[Genetics of Gaucher's disease. Genotype-phenotype correlation]

MEDICINA CLINICA

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ISSN: 0025-7753

Incluida en:

P. Giraldo

A. Mehta

J.L. Capablo Liesa, A. Sáez de Cabezón, R. Alarcia Alejos y J.R. Ara Callizo 6

L. Gort y M.J. Coll

P. Alfonso Palacín y M. Pocoví

M. Roca Espiau

M. Pocoví

P. Latre y P. Giraldo

P. Quijada Fraile, E. Martín Hernández y M.T. García-Silva

P. Giraldo y M. Roca 46

P. Giraldo y P. Latre

P. Giraldo, Grupo de Trabajo de las Guías de Actuación 55

Enfermedad de Gaucher. Aspectos clínicos, genéticos, tratamientos y guías de actuaciónEditora invitada: Pilar Giraldo

0025/7753$ - see front matter © 2011 Elsevier España, S.L. Todos los derechos reservados

Med Clin (Barc). 2011;137(Supl 1):17-22

Genética de la enfermedad de Gaucher. Correlación genotipo-fenotipo

Pilar Alfonso Palacína,b,c,d,* y Miguel Pocovía,b,d,e

aCentro de Investigación Biomédica en Red de Enfermedades Raras (CIBERER), Instituto de Salud Carlos III, EspañabInstituto Aragonés de Ciencias de la Salud (I+CS), Zaragoza, España cUnidad de Investigación Traslacional, Hospital Universitario Miguel Servet, Zaragoza, España dFundación Española para el Estudio y Tratamiento de la Enfermedad de Gaucher (FEETEG), Zaragoza, España eDepartamento de Bioquímica y Biología Molecular y Celular, Universidad de Zaragoza, Zaragoza, España

MEDICINA CLINICA


Palabras clave:Enfermedad de GaucherEnfermedad de depósito lisosomalGlucocerebrosidasa

Keywords:Gaucher’s diseaseLysosomal storage disorderGlucocerebrosidase

r e s u m e n

La enfermedad de Gaucher (EG) se debe a una deficiencia en la actividad de la enzima lisosomal glucocere-brosidasa y, en muy raras ocasiones, a un déficit de su activador, la saposina C. La complejidad de identifi-cación y caracterización de las mutaciones en el gen de la glucocerebrosidasa (GBA1) radica en la alta diver-sidad de alelos mutados, en la presencia de un seudogén altamente homólogo y a su localización en una zona muy rica en genes, lo cual favorece la presencia de alelos complejos. Aunque las relaciones genotipo-fenotipo en EG no se hallan completamente establecidas, existe una serie de generalidades, como que la mutación c.1226A>G (N370S) posee cierto grado de neuroprotección y que la homocigosidad para la muta-ción c.1448T>C (L444P) cursa con sintomatología neurológica.

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Genetics of Gaucher’s disease. Genotype-phenotype correlation

a b s t r a c t

Gaucher’s disease (GD) results from a deficiency of the lysosomal enzyme glucocerebrosidase and, in very rare occasions, a deficiency of its activator, the saposin C. The complexity of identification and characterization of mutations in the gene of glucocerebrosidase (GBA1) is caused by a great amount of mutated alleles, the existence of a highly homologous pseudogene and its location in a very rich zone in genes, which promotes the presence of complex alleles. Although genotype-phenotype correlations in EG are not completely established, there are a series of generalities, as the mutation c.1226A>G (N370S) is often associated with a certain degree of neuroproctetion and the homozygosity for the c.1448T>C (L444P) mutation presents with neurological symptoms.

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Introducción

El defecto molecular responsable de las principales formas de la enfermedad de Gaucher (EG) (MIM #230800, #230900 y #231000) se debe a una deficiencia en la actividad de la enzima lisosomal glu-cocerebrosidasa (GC)1. En casos extremadamente raros y poco fre-cuentes, la enfermedad se produce por un déficit del activador fisio-lógico de la GC, la saposina C2 o una función defectuosa de las proteínas responsables del transporte de la GC a los lisosomas (LAMP, lysosome-associated membrane proteins)3.

El desarrollo de las técnicas de biología y genética molecular que ha tenido lugar en las últimas décadas ha permitido avanzar en el

diagnóstico y tratamiento de una gran variedad de enfermedades hereditarias, entre las cuales ocupa un lugar destacado la EG.

Gen de la glucocerebrosidasa (GBA1) y seudogén de GBA1 (psGBA1)

Casi 3 décadas han pasado desde que el gen de la glucocerebrosi-dasa (GBA1) (MIM #606463) fuera localizado, por primera vez, en el cromosoma 1 (q21-31)4 y, posteriormente, clonado y secuenciado5-7. El gen GBA1 se expande en una longitud de 7,6 kb y comprende 11 exones y 10 intrones. A 16 kb del extremo 3’ existe una estructura de 5,7 kb que se corresponde con el seudogén (psGBA1) con una or-ganización de exones e intrones idéntica al gen funcional y con una homología exónica del 96%. El seudogén difiere del gen funcional, en cuanto a tamaño, debido a que posee varias deleciones correspon-dientes a secuencias de elementos Alu del gen GBA18. Además, el

* Autor para correspondencia.Correo electrónico: [email protected] (P. Alfonso Palacín).

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18 P. Alfonso Palacín et al / Med Clin (Barc). 2011;137(Supl 1):17-22

seudogén contiene múltiples mutaciones puntuales, localizadas tan-to en los exones como en los intrones7. La presencia de este seudogén incrementa la ocurrencia de reordenamientos cromosómicos en esta región, dificultando la identificación y caracterización de las muta-ciones causales de EG en el gen estructural9.

