Capítulo 7

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PRIORIDADES PARA LA CONSERVACIÓN EN EL ÁMBITODE LOS HELECHOS EN CASTILLA-LA MANCHA

Ana M. Ibars Almonacil1, Miguel Ángel Gómez-Serrano2, Olga MayoralGarcía-Berlanga1, 3 y Elena Estrelles Perpiñá1

1Dpto. de Botánica. ICBiBE - Jardí Botànic de la Universitat de València2Dpto. Ecosistemas Agroforestales. Universidad Politécnica de Valencia.

3Instituto de Investigación para la Gestión Integrada de Zonas Costeras (IGIC). Dpto.Ecosistemas Agroforestales. Universidad Politécnica de Valencia.

1. INTRODUCCIÓN

Los Pteridófitos son un grupo heterogéneo de plantas vasculares cuyareproducción se lleva a cabo mediante esporas. Se les ha venido incluyendo enla división Pteridophyta, formada por las clases Lycopsida, Equisetopsida,Psilotopsida, Ophioglossopsida y Filicopsida.

Existe una imagen estereotipada de los Pteridófitos como habitantes de rinconesumbrosos y húmedos, aunque realmente viven en una gran variedad de hábitats,desde alta montaña hasta superficies rocosas o láminas de agua,frecuentemente asociados a ambientes de elevada humedad.

Sin embargo, los Pteridófitos pueden considerarse especialistas en hábitatsmarginales, mostrándose eficaces en lugares donde ciertos factores ambientaleslimitan el éxito de las plantas con flor. Algunos dependen de asociacionesmicorrícicas con hongos, otros sólo crecen en determinados rangos de pH.Básicamente son cuatro los tipos de hábitats por los que los Pteridófitosmuestran cierta preferencia: bosques umbrosos, grietas protegidas de lainsolación en roquedos, zonas acuáticas o palustres y árboles sobre los que seinstalan especies epífitas. Aunque casi una tercera parte de los Pteridófitos anivel mundial son epífitos, se trata de un comportamiento propio de los bosquestropicales y en nuestro territorio no existe ninguna especie estrictamente epífita.

2. ESTADO ACTUAL DE CONOCIMIENTO DE LOS HELECHOS ENCASTILLA-LA MANCHA

Un somero análisis de la región de Castilla-La Mancha permite determinaraquellos emplazamientos con mejores condiciones para el asentamiento de lapteridoflora. Castilla-La Mancha ocupa la mayor parte de la Submeseta Sur,extensa llanura que conforma la parte sur de la Meseta Central. Pese a esto, nofaltan los paisajes montañosos como el Sistema Central (al norte), el SistemaIbérico (al nordeste) o Sierra Morena y los Montes de Toledo, al sur. A nivelhidrográfico, la región castellano-manchega es de una gran complejidad,repartiéndose entre siete cuencas hidrográficas diferentes: Tajo, Guadiana yGuadalquivir, que vierten sus aguas en el Océano Atlántico; y Júcar, Segura,

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Ebro y Turia que drenan hacia el Mar Mediterráneo. La variedad de tipos desubstratos incluye calizas y dolomías fuertemente carstificadas, muy bienrepresentados en el Sistema Ibérico, así como substratos eruptivos ymetamórficos (norte de Guadalajara y algunos enclaves del Sistema Ibérico),granitos degradados o lechos fluviales dominados por limos y arcillas.

Los Pteridófitos de la región reflejan esta diversidad geomorfológica y climática,con presencia de táxones eurosiberianos en las áreas septentrionales y lasmayores altitudes hasta los más termófilos de las zonas sureñas.

Una visión del número de especies y subespecies nativas de Pteridófitos ibéricosy baleares, siguiendo la propuesta de Castroviejo et al. (1986), muestra un totalde 122 taxones, 111 presentes únicamente en la Península Ibérica.

El estudio de la pteridoflora de Castilla-La Mancha arroja un total de 62 taxonesincluidos en 19 familias, siendo las familias de las Aspleniáceas (con 12 taxones)y Aspidiáceas (10) las mejor representadas (tabla 7.1). Esto supone la presenciadel 55,9% del total de Pteridófitos peninsulares para una región que ocupaúnicamente el 15,7% de la superficie peninsular. Sin embargo, se podría decirque es un patrón normal en la región mediterránea, ya que, por ejemplo, lalimítrofe región de Andalucía ofrece datos similares: posee 72 taxones, el 62%del total peninsular (Rodríguez et al., 2006), con una superficie algo mayor(17,3%).

Tabla 7.1. Especies de Pteridófitos presentes en Castilla-La Mancha

Familia(nº de especies) Especies presentes en Castilla-La Mancha

Adiantaceae (1) Adiantum capillus-veneris L.

Aspidiaceae (10)

Dryopteris affinis (Lowe) Fraser-Jenk., Dryopteris carthusiana (Vill.) H.P.Fuchs, Dryopteris expansa (Presl) Fras., Dryopteris dilatata (Hoffm.) A.Gray, Dryopteris filix-mas (L.) Schott, Dryopteris oreades Fomin,Dryopteris submontana (Fraser-Jenkins & Jermy) Fraser-Jenkins,Polystichum aculeatum (L.) Roth, Polystichum lonchitis (L.) Roth,Polystichum setiferum (Forsskal) Woynar

Aspleniacae (12)

Asplenium adiantum-nigrum L. Asplenium billotii F. W. Schultz, Aspleniumceltibericum Rivas-Mart., Asplenium fontanum (L.) Bernh., Aspleniumforeziense Le Grand, Asplenium onopteris L., Asplenium petrarchae(Guérin) DC., Asplenium ruta-muraria L., Asplenium septentrionale (L.)Hoffm., Asplenium trichomanes L., Ceterach officinarum Willd., Phyllitisscolopendrium (L.) Newman

Athyriaceae (4) Athyrium filix-femina (L.) Roth, Cystopteris dickieana R., Cystopterisfragilis (L.) Bernh., Gymnocarpium dryopteris (L.) Newman

Blechnaceae (1) Blechnum spicant (L.) Roth

Botrychiaceae (1) Botrychium lunaria (L.) Swartz

Cryptogrammaceae(1) Cryptogramma crispa (L.) Hooker

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195

Hemionitidaceae (2) Anogramma leptophylla (L.) Link, Cosentinia vellea (Ait.) Tod.

Hypolepidaceae (1) Pteridium aquilinum (L.) Kuhn

Isoetaceae (3) Isoetes histrix Bory, Isoetes setaceum Lam., Isoetes velatum A. Braun

Equisetaceae (8)

Equisetum arvense L., Equisetum hyemale L., Equisetum palustre L.,Equisetum ramosissimum Desf., Hippochaete ramosissima (Desf.) Borner,Equisetum telmateja Ehrh., Equisetum x moorei Newman, Equisetumvariegatum Schleich.

Lycopodiaceae (1) Lycopodiella inundata (L.) J. Holub

Marsileaceae (2) Marsilea strigosa Willd., Marsilea batardae Launert

Ophioglossaceae (3) Ophioglossum azoricum C. Presl, Ophioglossum vulgatum L.,Ophioglossum lusitanicum L.

