purificación?

3. Cristalización de la acetanilida

Muestra origina(g)

Papel filtro (g) Cristales + papel filtro(g)

Cristales(g) Porcentaje del cristales

Evaluación

Existe alguna diferencia al comparar muestras que utilizaron carbón activado y otras que no la hicieron

¿Por qué es necesario filtrar en caliente y a gravedad en la primera operación?

¿En esta última operación, por qué fue necesario filtrar con embudo de Vástago corto y no largo?


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¿En la segunda operación de filtración, por qué fue necesario enfriar antes la solución?. ¿A qué razones atribuye la necesidad de enfriar a temperatura cercana a cero grados, antes de filtrar a presión reducida?

¿En qué medida le facilitó la filtración a presión reducida?


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CUESTIONARIO

1.¿Cuál fue el rendimiento práctico, que obtuvo en la cristalización de la sustancia

purificada? 2. Se tienen 7 g de una sustancia sólida "X", disuelta en 100 mL de agua a 100ºC y

se enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva de solubilidad para la sustancia "X".

C ur v a d e s o l ub i l i d a d d e l a s us t a nc i a " X "

110 10 0 9 0 8 0 70 6 0 50 4 0 3 0 2 0 10 0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

g / 10 0 mL

3. Se tienen 3 g de la sustancia sólida "X", disuelta en 50 mL de agua a 100ºC y se

enfría hasta 20ºC ¿Qué cantidad de esta sustancia cristalizará? Observe la curva de solubilidad para la sustancia "X".

4. Se tienen 3 gramos de sustancia “A” disueltas en 25 mL de acetato de etilo a

90 °C y se enfría durante toda la noche a 20°C , ¿qué cantidad de esta sustancia “A” cristalizará, si se conoce la curva de solubilidad de “A “ en el solvente?

100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

gramos / 100 mLsol

Curva de solubilidad de la sustancia “A” en acetato de etilo


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5. Si a Usted le entregan una muestra de ácido benzoico y se le pide encontrar el

porcentaje de pureza de este ácido, ¿qué haría primero?. Diseñe un esquema de purificación del ácido benzoico que se encuentra mezclada con azúcar. Nota: consulte su solubilidad en diferentes solventes.


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DESTILACIÓN


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INTRODUCCIÓN

La destilación es un método de purificación de líquidos o de líquidos con impurezas no volátiles, se basa en la conversión de un líquido a vapor ebullición (vaporización) y el enfriamiento de éste para retornar al estado líquido (condensación).

El método se basa en las diferentes volatilidades de los componentes que forman el líquido a purificar o separar. Por ello hay varios tipos de destilación , siendo los más importantes : Destilación Simple, destilación fraccionada, destilación a presión reducida (al vacío) y Destilación por arrastre con vapor.

3. DESTILACIÓN DE LÍQUIDOS PUROS O CON IMPUREZAS NO VOLÁTILES (DESTILACIÓN SIMPLE)

Si se calienta un líquido que tiene impurezas no volátiles (baja presión de vapor), el vapor obtenido estará constituido únicamente por moléculas del líquido y, por consiguiente, en el condensado no estarán presentes estas impurezas.

La purificación de este tipo de muestras puede hacerse mediante el proceso más sencillo de destilación (destilación simple).

La presencia del material no volátil, disminuye la presión de vapor del líquido, lo que trae como consecuencia un aumento en el punto de ebullición, con respecto al líquido en estado puro.

Figura 3.1. Aparato de destilación simple


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T° Figura 3.2 . Gráfica obtenida en la destilación simple de líquidos puros o con impurezas no volátiles.

Vol DESTILACIÓN DE MEZCLAS

En una mezcla de 2 o más sustancias volátiles, la PRESIÓN DE VAPOR TOTAL estará en función de la presión de vapor de los componentes y de sus fracciones molares (excepto cuando forman mezclas azeotrópicas).

Según la ley de Raoult: “La presión parcial de un componente (en una solución ideal) es igual a su presión de vapor multiplicada por su fracción molar”.

Además, la presión de vapor total será igual a la suma de las presiones (de vapor) parciales de los componentes. Para una mezcla de líquidos a,b,c, etc., esto se representa así.

P = PaNa + PbNb + PcNc + .... + PnNn

Donde: P = presión de vapor total

Pa, Pb, Pc, etc. Son las presiones parciales de a, b, c, etc.

Na, Nb, Nc, etc. Son las fracciones molares de Na, Nb, Nc, etc.

Por consiguiente: Pa Na o Pb Nb, etc. Será la presión parcial de a,b,, etc. respectivamente. La solución empezará a hervir cuando la presión de vapor total (P) alcanza el valor de la presión atmosférica.

P = PaNa + PaNa + … + PnNn

La separación de mezclas formadas por componentes de presión de vapor similar sólo podrá hacerse mediante una destilación fraccionada.


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DESTILACIÓN FRACCIONADA Es una técnica que nos permite realizar una serie completa de vaporizaciones y condensaciones pequeñas en una operación sencilla y continua, valiéndose para ello de una columna de fraccionamiento cuyo principio es proporcionar una gran superficie para el intercambio de calor entre el vapor ascendente (más caliente) y el condensado descendente (más frío). La columna de fraccionamiento se coloca entre el balón de destilación y el condensador o refrigerante.

DESTILACIÓN A PRESION REDUCIDA

Pra separar o purificar compuestos que tengan puntos de ebullición superiores a 200°C o que se descompongan a temperaturas menores o próximas a su punto de ebullición es conveniente tomar en cuenta que el p.e. depende de la presión circundante; por lo tanto, se le puede disminuir reduciendo la presión a la que se efectúa la destilación.

AZEOTROPO O MEZCLA AZEOTRÓPICA

Un azeotropo es una mezcla de líquidos que destilan sin cambios en su temperatura de destilación o en la composición del destilado. Es decir, no pueden ser separados por destilación porque se comportan como un líquido puro. Ello se debe a que al vaporizar parcialmente esta mezcla, el vapor obtenido tendrá siempre la misma composición. No cumple la ley de Raoult.

El punto de ebullición del azeotropo es, generalmente, mas bajo que el de ambos componentes. En algunos casos es más alto que el de ellos y casi nunca es intermedio entre ambos.

Por ejemplo, la destilación de una mezcla de alcohol etílico y agua (cualquiera sea la proporción de ellos) nunca producirá un alcohol etílico de una concentración superior al 95,5% (v/v). Es decir la mezcla de 95.5% de alcohol y el 4.5% de agua es una mezcla azeotrópica cuyo p.e. ( 78.1°C) es inferior al de ambos (78.5° y 100°C).

El alcohol etílico absoluto (100% de pureza) se puede obtener a partir de este alcohol de 95.5%, adicionándole benceno y destilando la solución. En estas condiciones pueden formarse 2 azeotropos: Etanol – benceno – agua (18.5; 74.1; 7.4), P.E. 64.8° (Azeotropo ternario)

Etanol – benceno (19.2; 80.2) P.E. 68.2° (Azeotropo binario)

Primero destilará el de menor p.e., o sea el azeotropo ternario (64.8°C) hasta que se elimine el agua, luego destilará el azeotropo binario (68.2°C) hasta que se elimine el exceso de benceno y finalmente destilará el etanol absoluto (78.5°C).


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PROCEDIMIENTO APLICACIÓN DE LA DESTILACIÓN SIMPLE EN LA DETERMINACIÓN DEL GRADO ALCOHÓLICO DEL VINO

a) Si el vino está ácido (avinagrado) neutralizarlo con 0,1 g de CaCO3 u otro álcali, hasta neutralidad.

b) Colocar 100 mL de vino y támaras de ebullición al balón de destilación

simple y proceder a la destilación según lo indicado anteriormente . Ir recogiendo el destilado en una probeta graduada.

c) Colectar 50 mL del destilado incoloro y aromático. Completar hasta el

volumen inicial del vino(100 mL) con agua destilada.

d) Determinar el grado alcohólico (% en volumen) introduciendo el alcolímetro de Gay Lussac. Estya mezcla hidroalcohólica contiene el mismo grado alcohólico que el vino inicial.

e) Si se desea el porcentaje en peso de alcohol etílico, acudir a la tabla

alcoholimétrica.Ej.: si ha obtenido una lectura de 15° G.L. (grados Gay Lussac), el vino tendrá el 15% en volumen de alcohol y según la tabla corresponde a 12,13% en peso.

Volumen de destilado (mL)

5 10 15 20 25 30 35 40 45 50

Temperatura (°C)


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TABLA 5. MEZCLAS HIDROALCETANÓLICAS

Porcentaje de Etanol Gravedad específica

vo l/vol Peso/peso Peso/vol

11,0 12,0 13,0 14,0 15,0 16,0 17.0 18,0 19,0 20,0 21,0 22,0 23,0 24,0 25,0 26,0 27,0 28,0 29,0 30,0 35,0 40,0 45,0 50,0 55,0 60,0 65,0 70,0 75,0 80,0 85,0 90,0 95,0 100,0

8,86 9,67 10,49 11,31 12,13 12,95 13,78 14,60 15,43 16,26 17,09 17,92 18,76 19,59 20,43 21,27 22,11 22,96 23,81 24,66 28,96 33,35 37,84 42,47 47,23 52,16 57,21 62,45 67,84 73,54 79,40 85,66 92,41 100,0

8,73 9.52 10,31 11,11 11,90 12,69 13,49 14,28 15,08 15,87 16,66 17,46 18,26 19,04 19,84 20,63 21,43 22,22 23,01 23,81 27,78 31,74 35,71 39,69 43,66 47,63 51,59 55,56 59,53 63,51 67,47 71,44 75,41 79,39

0,98546 0,98435 0,98326 0,98219 0,98114 0,98011 0,97909 0,97808 0,97708 0,97608 0,97507 0,97406 0,97304 0,97201 0,97097 0,96991 0,96883 0,96772 0,96658 0,96541 0,95910 0,95185 0,94364 0,9344 0,9244 0,9136 0,9021 0,8900 0,8773 0,8639 0,8496 0,8339 0,8161 0,7939


34


FACULTAD DE

Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA

Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4) PRÁCTICA N° 3: DESTILACION

COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un liquido compuesto y su aplicabilidad

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los métodos para la purificación de líquidos.

Evaluación:

¿Utilizaría una destilación simple para purificar el agua potable?. ¿Dónde se quedarían las impurezas?. ¿cuáles serian las impurezas en el agua potable?

¿Por qué el volumen del liquido para destilar no debe sobrepasar la mitad de la capacidad del recipiente?.

¿Cuánto fue el grado alcohólico?. ¿Coincide con lo reportado en la literatura de la bebida alcoholica?. Comente.

¿A cuántos gramos de alcohol es equivalente el contenido de alcohol de su


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muestra?.