La región cromosómica donde se localiza el gen GBA1 es una zona particularmente rica en genes funcionales (fig. 1). Dentro de una re-gión de 85 kb del cromosoma 1q se localizan 7 genes y 2 seudogenes10,11. Por su posición cercana al gen GBA1 se ha sugerido que la variabili-dad en estos genes podría contribuir a la alta heterogenidad fenotí-pica de la EG10. No obstante, hasta ahora, la participación de estos genes en la patogénesis de la enfermedad se desconoce.

El gen CLK2 se localizó entre 21,5 y 32 kb upstream del gen GBA1. Contiene 12 exones y codifica para una proteína quinasa involucrada en la regulación de la longitud del telómero. Propin 1 (SCAMP3) se halló entre 15 y 21 kb upstream del gen GBA1, se extiende 6,5 kb y contiene 9 exones, y presenta una homología del 65% con una proteí-na transportadora de membrana en ratón. Cote1 (FAM189B) se sitúa entre 6 y 14 kb a 5’ del gen GBA1 y contiene 12 exones; no mantiene homología con ningún gen descrito y su función está implicada en la apoptosis y supresión de tumores. Siguiendo de 5’ a 3’, después de FAM189B se sitúa el gen GBA1, seguido por psMTX1, el seudogén del gen de la metaxina (MTX1). Unas 10 kb downstream empieza el psG-BA1, e inmediatamente después, se sitúa el gen MTX1, seguido del gen de la trombospondina (THBS3)11.

El gen MTX1 consta de 8 exones que se distribuyen a lo largo de 6 kb y codifica para la metaxina 1, una proteína de la membrana mi-tocondrial externa implicada en la importación de sustancias12. Se sabe que la metaxina es esencial para la supervivencia celular y para el desarrollo temprano del embrión de ratón13. La variación c.628T>C en el gen MTX1 ha sido asociada a la mutación c.1226A>G (N370S) del gen GBA114.

Aunque el gen THSB3 consta de 23 exones que se distribuyen a lo largo de 12 kb, sólo 3 son codificantes. Este gen codifica para una proteína, la trombospondina 3, secretada a la matriz extracelular y de función desconocida, aunque se sugiere que podría tener un papel en el control de la matriz extracelular. La región a unas 3 kb de 3’ del gen THSB3 corresponde al gen MUC1, que codifica para una glucopro-teína tipo mucina (episialina), presente en la parte luminal de la ma-yoría de las células epiteliales15.

Se conoce otro gen localizado en la región 1q21, el gen de la piru-vato quinasa tipo L (PKLR), en el que se han descrito 2 polimorfismos (una repetición de 3 nucleótidos y la variante c.1705C) que están en

fuerte desequilibrio de ligamiento con los 2 haplotipos más frecuen-tes del gen GBA116,17.

Transcripción del gen GBA1

Los promotores de genes eucariotas se separan en 2 grandes gru-pos. Por una parte, se consideran los que contienen cajas TATAA y CAAT. El motivo TATAA supone un lugar de reconocimiento para el factor de transcripción TFIID que dirige la transcripción a unos 30 pb a 3’. Un segundo tipo de promotores, los promotores sin TATAA, fre-cuentemente contienen varios motivos GGCGGG (secuencias poten-ciales para la unión del factor de transcripción SP1) y, generalmente, dirigen el inicio de transcripción desde varios lugares. Las proteínas housekeeping suelen tener lugares de reconocimiento para SP1 en sus promotores, mientras que los genes altamente regulados tienen cajas TATAA y CAAT. No se ha identificado ningún sitio de unión del factor de transcripción SP1 en el gen GBA1, pero sí 2 motivos TATAA y 2 CAAT en su zona promotora, que se encuentran conservados en el seudogén7. El gen GBA1 presenta a la vez características de gen house-keeping y de gen específico de tejido.

La transcripción se inicia en múltiples lugares18 y su expresión parece ser generalizada, si bien existen acusadas diferencias en las concentraciones de ARN mensajero (ARNm) y de actividad enzimáti-ca en distintos tejidos18,19. Doll et al (1995) demostraron que elemen-tos reguladores a 5’ de la caja TATAA son dispensables para la expre-sión en algunos tipos celulares, mientras que elementos en el exón 1 son esenciales para la expresión. Estos últimos actúan como promo-tores de la transcripción y pertenecen a la región 3’ no traducida (3’UTR), por lo que no afectan a la estabilidad de la proteína, sino a los niveles de transcripción18,20. Moran et al (1997) identificaron 4 elementos reguladores en el promotor de GBA1, conservados tam-bién en el psGBA1, y sugirieron que la disponibilidad de los factores de transcripción que se unen a estos motivos controlaría los niveles de transcripción21. Estudios in vitro en los que se ha evaluado la po-tencia del promotor del gen estructural y del hipotético promotor del seudogén indican que el promotor del gen estructural es 8 veces más potente que el del seudogén22.

La longitud del ADN complementario (ADNc) de la glucocerebro-sidasa (NM_001005749) es aproximadamente de 2 kb. El gen GBA1 se transcribe eficientemente desde 2 codones ATG activos, situados en los exones 1 y 21, produciendo 2 polipéptidos con péptidos señales de diferentes tamaños23,24. La proteína sintetizada a partir del primer ATG (NP_000148) contiene un péptido señal de 39 residuos, con la

0 10 20 30 40 50 60 70 80 KB

GBA1

psMTX1

psGBA1

MTX1

THBS3 CLK2SCAMP3FAM189BMUC1

[155158300 [155243281

Figura 1. Organización genómica de la región q21 del cromosoma 1.