Osmundaceae (1) Osmunda regalis L.

Polypodiaceae (3) Polypodium cambricum L., Polypodium interjectum Shivas, Polypodiumvulgare L.

Sinopteridaceae (6)Notholaena marantae (L.) Desv., Cheilanthes acrostica (Balbis) Tod.,Cheilanthes guanchica Bolle, Cheilanthes hispanica Mett., Cheilanthesmaderensis Lowe, Cheilanthes tinaei Tod.

Selaginellaceae (1) Selaginella denticulata (L.) Spring

Thelypteridaceae (1) Thelypteris palustris Schott

El listado de Pteridófitos ha sido elaborado en base a datos de campo de los autores, asícomo a una revisión bibliográfica: Gómez-Serrano & Mayoral (2003), Herrero et al.,(1995), Martín et al., (2003), Mateo et al., (2001), Mayor (1965), Montserrat (1982),Morales & Fernández-Casas (1989), Morales & Gamarra (1989), Mayor, (1965), Ríos etal., (1995).

A estas especies habría que añadir Azolla filiculoides, un helecho flotante noautóctono de la Península Ibérica perteneciente a la familia Azoláceas, que hainvadido diversas zonas de Castilla-La Mancha.

3. LEGISLACIÓN DE CASTILLA-LA MANCHA EN RELACIÓN A LOSHELECHOS

El Catálogo Regional de Especies Amenazadas (CREA; DOCM, 1998) incluyeun total de 28 especies de helechos, la mitad de las cuales entró a formar partedel mismo tras su ampliación en 2001 (DOCM, 2001) (tabla 7.2). El CREArepresenta uno de los catálogos regionales que mayor cobertura ha dado a laprotección de la flora de helechos en España. De hecho, un análisis de lasespecies bioindicadoras de ambientes de escasa cobertura, amenazados o deelevado interés para la conservación tan sólo dejaría fuera del catálogo a tresespecies. En primer lugar, Thelypteris palustris, presente en la Reserva fluvialdel Abedular del Valle del Beato, en los Montes de Toledo. Blechnum spicant,

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como indicadora de turberas y suelos higroturbosos de zonas ácidas, así comofrecuentemente asociada a bosques riparios y eurosiberianos de zonas silíceas.Por último, Dryopteris filix-mas, especie característica de comunidades vegetalessobre canchales y gleras de suelos ácidos, que aparece igualmente asociada asimas calizas, ambientes que se encuentran protegidos por el Catálogo deHábitats de Protección Especial de Castilla-La Mancha (CHPE).

Tabla 7.2. Especies de Pteridófitos protegidos por el Catálogo Regional de EspeciesAmenazadas (CREA) (incluyendo otras especies de interés para la conservación) yprincipales ambientes en los que se desarrollan.

Especie Familia CREAAño de

inclusiónen el CREA

Grupo de hábitat general

Aspleniumceltibericum

Aspleniaceae IE 1998 Roquedos y glerascalcáreos

Aspleniumforeziense

Aspleniaceae IE 1998 Roquedos y gleras silíceos

Athyrium filix-femina Athyriaceae IE 2001 Megaforbios

Blechnum spicant1 Blechnaceae no -Bosques riparios yeurosiberianos, turberasácidas

Criptogrammacrispa Criptogramaceae IE 1998 Bosques eurosiberianos

Cheilanthesguanchica

Sinopteridaceae IE 2001 Roquedos y gleras silíceos

Dryopteris affinis Aspidiaceae IE 2001 Bosques riparios yeurosiberianos

Dryopteriscarthusiana Aspidiaceae V 2001 Bosques eurosiberianos y

turberas ácidas

Dryopteris dilatata Aspidiaceae V 2001 Bosques eurosiberianos

Dryopteris expansa Aspidiaceae V 2001 Roquedos y gleras silíceosy turberas ácidas

Dryopteris filix-mas1 Aspidiaceae no - Bosques eurosiberianos,roquedos y gleras

Dryopteris oreades Aspidiaceae IE 2001 Roquedos y gleras silíceos

Dryopterissubmontana

Aspidiaceae V 2001 Roquedos y glerascalcáreos

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Equisetum hyemale Equisetaceae V 2001 Bosques eurosiberianos yturberas ácidas

Equisetum x moorei Equisetaceae V 2001 Bosques eurosiberianos

Gymnocarpiumdryopteris AthyriaceaE IE 1998 Bosques riparios

Osmunda regalis Osmundaceae IE 1998 Bosques riparios

Isoetes histrix Isoetaceae IE 1998 Lagunas temporales

Isoetes setaceum Isoetaceae IE 1998 Lagunas temporales

Isoetes velatum Isoetaceae IE 1998 Lagunas temporales

Phyllitisscolopendrium

Aspleniaceae V 2001 Simas y callejones umbríos

Botrychium lunaria Ophioglosaceae IE 1998 Turberas y pastizaleshigroturbosos

Lycopodiellainundata Lycopodiaceae IE 1998 Turberas ácidas

Ophioglossumazoricum Ophioglosaceae IE 1998 Turberas y pastizales

higroturbosos

Ophioglossumvulgatum

Ophioglosaceae IE 2001 Turberas y pastizaleshigroturbosos

Polystichumaculeatum Aspidiaceae IE 1998 Simas y callejones umbríos

Polystichumlonchitis Aspidiaceae IE 1998 Simas y callejones umbríos

Polystichumsetiferum Aspidiaceae V 2001 Roquedos y gleras calcáreos

Thelypterispalustris1 Thelypteridaceae no - Bosques riparios

Marsilea batardae Marsileaceae EN 2001 Lagunas temporales

Marsilea strigosa Marsileaceae IE 1998 Lagunas temporales

1. Especies que no se encuentran incluidas en el CREA.

CREA: Catálogo Regional de Especies Amenazadas: IE, De Interés Especial; V,Vulnerable; EN, En Peligro de Extinción.

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4. HÁBITATS DE INTERÉS PARA LOS HELECHOS EN CASTILLA-LAMANCHA

La totalidad de los helechos catalogados son característicos de un reducidonúmero de ambientes. La mayoría de ellos están asociados a hábitats protegidospor el Catálogo de Hábitats de Protección Especial de Castilla-La Mancha(CHPE), que gracias a la diversidad de ecosistemas que incluye, da cobertura ala mayor parte de las especies de helechos, y en concreto a todas las incluidasen el CREA.

La Tabla 7.3 muestra los hábitats del Catálogo de Hábitats de ProtecciónEspecial (CHPE) de Castilla-La Mancha que presentan especies característicasde helechos incluidos en el Catálogo Regional de Especies Amenazadas(CREA), así como las equivalencias de estos hábitats con los del CorineBiotopes y la Directiva Hábitat.

Tabla 7.3. Asociación entre las especies de Pteridófitos catalogados (CREA; incluyendootras especies de interés para la conservación) y los hábitats protegidos en Castilla-LaMancha (CHPE). Equivalencia con los códigos de la Directiva Hábitat y Corine.