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CUESTIONARIO

1. Graficar la curva de destilación de A (p.e. 50 °C) y B (p.e. 100 °C) para cada una de las siguientes situaciones:

a. A y B no forman azeotropo b. A y B forman azeotropo : A. está presente en gran exceso en

la mezcla inicial. c. A y B forman azeotropo; B está presente en gran exceso en la

mezcla inicial.

2. Calcular la presión de vapor total a 100 °C de una solución ideal que consta de 0,6 moles del compuesto “X” y 0,4 moles del compuesto “Y”. La presión de vapor de X puro a 100 °C es de 600 mm, y el de Y puro a 100 °C es de 80 mm Hg. ¿Cuál es la presión parcial de cada componente en el vapor?.

3. Diferencias entre evaporación y ebullición

4. Fundamento y aplicaciones de la destilación por arrastre con vapor de agua.


37

EXTRACCIÓN


38

La extracción es la técnica más usada para separar un producto orgánico de una mezcla de reacción o de sus fuentes naturales. Puede definirse como la separación de un compuesto de una mezcla por medio de un disolvente.

Según el estado físico de la muestra a extraer la extracción puede ser básicamente de dos tipos: extracción liquido-sólido y extracción líquido-líquido.

EXTRACCION LÍQUIDO-SÓLIDO

Para ello se hace uso de equipos adecuados, siendo el mas utilizado el extractor SOXHLET, que consta de 3 partes fundamentales: El matraz inferior; que contiene el solvente de extracción, la parte central o extractor propiamente dicho, donde se coloca la muestra sólida a extraer (Aquí se realiza la extracción) y un refrigerante superior.

Figura 4.1. Extractor Soxhlet

1 1

El proceso presenta muchas ventajas, siendo las principales:

a) Es continuo y automático, no requiere la presencia permanente del

operador. b) Con cantidades relativamente pequeñas de solventes se puede extraer

exhaustivamente la muestra. c) Puede usarse para cuantificaciones si previamente se tara el matraz y se vuelve

a pesar al terminar la extracción y recuperar (por destilación) el solvente. Por ejemplo, se usa para determinar el porcentaje de grasa de alimento, harina de pescado, etc.

EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO

Se aplica cuando la muestra a extraer es líquida y la extracción se realiza con otro líquido o solventes que reúna ciertas características. Generalmente uno de estos líquidos es el agua


39

los principios se encuentran en medio acuoso y los disolventes empleados son inmiscibles en este medio.

En algunos casos es suficiente una sola extracción, pero hay compuestos orgánicos que por su parcial solubilidad en agua es necesario varias extracciones para aislarlo.

COEFICIENTE DE REPARTO

Cuando se agita una solución acuosa de una sustancia con un solvente orgánico (por ejemplo éter), el compuesto se distribuye parcialmente en ambos solventes. Esta distribución se realiza hasta que alcanza el equilibrio, el que se logra cuando la relación entre las concentraciones de la sustancia en la capa orgánica y acuosa sea igual a una constante, llamada Coeficiente de reparto o Coeficiente de distribución (Kd) que es específica del soluto, del par de solventes y la temperatura de trabajo.

A su vez, este coeficiente es proporcional a la solubilidad del compuesto en el solvente orgánico y en el agua.:

Kd = Co/Ca = So/Sa

Co = Concentración en la capa orgánica Co = Concentración en la capa acuosa So = Solubilidad en el solvente orgánico Sa= solubilidad en agua

Por ejemplo, si la solubilidad de un compuesto en éter es de 0,6 g/100 mL y en agua es de 0,12 g/100 mL, su Kd para el sistema éter/agua es: :

Kd = 0,60/0,12 = 5

Conociendo la concentración de la sustancia en la solubilidad acuosa y su Kd, puede calcularse la cantidad que se puede extraer con un volumen determinado de solvente, o la cantidad del solvente que se necesita para extraer una cantidad del compuesto.

Puede también comprobarse que si se hacen varias extracciones con cantidades pequeñas del líquido exactamente (extracción múltiple) se puede extraer mayor cantidad de sustancia que haciendo una extracción con el mismo volumen total del solvente.

Por ejemplo: si se tiene una solución de 40 mg de ácido butírico en 50 mL de agua:


40

a) ¿Cuántos miligramos de este ácido se extraerá con 50 mL de benceno? (Extracción simple).

b) ¿Cuántos miligramos se extraerán con 2 porciones de 25 mL c/u de benceno?. (extracción múltiple). El Kd del ác. butírico en el sistema benceno/agua a 20 °C es de 3.

Solución:

Sea “X” la cantidad extraída, tendremos:

a) Extracción simple: X 50

Kd = Co/Ca = 3 = X = 30 mg de ác. Butírico extraído 40-X 50

b) Extracción múltiple:

1ra. Extracción (25 mL de benceno)

X´/25 3 = X´ = 24 mg extraídas con 25 mL de

(40-X`)/50 benceno (quedan en la fase acuosa 40-24 = 16 mg de ác. Butírico)

2 da. Extracción (25 ml de benceno)

X´´/25 3 = X´ ´ = 9,6 mg extraídas con esta segunda

(16-X´´)/50 porción del benceno (quedan en la fase acuosa 16-9,6 = 6,4 mg de ác. Butírico

CONCLUSIÓN

Como se puede deducir, en la extracción múltiple se extrae más (24 + 9.6 =33.6 mg) que en la extracción simple (30 mg) habiéndose utilizado en ambos casos un volumen total de 50ml de Benceno.

EQUIPO Y SOLVENTE DE EXTRACCIÓN

La extracción líquido-líquido se puede hacer manualmente en un embudo de separación o pera de bromo. En algunos casos es necesario usar equipos de


41

extracción continua que funciona que funciona en forma automatizada similares al extractor Soxhlet.

Un buen solvente de extracción debe reunir las siguientes características:

a) Debe disolver fácilmente la sustancia a extraer. b) Debe extraer poco o nada de las otras sustancias presentes (impurezas o

sustancias indeseables). c) Debe ser fácilmente separado después de la extracción. Generalmente se usan

solventes volátiles que pueden ser eliminados por destilación o evaporización. d) Debe ser inerte con las sustancias a extraer.

Figura. 4.2. Embudo de separación

PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

EXTRACCIÓN LÍQUIDO – SÓLIDO. Extracción de grasas de harina de pescado o extracción de grasa de harina de maíz.

Tarar el matraz y armar el equipo Soxhlet sobre la plancha eléctrica de calentamiento o baño maría, como se indica en la figura.

Colocar en el cartucho de extracción 10 g de harina de pescado y cubrirlo con un pedazo de algodón. Agregar éter de petróleo o n-hexano por la parte superior del refrigerante (use un embudo) hasta que el líquido sifone. Adicione unos 30 mL más de solvente.

Haga circular agua por el refrigerante e inicie el calentamiento de tal manera que el solvente hierva suavemente. Continúe la operación hasta que el extracto sifone de color claro, casi incoloro.

EXTRACCIÓN LÍQUIDO-LÍQUIDO DE UN COLORANTE

1. ELECCIÓN DE UN SOLVENTE

Agregar a 4 tubos de prueba 10 gotas de solución de cristal violeta, añadir a cada tubo 20 gotas de etanol, cloroformo, n-hexano y agua, respectivamente.


42

Agitar a fin de poner en contacto los diferentes solventes con la solución del colorante, dejar en reposo y observe la densidad y color de la capa orgánica. (agregar NaCl si se formase emulsión). Observe y compare los resultados.

2. EXTRACCIÓN SIMPLE

Elegido el solvente que reúne las condiciones necesarias para una buena extracción, se procede a poner en un embudo de separación 15 mL de la solución de cristal violeta y se añaden 15 mL del solvente elegido. Recoger la fase orgánica en un tubo de ensayo y la acuosa en otro tubo, tapar los tubos y guardarlos para una observación y comparación posterior.

3. EXTRACCIÓN MÚLTIPLE

Tomar 15 mL de la solución acuosa de cristal violeta elegido y proceder a extraer con porciones de 5 mL por tres veces, reunir los extractos en un tubo de ensayo y recoger la solución acuosa remanente en un cuarto tubo. Comparar la intensidad del color de las soluciones orgánicas y de las dos acuosas. Anotar los resultados.


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UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR FACULTAD DE

Nombre del laboratorio: Lab- CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICA N° 4: EXTRACCIÓN

COMPETENCIA: Verifica la separación y purificación de un compuesto contenido en una mezcla.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Explica los diferentes métodos de extracción para la obtención de compuestos orgánicos, dependiendo su estado físico.

Elección del solvente

MUESTRA ETANOL CLOROFORMO n-HEXANO

¿Forman dos fases? ¿El líquido extractante se colorea?

Evaluación:

¿Es necesario que en una extracción líquido-líquido, se formen las dos fases?.¿Por qué?

¿Cómo visualizó que el solvente orgánico es un buen extractante?.


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Extracción Simple

Evaluación ¿Cómo pudo comprobar que en la solución acuosa queda muy poco de la sustancia extraída?.

¿Cómo demostró que el solvente orgánico extrajo una buena cantidad de compuestos?.

Evaluación ¿Cómo demuestras que la extracción múltiple es más eficiente que la simple?.

¿La extracción por el método de Soxhlet se asemeja más a una extracción simple o múltiple?. ¿Por qué?.


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CUESTIONARIO

1. Teniendo en cuenta la densidad y solubilidad en agua de los siguientes solventes, indicar cuáles de ellos ocuparán la capa superior en una extracción acuosa utilizando el embudo de separación:

a. Tetracloruro de carbono b. Alcohol etílico c. Ácido aradquidónico d. Ácido láurico e. Alcohol isopropílico f. Acetona

2. Si una solución de 50 mg de una sustancia “Y” en 50 mL de agua se extrae

con dos porciones de 25 mL de éter cada una. ¿Cuál es la cantidad total de sustancia “Y”, que se extraerá si se sabe que el Kd = 5 (éter/agua)?.

3. El coeficiente de distribución del ácido isobutírco en el sistema éter

etílico/agua a 25 °C es 3. Si tenemos una solución de 40 g de ácido isobutírico en 1 L de agua y la extraemos con 800 mL de éter etílico (una sola extracción). ¿Cuántos gramos del ácido pasarán a la capa orgánica y cuántos permanecerán en la capa acuosa?. ¿Cuántos gramos de ácido se extraerán , si se realizarán dos extracciones con 400 mL de éter etílico cada una?. ¿Cuál de los dos casos la extracción es más eficiente?.

4. En una extracción líquida, se obtienen 60 mg de ácido salicílico utilizando

X mL de benceno. ¿Que cantidad de benceno fue necesaria para la extracción, si se sabe que la solución inicial era de 100 mg de ácido salicílico en 100 mL de agua, conociendo además que el Kd = 0.02 (H2O/Benceno)?