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mitad aminoterminal hidrofílica, mientras que el segundo ATG inicia un péptido señal hidrofóbico de 19 residuos23. El codón ATG iniciador más upstream se traduce preferencialmente y produce de 2 a 3 veces más proteína que el ATG situado más hacia 3’. No obstante, ambos procesan una enzima madura de 497 aminoácidos y con un peso mo-lecular de 55,6 kDa (aunque varía dependiendo de la presencia o no de péptido señal y del estado de glucosilación de la proteína). Los diferentes ARNm encontrados en diferentes especies podrían ser de-bidos a mecanismos de ayuste (splicing) diferencial, a la existencia de señales alternativas de poliadenilación o a la transcripción del seudogén22,25. Recientemente se ha identificado un promotor alterna-tivo para el gen GBA1, que procesa transcritos que pueden contener 1 o 2 exones adicionales26.

Mutaciones en el gen GBA1

Las 2 primeras mutaciones descritas en el gen GBA1 —c.1448T>C (L444P) y N370S— fueron identificadas a finales de la década de los ochenta27,28. Hasta la fecha, estos alelos siguen siendo los más fre-cuentes entre los alelos mutados en la mayoría de las poblaciones. Inicialmente, las cohortes de pacientes fueron cribadas para estas 2 mutaciones por la técnica de Southern y, posteriormente, por la técnica de PCR seguida de análisis con enzimas de restricción espe-cíficas. En la actualidad, la incorporación de métodos de secuencia-ción genómica y del ADNc ha mostrado que los pacientes con EG presentan un amplio espectro de mutaciones en el gen GBA1. Hasta la fecha han sido descritas unas 350 mutaciones en este gen (Human Genome Variation Society; disponible en: https://research.cchmc.org/LOVD/home.php?select_db=GBA).

Desde el punto de vista genético, las mutaciones se pueden clasi-ficar en:

– Mutaciones que son consecuencia de un evento de reordenamien-to entre fragmentos de GBA1 y de psGBA1, ya sea por mecanismos de entrecruzamiento desigual o por fenómenos de conversión gé-nica en los que psGBA1 actúa como donador de información (alelos complejos o alelos de recombinación). En estos casos debería lle-varse a cabo la secuenciación completa del gen para establecer la longitud de la secuencia de seudogén incorporada y la técnica de Southern blot para conocer la causa del reordenamiento29.

– Mutaciones que son consecuencia de cambios mínimos: transicio-nes, transversiones, deleciones o inserciones de un solo nucleóti-do. Cuando la mutación es una deleción, una inserción, un cambio de un codón de aminoácido por un codón de parada o, en algunos casos, una mutación que afecta al ayuste (splicing), no dará lugar a proteína y a estos alelos se les denominará “alelos nulos”. En otros casos, sólo se produce una sustitución de un aminoácido por otro, siendo la proteína mutada más inestable que la silvestre. Además, se han identificado alelos complejos no derivados del

seudogén, debidos a eventos múltiples de sustitución o sustituciones simples causantes de enfermedad con polimorfismos en cis30-32.

Polimorfismos en el gen GBA1

Además de las mutaciones propiamente dichas, existen otras alte-raciones que son frecuentes en la población, denominadas polimor-fismos, y que no afectan a la funcionalidad del gen33. Se han descrito 2 haplotipos GBA1 mayoritarios, definidos por 12 polimorfismos en desequilibrio de ligamiento. Estos 2 haplotipos se denominan Pv1.1+ y Pv1.1–, según la ausencia o presencia, respectivamente, de una dia-na para la enzima PvuII en la posición g.4813G>A del intrón 6 del gen33. En población caucasiana el haplotipo Pv1.1– se encuentra con una frecuencia de aproximadamente el 70% y el haplotipo Pv1.1+ re-presenta el 30% restante, mientras que en población asiática y africa-na estas frecuencias se invierten. La mutación N370S se encuentra en desequilibrio de ligamiento con el haplotipo Pv1.1–, mientras que la

variación c.84dupG se identifica con Pv1.1+. Sin embargo, la mutación L444P se ha descrito en ambos haplotipos34,35.

A pesar de los diferentes estudios de diversidad genómica lleva-dos a cabo, la caracterización de polimorfismos en el gen GBA1 no ha clarificado la diversidad en la gravedad entre distintos pacientes con EG. Se ha identificado un polimorfismo (g.5470G>A) en el haplotipo Pv1.1– en población portuguesa y española36,37. También se han des-crito 2 repeticiones nucleotídicas, una repetición CT (5GC3.2) y una repetición AAAT (ITG6.2) a 3,2 kb upstream y 9,8 kb downstream del gen GBA1, respectivamente38.

Gen de la prosaposina (PSAP). Mutaciones en el gen PSAP

La saposina C (SAP C o SAP 2) es una pequeña molécula de 80 aminoácidos que interacciona directamente con la enzima GC provocando un cambio conformacional de la enzima y aumentando su actividad39.

Un único gen, el de la prosaposina (PSAP), codifica los 4 activado-res de las hidrolasas de esfingolípidos, SAP A, B, C y D. Este gen dirige la síntesis de una glucoproteína de 73 kDa denominada prosaposina o PSAP40.