Hábitats CHPE

Código de hábitat enlibro Vegetación

Protegida en Castilla-La Mancha

CódigoDirectivaHábitat

CódigoCorine Especies CREA

Blechnum spicant

Dryopteris affinis

Dryopteris filix-mas

Athyrium filix-femina

Thelypteris palustris2

Abedulares riparios 35.1.3 y 29.2.1 92B0 44.54

Gymnocarpium dryopteris

Osmunda regalisAlisedas 35.1.2 91E0* 44.51

Athyrium filix-femina

Bosques relictos de caráctereurosiberiano

Abedulares 29.2 41.B53 Dryopteris affinis

Hayedos 29.5.1 9120 41.129 Dryopteris filix-mas

Robledales albares 29.5 41.56 Dryopteris dilatata

Tejedas 29 9580* 42.A7 Dryopteris carthusiana

Acebares 29 9380 45.8 Blechnum spicant

Tremulares 29a 41.D Equisetum hyemale1

Tilares 29.3.1 9180* 41.4 y 41.84 Equisetum x mooeri1

Avellanares 29.4.4 Dryopteris filix-mas1

Rebollares

Polystichum aculeatum

Polystichum setiferum2

Dryopteris filix-mashúmedos ayllonenses 29.6.3 9230 41.6

Blechnum spicant

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centro-ibéricos 29.6.4 9230 41.6 Dryopteris filix-mas

Osmunda regalis

Dryopteris affinisLoreras 28.1.1 92D0 44.83

Athyrium filix-femina

Athyrium filix-femina

Dryopteris filix-mas

Polystichum aculeatumSaucedas silicícolas 35.1.4 92D0

44.84,44.142 y

44.12Blechnum spicant

Dryopteris carthusiana

Dryopteris expansa

Equisetum hyemale

Lycopodiella inundata

Turberas ácidas 21.1, 37.4. 38.2, 41.1,37.1 7140 y 7150

52, 54.6,54.425 y

22.45

Botrychium lunaria1

Ophioglossum vulgatum1Prados higrófilos de Moliniacaerulea 16.6 y 16.5 6410 37.31

Ophioglossum azoricum1

Turberas calcáreas 37.3 7230 54.2 Ophioglossum vulgatum1

Comunidades riparias ypalustres de grandes cáricesamacollados

25.2 y 25.1 53.21 Ophioglossum vulgatum

Comunidades megafórbicasde montaña 18.1 6430 37.8 Athyrium filix-femina1

Isoetes velatum

Isoetes setaceum

Isoetes histrix

Marsilea strigosa

Comunidades anfibias dehumedales estacionalesoligotróficos

14.4 3170*22.342,22.341 y22.323

Marsilea batardae2

Asplenium forezienseComunidades rupícolassilicícolas (no nitrófilas) 2.1, 3.7, 3.1 y 3.2 8220 62.2

Cheilanthes guanchica1

Dryopteris filix-mas

Dryopteris oreades

Dryopteris expansaComunidades glerícolassilicícolas de montaña 39.3.1 8130 61.37

Criptogramma crispa

Phyllitis scolopendrium

Polystichum aculeatum

Polystichum lonchitis1

Dryopteris filix-mas1

Asplenium celtibericum

Comunidades rupícolascalcícolas (no nitrófilas) 2.2 y 3.8 8210 62.1

Dryopteris submontana1

CREA: Catálogo Regional de Especies Amenazadas.CHPE: Catálogo de Hábitats de Protección Especial1. Especies asignadas por los autores a los hábitats a los que hace referencia la tabla,

ya que no aparecen citadas en el libro Vegetación Protegida en Castilla-La Manchaen estos ambientes.

2. Especies muy raras en la región y que aparecen puntualmente en el hábitat al quehan sido asignadas.

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Algunas especies como Athyrium filix-femina y Polystichum aculeatum soncaracterísticas de más de una comunidad vegetal. No obstante, si se desglosanlas comunidades vegetales en sus subtipos correspondientes, el 75% (21especies) de los helechos catalogados pueden considerarse restringidos a unsolo hábitat protegido (Tabla 7.3). Este hecho da una idea de la importancia dela conservación de cada uno de los tipos de vegetación para preservar ladiversidad de esta flora. Sin embargo, existen ambientes más ricos que otros enespecies catalogadas. Si se realiza una asociación de subtipos en grupos dehábitats homogéneos, por ejemplo reuniendo todos los bosques eurosiberianosen una categoría, se puede apreciar que un 33% corresponde a formacionesboscosas (bosques eurosiberianos y riparios) y un 31% a zonas rocosas (Figura7.1). La mayor fracción (36%), corresponde a hábitats asociados a lagunastemporales y zonas encharcadas, entendiendo por éstas turberas y pastizaleshigroturbosos ácidos (7 especies), turberas y pastizales higroturbosos básicos (1especie) y megaforbios ácidos (1 especie).

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Bosqueseurosiberianos

Bosques riparios Turberas Lagunastemporales

Roquedos, simasygleras calizos

Roquedosygleras silíceos

Figura. 7.1. Agrupación de las especies de helechos protegidas en Castilla-La Manchaen función de los ambientes en los que se desarrollan. La categoría turberas incluye lossiguientes tipos de ambientes: turberas y pastizales higroturbosos ácidos (7 especies),turberas y pastizales higroturbosos básicos (1 especie) y megaforbios ácidos (1 especie).Nótese que una especie podría contribuir a la suma de más de una categoría (ver tabla2).

Del análisis de las correlaciones entre especies de helechos catalogadas,incluyendo las tres especies para las que se propone su inclusión en el catálogo(Thelypteris palustris, Blechnum spicant y Dryopteris filix-mas), y hábitatsprotegidos, se puede concluir que la red de ecosistemas del Catálogo deHábitats de Protección Especial de Castilla-La Mancha es suficiente como marcolegal para la protección genérica de la flora de helechos. Esto no quiere decirque estas formaciones y especies se encuentren en buen estado deconservación en toda la geografía de la región. En primer lugar, deberíaampliarse la red de espacios protegidos de la región para dar acogida a ciertaspoblaciones de helechos amenazados, al menos bajo la categoría deMicrorreservas, algunas de las cuales ya disponen de los estudios previos, comoel Río Chico en Masegosa-Lagunaseca (Cuenca), que posee una excelentecomunidad de Athyrium filix-femina en varios megaforbios. Por otra parte, lainclusión de un hábitat o una especie en su correspondiente catálogo no siempre

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201

es una garantía directa de su conservación, al menos fuera de espaciosnaturales protegidos, donde los impactos humanos están sujetos a un menorgrado de control.