5. El Kd del ácido salicílico en el sistema éter/agua es de 40. ¿Cuánto de éter

se necesitará para extraer el 60 % del ácido contenido en 100 mL de agua, con una sola extracción?


46

CROMATOGRAFÍA


47

INTRODUCCIÓN

La cromatografía es la separación de una mezcla de dos o más compuestos por distribución diferencial entre dos fases (una fija o estacionaria y otra móvil ) l, que se encuentran en íntimo contacto. Y según sean la naturaleza de las fases sólido- líquido, líquido-líquido y gas- líquido. También puede definirse como un método de separación basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se desplazan los compuestos entre 2 fases.

En la separación cromatográfica, la fase móvil (disolvente o eluyente), la fase fija y los componentes de la mezcla que se está separando o analizando, interaccionan entre sí constituyendo un SISTEMA CROMATOGRÁFICO.

a) Vista frontal

b) Vista transversal(corte)

Fija o estacionaria (Silicagel, alúmina almidón, celulosa, etc.)

S o p o r t e (v i d r i o , P l á s t i c o f i b r a s , , m e t a l )

F a s e m ó v i l

M u e s t r a

F i g u r a . 5 . 1 E s q u e m a d e u n s i s t e m a c r o m a t o g r á f i c o


48

TIPOS DE CROMATOGRAFÍA

Según el fenómeno físico predominante y el estado físico de las fases involucradas, existen 3 tipos básicos de cromatografía: de adsorción, de partición y de intercambio iónico.

Por ello, es más común clasificarla en: Cromatografía sobre papel, en capa fina (c.c.f.), en columna (c.c.), en fase gaseosa (c.g.), Cromatografía de alta performancia (HPLC) según la técnica empleada y la naturaleza de las fases.

1. CROMATOGRAFIA DE ADSORCIÓN

Es aquel sistema cromatográfico en que la fase fija es un sólido y la separación o desplazamiento depende del equilibrio adsorción-desorción entre el compuesto y las fases fija y móvil. La adsorción es un fenómeno físico de superficie que consiste en que las moléculas de una sustancia (adsorbato) se adhieren o concentran en la superficie de un sólido finamente dividido (adsorbente). El proceso inverso, o sea la separación de las moléculas adsorbidas se denomina desorción.

Solvente

Muestra Fase estacionaria

soporte

Figura 5.2 . Adsorción de la muestra en la superficie

Fase móvil (solvente)

Figura 5.3 . Esquema de la fuerza del solvente sobre la muestra Por consiguiente, la velocidad con que se desplaza un compuesto depende de la polaridad de sus moléculas, de la actividad del adsorbente y de la polaridad de la fase móvil o solvente.

2. CROMATOGRAFÍA DE REPARTO O PARTICIÓN


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En este método la fase fija es un líquido (generalmente agua) colocado sobre un soporte inerte sólido. La fase móvil es otro líquido o un gas. Existirán 2 tipos de separación: líquido-líquido y gas-líquido. El único factor que influye en el desplazamiento de un compuesto, es la solubilidad relativa de éste en las fases. Las sustancias que son solubles sólo en la fase móvil o solvente, se desplazarán a la misma velocidad que éste, mientras que aquellas solubles únicamente en la fase fija no se desplazarán de donde fueron depositadas.

Solvente Figura 5.4. Esquema del proceso

Muestra de separación de dos compuestos

Fase estacionaria (líquida)

Sembrado Secado Desarrollo

Figura 5.4. Procedimiento de la técnica de la cromatografía en capa fina y papel

revelado del cromatograma Si las sustancias son coloreadas, no hay ninguna dificultad pues se visualizan directamente; pero, la mayoría de compuestos son incoloros o blancos, por lo que no son visibles directamente y necesitaremos de un "revelador" para su localización.


50

Los métodos físicos tienen la ventaja de no modificar la sustancia, pudiendo recuperarse para usarla en otro análisis. Los más comúnmente usados son la fluorescencia (emisión de radiación visible al absorber rayos ultravioleta) y la radiactividad (cuando se trabaja con compuestos marcados por isótopos radiactivos). Son pocas las sustancias que pueden revelarse con estos métodos.

Los métodos químicos utilizan un reactivo químico (revelador) que se aplican o pulverizan sobre el cromatograma y al reaccionar con la sustancia dan productos coloreados o fluorescentes (visibles a la luz ordinaria o UV).

RELACION DE FRENTE o Rf. Es una constante usada especialmente en el caso de la cromatografía sobre papel y en capa fina. Estos métodos pueden servir para intentar la identificación de un compuesto ya que el desplazamiento de una sustancia respecto al desplazamiento del disolvente es constante y característico de ella (siempre que todas las condiciones permanezcan constantes), conociéndose como Rf. Se obtiene al dividir la distancia recorrida por la sustancia entre la distancia recorrida por el solvente:

Rf = Distancia recorrida por la sustancia Distancia recorrida por el disolvente

B Frente

b c

A

a Origen

Rf de A = a/c y Rf de B = b/c

Figura 5.5 .Esquema de un cromatograma desarrollado y el cálculo de Rf CROMATOGRAFIA EN COLUMNA (c.c.)

Es útil en la separación de una cantidad apreciable de mezclas de sustancias y puede hacerse por adsorción, reparto o intercambio iónico.

Se rellena cuidadosamente la columna cromatográfica (tubo de vidrio con una llave en el extremo inferior) con la fase fija. Si el método es de adsorción el adsorbente


51

debe estar pulverizado y seco. Si es de partición, las partículas sólidas deben estar cubiertas de una capa líquida.

Se deposita o siembra la muestra a separar (en solución) por la parte superior de la columna y luego se va adicionando la fase móvil (elución).

El eluyente tratará de arrastrar las sustancias hacia abajo, mientras que la fase fija tratará de retenerlas. Según el equilibrio adsorción desorción o según el coeficiente de solubilidad de cada compuesto, algunos serán desalojados (eluidos) más rápidamente que otros, y los recibiremos primero.

El método consta de 3 etapas: llenado de la columna, aplicación de la muestra y elución.

El llenado tiene por objeto preparar una columna uniformemente compacta, sin rajaduras ni burbujas de aire. Puede hacerse de 2 maneras:

a) Suspender el adsorbente agitándolo con un solvente adecuado y verter poco a

poco esta suspensión. El adsorbente va sedimentando y formando una columna uniforme.

b) Añadir el adsorbente seco, en pequeñas porciones y dando golpes a la columna

para que el adsorbente se deposite en forma uniforme.

Solvente de desarrollo

Adsorbente Columna

cromatográfica

eluato

Figura 5.6. . Elusión de la columna cromatográfica.


La cantidad de adsorbente y tamaño de la columna depende de la cantidad de muestra a separar. Generalmente se requiere unos 20 a 30g de adsorbente por cada gramo de muestra, aunque en algunos casos puede necesitarse relaciones mucho mayores (1:100).

También es importante la relación entre diámetro de la columna y su altura. Si la columna es demasiado corta, la distancia recorrida por la muestra no es suficiente para permitir una separación adecuada. La relación diámetro-altura suele ser de 1÷8 y 1÷ 10.

PARTE EXPERIMENTAL

1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL

Sobre una cinta de papel Whatman N° 1 de 3 x 10 cm se realizan las siguientes operaciones:

a) A 1,5 cm de un extremo de la tira de papel de filtro, marque una tenue línea

recta con lápiz (línea de partida). No use tinta.

b) Doble la tira longitudinalmente, quedando dividida en 2 mitades. En cada mitad, y sobre la línea de partida, señale el punto medio o lugar de siembra.

c) En uno de estos puntos y con la ayuda de un capilar, deposite unas gotitas

(2 ó 3) de la mezcla a analizar (azul de metileno y anaranjado de metilo). En el otro punto sembrar, uno de los colorantes (cualquiera) en solución. Espere que cada gota seque antes de sembrar la siguiente.

d) Deje unos minutos para que se evapore el solvente de siembra (puede

ayudarse con corriente de aire) y luego introduzca la tira en un tubo de ensayo de 2 x 15 cm en cuyo interior se ha colocado el solvente de desarrollo (1-propanol - butanona - Agua 4:1:1) (La zona de siembra no debe quedar sumergida en el solvente). No mueva hasta que haya terminado el desarrollo.

e) Cuando la fase móvil haya ascendido unos 8-10 cm, retire el papel, marque

el frente del solvente (con lápiz) y déjelo secar.

f) Observe y compare las 2 muestras sembradas y calcule el Rf de cada sustancia.

2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

G u í a P r á c t i c a d e Q u í m i c a O r g á n i c a 53

53

a) Las placas se preparan introduciendo 2 láminas portaobjeto (juntas) en una suspensión preparada al agitar 35g de Silicagel G. (ó 60 g de alúmina) en 100 mL de una mezcla cloroformo-metanol (2:1). Esta suspensión puede conservarse en recipientes bien cerrados.

b) Se separan los portaobjetos, se dejan secar y se señalan 2 puntos

(equidistantes de los bordes y del centro) que se encuentren en una imaginaria "línea de partida" a 1 cm del borde inferior (Use únicamente lápiz).

c) En uno de los puntos se siembra (en solución y con un capilar) unas 2 ó 3

gotas de la mezcla anaranjado de metilo-azul de metileno y en el otro uno de ellos. Dejar secar el solvente.

d) Introducir la placa en una cámara de desarrollo que contiene la fase móvil

(1-Propanol-butanona-Agua 4:1:1).

e) Cuando el solvente esté por llegar al borde superior de la plaquita, retire ésta, marque el frente del solvente, dejar secar y calcule el Rf.

3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA.- Aplicaremos esta técnica para

separar la misma mezcla (Azul de metileno-Anaranjado de metilo) que utilizamos para la Cromatografía sobre papel y en capa fina.

a) Preparación de la Columna.- Introducir un trozo de algodón hasta el

fondo de la columna. Adicionarle unos 10 cc de etanol y luego agregar una suspensión formada al agitar 10 g de Silicagel (o alúmina) en unos 20 mL de etanol. Abrir la llave de la columna hasta que la altura del solvente sea de 1 mm por encima de la superficie del adsorbente.

b) Siembra: Depositar 1 ó 2 mL de la mezcla de colorantes a separar (en

solución alcohólica), abrir la llave hasta que todo el colorante sea adsorbido por la fase fija.

c) Elución: Adicionar más etanol (eluyente) y observar que uno de los

colorantes se desplaza más que el otro. Ir agregando etanol hasta que se eluya este colorante. Cambie de recipiente y eluya el segundo colorante. Si fuera necesario, cambie el etanol por agua acidulada para eluir este segundo colorante.

d) Análisis de los eluatos por Cromatografía en capa fina al portaobjetos. Para este análisis se aplicará la técnica de la c.c.f. al portaobjeto, sembrando los eluatos. El sistema de desarrollo será el mismo que se empleó en c.c.f. o cromatografía sobre papel.