La deficiencia en SAP C cursa con una enfermedad similar a la EG, con actividad de GC normal in vitro. Hasta la fecha, sólo se han des-crito 3 individuos que sufren este tipo de EG. Uno de ellos con un cambio de una A por una T en el codón de iniciación, provocando el déficit completo de SAP C41. En los otros 2 casos, la deficiencia de SAP C es debida a mutaciones puntuales que implican la sustitución de un residuo de Cys por un residuo de Phe en posición 38542 o por uno de Gly en posición 38243. Estos cambios provocan la pérdida de un puente disulfuro y, probablemente, las proteínas SAP C sintetizadas son más lábiles a la proteólisis que las proteínas silvestres2.

Epidemiología y prevalencia de mutaciones del gen GBA1

La EG aparece en todas las etnias, pero es particularmente preva-lente entre judíos asquenazí con una prevalencia estimada de 1:400-1:2.500. En poblaciones de Europa occidental se han observado tasas de incidencia de nacimientos con EG sintomática de entre 1:57.000 y 1:111.000, lo que se traduciría en una tasa de de prevalencia del or-den de 1 por 100.000.

La frecuencia y distribución de las mutaciones en el gen GBA1 va-ría entre las diferentes poblaciones. Entre los judíos asquenazí, don-de la frecuencia de portadores oscila entre 1:12 y 1:161, la mutación más frecuente es la mutación N370S, que representa el 70% de los alelos mutados. En otras etnias, la frecuencia de portadores es menor del 1%. Mientras que la mutación N370S es bastante común en las poblaciones europeas, no se ha encontrado en la población asiática44. La segunda mutación relativamente frecuente y panétnica es la mu-tación L444P, que puede ser una mutación puntual o parte de un alelo de recombinación29.

Entre los pacientes judíos asquenazí con EG tipo 1, las mutaciones N370S, L444P, c.84dupG, IVS2+1g>a representan el 90% de los alelos mutados1. En población no judía, las mutaciones más frecuentes son L444P (38%), N370S (33%), c.1504C>T (R463C) y alelos de recombina-ción1. En esta población la variabilidad en las mutaciones es mayor, lo que complica el diagnóstico1.

Heterogeneidad de la enfermedad y correlaciones genotipo-fenotipo

En 1962 se publicó por primera vez una clasificación de EG basada en las características clínicas, considerando la presencia (tipos 2 o 3) o ausencia (tipo 1) de signos neurológicos y la tasa de progresión y gravedad de la neuropatía: grave (tipo 2) o moderada (tipo 3).

Beutler et al (2001) propusieron un esquema de clasificación de mutaciones que definía 3 clases según su efecto fenotípico: nulas,



graves y leves1. Las combinaciones de estas clases predecían con bas-tante precisión el tipo de EG. Este esquema tenía la ventaja de gene-ralizar las mutaciones conocidas y, además, permitía predecir el tipo de enfermedad mediante la combinación de mutaciones en los hete-rocigotos.

En general, la presencia de mutaciones leves predecía la ausencia de afección neurológica, mientras que los pacientes con EG tipo 2 mutaciones graves o una grave y una nula desarrollarían síntomas neurológicos. Así, la mutación N370S fue considerada leve y la homo-cigosidad para L444P indicaba que el paciente manifestaría un feno-tipo grave45.

Actualmente se considera que la homocigosidad en la mutación N370S no debe interpretarse como enfermedad leve, como se había sugerido en el pasado. Aunque la gran mayoría de los pacientes con EG homocigotos para la mutación N370S pueden —en un principio— presentar una afección leve, o incluso sin síntomas, este genotipo es el que presenta mayores variaciones en la expresión clínica. Cabe destacar que la frecuencia observada de la homocigosidad de la mu-tación N370S se considera menor que la esperada, y los pacientes homocigotos para esta mutación son especialmente vulnerables a su-frir retrasos diagnósticos y, por tanto, a sufrir complicaciones poste-riores46. Los sujetos heterocigotos compuestos portadores de un alelo N370S presentan una EG no neuronopática, pero con una expresión de la enfermedad más grave que los homocigotos para la mutación.

Aunque en determinadas poblaciones (como la sueca procedente de la provincia de Norrbotten o la japonesa) la mutación L444P es bastante frecuente, se observan discrepancias en su expresión feno-típica. Mientras los sujetos homocigotos para esta mutación en la población sueca presentan una EG tipo 3 con una gravedad variable, los pacientes japoneses con este mismo genotipo no manifiestan sín-tomas neuronopáticos47.

Actualmente se reconoce que el conocimiento del genotipo per-mite una limitada predicción de la gravedad de la enfermedad. No obstante, los intentos de establecer correlaciones entre los genotipos y las manifestaciones clínicas han permitido llegar a generalizacio-nes más o menos precisas.

El perfil mutacional entre los pacientes con EG tipo 2 es bastante diverso, aunque son particularmente prevalentes los alelos raros y de recombinación. Pacientes con EG tipo 3, con predominancia de ma-nifestaciones viscerales, frecuentemente son portadores de L444P y c.1504C>T (R463C), mientras que mutaciones c.680A>G (N188S), c.1246G>A (G377S) y c.1297G>T (V394L) asociadas con un alelo nulo o de recombinación son frecuentes en pacientes con epilepsia mioclónica48,49. La mutación c.1342G>C (D409H) se asocia a un feno-tipo raro (tipo 3c), que incluye calcificación y fibrosis de las válvulas cardíacas, opacidad corneal, apraxia oculomotora, con mínima orga-nomegalia y afectación ósea50,51.