5. IMPACTOS Y AMENAZAS SOBRE LAS POBLACIONES DE HELECHOSEN CASTILLA-LA MANCHA

La tabla 7.4 muestra una matriz de actividades humanas o procesos naturales(en el caso de la colmatación) que afectan actualmente a la conservación de loshelechos en la región de Castilla-La Mancha. Se puede apreciar que existengrupos de hábitats más afectados por el conjunto de las amenazas descritas, enfunción del uso humano que se proyecta sobre estos ambientes y del grado deaccesibilidad de los biotopos que dan cobijo a las formaciones vegetales. Eneste sentido, los hábitats asociados a encharcamiento estacional y de elevadahumedad edáfica, sufren una suma de amenazas derivada del uso del suelopara su explotación por ganado, plantaciones productoras (por ejemplochoperas) o puesta en cultivo (con los consiguientes drenajes, contaminación porpesticidas, etc.), mientras que los hábitats asociados a roquedos y glerasafrontan pocos impactos humanos.

Analizando transversalmente los impactos sobre las comunidades vegetales ogrupos de hábitats a los que afectan, es evidente que existen actividadeshumanas más impactantes que otras. El pastoreo de ganado es, sin duda, unade las más transformadoras, dado que desencadena importantes cambios de lascomunidades vegetales como consecuencia de intensas tasas de ramoneo ytrasiego de animales. Una elevada acumulación de excrementos endeterminados enclaves, como en las lagunas temporales, favorece tambiéncambios en la vegetación como resultado de la alteración de la calidad del aguay de las redes tróficas, lo que puede desembocar en la extinción local de plantascomo Marsilea strigosa (Estrelles et al., 2001).

Figura 7.2 Marsilea strigosa

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202

Las poblaciones de helechos asociadas a hábitats de bosques eurosiberianos,turberas, megaforbios o pastizales higroturbosos, dependen con frecuencia de lapresencia de un estrato arbóreo que garantiza las condiciones de humedadedáfica que requieren para sobrevivir. Gran parte de estas formaciones seencuentran manejadas para su aprovechamiento maderero, lo que implica tareassilvícolas y la extracción periódica de parte de la cobertura y la consiguientesucesión a comunidades menos esciófilas. Los helechos de este tipo deformaciones tienden además a concentrarse en las zonas de vaguada, donde seacumula más humedad, lugares que coinciden precisamente con las zonas pordonde suele extraerse la madera a favor de pendiente en zonas abruptas.

Tabla 7.4. Tipos de impactos y amenazas a la conservación de los Pteridófitos enCastilla-La Mancha

Tipo de impactos yamenazas a la

conservación de losPteridófitos

Bosqueseurosiberianos

Bosquesriparios

Roquedosy gleras

Simas ycallejonesumbríos

Turberas ypastizales

higroturbosos

Lagunastemporales

Número degrupos dehábitats

afectados

Nº especies CREA1 8 5 9 3 9 5Pastoreo ganado(ramoneo, pisoteo,nitrificación, etc.)

+ + + + + + 6

Ramoneounguladossilvestres

+ + + 3

Roturación paracultivo + + + 3

Repoblacionesforestales + + + 3

Talas y arrastre demadera + + + 3

Silvicultura + + + 3Plantacionesproductoras + + 2

Herbicidas + 1Cubrimiento desimas (para evitarel acceso delganado)

+ 1

Desecación ydrenajes + + + 3

Colmataciónnatural + + + 3

Contaminación delagua + 1

Eutrofización + + 2

Canteras + 1Turismo (trasiegohumano)

+ + + 3

Espeleología + 1

Nº de amenazas alos hábitats 5 9 2 5 8 10

Se indica, para comparación, el número de especies del CREA, incluyendo las especiesno catalogadas: Thelypteris palustris, Blechnum spicant y Dryopteris filix-mas.

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La desecación o drenaje de zonas encharcadas es un fenómeno todavíafrecuente en zonas agrícolas y forestales, especialmente cuando no existe unuso ganadero asociado. A pequeña escala, por ejemplo, algunas canalizacionesde fuentes pueden producir la alteración local de algunas comunidades conhelechos por la desaparición del encharcamiento asociado.

Aunque la espeleología pueda parecer una actividad poco impactante sobre laflora de simas y callejones calizos, hay que considerar que las especies dehelechos más restringidas a estos hábitats, como Polystichum aculeatum yPhyllitis scolopendrium, con frecuencia sólo pueden colonizar escasos metroscuadrados en torno a la boca de la sima, donde llega algo de luz y se mantienenlas condiciones adecuadas de humedad para su desarrollo. El acceso a estassimas por parte de espeleólogos exige la instalación de puntos de anclaje delmaterial, lo que determina la dirección de descenso y el trasiego de personas porciertas repisas o paredes donde se instalan los helechos. Esta extinción local,probablemente asociada en este caso a un uso turístico, afectó a la población dePhyllitis scolopendrium de la Sima de Alcorón (Villanueva de Alcorón,Guadalajara), citada en 1977 (Muñoz Garmendia, MA 227173), aunquerecientemente se ha localizado en otra sima de la zona. Sin embargo, una de lasprincipales amenazas que afectan a los hábitats asociados a simas y callejones

calizos es su colmatación por ramas yrestos vegetales. Este cierre del acceso ala luz de la sima puede producirse a favorde pendiente en zonas forestales, dondeel aprovechamiento de la madera provocael abandono de los restos de la poda delos troncos cerca de la boca de la sima.Sin embargo, en algunas zonas se hadetectado que muchas simas estáncubiertas de ramas directamente por losganaderos para evitar la caída de reses.La restauración de estas cavidades,mediante la retirada de los materiales quelas cubren, favorecería el desarrollo de lascomunidades de helechos asociadas aeste tipo de ambientes.

Figura 7.3 Polystichum aculeatum en la bocade la sima de Orna (Villanueva de Alcorón,Guadalajara). La planta se localizaúnicamente por la zona donde descienden losespeleólogos. Foto: Olga mayoral y MiguelAngel Gómez-Serrano

Una de las principales amenazas que afectan a las especies de helechos mássensibles, especialmente a las asociadas a bosques riparios y eurosiberianos, esla fragmentación del hábitat. Las transformaciones del uso del suelo haciapastizales para ganado, agricultura, infraestructuras viarias (incluyendo pistasforestales), e incluso el cambio de condiciones ambientales derivado de laextracción de madera, produce un incremento considerable del “efecto borde”que desencadena la regresión de las especies más sensibles (Teixido et al.,2009).

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La presencia de especies exóticas invasoras es una amenaza que afecta sobretodo a la flora que se asienta sobre láminas de agua, siendo especialmentellamativo el caso de Azolla filiculoides, considerando como sinonimia A.caroliniana (Cirujano & Medina, 2002). Azolla filiculoides es un pteridófitoproveniente de América del Sur, naturalizado en amplias zonas de la Europatemplada, incluido en la Lista de Especies Invasoras de España como “especieinvasora incipiente” (Sanz Elorza et al., 2001), cuyas poblaciones pueden cubrirgrandes extensiones, llegando a desplazar a la flora autóctona gracias a uncrecimiento clonal muy eficaz. Sus principales efectos negativos son la reducciónde la cantidad de luz en el agua y de los niveles de oxígeno disuelto, viéndoseademás favorecida por la eutrofización. Está presente en varios enclaves deloeste de Castilla-La Mancha, concretamente de las provincias de Toledo yCiudad Real (Cantó, 2004; Carrasco & Blanco, 1997; Cirujano & Medina, 2002),sin llegar a causar serios daños por el momento sobre la pteridoflora, aunque esprevisible que se extienda a nuevos emplazamientos, propiciado por losmovimientos dispersivos o migratorios de las aves asociadas a ambientesacuáticos que las transportan en patas y plumas. Esta especie ya se haconvertido en problemática en otras zonas peninsulares como el ParqueNacional de Doñana (Vilà et al., 2008) o el Parque Natural de L´Albufera deValència (Vera et al., 2009).