54



Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA Mesa N° PROFESOR:

Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 5: CROMATOGRAFÍA

COMPETENCIA: Conocimiento de un método de identificación y purificación de mezclas de compuestos.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de un método de separación basado en la distribución o en la diferencia velocidad con que se desplazan los compuestos entre 2 fases en íntimo contacto. Identificación de compuestos en una mezcla. Conocimiento de la versatilidad de las técnicas cromatográficas.

1. CROMATOGRAFÍA SOBRE PAPEL Comp. A Comp. B Mezcla

Comp. A Comp. B

Distancias (Muestra, cm)

Distancia (solvente, cm)

Rf

55


2. CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

Comp. A

Comp. B

Mezcla comp. A comp.B

Distancias B

(Muestra, cm)

Distancia (solvente, cm)

Rf

EVALUACIÓN

¿Cuáles son las partes de un cromatograma desarrollado?.

¿Las fases fijas o estacionaria son iguales para la cromatoigrafía en papel y capa fina ?

¿Cuál de los dos compuestos tiene mayor afinidad por la fase fija o estacionaria?

¿Pudo identificar el número de compuesto en la mezcla?.

¿Si un compuesto “X” tiene mayor Rf que “Y”, es indicativo que tiene mayor afinidad por la fase móvil?

56


Complete los diagramas (dibuje) y haga el cálculo respectivo de los Rf

Papel Rf A =

Rf B =

C.C.F

Rf A =

Rf B =

3. CROMATOGRAFIA EN COLUMNA

Evaluación ¿Hubo diferencia en cuanto a la cantidad de muestra sembrada?

¿Cuál de los compuestos eluyó primero y por qué?

57


¿Cómo comprobaría Usted que los compuestos eluídos están puros?

¿Es importante la longitud y diámetro de la columna en la separación de mezclas?

58


CUESTIONARIO

1. Haga un esquema de un cromatograma desarrollado e indique cada una de las

partes. 2. ¿Cuáles son las diferencias entre la c.c.f. y la de papel?

3. ¿Cómo ubicarías las posiciones de las sustancias incoloras en un

cromatograma? 4. ¿Cómo encuentras el solvente ideal de separación cromatográfica para una

muestra desconocida?. 5. Cite algunas aplicaciones de la cromatografía en su especialidad.

6. Interprete los valores de Rf 0,05; 0,5 y 0,98

7. Si al realizar el desarrollo de un cromatograma y encuentra el Rf de 0,1, lo

escogería como un buen solvente de desarrollo. ¿Por qué?. 8. Explique algún método para localizar las bandas de adsorción cuando se trabaja

con sustancias incoloras en una columna. 9. ¿Dé algunas aplicaciones prácticas de la cromatografía en columna?.

10. Haga un breve resumen del la Cromatografía líquida de alta performance.

59


PROPIEDADES QUÍMICAS

DE HIDROCARBUROS


60

INTRODUCCIÓN

La familia más simple de los compuestos orgánicos son los hidrocarburos. Estos se encuentran constituidos por átomos de carbono e hidrógeno.

Los ALCANOS, son prácticamente inertes y generalmente insolubles no sólo en disolventes polares corrientes (agua) sino también en ácido sulfúrico concentrado en frío. En condiciones específicas estos hidrocarburos sufren algunas reacciones, la mayoría de las cuales no son de carácter preparativo en el laboratorio.

En los ALQUENOS y ALQUINOS, el doble y triple enlace respectivamente, hace que las moléculas sean mucho más reactivas que un alcano y capaces de dar reacciones de ADICION antes que de SUSTITUCION.

En el caso de los hidrocarburos AROMÁTICOS, se diferencian de los hidrocarburos NO SATURADOS porque generalmente no sufren las reacciones de ADICIÓN sino de SUSTITUCIÓN.

ALCANOS Y ALQUENOS

Las siguientes pruebas sirven para distinguir las propiedades características de los hidrocarburos SATURADOS y NO SATURADOS, y con ellas poder diferenciarlos. En esta primera parte se hará uso del bromo disuelto en tetracloruro de carbono y permanganato de potasio en medio acuoso, reactivos con los cuales se podrá visualizar la ausencia o presencia de insaturaciones en la cadena hidrocarbonada, sea por desprendimiento del bromuro de hidrógeno (HBr) o por cambio de coloración.

Ejemplo: bromación de un hidrocarburo saturado (sustitución):

↑

1-Bromobutano

↑

2-Bromobutano

61


El doble enlace en un alqueno hace que la molécula sea más reactiva y presente reacciones de ADICIÓN. Frente al bromo disuelto en tetracloruro de carbono, da derivados dihalogenados adyacentes.

Ejemplo: reacción de un alqueno con bromo (Adición):

1-Buteno 1,2-dibromobutano Otro ensayo de reconocimiento de un doble enlace es la PRUEBA DE BAEYER que consiste en agregarle permanganato de potasio acuoso (color púrpura) al compuesto insaturado. Una vez producida la reacción se forma un precipitado de color marrón, desapareciendo el color púrpura. Con los compuestos saturados y aromáticos no se produce esta reacción y la coloración del permanganato se mantiene (púrpura).

Ejemplos de la reacción de Baeyer

Eteno

Butano

1,2-Etanodiol

No hay reacción

No hay reacción

Benceno Otro ensayo para doble enlace C = C, es la reacción con ácido sulfúrico (H2SO4). Los hidrocarburos saturados y aromáticos al medio ambiente no reaccionan, mientras que los instaurados adicionan H2SO4.

Ejemplo de reacción con H2SO4

62


HIDROCARBUROS AROMÁTICOS

En ausencia de energía y catalizadores el bromo no ataca a los compuestos aromáticos (el anillo básico), pero cuando se le añade limaduras de fierro (catalizador) y se calienta suavemente tiene lugar la reacción produciéndose derivados bromados con desprendimiento del bromuro de hidrógeno (HBr). Obsérvese que resulta una reacción de SUSTITUCIÓN y no de ADICIÓN.

Ejemplo de bromación del benceno

Br

+ Br2 + HBr ↑

Benceno Bromobenceno

También reaccionan con el ácido nítrico dando un aceite amarillo de olor característico.

Ejemplo de nitración

Calor

+ HNO3 - NO2 + H2O

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo con solución de bromo en tetracloruro de carbono (Br2/CCl4)

Tome 5 tubos de ensayo y numérelos. A los tubos Nº 1 y 2 colocarle 15 gotas de n-Hexano, al Nº 3 15 gotas de un alqueno, al Nº4, 15 gotas de benceno, al Nº 5, 15 gotas de la muestra problema.

A cada uno de los tubos agréguele 4 gotas de Br2/CCl4. Guardar el tubo Nº1 en un cajón (oscuridad). Observe las diferencias en la coloración. Después de 10’ retirar el tubo N°1 del cajón y comparar con el tubo N°2. Explique

2. Ensayo de Baeyer (Solución acuosa de KMnO4)

63


Tome 4 tubos de ensayo y numérelos. Agregue 15 gotas de cada tipo de hidrocarburo antes mencionado y la muestra problema. Adicione a cada tubo 5 gotas de KMnO4 acuoso. Observe y anote, si se produce cambio de color púrpura y formación de un p.p. marrón (reacción positiva).

3. Ensayo con ácido sulfúrico

Adicionar en cada uno de los 4 tubos de ensayos 10 gotas de hidrocarburos saturados, insaturados, aromáticos y la muestra problema y adicionarle 10 gotas de ácido sulfúrico concentrado (no calentar). Observe y anote.

4. Ensayo con ácido nítrico

Mezcle 10 gotas de benceno y 10 gotas de HNO3 concentrado en un tubo de prueba. Hacer hervir la mezcla por 5 minutos. Verter la solución sobre hielo molido o picado en un vaso de precipitado. La formación de un líquido aceitoso amarillento de olor aromático determina la reacción positiva de nitración.

64


UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR FACULTAD DE …………………………..


Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 6: REACCIONES GENERALES CON HIDROCARBUROS

COMPETENCIA: Verificación y diferenciación de la diferente reactividad química de los tipos de enlace y la influencia de las condiciones del medio de reacción.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verificación de la reactividad de los compuestos hidrocarbonados y los factores que influyen una reacción mediante la visualización en el cambio de color, formación de precipitado u otros parámetros de medida tangibles que demuestren que la reacción se ha llevado a cabo, de manera que se puedan diferenciar los tipos de hidrocarburos.

1. ENSAYO CON SOLUCIÓN DE BROMO EN TETRACLORURO DE CARBONO (Br2/CCl4)

Reactivos

Hidrocarburos

Bromo disuelto en CCl4

Observación Luz Oscuridad

Alcano Alqueno Aromáticos Muestra problema N°

65


Evaluación ¿Es necesaria la presencia de luz, en la reacción de halogenación, para que reaccionen los alcanos?. ¿Cómo verificó la necesidad de luz en la reacción?

¿De qué manera comprobó que la velocidad de reacción en los alquenos fue superior a los otros hidrocarburos?

¿El compuesto aromático tiene el mismo comportamiento que los insaturados?

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?

2.ENSAYO DE BAEYER (Solución acuosa de KMnO4)

Reactivo

Hidrocarburos

KMnO4 / H2O Observación

Alcanos Alquenos Aromáticos Muestra Problema N°

66


Evaluación:

¿Cómo verificó que la reacción se llevó a cabo?

Plantear una ecuación general para esta reacción.

¿A qué se debe la formación de un precipitado de color marrón?


3.ENSAYO CON ACIDO SULFÚRICO

Reactivos Hidrocarburos

H2SO4

Observación

Alcanos (enlaces simples)

Alquenos (enlaces dobles)

Aromáticos

Muestra Problema N°

67


Evaluación:

¿Cómo visualizó que la reacción ha procedido?

¿Por qué se formó una sola fase?

¿Es la reacción exotérmica?


4.ENSAYO CON ACIDO NÍTRICO

Reactivos Hidrocarburos

HNO3

Observación

Alcanos (enlaces simples)

Alquenos (enlaces dobles)

Aromáticos

Muestra Problema N°

68


CUESTIONARIO

1. Se tiene cuatro frascos con muestra de hidrocarburos (saturados, insaturados y aromáticos) y de cada uno de los frascos se toman muestras para realizar las pruebas químicas para identificarlos. El siguiente cuadro muestra los resultados de las pruebas.

En la columna de “identificación” coloque el tipo de hidrocarburos

Muestras Bromo/CCl4 Baeyer H2SO4 Identificación

1 - - - 2 ++++ +++ +++ 3 + - -

(a mayor número de cruces “+” es más rápida la reacción . El signo “–“ no reacciona)

2. ¿Qué productos monobromados se producen, si el neohexano reacciona con

el bromo? ¿Cuál es la explicación del por qué uno de ellos se producirá en mayor porcentaje?