Es importante destacar que el fenotipo se debe a la combinación de 2 alelos mutados y que la gran mayoría de las alteraciones identi-ficadas no ha sido encontrada en homocigosidad. Una aproximación para hacer predicciones sería focalizar los estudios en fenotipos en-contrados en individuos con genotipos homocigotos. En la bibliogra-fía se han descrito aproximadamente 30 genotipos homocigotos. Al-gunos de ellos se pueden asociar claramente a EG tipo 1 —como c.354G>C (K79N), N188S o G377S cuando se encuentran en homoci-gosidad— mientras que si se asocian con un alelo nulo determinan un fenotipo de tipo 349,52. Por el contrario, los individuos homocigotos para las mutaciones c.754T>A (F213I) o L444P generalmente desa-rrollan EG tipos 3 o 2 si se asocian a un alelo nulo48,53. El caso de la mutación R463C es confuso, ya que mientras los homocigotos han sido descritos con EG tipo 154, cuando se hereda junto a un alelo nulo puede presentar fenotipos tipos 1 o 348.

La evaluación de una mutación determinada, especialmente las que se han descrito en pocos pacientes, va a depender de la mutación en el segundo alelo y del fenotipo observado. Por ejemplo, pacientes que no presentaban afectación neurológica en la infancia, pueden ser

clasificados como EG tipo 1 en la descripción original y, posterior-mente, pueden desarrollar signos neurológicos; por lo que sería pre-cisa una reclasificación de los pacientes como tipo 3.

No obstante, los estudios de correlación genotipo-fenotipo son complicados por el incremento incesante de los fenotipos clínicos. La división en los 3 tipos clásicos de EG es imprecisa55. De hecho, los fenotipos asociados a EG pueden considerarse como un “continuo clínico”, siendo la mayor diferencia la presencia o grado de la afecta-ción neurológica56. Por ejemplo, en algunos pacientes con EG tipo 1 se han descrito alteraciones neurológicas como la enfermedad de Parkinson56. Además, pacientes con clínica similar pueden presentar diferentes genotipos e individuos que comparten el mismo genotipo pueden presentar diferentes manifestaciones y evolución clínica57,58.

Aunque la estructura cristalina de la GC puede ser útil en la elabo-ración de alguna predicción basada en los dominios funcionales, la expresión de alelos mutados específicos ha sido intentada por dife-rentes grupos, obteniéndose resultados variables y difíciles de com-parar59-61. De hecho, la cantidad de actividad enzimática residual pa-rece no estar asociada al fenotipo.

Probablemente, los síntomas de la enfermedad se deban a la in-fluencia simultánea de diversos factores: el más determinante sería la presencia de mutaciones en el gen GBA1; factores ambientales como infecciones; variabilidad genética en los promotores; otros ge-nes (como el PSAP); los genes codificantes de las proteínas LAMP o genes contiguos; sustratos alternativos y/o diferencias en el proceso postraduccional. La identificación de estos modificadores con las nuevas tecnologías de secuenciación masiva y/o proteómica y los mecanismos de sus efectos en la expresión fenotípica de la EG mejo-raran significativamente el entendimiento de las relaciones genoti-po-fenotipo. Recientemente se ha identificado la variante c.(–203)A>G en el exón 1, que per se no es patológica pero sí podría conside-rarse un polimorfismo regulador de la actividad del promotor62.

Enfermedad de Gaucher en la Península Ibérica

Según el análisis llevado a cabo en muestras procedentes de re-cién nacidos anónimos de población aragonesa y adultos no relacio-nados de todas las comunidades autónomas, un 0,6% de individuos son portadores de alguna de las 2 mutaciones más frecuentes (datos en prensa).

En la Península Ibérica, la distribución de los pacientes según el tipo de EG es la siguiente: el 88,3% es de tipo 1; el 6,7% de tipo 2 y el 5,0% de tipo 3.

El 18,7% de los casos presenta una enfermedad estable o que evo-luciona lentamente; el 23,8% de los pacientes se ha sometido a esple-nectomía y el 60,6% se encuentra bajo tratamiento63.

Los análisis de mutaciones en el gen GBA1 asociadas con EG lleva-dos a cabo en pacientes de la Península Ibérica indican que la mutación N370S es la más prevalente, con una frecuencia del 46,3% en población española y del 63% en población portuguesa. La segunda mutación más frecuente es la L444P (18,5 y 25,7%, respectivamente)63-65. Otras mutaciones encontradas con frecuencia considerable son las muta-ciones G377S, D409H, y un doble alelo mutado [c.1093G>A; c.1448T>C] (E326K; L444P). Estos 5 alelos representan aproximada-mente el 70% del total de los alelos mutados en los pacientes con EG de la Península Ibérica. El resto de las mutaciones son muy varia-das65-67. Entre los genotipos más frecuentes en los pacientes con EG procedentes de la Península Ibérica se encuentran N370S/L444P y N370S/N370S.

Conclusiones

La complejidad de la identificación y caracterización de las muta-ciones en el gen GBA1 se debe a la alta diversidad de alelos mutados y a la existencia de un seudogén homólogo, lo que favorece la forma-ción de alelos complejos.


P. Alfonso Palacín et al / Med Clin (Barc). 2011;137(Supl 1):17-22 21

La prevalencia de mutaciones en el gen GBA1 en población no ju-día es de 1 por 100.000 habitantes.

Además de las mutaciones en el gen GBA1, la escasa correlación genotipo-fenotipo en la EG se debe, probablemente, a la influencia simultánea de diversos factores: variabilidad genética en los promo-tores; otros genes (como el PSAP); genes codificantes de las proteínas LAMP o genes contiguos; sustratos alternativos y/o diferencias en el proceso postraduccional y, quizás, factores ambientales.