6. ÁREAS PRIORITARIAS DE CONSERVACIÓN PARA LOS HELECHOS ENCASTILLA-LA MANCHA

La identificación de las áreas prioritarias para la conservación permite determinardónde es necesaria la aplicación de medidas de conservación específicasteniendo en cuenta aquellos territorios de especial relevancia que han quedadoal margen de las áreas protegidas.

Aún teniendo en cuenta que un análisis general de la región dejará fuera multitudde pequeños emplazamientos ricos en pteridoflora, creemos que una visiónglobal del territorio ayudará a determinar aquellas zonas de mayor relevanciapara este grupo vegetal, permitiendo detectar emplazamientos que han podidoquedar al margen de alguna figura de protección.

Los helechos que forman parte de comunidades rupícolas se localizan dispersosen escarpes situados en las zonas de orografía abrupta. Aquellos de litologíacalcárea, resultan más frecuentes en las áreas montañosas mesozoicas,destacando algunas áreas circundantes de la Sierra de Ayllón, Sierra deAltamira, Sierra de Pela, las sierras de Alcaraz y Segura y zonas del SistemaIbérico como la Serranía de Cuenca y el Alto Tajo. Estos ambientes estánsometidos a fuertes procesos erosivos cársticos que originan simas y cavidadesentre las que a nivel regional caben destacar las simas de Villanueva de Alcorón,la Ciudad Encantada y la Muela de la Madera (Uña-Las Majadas), todas ellas enel Sistema Ibérico y con presencia de Phyllitis scolopendrium y Polystichumaculeatum. Los helechos rupícolas encuentran también excelente refugio en loscañones fluviales, como los del Júcar y Cabriel o en mesetas y parameras comolas calizas pontienses de la Alcarria. Los roquedos y gleras silíceas conpresencia de Criptogramma crispa o diferentes especies del género Dryopterisresultan más exiguos en la región, sobre todo en el Sistema Ibérico, destacandosólo la Sierra de Valdemeca, dominada por afloramientos de areniscas del

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Bundsandstein donde se asientan buenas poblaciones de helechoseurosiberianos Dryopteris filix-mas, Athyrium filix-femina y Blechnum spicant. Sinembargo, en la Sierra de Ayllón abundan los sustratos de gneis, esquistos,pizarras y cuarcitas, ricos en especies de helechos amenazados. Por su parte,las áreas lusoextremadurenses paleozoicas y precámbricas de Toledo, CiudadReal y el extremo suroccidental de Albacete se caracterizan por afloramientos decuarcitas, pizarras, areniscas o granitos.

Resulta frecuente que las comunidades glerícolas silicícolas se solapen conbosques relícticos eurosiberianos, rebollares e incluso saucedas, situaciónfrecuente en la Sierra de Valdemeca o Sierra de Ayllón, hecho que enriquece lascomunidades de helechos de interés para la conservación.

Atendiendo a los Pteridófitos que se asientan en bosques eurosiberianos, éstosencuentran excelentes formaciones en la Sierra de Ayllón, donde se localizanespecies como Gymnocarpium dryopteris en el Parque Natural de la TejeraNegra, y en determinados emplazamientos del Sistema Ibérico, como la Sierrade Valdemeca o el río Chico o de la Hoz (Lagunaseca-Masegosa).

Las comunidades anfibias que se instalan en humedales estacionalesoligotróficos tienen su mejor representación en las zonas occidentales de lasprovincias de Ciudad Real y Toledo, con enclaves de gran interés como laslagunas del Campo de Calatrava, las rañas de los Montes de Toledo y losNavajos de Oropesa y Talavera. La presencia de Marsilea batardae, endemismopeninsular catalogado como En Peligro de Extinción, al sur de la provincia deCiudad Real en los ríos Guadalmez (Medina et al., 2002) y Montoso (Cirujano &Medina, 2002) confiere a estos enclaves gran importancia para la conservación.En el resto de provincias estas comunidades resultan mucho más raras,apareciendo dispersas en Guadalajara (lagunas al nordeste de Molina de

Figura 7. 4 Phyllitis scolopendriumen sima de la Ciudad Encantada(Cuenca). Foto: Olga mayoral yMiguel Angel Gómez-Serrano

Figura 7.5 Comunidad deAthyrium filix-femina enmegaforbio del Río Chico(Masegosa-Lagunaseca,Cuenca). Foto: Olga mayoral yMiguel Angel Gómez-Serrano

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Aragón, Puebla de Beleña (Isoetes setaceum), Charcas de Villaseca, Mesones,El Cubillo de Uceda, etc.). En Cuenca son muy escasas y en Albacete noexisten.

Las comunidades megafórbicas de montaña encuentran en la Sierra deValdemeca y en Río Chico o de la Hoz unas excelentes formaciones de Athyriumfilix-femina.

La presencia de Pteridófitos propios de turberas queda restringida a enclavesmuy localizados de la Sierra de Ayllón, Montes del Norte de Ciudad Real, Montesde Toledo y contados enclaves del Sistema Ibérico.

7. DIRECTRICES PARA LA CREACIÓN DE BANCOS DE GERMOPLASMA,GERMINACIÓN Y CONSERVACIÓN EX SITU DE PTERIDÓFITOS

El uso de técnicas ex situ para la conservación de plantas amenazadas enBancos de Germoplasma se ha incrementado desde su inclusión en el Conveniosobre Diversidad Biológica (UNEP 1992) y en la Estrategia Global para laConservación Vegetal (UNEP 2002). Estas técnicas deben ser consideradascomo un complemento a los esfuerzos que se llevan a cabo para mantener laconservación in situ.

Un banco de germoplasma vegetal es una colección de semillas, esporas, polen,tejidos, etc. que se conserva viable en unas condiciones óptimas para germinar ydesarrollarse hasta el estado adulto. En nuestro caso, la conservación dePteridófitos, requiere la recolección directamente de la naturaleza de fragmentosde planta con una diversidad genética representativa de la población quequeremos preservar. A partir de este material se obtendrán los tejidos o lasesporas para su conservación a medio o largo plazo con la finalidad de obtenerplanta viva destinada a planes de conservación y recuperación de ecosistemasnaturales amenazados.

Las condiciones de conservación utilizadas en bancos de germoplasma son muydiversas; para las esporas de helechos podemos recurrir a métodos deconservación húmeda o seca a 5ºC para periodos de conservación cortos(Quintanilla et al. 2002). También se ha ensayado la congelación a -20ºC,comúnmente utilizada en bancos de semillas, pero los resultados son muyheterogéneos y por lo tanto poco previsibles, de manera que no resultaadecuado como método de amplia aplicación para la conservación de esporas.