3. Complete (con estructuras y nombres) las siguientes ecuaciones químicas de

reacción (si es que producen en cada uno de ellos, más de un producto, señale cuál de ellos es el principal):

Luz a) Isopentano + Br2 /CCl4

b) 1-penteno + KMnO4 + H2O

c) CH3 CH2 CH=CH CH3 + KMnO4 + H2O

d) Fenantreno + H2SO4

e) 2-Buteno + Ácido sulfúrico

4. ¿Proponga dos métodos para determinar la presencia de insaturaciones en

una muestra de lípidos?

5. Si 60 gramos de un compuesto (peso molecular 240), consume 40 gramos de bromo, ¿cuántos enlaces dobles tiene 1 mol del compuesto?

6. Haga un breve resumen sobre el índice de octanaje.

69



DE ALCOHOLES


70

INTRODUCCIÓN

Los alcoholes son compuestos orgánicos que tienen el grupo hidroxilo unido directamente a un carbono saturado y los fenoles a un anillo aromático.

CH3 CH3

CH3 - CH2 - OH CH – OH CH3 C - OH

CH3 CH3 Alcohol etílico

(Primario) Alcohol isopropílico

(Secundario) Alcohol t-butílico

(Terciario)

Fenol 1-Naftol 2-Naftol (α-Naftol) (β-Naftol)

Los alcoholes son menos ácidos que los fenoles. La diferencia de la acidez relativa entre el alcohol y fenol se debe a: por el efecto inductivo de los grupos alquilos que refuerza el enlace O-H y por estabilidad por resonancia del anillo aromático, que debilita el enlace O-H en los fenoles.

Los ensayos experimentales que realizaremos para alcoholes están orientados a reconocer el grupo funcional HIDROXILO y a la vez diferenciar su reactividad.

Así, utilizaremos sodio metálico (Naº) para diferenciar los alcoholes:

2R - OH + Naº � 2R - O - Na+ + H2 ↑

Alcohol alcóxido Hidrógeno (gas)

Los alcoholes tienen diferente reactividad o velocidad de reacción, siendo los alcoholes primarios los que reaccionan más velozmente en esta reacción.

EL ENSAYO DE LUCAS, diferencia los alcoholes terciarios, secundarios y primarios por la velocidad de reacción. El reactivo es una solución de ZnCl2 en HCl concentrado.

71


Se forman cloruros de alquilo, enturbiamiento u opacidad en forma inmediata (terciarios), luego de varios minutos o algunas horas (secundarios) o en varias horas (primarios).

ZnCl2 Reacción con R. de Lucas: R - OH + HCl R - Cl + H2O

Reactividad o velocidad de reacción: 3 ° > 2 ° > 1°

La oxidación de alcoholes permite obtener aldehídos, cetonas o ácidos carboxílicos. Así, los alcoholes primarios pueden oxidarse a aldehídos y éstos son muy fácilmente oxidables a ácidos.

[O] [O] R - CH2OH R - CHO R - COOH

[H] [H] Alcohol primario aldehído ácido

Los alcoholes secundarios son fácilmente oxidables a cetonas y éstas normalmente no sufren oxidaciones posteriores.

Los alcoholes terciarios no son fácilmente oxidables, a menos que se usen oxidantes enérgicas que rompan enlaces carbono-carbono.

OXI

R- CHOH - R´ R - CO - R´ RED

El ensayo de BordwelL-Wellman o de oxidación con ácido crómico, también sirve para diferenciar los alcoholes. El reactivo es CrO3 en H2SO4 diluido (color naranja rojizo). La oxidación de los alcoholes (1rio ó 2rio) produce la simultánea reducción del reactivo a Cr+3 que es de color verde azulado.

OXI

Alcohol 1° R - CH2OH RCOOH Ácido carboxílico

OXI

Alcohol 2° R2CHOH R2C = 0 Cetona

OXI

Alcohol 3° R3COH No reacciona Reacción de fenoles con tricloruro de fierro

Los fenoles los reconoceremos con el ensayo de cloruro férrico, con el cual dan colores violeta o azulado.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Lucas

72


• Colocar a c/u de 3 tubos de prueba 15 gotas de reactivo de Lucas • Agregar 5 gotas de alcohol a ensayar

• Agitar y medir el tiempo que demora en enturbiarse la solución

Ensayar: Alcohol primario, secundario, terciario y muestra problema. 2. Ensayo con sodio metálico

• Colocar 10 gotas de alcohol primario, secundario y terciario en 3 tubos de

ensayo. • Agregue un pequeño trozo de sodio metálico a cada tubo y observe lo que

sucede. • Adicione algunas gotas de fenolftaleína a la solución final

NOTA: Antes de descartar el contenido de cada tubo cerciórese que todo el

sodio ha reaccionado. Si existe remanente agregue suficiente cantidad de etanol para destruirlo. ¡No arrojar al caño!

3. Ensayo de Bordwell-Wellman

• Agregue 10 gotas de alcohol a estudiar (primario, secundario y terciario) • Adicionar 10 gotas de reactivo. Observe los resultados.

4. Ensayo con cloruro férrico

• Agregar a cada uno de 2 tubos de ensayo 10 gotas de solución al 0.1 % de

Resorcinol u otro fenol y un alcohol, respectivamente. • Adicionar a cada tubo 1 o 2 gotas de una solución de cloruro férrico. • Agitar, observar y anotar los resultados • Efectuar el ensayo con su muestra problema, simultáneamente

73


UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL SUR FACULTAD DE……………………………


Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 7: REACCIONES GENERALES CON ALCOHOLES Y

FENOLES

COMPETENCIA: Reconoce el grupo hidroxilo en compuestos orgánicos y Su reactividad en los tipos de alcoholes.

COMPETENCIA ESPECÍFICA: Verifica la reactividad de los grupos hidroxilo mediante ensayos experimentales. Identifica en forma rápida los fenoles mediante reacciones simples y visualizables.

1. ENSAYO CON SODIO METÁLICO

Reactivos Compuestos

Sodio

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario

Fenol


74


Evaluación

¿Cómo verificó que los compuestos reaccionaban con el sodio metálico?

¿ Cuál de los alcoholes reaccionó rápidamente?

¿Cómo fue el comportamiento del fenol?

¿ Cómo comprobó la basicidad del producto formado?

¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

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2. ENSAYO DE LUCAS

Reactivos

Compuestos

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario


ZnCl2/HCl Observación

Evaluación:

¿Cómo verificó que se produjo la reacción?

¿De los tres alcoholes, cuál de ellos reaccionó rápidamente?

¿Cuál sería el orden de reactividad decreciente de los alcoholes frente al reactivo de Lucas?

¿Cómo fue el comportamiento de su muestra problema?

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3. ENSAYO DE BORDWELL-WELLMAN


H2SO4/CrO3

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario


Evaluación:

¿ Cómo reconoció que hubo reacción?

¿Cuál o cuáles de los tres alcoholes reaccionaron con el reactivo de Bordwell- Wellman?

¿ Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

¿Qué esperaría Usted, si al 2-metil-2-pentanol se le somete a la misma reacción?

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4. ENSAYO CON CLORURO FÉRRICO


FeCl3

Observación

Alcohol primario

Alcohol secundario

Alcohol terciario

Fenol


Evaluación:

¿Cómo verificó que solamente los fenoles reaccionan con el reactivo?

¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema?

¿Qué esperaría si el siguiente flavonoide se le somete a la reacción con el FeCl3?

OH

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CUESTIONARIO 1. ¿Proponga, al menos dos reacciones químicas que demuestren el

comportamiento diferenciados entre los alcoholes y los fenoles? 2. ¿Que utilidad tiene la reacción de los alcoholes con el reactivo de Bordell-

Wellman con los alcoholes?. Explique 3. ¿Cómo comprobar, mediante reacciones químicas, que la muestra recibida es

un fenol o derivado de éste?. 4. Dibuje las estructuras de los alcoholes y los reactivos que se necesitan para

producir: a) Cloruro de t-butilo b) 2-buteno

Incluya las reacciones para producir estos compuestos a partir del alcohol que eligió.

5. Se tienen 3 muestras de compuestos orgánicos hidroxilados: “X”, “Y” y “Z” y

se realizan las siguientes pruebas:

Compuesto “X”: Reacciona muy lentamente con el reactivo de Lucas (horas) y rápidamente con el CrO3/H

+ (producto orgánico formado ácido carboxílico) y no reacciona con FeCl3.

Compuesto “Y”: Reacciona lentamente con el sodio metálico. Reacciona rápidamente con el R. de Lucas

Compuesto “Z”: Reacciona lentamente con el reactivo de Lucas y con el CrO3/H

+, (Producto formado una cetona). Indicar el tipo de compuestos hidroxilados.

6. ¿Con cuál de los reactivos utilizados en esta práctica , podemos afirmar que una

infusión de té tiene derivados fenólicos.

79



DE ALDEHÍDOS Y CETONAS


80

INTRODUCCIÓN El grupo carbonilo es un grupo polar. Así los aldehídos y cetonas tienen el punto de ebullición más alto que los hidrocarburos de similar peso molecular.

CH3CH2CH3 CH3CH2CHO CH3COCH3 CH3CH2CH2OH Propano

p.e. (ºC) -44 Propanal 48

Acetona 56

Propanol 97,1

Aldehídos

H R Ar C = O C = O C = O

H H H

Cetonas R R Ar

C = O C = O C = O

R Ar Ar

Los aldehídos y cetonas por tener el mismo grupo funcional presentan numerosas reacciones químicas comunes. Entre ellas tenemos las de adición (Bisulfito de sodio), condensación (formación de fenilhidrazonas, 2-4-dinitrofenilhidrazonas) etc.

Sin embargo, otras reacciones permiten diferenciarlos por ejemplo las cetonas se caracterizan por ser muy estables y son oxidadas solamente en condiciones enérgicas mientras que los aldehídos son oxidados fácilmente a ácidos. Es por ello que los aldehídos reducen el licor de Fehling y la solución de nitrato de plata amoniacal (ensayo Tollens) con formación de óxido cuproso y plata metálica, respectivamente. Estas dos primeras pruebas nos permiten diferenciar los aldehídos de las cetonas (ensayos de diferenciación).

Ecuación de reacción con el reactivo de Fehling

_ ∆

_ R - CHO + 2 Cu+2 + 5OH � R - COO + Cu2O↓ + 3H2O

Aldehído R. de Fehling p.p. Rojo ladrillo

Ecuación de reacción con el reactivo de Tollens

81


3 2 � 4 3 2

R - CHO + 2Ag(NH ) OH ∆

R - COONH + 3 NH + 2 Agº ↓ + H O Aldehído R. de Tollens Plata Metálica

(Espejo) Otros ensayos se basan en la formación de derivados sólidos a partir de aldehídos y cetonas líquidas. Son importantes la formación de fenil-hidrazonas y 2,4- dinitrofenilhidrazonas. Estos derivados son de gran importancia para purificar e identificar dichas sustancias ya que se caracterizan por ser sólidos de punto de fusión definidos (Ensayo de identificación).