Las mutaciones más prevalentes para la EG en la Península Ibérica son: N370S (frecuencia del 46,3% en población española y del 63% en población portuguesa); L444P (18,5 y 25,7%, respectivamente); G377S; D409H, y el doble alelo mutado [c.1093G>A; c.1448T>C] (E326K; L444P). Estos 5 alelos representan aproximadamente el 70% del total de los alelos mutados en los pacientes con EG de la Penín-sula Ibérica.

Conflicto de intereses

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Bibliografía

1. Beutler E, Grabowski GA. Gaucher disease. En: Scriver CR, Beaudet AL, Sly WS, Valle D, editors. The metabolic and molecular bases of inherited disease. 8th ed. New York: McGraw-Hill; 2001; p. 3635-68.

2. Christomanou H, Aignesberger A, Linke RP. Immunochemical characterization of two activator proteins stimulating enzymic sphingomyelin degradation in vitro. Absence of one of them in a human Gaucher disease variant. Biol Chem Hoppe Seyler. 1986;367:879-90.

3. Zimmer KP, Le Coutre P, Aerts HM, Harzer K, Fukuda M, O’Brien JS, et al. Intracellu-lar transport of acid beta-glucosidase and lysosome-associated membrane pro-teins is affected in Gaucher’s disease (G202R mutation). J Pathol. 1999;188:407-14.

4. Barneveld RA, Keijzer W, Tegelaers FP, Ginns EI, Geurts van Kessel A, Brady RO, et al. Assignment of the gene coding for human beta-glucocerebrosidase to the re-gion q21-q31 of chromosome 1 using monoclonal antibodies. Hum Genet. 1983; 64:227-31.

5. Ginns EI, Choudary PV, Martin BM, Winfield S, Stubblefield B, Mayor J, et al. Isola-tion of cDNA clones for human beta-glucocerebrosidase using the lambda gt11 expression system. Biochem Biophys Res Commun. 1984;123:574-80.

6. Sorge J, West C, Westwood B, Beutler E. Molecular cloning and nucleotide sequen-ce of human glucocerebrosidase cDNA. Proc Natl Acad Sci USA. 1985;82:7289-93.

7. Horowitz M, Wilder S, Horowitz Z, Reiner O, Gelbart T, Beutler E. The human glu-cocerebrosidase gene and pseudogene: structure and evolution. Genomics. 1989; 4:87-96.

8. Cozar M, Bembi B, Dominissini S, Zampieri S, Vilageliu L, Grinberg D, et al. Mole-cular characterization of a new deletion of the GBA1 gene due to an inter Alu re-combination event. Mol Genet Metab. 2011;102:226-8.

9. Hruska KS, LaMarca ME, Scott CR, Sidransky E. Gaucher disease: mutation and polymorphism spectrum in the glucocerebrosidase gene (GBA). Hum Mutat. 2008;29:567-83.

10. Winfield SL, Tayebi N, Martin BM, Ginns EI, Sidransky E. Identification of three additional genes contiguous to the glucocerebrosidase locus on chromosome 1q21: implications for Gaucher disease. Genome Res. 1997;7:1020-26.

11. Long GL, Winfield S, Adolph KW, Ginns EI, Bornstein P. Structure and organization of the human metaxin gene (MTX) and pseudogene. Genomics. 1996;33:177-84.

12. Armstrong LC, Komiya T, Bergman BE, Mihara K, Bornstein P. Metaxin is a compo-nent of a preprotein import complex in the outer membrane of the mammalian mitochondrion. J Biol Chem. 1997;272:6510-8.

13. Bornstein P, McKinney CE, LaMarca ME, Winfield S, Shingu T, Devarayalu S, et al. Metaxin, a gene contiguous to both thrombospondin 3 and glucocerebrosidase, is required for embryonic development in the mouse: implications for Gaucher di-sease. Proc Natl Acad Sci USA. 1995;92:4547-51.

14. LaMarca ME, Goldstein M, Tayebi N, Arcos-Burgos M, Martin BM, Sidransky E. A novel alteration in metaxin 1, F202L, is associated with N370S in Gaucher disease. J Hum Genet. 2004;49:220-2.

15. Ligtenberg MJ, Vos HL, Gennissen AM, Hilkens J. Episialin, a carcinoma-associated mucin, is generated by a polymorphic gene encoding splice variants with alterna-tive amino termini. J Biol Chem. 1990;265:5573-8.

16. Demina A, Boas E, Beutler E. Structure and linkage relationships of the region con-taining the human L-type pyruvate kinase (PKLR) and glucocerebrosidase (GBA) genes. Hematopathol Mol Hematol. 1998;11:63-71.

17. Rockah R, Narinsky R, Frydman M, Cohen IJ, Zaizov R, Weizman A, et al. Linkage disequilibrium of common Gaucher disease mutations with a polymorphic site in the pyruvate kinase (PKLR) gene. Am J Med Genet. 1998;78:233-6.

18. Doll RF, Bruce A, Smith FI. Regulation of the human acid beta-glucosidase promo-ter in multiple cell types. Biochim Biophys Acta. 1995;1261:57-67.

19. Reiner O, Horowitz M. Differential expression of the human glucocerebrosidase-coding gene. Gene. 1988;73:469-78.

20. Blech-Hermoni YN, Ziegler SG, Hruska KS, Stubblefield BK, Lamarca ME, Portnoy ME, et al. In silico and functional studies of the regulation of the glucocerebrosi-dase gene. Mol Genet Metab. 2010;99:275-82.

21. Moran D, Galperin E, Horowitz M. Identification of factors regulating the expres-sion of the human glucocerebrosidase gene. Gene. 1997;194:201-13.