Al igual que los Briófitos, los Pteridófitos son buenos candidatos para lacriopreservación debido a sus características (Pence, 2008). Presentan unageneración esporofítica y otra gametofítica. El gametofito se puede reproducirpor fragmentación y se regenera con facilidad. Asimismo, algunos Pteridófitospresentan una tolerancia natural a la desecación, ello facilita la reducción deagua, precisa en los protocolos de crioconservación. Así pues, para periodos deconservación a medio o largo plazo, se recomienda utilizar métodos decriopreservación.

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Conservación ex situ de helechos s.l.El principal interés de la conservación a largo plazo de esporas de helechos enbancos de germoplasma es conseguir que sean viables y capaces de produciresporófitos que puedan ser luego utilizados en restauración de hábitats.

Los Pteridófitos producen grandes cantidades de esporas, lo que ha facilitado laexperimentación y la aparición de trabajos sobre la relativa rápida perdida deviabilidad de las esporas a lo largo del tiempo en condiciones ambientales, queoscila entre unos cuantos días (Equisetum sp.), algunos meses (Osmundaregalis) o incluso algún año en ciertas esporas clorofílicas; mientras en esporasno verdes su viabilidad varía entre unos pocos meses y una década (la mayoríade las especies) y, en algún caso extraordinario, varias décadas (Pellaea sp.,Marsilea sp.) (Lloyd & Klekowsky, 1970; Dyer, 1979; Page, 1979; Windham et al.,1986; Lindsay et al., 1992).

La autoecología de la especie es señalada como un factor importante paraestablecer los protocolos de conservación. En algún trabajo se analiza tambiénla sensibilidad a la desecación o el grado de ploidía. (Windham et al., 1986;Lindsay et al. 1992; Agrawal et al., 1993; Lebkuecher,1997; Simabukuro et al.,1998; Pence, 2000b; Constantino et al., 2000; Quintanilla et al., 2002; Aragón &Pangua, 2004; Ibars, 2007; Ibars et al. 2008).

Se han ensayado diferentes condiciones para mantener la viabilidad de lasesporas a lo largo del tiempo. Se ha probado las temperaturas usuales en losbancos de germoplasma (4ºC, -10ºC, -20ºC, -70ºC), también con métodos deconservación húmeda y métodos de conservación seca, así como con técnicasde crioconservación en nitrógeno líquido. La criopreservación suele utilizarsepara el almacenamiento entre -80ºC y -196°C, a largo plazo, de germoplasma deplantas en las que los métodos utilizados en los Bancos de semillas no resultanadecuados (Benson, 1999). A esta temperatura se detienen los procesoscelulares y las células o los órganos se almacenan en un estado de vidasuspendida, libres de patógenos o del riesgo de la deriva genética.

Mediante estos métodos se ha prolongado la viabilidad de esporas verdes delgénero Equisetum hasta 3 años (Jones & Hook, 1970), se ha conseguido queesporas de otras especies permanezcan almacenadas sin perder nada deviabilidad durante más de 12 meses (Lindsay et al. 1992; Quintanilla et al.,2002); y se ha logrado mantener viables esporas de Equisetum congeladas a -70ºC, y otras introducidas en nitrógeno líquido durante al menos 75 meses(Whittier, 1996; Pence, 2000b; Ballesteros et al., 2004; 2006).

Pero, finalmente, el método más relevante en la conservación de Pteridófitos porsu sencillez y eficacia a largo plazo, en un rango más amplio de especies, es lacriopreservación de esporas (Estrellés et al., 2003; Ibars et al. 2008).

La criopreservación de gametofitos de Pteridófitos es menos utilizada que enBriófitos, aunque los procesos descritos para ellos pueden ser igualmenteaplicados (Pence 2002; Wilkinson, 2002).

Los gametofitos de los Pteridófitos tienen alto poder de regeneración pero sutolerancia a la desecación, como grupo, es menor que la de los Briófitos aunque

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algunas especies si muestran cierta tolerancia a la desecación en correlacióncon su hábitat (Quirk & Chambers, 1981).

Pence (2000a) observa que el precultivo de los tejidos durante una semana en10 µM ABA incrementa ligeramente la supervivencia y favorece la tolerancia a ladesecación de gametofitos desecados y criopreservados sin encapsular.

La descongelación de tejidos encapsulados o sin encapsular es realizada atemperatura ambiente y las muestras se transfieren al medio de cultivo para surecuperación y desarrollo. El crecimiento se mide por el tejido verde que emergede la muestra criopreservada.

La crioconservación de esporofitos de Pteridófitos ha sido también ensayada contejidos del esporofito de Selagineláceas (Pence, 2001), dando mejor resultado eltrabajo con ápices de especies con cierta tolerancia natural a la desecación.Dada la gran cantidad de trabajos realizados con ápices de espermatofitos esesperable que puedan aplicarse sus protocolos a un amplio número de especiesde Pteridófitos. Pence (2008) incorpora en su trabajo la recopilación de variosprotocolos para la criopreservación de esporas y de gametofitos de Pteridófitos.

Protocolo experimental para la conservación de esporas de PteridófitosLa metodología para la conservación de esporas a largo plazo aplicada en elBanco de Germoplasma del Jardí Botànic de la Universitat de València es lasiguiente:

1.- Recolección de frondes

Obtención de los permisos pertinentes para asegurar la legalidad de larecolección.

Determinar la época de esporulación de la especie objetivo de la colecta.

Establecer un patrón de muestreo de individuos según el tipo depoblación.

Seleccionar frondes sanas con soros maduros, preferiblemente al iniciode la esporulación (el aspecto del indusio puede orientarnos, puescuando está maduro se enrolla mostrando los esporangios másexternos).

Descartar frondes sucias, con tierra o excesivamente húmedas.

Tomar muestras de 20 individuos de una población si es posible, paraasegurar la variabilidad genética, pero asegurando la pervivencia de laspoblaciones muestreadas. El sentido común debe regir en los muestreos.

Evitar mantener las frondes en bolsas de plástico durante mucho tiempopara prevenir el enmohecimiento.

Se puede hacer un pliego testigo para verificar la identificación hecha ydocumentar los datos de la recolección.

2.- Extracción de esporas

Distribuir las frondes limpias sobre pliegos de papel blanco satinado yprensar ligeramente en un ambiente seco y templado.

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Después de 3-4 días (debe acortarse el tiempo si se trata de esporasverdes) las esporas quedan sobre el papel observándose como polvofino.

Tamizar las esporas utilizando tamices de malla muy fina (20 m a 100-150 m) sobre un papel blanco limpio.

Transferir las esporas al contenedor de almacenaje, habitualmente botesde vidrio o crioviales, correctamente etiquetado.

Figura 7.6 . Esporada de Thelypteris palustres

3.- Almacenamiento de esporas

Existen varias condiciones posibles de almacenamiento más o menosadecuados según el tipo de espora, la especie y el plazo que pretendemosconservar el material. En los bancos de germoplasma se aborda la conservacióna medio o largo plazo, más de diez años.