Ecuación de reacción con la fenilhidracina

R - C=O + H2N - NH R - C = N - NH ↓ + H2O

| | H H

Aldehído Fenilhidracina Fenilhidrazona (sólido) (de aldehído o cetona)

Ecuación de reacción con 2,4-dinitro-fenilhidracina

C = O + H2N- NH - - NO2 C = N - NH - - NO2 ↓ + H20

NO2 NO2

Aldehído o 2,4-D.N.F.Hidracina 2,4-D.N.F. Hidrazona del Aldehído o Cetona Cetona (sólido)

Algunos aldehídos pueden ser obtenidos por oxidación de alcoholes primarios, aunque este método es poco útil, por la facilidad con que se oxidan los aldehídos a ácidos: Ej.

[O] CH3 - CH2 - CH2 OH CH3 - CH2 – CHO CH3 - CH2 - COOH Alcohol n-propílico propionaldehído

Las cetonas son fácilmente obtenidas por oxidación del correspondiente alcohol secundario por ej.

OH O [O]

Ciclohexanol Ciclohexanona

82


La reducción de ácidos para producir aldehídos es poco utilizada como método de preparación ya que los pocos reactivos capaces de reducir ácidos los reducen al alcohol primario correspondiente.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Fehling

En cada uno de 3 tubos de ensayo colocar 10 gotas de solución de Fehling A y 10 gotas de Fehling B, adicionar 5-6 gotas de las muestras a ensayar (Aldehído, cetona y muestra problema). Calentar los tubos en b.m. por 5 minutos. Se considera la reacción positiva en todos aquellos tubos en donde se haya formado un p.p. rojo ladrillo (por el exceso de reactivo de Fehling que se usa, también queda en los tubos una solución azul).

2. Formación de 2,4-dinitrofenilhidrazonas.

Colocar 10 gotas del aldehído, cetona y muestra problema en 3 tubos de prueba y adicionar 10 gotas del reactivo. Observar si se forma un precipitado. Si el precipitado no se forma inmediatamente se debe calentar a b.m. por 5 minutos. Enfriar y observar si se forma un p.p. amarillo naranja.

3. Reconocimiento de aldehídos . Ensayo de Schiff

En cada uno de tres tubos colocar 15 gotas de aldehído, cetona y su muestra problemas y luego adicionar 5 gotas del reactivo Schiff decolorada y luego agregarle 3 gotas ácido clorhídrico concentrado y si es un aldehído se torna de color violeta.

83




Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 8: REACCIONES GENERALES CON ALDEHÍDOS

Y CETONAS

COMPETENCIA: Identificar y caracterizar a los compuestos carbonílicos. COMPETENCIA ESPECÍFICA: Reconocer a los grupos carbonílicos mediante reacciones químicas fácilmente visualizables. Diferenciar mediante la reactividad los grupos formilo y cetónico.

Reconocimiento del grupo carbonilo

2,4-Dinitrofenilhidracina

Discusión

Aldehído

Cetona

Muestra N°

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Evaluación ¿Cómo verificó la presencia de los grupos carbonílicos de aldehídos y cetonas?

¿Cuál fue el comportamiento de su muestra problema frente al reactivo?

Proponga una reacción general de los compuestos carbonílicos y el 2,4- Dinitro fenilhidracina.

3. Ensayo de diferenciación entre aldehídos y cetonas Fehling Obsevación Aldehído

Cetona Muestra N°

Evaluación: ¿Cómo verificó que la reacción de Fehling dio positiva?

¿ Es necesario que el medio sea básico?


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3. Ensayo con el reactivo de Schiff

Evaluación:

¿Cómo verificó que la reacción fue positiva?.

¿Con esta reacción pudo verificar que su muestra problema es un aldehído?

Schiff Observación

Aldehído

Cetona

Muestra Problema No

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CUESTIONARIO 1. Marque con una “X” los compuestos que se pueden oxidar con el reactivo de

Tollens

( ) Gliceraldehído ( ) Pelargonaldehído ( ) Dietilcetona ( ) 2- metil pentano ( ) Formol ( )Valeraldehído

2. Se tiene una muestra "M" con grupo carbonilo, a la cual se le ha realizado las siguientes pruebas:

Reactivos

Fehling

Tollens

2,4-DNF Hidracina

Resultado

-

-

+

Señalar a qué familia pertenece la muestra "M" ¿Y por qué? 3. ¿Por qué es necesario agregarle tartrato de sodio y potasio al reactivo de

Fehling?. 4. ¿Por qué el reactivo de Fehling se debe preparar en el momento de la reacción?.

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LÍPIDOS SAPONIFICABLES

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INTRODUCCIÓN

Las grasas de origen animal o vegetal están constituidas principalmente por glicéridos o triglicéridos. El término de glicérido es un nombre especial para designar los ésteres del glicerol (1,2,3-propanotriol) con ácidos monocarboxílicos, generalmente de elevado peso molecular (ácidos grasos), saturados o instaurados.

Como cualquier éster, los glicéridos pueden ser hidrolizados, obteniéndose el glicerol y los correspondientes ácidos grasos.

O

||

O CH2 - OC - R1

|| |

R2 - CO - CH O

CH2OH R1 - COOH

H+ |

CH - OH + R2 - COOH |

CH2OH R3 - COOH

GLICEROL ÁCIDOS GRASOS

Los tres radicales ácidos unidos a la molécula de glicerol pueden ser iguales o diferentes en este último caso se conoce como glicérido mixto y por hidrólisis obtendremos una mezcla de varios ácidos grasos diferentes.

La hidrólisis de un glicérido puede ser catalizada por ácidos, álcalis o enzimas. Cuando la hidrólisis se realiza en medio alcalino, el proceso se denomina saponificación, (del latín sapo = jabón) porque en vez de obtenerse el ácido graso libre se obtiene una sal de éste, que tiene propiedades detergentes y se denominan comúnmente como JABON ejemplo.

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El procedimiento clásico para la obtención de ácidos grasos consiste en una saponificación, y el jabón obtenido es transformado por una simple acidificación en el ácido graso correspondiente.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Saponificación de una grasa

En un vaso de 250 mL colocar 10 g de sebo. En otro vaso se disuelve 3 g de hidróxido de sodio en 12 mL de agua. se adicionan 5 mL de esta solución al vaso que contiene el sebo y se calienta en baño maría a 60-70ºC durante unos 20 minutos con constante agitación. Añadir 3 ó 4 mL de la solución de hidróxido de sodio y 5 mL de etanol. Cubrir el vaso con una luna de reloj y seguir calentando (con agitación) por unos 15 minutos. Luego añadir el resto de la solución de hidróxido de sodio y dejar que la temperatura suba a unos 90-95ºC manteniéndola por unos minutos más.

Para comprobar que la saponificación se ha completado, sacar unas gotas de la solución y verterlas en unos mL de agua; si aparecen gotitas de aceite la saponificación aún no es completa. En este caso retirar el b.m., añadir unos 5 mL de agua y 5 mL de alcohol y calentar el vaso con llama pequeña de un mechero de Bunsen (utilizar rejilla de amianto) manteniendo a ebullición por unos minutos, hasta completar la saponificación.

Añadir 50 mL de agua caliente y agitar hasta tener una mezcla homogénea. Luego verter con agitación sobre 250 mL de agua fría en la que se ha disuelto 20g de sal común.

El jabón que se separa es filtrado con succión y se lava con 10 mL de agua fría y luego realice los siguientes ensayos:

a) Reacción.- Disolver un trocito de jabón en etanol absoluto calentando si es

necesario. Dejar enfriar y ensayar la reacción con una gota de fenolftaleina. No debe dar reacción alcalina.

Al diluir esta solución con agua, aparecerá una coloración roja (Explique este fenómeno).

b) Precipitación con sales de calcio, magnesio, etc.- Disuelva un trocito de

jabón en unos 5 mL de agua destilada, calentando si es necesario. Divida la solución de jabón en 2 partes: adicionar gotas de solución de cloruro de calcio (a una parte) y de cloruro de magnesio (a la otra). Observar y explicar.


90

c) Preparación de una pastilla de jabón.- Disolver esta mitad de jabón en un pequeño volumen de agua en un vaso de 50 mL calentando cuidadosamente y con agitación (calentar en b.m. o con una llama muy pequeña). Realizar esto hasta que la mezcla quede muy espesa y la agitación proceda con dificultad. Deje enfriar el jabón y luego puede cortarse como pequeñas pastillas.

91




Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 09 : Propiedades generales de los Lípidos-Triglicéridos

COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los aciles gliceroles.

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de insaturaciones. Reacción de saponificación-Jabón . Características.

1. Saponificación de una grasa

Evaluación: ¿Cómo comprobó que la saponificación fue completa?

¿Cómo verificó la alcalinidad de los jabones?

¿Qué sucedió cuando agregó sales de cloruro de calcio y de magnesio a una solución de jabón?

Dar las características organolépticas de la pastilla de jabón.

92


2. Características del triglicéridos

¿Cómo comprobó la existencia de insaturaciones en la grasa o aceite?

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CUESTIONARIO 1. Sugiera un método para recuperar la glicerina que queda como subproducto

e n l a f a b r i c a c i ó n d e j a b o n e s . 2. ¿Qué sucede cuando se utiliza un jabón con las llamadas "aguas duras"? 3. ¿Por qué un jabón que aparece como neutro en soluciones alcohólicas resulta

alcalino en solución acuosa? 4. ¿A qué se llama índice de saponificación e índice de yodo? ¿cuál es su

utilidad? 5. Formule la ecuación entre un jabón sódico y los iones calcio. 6. ¿En qué consiste y para qué sirve la hidrogenación de aceites? 7. ¿Qué diferencias existen entre un jabón sódico y uno potásico?

94



DE CARBOHIDRATOS

95


INTRODUCCIÓN Los carbohidratos, glúcidos o azúcares, son los componentes más abundantes de la mayoría de las plantas, siendo los producto naturales más oxigenados. Como azúcares simples proveen de una rápida y suplementaria fuente de energía para animales y plantas.

Los de mayor peso molecular (polisacáridos, polímeros naturales) cumplen importante rol en los organismos vivos, sea como almacén de energía (almidón y glucógeno) o formando el material estructural de las paredes celulares, cumpliendo la función de sostén del vegetal (celulosa).

ENSAYO DE MOLISH

Es una prueba que nos permite reconocer azúcares de otras sustancias. Los monosacáridos por acción de un ácido fuerte se deshidratan produciendo furfural o derivados del furfural, que por acción del α-naftol forma un complejo coloreado (Azul). Los di y polisacáridos son hidrolizados a monosacáridos, por acción del ácido fuerte y luego son convertidos a furfural o derivados del furfural.