22. Reiner O, Wigderson M, Horowitz M. Structural analysis of the human glucocere-brosidase genes. DNA. 1988;7:107-16.

23. Sorge JA, West C, Kuhl W, Treger L, Beutler E. The human glucocerebrosidase gene has two functional ATG initiator codons. Am J Hum Genet. 1987;41:1016-24.

24. Pasmanik-Chor M, Elroy-Stein O, Aerts H, Agmon V, Gatt S, Horowitz M. Overex-pression of human glucocerebrosidase containing different-sized leaders. Bio-chem J. 1996;317:81-8.

25. Graves PN, Grabowski GA, Eisner R, Palese P, Smith FI. Gaucher disease type 1: cloning and characterization of a cDNA encoding acid beta-glucosidase from an Ashkenazi Jewish patient. DNA. 1988;7:521-8.

26. Svobodová E, Mrázová L, Lukšan O, Elstein D, Zimran A, Stolnaya L, et al. Glucocere-brosidase gene has an alternative upstream promoter, which has features and ex-pression characteristic of housekeeping genes. Blood Cells Mol Dis. 2011;46:239-45.

27. Tsuji S, Choudary PV, Martin BM, Stubblefield BK, Mayor JA, Barranger JA, et al. A mutation in the human glucocerebrosidase gene in neuronopathic Gaucher’s di-sease. N Engl J Med. 1987;316:570-5.

28. Tsuji S, Martin BM, Barranger JA, Stubblefield BK, LaMarca ME, Ginns EI. Genetic heterogeneity in type 1 Gaucher disease: multiple genotypes in Ashkenazic and non-Ashkenazic individuals. Proc Natl Acad Sci USA. 1988;85:2349-52.

29. Tayebi N, Stubblefield BK, Park JK, Orvisky E, Walker JM, LaMarca ME, et al. Recipro-cal and nonreciprocal recombination at the glucocerebrosidase gene region: impli-cations for complexity in Gaucher disease. Am J Hum Genet. 2003;72:519-34.

30. Park JK, Tayebi N, Stubblefield BK, LaMarca ME, MacKenzie JJ, Stone DL, et al. The E326K mutation and Gaucher disease: mutation or polymorphism? Clin Genet. 2002;61:32-4.

31. Walker JM, Lwin A, Tayebi N, LaMarca ME, Orvisky E, Sidransky E. Glucocerebrosi-dase mutation T369M appears to be another polymorphism. Clin Genet. 2003;63: 237-8.

32. Beutler E, West C, Gelbart T. Polymorphisms in the human glucocerebrosidase gene. Genomics. 1992;12:795-800.

33. Zimran A, Gelbart T, Beutler E. Linkage of the PvuII polymorphism with the com-mon Jewish mutation for Gaucher disease. Am J Hum Genet. 1990;46:902-5.

34. Tuteja R, Bembi B, Agosti E, Baralle FE. 1448C mutation linked to the Pv1.1-geno-type in Italian patients with Gaucher disease. Hum Mol Genet. 1993;2:781-4.

35. Iwasawa K, Ida H, Eto Y. Differences in origin of the 1448C mutation in patients with Gaucher disease. Acta Paediatr Jpn. 1997;39:451-3.

36. Amaral O, Marcão A, Pinto E, Zimran A, Miranda MC. Distinct haplotype in non-Ashkenazi Gaucher patients with N370S mutation. Blood Cells Mol Dis. 1997;23: 415-6.

37. Rodríguez-Marí A, Díaz-Font A, Chabás A, Pastores GM, Grinberg D, Vilageliu L. New insights into the origin of the Gaucher disease-causing mutation N370S: ex-tended haplotype analysis using the 5GC3.2, 5470 G/A, and ITG6.2 polymorphisms. Blood Cells Mol Dis. 2001;27:950-9.

38. Lau EK, Tayebi N, Ingraham LJ, Winfield SL, Koprivica V, Stone DL, et al. Two novel polymorphic sequences in the glucocerebrosidase gene region enhance mutatio-nal screening and founder effect studies of patients with Gaucher disease. Hum Genet. 1999;104:293-300.

39. Qi X, Grabowski GA. Acid beta-glucosidase: intrinsic fluorescence and conforma-tional changes induced by phospholipids and saposin C. Biochemistry. 1998;37: 11544-54.

40. Nakano T, Sandhoff K, Stümper J, Christomanou H, Suzuki K. Structure of full-length cDNA coding for sulfatide activator, a Co-beta-glucosidase and two other homologous proteins: two alternate forms of the sulfatide activator. J Biochem. 1989;105:152-4.

41. Schnabel D, Schröder M, Fürst W, Klein A, Hurwitz R, Zenk T, et al. Simultaneous deficiency of sphingolipid activator proteins 1 and 2 is caused by a mutation in the initation codon of their common gene. J Biol Chem. 1992;267:3312-5.

42. Christomanou H, Chabás A, Pàmpols T, Guardiola A. Activator protein deficient Gaucher´s disease. A second patient with the newly identified lipid storage disor-der. Klin Wochenschr. 1989;67:999-1003.

43. Schnabel D, Schröder M, Sandhoff K. Mutation in the sphingolipid activator pro-tein 2 in a patient with a variant of Gaucher disease. FEBS Lett. 1991;284:57-9.

44. Wan L, Hsu CM, Tsai CH, Lee CC, Hwu WL, Tsai FJ. Mutation analysis of Gaucher disease patients in Taiwan: high prevalence of the RecNciI and L444P mutations. Blood Cells Mol Dis. 2006;36:422-5.