Las esporas verdes o clorofílicas, de vida corta, deben ser conservadasen nitrógeno líquido o en ultracongeladores (-80ºC).

Las esporas no verdes se almacenan en contenedores herméticos devidrio a 5 ºC en programas de conservación a medio plazo.

A largo plazo sólo es totalmente efectiva la ultracongelación. Otras temperaturasutilizadas habitualmente en bancos de conservación, como -20ºC son efectivas ono dependiendo de las especies. Se requieren estudios específicos paraoptimizar los resultados.

4.- Viabilidad de la muestra. Pruebas de germinación

La siembra de esporas se realiza en placas petri con medio nutritivo conagar al 1% (Dyer, 1979) y se incuban a temperatura e iluminacióncontroladas. Las condiciones óptimas serán similares a las que

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encontramos en su medio natural. De forma genérica se utilizan 20ºC,fotoperíodo 12/12 h e intensidad lumínica entre 25-125 µmol m-2 s-1.

Los recuentos se realizan sobre 100 esporas al azar semanalmente,hasta que se observa la finalización del proceso germinativo, dando porgerminadas las esporas de las que surge el rizoide primario o la primeracélula clorofílica. Para que el resultado sea estadísticamente significativose recomienda establecer al menos cuatro replicas.

Figura 7.7 Germinación esporas r

Figura 7.8 Protalo lamina

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Figura 7.9. Protalos con gametangios: A: aparición de los gametangios, B:protalo con arquegonios, C: detalle de los arquegonios, D: detalle de losanteridios.

(Las fotografías del microscopio electrónico de barrido han sido realizadas en el Departamento deMicroscopia Electrónica del S.C.S.I.E. de la Universitat de València)

5.- Cultivo de plántulas

Tras la germinación se desarrollan prótalos que pueden repicarse a tierracon la ayuda de una lanceta o pinzas para que continúe su desarrollo.

Se recomienda realizar riegos frecuentes con un spray para favorecer elproceso de fecundación y la aparición de la fase esporófitica.

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En esta fase se observará ya la aparición de frondes. Llegado este puntoes necesario individualizar en macetas y mantener los jóvenes helechosen invernadero para, progresivamente, realizar una aclimatación previa altransplante al medio natural.

Figura 7.10 Repicado de protalos atierra

Figura 7.11 Aparición de los esporofitos

Figura 7.12 y 7.13 Refuerzo poblacional en su lugar de origen

Banco de esporas en el suelo

Para completar las distintas opciones de conservación de estos grupos debemosconsiderar la existencia de bancos de esporas en el suelo. La utilización de losbancos de esporas en el suelo puede ser muy útil para refuerzos poblacionales ypara incrementar la diversidad genética, especialmente en especiesamenazadas con poblaciones muy reducidas, y como primera opción en larecuperación de esporas para la reintroducción de especies en lugares en losque se observa la desaparición de poblaciones. En segundo lugar lapreservación y cultivo de muestras de suelo se puede considerar como unaalternativa para la conservación ex situ de esporas a corto plazo.

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En estos casos se deben recolectar muestras de suelo de las localidadesclásicas, realizar pruebas de germinación y cultivar las plántulas. Existenmúltiples experiencias en Pteridófitos (Dyer & Lyndsay, 1992, 1996; Dyer, 1994).Un ejemplo destacable de recuperación de una población desaparecida es el deChristella dentata (Forsskal) Brownsey & Jermy en el Parque Natural de losAlcornocales (Rodríguez-Hiraldo et al., 2006).

De esta forma los bancos de esporas en el suelo constituyen un soporte a laconservación de especies amenazadas formando colecciones alternativas ex situtanto de esporas como de gametofitos y esporofitos.

BIBLIOGRAFÍAAgrawal, D.C., S.S. Pawar & A.F. Mascarenhas. 1993. Cryopreservation of

spores of Cyathea spinulosa Wall. ex Hook. f. - An endangered tree fern.J. Plant Physiol., 142: 124-126.

Aragón, C.F. & E. Pangua. 2004. Spore viability under different storageconditions in four rupicolous Asplenium L. taxa. American Fern Journal94: 28-38.

Ballesteros, D., E. Estrelles & A.M. Ibars. 2004. New data concerningpteridophytic spore conservation in germplasm banks. Planta Europa IVProceedings http://www.nerium.net/plantaeuropa/Proceedings.htm

Ballesteros, D., E. Estrelles & A.M. Ibars. 2006. Responses of Pteridophytespores to ultrafreezing temperatures for long-term conservation inGermplasm Banks. Fern Gazette 17(5): 293 – 302.

Benson, E.E., 1999. Cryopreservation. In: Benson, E.E. (ed.), 1999 - PlantConservation Biotechnology. Taylor & Francis, Ltd, London.

Cantó, P. 2004 Estudio fitosociológico y biogeográfico de la sierra de SanVicente y tramo inferior del valle del Alberche (Toledo, España), Lazaroa25: 187-249.

Carrasco, M. A. & Martín, C. J. 1997. Notes florístiques i corològiques 815-824,Collect. Bot. (Barcelona) 23: 155-156.

Cirujano, S. & Medina, L. 2002. Plantas acuáticas de las lagunas y humedalesde Castilla-La Mancha. Real Jardín Botánico, CSIC y Junta deComunidades de Castilla-La Mancha. Madrid.

Constantino, S., L.M. Santamaria & E. Hodson. 2000. Storage and in vitrogermination of tree fern spores. Botanic Gardens Micropropagation News,2(4): 58-60.

DOCM. 1998. Diario Oficial de Castilla-La Mancha de 15-05-1998. Decreto33/1998, de 05-05-98, por el que se crea el Catálogo Regional deEspecies Amenazadas de Castilla-La Mancha. DOCM. 22/1998: 3391-3398.

DOCM. 2001. Diario Oficial de Castilla-La Mancha de 13-11-2001. Decreto200/2001, de 06-11-2001 por el que se modifica el Catálogo Regional deEspecies amenazadas. DOCM. 119/2001: 12825-12827.

Dyer, A.F. 1979. The culture of fern gametophytes for experimental investigation.In: Dyer AF (ed.) The experimental biology of ferns. Academic Press.London.

Dyer, A. F. 1994. Natural soil spore banks: can they be used to retrieve lostferns?. Biodiversity and Conservation 3:160–175.

Capítulo 7

214

Dyer, A.F. & S. Lindsay. 1992. Soil Spore Banks of Temperate Ferns, AmericanFern Journal 82(3): 89-122.

Dyer, A.F. & S. Lindsay. 1996. Soil spore banks-a new resource for conservation,In: J.M. Camus, M. Gibby & R.J. Johns (eds.) Pteridology in Perspective.Royal Botanic Gardens, Kew. U.K.

Estrelles, E., Ibars, A. M. & Herrero-Borgoñón, J. J. 2001. Situación de laspoblaciones valencianas del género Marsilea: medidas para suconservación. Bot. Complut. 25: 241-249.