CHO CHO | | CHOH C | || CHOH CH |

H+ | O

CHOH CH | || CHOH C

HOCH2 O CH+O 3 H2O

| | 5-hidroximetilfurfural CH2OH CH2OH

PODER REDUCTOR: ENSAYO DE FEHLING Y TOLLENS

La presencia del grupo aldehído en las aldosas les proporciona poder reductor. El grupo cetona (usualmente no reductor) también será reductor si presenta un grupo hidroxilo en su carbono adyacente (alfa) como ocurre en las cetosas. Esto hace que las Reacciones de Fehling y Tollens no sean útiles para diferenciar aldosas de cetosas.

El carácter reductor de las cetosas ha sido explicado como un efecto del medio alcalino en que se encuentran estos reactivos. Se ha encontrado que los álcalis diluidos producen en estas moléculas una parcial ISOMERIZACIÓN que transforma moléculas de cetosa en aldosa.

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CH2OH | C = O Cetosa |

H - C - OH

↑↓ CHO CHOH CHO

HO - C - H C - OH H - C - OH

| | | H - C - OH H - C - OH H - C - OH

(A) "ENO-DIOL" (A´)

(A) y (A´) = ALDOSAS Epímeras en C-2

Son estas aldosas las causantes del poder reductor. Los azúcares no reductores serán aquellos cuyo grupo carbonilo está enlazado (formando acetales) y no contienen grupo carbonilo libre ni potencial.

FENILOSAZONAS

Los azúcares reductores en solución reaccionan con la Fenilhidracina formando sólidos cristalinos que por tener forma definida y punto de fusión característicos, son muy utilizados en la identificación de un azúcar desconocido.

CHO CH = N - NH -

N - NH -

H2N - NH NH2

+ 3 + + NH3 + 2H2O

CH2OH CH2OH D-Glucosa Glucosazona Anilina

97


HIDRÓLISIS DE Di Y POLISACÁRIDOS Los di, oligo y polisacáridos pueden ser degradados o hidrolizados hasta transformarlos en las unidades - monosacáridos - que los constituyen. La hidrólisis puede realizarse por métodos químicos (en el laboratorio) o mediante enzimas (en los organismos vivos). La hidrólisis química requiere, generalmente, de catalizadores (por ej. ácidos minerales) y calor. La hidrólisis enzimática tiene carácter selectivo.

La hidrólisis de un disacárido como la sacarosa, puede representarse así:

C12H22O11 + H2O C6H12O6 + C6H12O6 Sacarosa D-Glucosa D-Fructosa

La Hidrólisis de un polisacárido como el almidón produce azúcares de peso molecular cada vez menor, hasta convertirse íntegramente en monosacárido:

PARTE EXPERIMENTAL

1. Ensayo de Molish: Reconocimiento de Glúcidos

Este ensayo es positivo con todos los carbohidratos solubles. Colocar en un tubo de ensayo 15 gotas de glucosa al 0.1% y añada 2 gotas de solución de α-naftol. Agregar cuidadosamente H2SO4 concentrado de tal manera que resbale lentamente por la pared interna del tubo de ensayo (adición "en zona"). La formación de un anillo de color púrpura en la interfase nos indica que la reacción es positiva. Repita con la sacarosa, solución de almidón y muestra problema.

2. Ensayo de Fehling: Determinación del Poder reductor

Muestras: Soluciones acuosas al 10% de: Glucosa, Fructosa, Sacarosa, y Almidón. En cada uno de los cinco tubos de ensayo mezcle 15 gotas de solución Fehlig A con 15 gotas de solución Fehling B. Adicionarle 15 gotas de solución de los azúcares indicados y la muestra problema. Agite para homogenizar. Introduzca los tubos en un baño previamente calentado, y continúe el calentamiento. Observe si hay cambios de color y formación de precipitado rojizo caliente un máximo de 5 minutos.

3. Formación de osazonas

Aproximadamente 0.2g de glucosa y 0.4g de clorhidrato de fenilhidracina y 0.6 g de acetato de sodio y añada 5 cc de agua. Sumérjalo en un baño de agua

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caliente por 1.5´, saque y agite. Continúe calentando. Después de los 20´de calentamiento aparecen los cristales de osazona.

4. Hidrólisis de la sacarosa

Colocar en 2 tubos de ensayo 20 gotas de sacarosa al 5% a uno de ellos agregarle 3 gotas gotas de HCl concentrado, caliente ambos tubos en b.m. por 5´. Enfríe y agregue una solución saturada de carbonato de sodio hasta neutralizar. Hacer prueba de Fehling en los 2 tubos de ensayo. Anote y explique lo ocurrido.

5. Hidrólisis de almidón

Agite 1 g de almidón en unos 10 mL de agua fría y vierta esta suspensión lechosa en 150 mL de agua a ebullición. Se formará una solución coloidal.

Saque 1 mL de esta solución, enfríela y adicione 1 ó 2 gotas de Lugol, observar la coloración intensamente azul característica del almidón con este reactivo (guarde el tubo en su gradilla).

Al resto de la solución adiciónele 30 gotas de ácido clorhídrico concentrado y manténgala a ebullición con llama baja. Cada 3 minutos tome dos muestras de la solución (de 1 cc c/u) en tubos de prueba: En uno de ellos realice el ensayo de Fehling y al otro tubo enfriarlo y agréguele 1 gota de LUGOL. Coloque los 2 tubos en su gradilla, observe y anote la coloración con Lugol y si hay precipitado rojo en el ensayo de Fehling.

Estos ensayos deben realizarse hasta que la coloración con el lugol y el ensayo de Fehling nos indiquen que todo el almidón se ha transformado en glucosa.

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Nombre del laboratorio: CURSO: QUÍMICA ORGÁNICA Mesa N° PROFESOR: Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 10: Propiedades generales de los carbohidratos o glúcidos

COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los glúcidos o carbohidratos.

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los glúcidos en general. Mostrar el poder reductor de algunos azúcares. Verificar por métodos químicos la hidrólisis de la sacarosa y almidón.

1. Reconocimiento de los glúcidos. Ensayo de Molish

Molish Observación

Glucosa

Fructosa

Sacarosa

Almidón



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Evaluación:

¿Cómo verifica que los compuestos dados son carbohidratos o glúcidos?.

Proponga una reacción general de identificación de glúcidos utilizando un polisacárido.

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema, por qué?

2. Poder reductor: ensayo de Fehling y Tollens. Formación de osazonas

Fehling Fenilihidracina Observación

Glucosa

Fructosa

Sacarosa

Almidón


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Evaluación:

¿Cómo se comprueba el poder reductor de un glúcido?.

¿Por qué se dice que un glúcido es reductor?

¿ A qué se debe que un glúcido no tiene poder reductor?

¿ Su muestra problema es un glúcido reductor?. Explique

¿Existe alguna correlación entre la formación de osazonas y el poder reductor?

102


3. Hidrólisis de la sacarosa

R. Fehling

Observación

Sacarosa

Sacarosa hidrolizada

Evaluación :

¿Cómo comprobó que la sacarosa se encuentra hidrolizada?.

¿Existirá algún cambio en sus propiedades físicas y químicas en la sacarosa hidrolizada?.

Hidrólisis de almidón

Tiempo (min)

0 3 6 9 12 15 18 21

Lugol

Fehling

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Evaluación

¿Cómo visualizas la hidrólisis del almidón?.

¿Cómo es el comportamiento del reactivo de Lugol durante el proceso de hidrólisis?.

¿Cuáles fueron las condiciones de hidrólisis?.

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CUESTIONARIO 1. Indique cuáles de los siguientes glúcidos son reductores

a) D-Alosa e) Lactosa b) D-Arabinosa f) Maltosa c) Glucógeno g) Sacarosa d) Celulosa h) D-Ribosa

2. ¿Cuál es la principal utilidad de los siguientes ensayos? a) Reacción de Fehling b) Reacción de Schiff c) Formación de osazonas d) Determinación de la rotación óptica

3. Dibujar las estructuras de los glúcidos que dan la misma osazona que la

D-Ribosa. 4 . E x p l i q u e p o r q u é l a s c e t o s a s d a n r e a c c i ó n p o s i t i v a c o n e l r e a c t i v o d e F e h l i n g .

5. Dar las nomenclaturas y estructuras de los productos orgánicos de la reacción entre el reactivo de Fehling y los siguientes glúcidos:

a) D-Arabinosa c) D-Altrosa b) D-manosa d) D- Sacarosa

6 . E x p l i q u e , a l m e n o s t r e s r e a c t i v o s , q u e s e u t i l i z a n p a r a r e c o n o c e r a l o s a z ú c a r e s r e d u c t o r e s .

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AMINOÁCIDOS Y PROTEÍNAS

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2

INTRODUCCIÓN

Las proteínas, junto con los carbohidratos y los lípidos constituyen los 3 grupos de compuestos de mayor importancia en los sistemas biológicos.

Químicamente las proteínas, son polímeros naturales (su peso molecular puede ser de varios millones) cuyas unidades (monómeros) son los aminoácidos. Son mucho más complejos que los polisacáridos porque, a diferencia de éstos, las unidades que forman las proteínas no son idénticas.

Se diferencian casi siempre por la estructura diferente del grupo -R, el que puede ser alifático, alicíclico, aromático, heterocíclico, etc., pudiendo además contener otros grupos funcionales o grupos amino o carboxilo adicionales.

Los aminoácidos se unen mediante un enlace tipo amida (conocido como ENLACE PEPTÍDICO) entre el carboxilo de una unidad y el grupo amino de la otra, formando así los: dipéptidos, tripéptidos, etc., cuando el peso molecular es mayor se llaman polipéptidos (PM hasta unos 10,000). Si la cadena es aún más grande, toman el nombre de proteínas.

R O R´ O H R O H R´ O

H | || H | || -H |O | || | | || N-CH-C-OH + N - CH - C - OH -N-CH -C-N-CH-C-

H H

Enlace peptídico

R - CH - COOH | NH2

↑↓ -OH H+

R - CH - COO- R - CH - COO- R - CH - COOH | | | NH2 H+ +NH3 -OH +NH3

Forma Sal interna Forma

Aniónica "Zwitterion" Catiónica o básica o ácida

Desnaturalización de proteínas

Se da este nombre a todo proceso que, sin ruptura o formación de enlaces químicos o de valencia, determina una modificación en las propiedades de la proteína nativa;

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es decir, en este proceso no se alteran los enlaces peptídicos, manteniéndose también la secuencia u orden en que están unidos los aminoácidos. Se modifican únicamente el ordenamiento espacial de la cadena por destrucción (principalmente) de los numerosos puentes de hidrógeno que mantienen esta disposición geométrica.