45. Beutler E, Gelbart T. Glucocerebrosidase (Gaucher disease). Hum Mutat. 1996;8: 207-13.

46. Grabowski GA. Gaucher disease: gene frequencies and genotype/phenotype corre-lations. Genet Test. 1997;1:5-12.

47. Ida H, Rennert OM, Kawame H, Maekawa K, Eto Y. Mutation prevalence among 47 unrelated Japanese patients with Gaucher disease: identification of four novel mutations. J Inherit Metab Dis. 1997;20:67-73.

48. Koprivica V, Stone DL, Park JK, Callahan M, Frisch A, Cohen IJ, et al. Analysis and classification of 304 mutant alleles in patients with type 1 and type 3 Gaucher disease. Am J Hum Genet. 2000;66:1777-86.

49. Park JK, Orvisky E, Tayebi N, Kaneski C, Lamarca ME, Stubblefield BK, et al. Myoclo-nic epilepsy in Gaucher disease: genotype-phenotype insights from a rare patient subgroup. Pediatr Res. 2003;53:387-95.

50. Abrahamov A, Elstein D, Gross-Tsur V, Farber B, Glaser Y, Hadas-Halpern I, et al. Gaucher´s disease variant characterised by progressive calcification of heart valves and unique genotype. Lancet. 1995;346:1000-3.



51. Chabás A, Cormand B, Grinberg D, Burguera JM, Balcells S, Merino JL, et al. Unusual expression of Gaucher’s disease: cardiovascular calcifications in three sibs homo-zygous for the D409H mutation. J Med Genet. 1995;32:740-2.

52. Zhao H, Bailey LA, Elsas LJ 2nd, Grinzaid KA, Grabowski GA. Gaucher disease: in vivo evidence for allele dose leading to neuronopathic and nonneuronopathic phenotypes. Am J Med Genet A. 2003;116A:52-6.

53. Stone DL, Tayebi N, Orvisky E, Stubblefield B, Madike V, Sidransky E. Glucocerebro-sidase gene mutations in patients with type 2 Gaucher disease. Hum Mutat. 2000;15:181-8.

54. Hatton CE, Cooper A, Whitehouse C, Wraith JE. Mutation analysis in 46 British and Irish patients with Gaucher’s disease. Arch Dis Child. 1997;77:17-22.

55. Goker-Alpan O, Schiffmann R, Park JK, Stubblefield BK, Tayebi N, Sidransky E. Phe-notypic continuum in neuronopathic Gaucher disease: an intermediate phenotype between type 2 and type 3. J Pediatr. 2003;143:273-6.

56. Sidransky E. Gaucher disease: complexity in a “simple” disorder. Mol Genet Metab. 2004;83:6-15.

57. Lachmann RH, Grant IR, Halsall D, Cox TM. Twin pairs showing discordance of phenotype in adult Gaucher’s disease. QJM. 2004;97:199-204.

58. Biegstraaten M, Van Schaik IN, Aerts JM, Langeveld M, Mannens MM, Bour LJ, et al. A monozygotic twin pair with highly discordant Gaucher phenotypes. Blood Cells Mol Dis. 2011;46:39-41.

59. Montfort M, Chabás A, Vilageliu L, Grinberg D. Functional analysis of 13 GBA mu-tant alleles identified in Gaucher disease patients: Pathogenic changes and “mo-difier” polymorphisms. Hum Mutat. 2004;23:567-75.

60. Alfonso P, Rodríguez-Rey JC, Gañán A, Pérez-Calvo JI, Giralt M, Giraldo P, et al. Ex-pression and functional characterization of mutated glucocerebrosidase alleles causing Gaucher disease in Spanish patients. Blood Cells Mol Dis. 2004;32:218-25.

61. Miocić S, Filocamo M, Dominissini S, Montalvo AL, Vlahovicek K, Deganuto M, et al. Identification and functional characterization of five novel mutant alleles in 58 Italian patients with Gaucher disease type 1. Hum Mutat. 2005;25:100.

62. Alfonso P, Pampín S, García-Rodríguez B, Tejedor T, Domínguez C, Rodríguez-Rey JC, et al. Characterization of the c.(-203)A>G variant in the glucocerebrosidase gene and its association with phenotype in Gaucher disease. Clin Chim Acta. 2011; 412:365-9.

63. Giraldo P, Pocoví M, Pérez-Calvo J, Rubio-Félix D, Giralt M. Report of the Spanish Gaucher’s disease registry: clinical and genetic characteristics. Haematologica. 2000;85:792-9.

64. Lacerda L, Amaral O, Pinto R, Oliveira P, Aerts J, Sá Miranda MC. Gaucher disease: N370S glucocerebrosidase gene frequency in the Portuguese population. Clin Ge-net. 1994;45:298-300.

65. Cormand B, Grinberg D, Gort L, Chabás A, Vilageliu L. Molecular analysis and clini-cal findings in the Spanish Gaucher disease population: putative haplotype of the N370S ancestral chromosome. Hum Mutat. 1998;11:295-305.

66. Alfonso P, Cenarro A, Pérez-Calvo JI, Giralt M, Giraldo P, Pocoví M. Mutation preva-lence among 51 unrelated Spanish patients with Gaucher disease: identification of 11 novel mutations. Blood Cells Mol Dis. 2001;27:882-91.

67. Alfonso P, Aznarez S, Giralt M, Pocovi M, Giraldo P; Spanish Gaucher’s Disease Registry. Mutation analysis and genotype/phenotype relationships of Gaucher di-sease patients in Spain. J Hum Genet. 2007;52:391-6.


Documents

[Genetics of Gaucher's disease. Genotype-phenotype correlation]