Estrelles, E., N. Fuentes, J. Prieto, M. Boscaiu, D. Ballesteros, & A.M. Ibars.2003. Threatened Valencian Flora: Initiatives for its Conservation. In:Smith, R.D., Dickie, J.B., Linington, S.H., Pritchard, H.W. & Probert, R.J.(Eds.). Seed conservation: Turning into Practice. Royal Botanic GardensKew. U.K.

Gómez Serrano, M. A. & Mayoral, O. 2003. Aportaciones a la flora de Cuenca, I,Flora . Montib. 24: 33-42.

Herrero, A., Escudero, A. & Pajarón, S. 1995. Notas florísticas de la Sierra delRelumbrar (Albacete y Ciudad Real), Stud. Bot. Univ. Salamanca 14: 207-215.

Ibars, A.M. 2007. The highly threatened flora of the Mediterranean mountains:the Spanish approach to plant conservation. Refuge for Pteridophytes.Ensconews 3: 21.

Ibars, A., Herrero-Borgoñón, J.J., Estrelles, E. & Martínez, I. 1999. Helechos dela Comunidad Valenciana. Colección Biodiversidad nº 6. GeneralitatValenciana. Conselleria de Medio Ambiente, Valencia.

Ibars, A.M., D. Ballesteros & E. Estrelles. 2008. Cryopreservation of Fern Spores2. In: Reed, B.M. (ed.). Plant Cryopreservation: A Practical Guide.Springer, New York.

Jones, L.E. & P.W. Hook. 1970. Growth and development in microculture ofgametophytes from stored spores of Equisetum. American Journal ofBotany 54(4): 430-435.

Lebkuecher, J.G. 1997. Desiccation-time limits of photosynthetic recovery inEquisetum hyemale (Equisetaceae) spores. American Journal of Botany84(6): 792-797.

Lindsay, S., N. Williams, A.F. Dyer. 1992. Wet storage of fern spores:unconventional but far more effective! In: Ide, J.M.; A.C. Jermy, & A.M.Paul, (Eds). Fern Horiculture: past, present and future perspectives,Intercept, Andover.

Lloyd R.M. & E.J. Klekowski. 1970. Spore germination and viability inPteridophyta: evolutionary significance of chlorophyllous spores.Biotropica 2: 129-137.

Martín, J., Cirujano, S., Moreno, M., Peris, J. B. & Stübing, G. 2003. Lavegetación protegida de Castilla-La Mancha. Junta de Comunidades deCastilla-La Mancha. Madrid.

Mateo, G., Mayoral, O. & Gómez Serrano, M. A. 2001. Nuevos Datos sobre laflora de la provincia de Cuenca, XVI, Flora. Montib. 19: 45-52.

Mayor, M. 1965. Especies pirenaicas en el tramo oriental del Sistema Central,Anales Inst. Bot. Cavanilles 22: 407-420.

Medina, L., García Río, R. & Draper, D. 2002. Notas sobre la flora acuática deCiudad Real, Bot. Complut. 26: 53-58.

Montserrat, P. 1982. Comentarios sobre las investigaciones pteridológicas enEspaña. 2ª Parte (1981), Collect. Bot. (Barcelona) 13: 67-84.

Morales, M. J. & Fernández Casas, J. 1989. Asientos para un Atlas Corológicode la Flora Occidental. Mapa 314, Fontqueria 25: 169-171.

Capítulo 7

215

Morales, M. J. & Gamarra, R. 1989. Asientos para un Atlas Corológico de laFlora Occidental. Mapa 311, Fontqueria 25: 161-168.

Page, C.N. 1979. Experimental aspects of fern ecology. In Dyer A.F. (ed). Theexperimental biology of ferns, pp: 551-589. London: Academic Press.

Pence V.C. 2000a. Cryopreservation of in vitro grown fern gametophytes.American Fern Journal 90: 16–23.

Pence, V.C. 2000b. Survival of chlorophyllous and nonchlorophyllous fern sporesthrough exposure to liquid nitrogen. American Fern Journal, 90: 119-126.

Pence, V.C. 2001. Cryopreservation of shoot tips of Selaginella uncinata.American Fern Journal 91: 37-40.

Pence, V.C, 2002. Cryopreservation and in vitro methods for ex situ conservationof pteridophytes, Fern. Gazette 16(6-8), 362-369.

Pence, V.C. 2008. Cryopreservation of bryophytes and ferns. In Reed B.M. (ed.)Plant cryopreservation: Practical guide. Springer, New York, pp 117-140.

Quintanilla, L. G., J. Amigo, E. Pangua & S. Pajarón. 2002. Effect of storagemethod on spore viability in five globally threatened fern species. Annalsof Botany 90(4): 461-467.

Quirk, H. & T.C. Chambers.1981. Drought tolerance in Cheilanthes with specialreference to gametophyte. Fern Gazette 12:121-129.

Ríos, S., Robledo, A. & Alcaraz, F. 1995. Nuevos táxones del género DryopterisAdanson en el Macizo de Segura (S.E. de España), Acta Bot. Malacitana20: 293-294.

Rodríguez, C., Delgado, A. & Plaza, L. 2006. Pteridófitos en Andalucía. Proyectode conservación. Consejería de Medio Ambiente. Junta de Andalucía.Medioambiente. 55: 16.

Rodríguez-Hiraldo C., Delgado A., Plaza L., 2006. Pteridófitos en Andalucía.Proyecto de conservación. Medio Ambiente 55: 16-20.

Sanz Elorza, M., Dana, E.D. & Sobrino, E. 2001. Aproximación al listado deplantas alóctonas invasoras reales y potenciales de España. Lazaroa. 22:121-131.

Simabukuro, E.A., A.F. Dyer, & G. M. Felipe. 1998. The effect of sterilization andstorage conditions on the viability of the spores of Cyathea delgadii.American Fern Journal 88(2): 72-80.

Teixido, A. L., Quintanilla, L. G. & Carreño, F. 2009. Fragmentación del bosque ypérdida del hábitat de los helechos amenazados en el Parque NaturalFragas do Eume (NW España). Ecosistemas 18(1): 60-73.

UNEP 1992. Convention on biological diversity (CBD) text and annexes. CBDSecretariat, Montreal.

UNEP 2002. Global strategy for plant conservation. CBD Secretariat, MontrealVera, P, Benito, V & Monròs, J. 2009 Sobre una nueva presencia de Azolla

filiculoides en el litoral valenciano. Flora. Montib. 43: 8-9.Whittier, D.P. 1996. Extending the viability of Equisetum hyemale spores.

American Fern Journal 86(4): 114-118.Wilkinson, T. 2002. In vitro techniques for the conservation of Hymenophyllum

tunbrigense (L.) Sm. In : Dyer, A.F., E, Sheffield & A.C. Wardlaw (Eds.)Fern Flora Worldwide: Threats and responses. Fern Gaz. 16: 458(Abstract).

Windham, M.D., P.G. Wolf & T.A. Ranker. 1986. Factors affecting prolongedspore viability in herbaceous collections of three species of Pellaea. Am.Fern J. 76: 141-148.