Las proteínas desnaturalizadas son químicamente más reactivas y más fácilmente hidrolizadas por enzimas. Si se trata de proteínas con actividad biológica, ésta desaparece por la desnaturalización. Para muchas proteínas, el aspecto más visible de su desnaturalización es la disminución de su solubilidad en agua produciéndose la coagulación.

La desnaturalización puede realizarse por acción del calor y al colocar la proteína a un pH muy alto (mayor que 10) o muy bajo (menos que 3) por adición de ácidos o álcalis concentrados.

También puede ser producida por algunos solventes orgánicos como alcohol o cetona. Si la acción de estos agentes es prolongada, el proceso se hace irreversible, no pudiendo la proteína volver a su estado primitivo.

REACCIONES DE COLORACIÓN

Reacción con ninhidrina

Los aminoácidos en solución acuosa, calentados con ninhidrina (Hidrato de tricetohidrindeno) dan un producto de condensación de color violeta o violeta azulado. Con esta reacción podemos identificar grupos aminos libre en posición α.

Reacción xantoproteica

Esta reacción se debe a la presencia de grupos bencénicos en ciertos aminoácidos. El ácido nítrico en presencia de esos grupos aromáticos da lugar a la formación de derivados nitrados de color amarillo que por alcalinización intensifican su color.

Prueba de Millon

Es una prueba característica para restos fenólicos, dando una coloración rosa salmón: el reactivo de Millón es una mezcla de mercurio y ácido nítrico (nitrato mercurioso y mercúrico)

Prueba para aminoácidos azufrados

Todos los aminoácidos azufrados o proteínas que tengan restos de estos aminoácidos reaccionan con el acetato de plomo en medio alcalino formándose el sulfuro de plomo,

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tomando la solución un color marrón o gris oscuro. Esto se debe a que el azufre se libera en medio alcalino y a ebullición, formando la sal de plomo.

Reacción de Biuret

Las proteínas y péptidos que contienen por lo menos 3 unidades aminoácidos (2 enlaces peptídicos) dan una coloración violeta característica al reaccionar (en medio alcalino) con una solución de sulfato cúprico.

Esta prueba es muy sensible, utilizada para detectar la presencia de enlaces peptídicos y también en la determinación cuantitativa de proteínas. Es negativa con los dipéptidos y con los aminoácidos libres.

PARTE EXPERIMENTAL

1. Reacción de ninhidrina

Tomar 3 tubos de ensayo y agregar por separado 15 gotas de Glicina , albúmina y muestra problema agregar a cada uno de ellos 2 gotas de la solución de ninhidrina al 0.3%. Calentar a baño maría, unos minutos y observar. Se considera positiva la reacción si la solución toma un color violeta.

2. Reacción xantoproteica

En 4 tubos de ensayo colocar 15 gotitas de tirosina, glicina, albúmina y muestra problema. Añadir 1 mL de ácido nítrico concentrado. Calentar por unos minutos y observar. Agregue a cada uno de los tubos 1 mL de hidróxido de sodio al 20%, observe.

3. Prueba de Millon

En cuatro tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, tirosina, albúmina y de muestra problema y agregar a cada uno de ellos 5 gotas del reactivo de Millón, calentar por unos minutos y observar. La aparición de un color rosa salmón o rojo nos indica que la prueba es positiva.

4. Prueba para aminoácidos azufrados

En 4 tubos de prueba colocar 15 gotas de glicina, cisteína, albúmina y su muestra problema. Luego agregar ocho gotas de NaOH al 40% y calentar. Añadir V gotas de acetato de plomo al 10%. Observar si cambia de color.

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5. Reacción de Biuret

En cada uno de 4 tubos ensayos se le adiciona por separado 15 gotas de glicina, cisteína de solución de albúmina y la muestra problema. Añadir 10 gotas de hidróxido de sodio al 10%, luego dos gotas de solución de sulfato de cobre al 1%. Observar el color que se forma. Repetir el ensayo con un aminoácido y su muestra problema.

6. Desnaturalización de la albúmina

En cada uno de 5 tubos de ensayo colocar 20 gotas de solución de albúmina. Uno se calienta poco a poco observando la temperatura aproximada a la que tiene lugar de la coagulación.

Al segundo tubo se adiciona 30 gotas de alcohol (etílico) Al tercer tubo adicionar unas gotas de ácido clorhídrico concentrado Al cuarto tubo añadir ácido nítrico concentrado Al quinto tubo, solución concentrada de hidróxido de sodio Anotar en qué casos se produce la coagulación

7. Precipitación de proteínas mediante cationes

A seis tubos adicionar las siguientes soluciones:

a) 20 gotas de agua b) 20 gotas de solución de albúmina c) 20 gotas de agua más 3 gotas de ácido clorhídrico 10% d) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de ácido clorhídrico al 10% e) 20 gotas de agua más 3 gotas de solución de NaOH al 10% f) 20 gotas de solución de albúmina más 3 gotas de solución de NaOH al

10%.

Observe que los 6 tubos constituyen 3 parejas: a con b; c con d y e con f. Los miembros de cada pareja se diferencian únicamente en que mientras un tubo tiene solución de proteína, en el otro ésta se ha sustituido por agua destilada. Los tubos con agua (a,c y e) constituyen el "blanco" o patrón de comparación de aquellos que tienen proteína. Una de las parejas están en medio neutro, la otra en medio alcalino y la otra en medio ácido. Los ensayos en blanco (sin proteína) son necesarios para determinar si el efecto observado se debe realmente a la precipitación de la proteína o es el hidróxido metálico el que está precipitando.

A continuación, adicione a cada tubo 2 mL de solución de sulfato de cobre al 10%, agite los tubos y observe los resultados, haciendo las comparaciones por


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parejas. Anote los tubos en los que se cree ha habido precipitación de la proteína.

8. Precipitación de proteínas mediante aniones

En este ensayo no se necesita preparar o hacer pruebas con blancos o patrones, porque acá no hay las interferencias del caso anterior. Por ello, se prepara únicamente 3 tubos idénticos a los tubos b,d y f del ensayo anterior. A cada uno se adiciona 2 gotas de solución de Ferricianuro de potasio, observe el tubo que presente precipitado de proteína.

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Integrantes: 1) 2)

3) 4)

PRÁCTICAS N° 11: Propiedades generales de los aminoácidos y

proteínas

COMPETENCIA: Dar a conocer las características más importantes de los aminoácidos y proteínas

COMPETENCIA ESPECÍFICA : Reconocimiento de los -aminoácidos. Determinación de los grupos R en aminoácidos y proteínas. Mostrar el carácter anfotérico mediante reacciones químicas.

1. Identificación de α- aminoácidos libres. Reacción de ninhidrina Ninhidrina Observación ⟨-Aminóacido Albúmina Muestra Problema N°

Evaluación:

¿Cómo verificó la presencia de α-aminoácidos libres?

¿Por qué la albúmina , no tuvo el mismo comportamiento?

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Millon Observación

Tirosina

Glicina

Albúmina


2- Reconocimiento de R: anillos aromáticos. Reacción Xantoproteica

Xantoproteica Observación Tirosina

Glicina

Albúmina


Evaluación:

¿De qué manera identificó que el aminoácido y la proteína cuenta con restos bencénicos?.

¿La albúmina tiene restos bencénicos?

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.

2. Reconocimiento de restos fenólicos. Prueba de Millon

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Evaluación:

¿Cómo verificó la presencia de restos fenólicos?

¿Si en la prueba xantoproteica dio positiva la reacción, necesariamente la misma muestra tiene que dar positiva la prueba de Millon?

¿Si una muestra da positiva la prueba de Millon, necesariamente tiene que dar positiva la prueba Xantoproteica?


4. Prueba para aminoácidos azufrados

Acetato de plomo/ NaOH

Observación

Cisteína

Glicina

Albúmina


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Evaluación:

¿De qué manera verificó la presencia de restos azufrados en aminoácidos y proteínas?.

¿A qué se debe el color marrón-gris característico de esta prueba?.

¿A qué conclusión llegó con su muestra problema?.

5. Reconocimiento de enlaces peptídico. Reacción de Biuret

Biuret Observación

Cisteína

Glicina

Albúmina Muestra problema N°

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Evaluación:

¿En las pruebas realizadas con el reactivo de Biuret, encontró alguna diferencia con cada una de las muestras ensayadas?. ¿Cómo lo diferenció?.

¿Su muestra problema tiene enlaces peptídico?

Desnaturalización de la albúmina

Temperatura (°C)

Alcohol etílico

Ácido clorhídrico (concentrado)

Ác. Nítrico (Concentrado)

Soluc. Conc. de NaOH

Precipitación de proteínas mediante cationes y aniones

Cu2+

[Fe(CN)6]3-

20 gotas de agua

20 gotas de sol. de albúmina

20 gotas de agua más 3 gotas de HCl (10%)

20 gotas de sol. de albúmina más 3 gotas de HCl (10%)

20 gotas de agua más 3 gotas de NaOH (10%)

20 gotas de sol. de albúmina + 3 gotas de NaOH (10%.)

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Evaluación:

¿En cuál de los tubo precipitó la proteína con : el Cu2+?

¿En tubo precipitó la proteína con el anión ferricianuro?

¿Qué ocurrió en el quinto tubo de ensayo?

Formule una ecuación química, para cada uno, que explique estas reacciones.

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CUESTIONARIO 1. ¿Con cuál de los reactivos empleados en la práctica se utiliza para verificar la

presencia de α-aminoácidos en una hidrólisis de la proteína?. 2. ¿Cuál es el grupo responsable de la reacción positiva con la prueba

Xantoproteica? 3. ¿Cómo comprobaría que la albúmina de huevo contiene aminoácidos con

restos fenólicos? 4. ¿Cuál o cuáles de los siguientes aminoácidos dan positiva con el reactivo de

Xantoproteica?

a) Triptófano d) Fenilalanina b) Tirosina e)Metionina c) Histidina f) Glicina

5. ¿Con qué prueba reconocería, los enlaces peptídicos de una proteína?

6. Si se tiene una solución neutra de proteína y se le añade algunos mL de soda al

10%. Indicar si precipita la proteína al añadir unos mL de: a) Ferricianuro de potasio b) Sulfato de cobre (II)

7. Explique a qué se debe el fenómeno de la desnaturalización de las proteínas.

8. ¿Por qué el ácido nítrico produce una coloración amarilla cuando se pone en

contacto con un pedazo de cabello o piel? 9. ¿Cómo separaría Ud. a los aminoácidos contenidos en una mezcla?

10. Aplicación de la reacción con la ninhidrina en la cromatografía. Explique.

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Bibliografía

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3. Mc Murray, John Química Orgánica. Ed. IBEROAMÉRICA. México. 2007

4. Morrison, Robert y Boyd, RQuímica Orgánica. Ed. ADDISON- WESLEY IBEROAMERICANA. EUA. .2006.

5. S olomons, T.W. Química Orgánica. Ed. LIMUSA. México. 2000

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