EFEK NEFROPROTEKTIFINFUS DAUN SUKUN

EFEKNEFROPROTEKTIF INFUS DAUNSUKUN (Artocarpusaltilis (Park.) Fsb.) PADATIKUS JANTANYANGDIINDUKSI KARBON

TETRAKLORIDA

Rianti Adi Cahyaningsih, Azizahwati, Dadang KusmanaUniversitas Indonesia FMIPA, Departemen Farmasi

ABSTRACTRenal dysfunction can be caused by several factors, including hypertension, urinary tractobstruction, autoimmune disorders, urinary tract infection, diabetes mellitus, consumptionof drugs that affect nephrotoxic and antibiotic from aminoglycoside class. Breadfruit leaves(Artocarpus altilis (Park.) Fsb.) is a traditional plant that hasbeen used empirically to treatkidney diseases. The research has been done to figure out the nephroprotective effect ofbreadfruit leaves infusion on white male rats strain Sprague-Dawley previously inducedby carbon tetrachloride. There were 25 rats which were divided randomly into five groups.Group I which was the normal control group received CMC 0,5%. Group II which wasthe carbon tetrachloride control group was induced with carbon tetrachloride that wasdissolved in the coconut oil 0,4 mL/kg bw rat. Group III, IV and V were administered dosesof infusion 13,5 g/kg bw/day; 27 g/kg bw/day and 54 g/kg bw/day for 7 days. Two hourslater, the animals were given carbon tetrachloride induction. At the 8th day, the blood wascollected from the orbital sinus and then the rats were performed a surgery to collect thekidney. The urea and creatinine plasma level measurement has been done by colorimetricmethod and histology of kidney was observed. One way ANOVA (α=0,1) of the studyshowed that nephroprotective effect of breadfruit leaves infusion were significantly differentamong groups and dose of 54 g/kg bw/day has the best nephroprotective effect.

Keywords: breadfruit leaves, creatinine, histological, kidney, urea

ABSTRAKGangguan fungsi ginjal dapat disebabkan oleh beberapa faktor,diantaranya penyakithipertensi, adanya sumbatan pada saluran kemih, kelainan autoimun, infeksi salurankemih, diabetes mellitus, konsumsi obat-obatan yang berefek nefrotoksik dan obat antibiotikgolongan aminoglikosida. Daun sukun (Artocarpus altilis (Park.) Fsb.) merupakantanaman tradisional yang secara empiris digunakan untuk mengobati penyakit ginjal.Penelitian dilakukan untuk mengetahui efek nefroprotektif infus daun sukun pada tikusputih jantan galur Sprague-Dawley yang diinduksi dengan karbon tetraklorida. Hewanuji terdiri atas 25 ekor tikus yang dibagi atas lima kelompok secara acak, kelompok I

Vol. 8, No. 2, Agustus 2011 Majalah Ilmu Kefarmasian 59

merupakan kontrol normal yang diberi CMC 0,5%, kelompok II diinduksi dengan karbontetraklorida dalam minyak kelapa dengan dosis 0,4 mL/kg bb tikus, kelompok III, IV danV diberi sediaan uji selama 7 hari dengan dosis berturut-turut 13,5 g/kg bb tikus/hari;27g/kg bb tikus/hari dan 54 g/kg bb tikus/hari. Dua jam setelah pemberian sediaanuji,hewan uji diinduksi karbon tetraklorida. Pada hari ke-8 dilakukan pengambilan darahmelalui sinus orbital mata dan dibedah untuk diambil ginjalnya. Selanjutnya dilakukanpengukuran kadar urea dan kreatinin plasma secara kolorimetri serta pemeriksaanhistologis ginjal. Hasil ANAVA satu arah (α=0,1) menunjukkan bahwa efek nefroprotektifyang dihasilkan antar kelompok memiliki perbedaan yang bermakna dan dosis 54 g/kg bbtikus/hari memiliki efek nefroprotektif paling baik.

Kata kunci: daun sukun, gambaran histologis, ginjal, kreatinin, urea

PENDAHULUANGangguan fungsi ginjal dapat disebabkanoleh beberapa faktor, diantaranya dapatdisebabkan oleh penyakit hipertensi,adanya sumbatan padasaluran kemih,kelainan autoimun, infeksi saluran kemih,dan diabetes mellitus (Corwin, 1997).Konsumsi obat-obatan yang memilikiefek nefrotoksik juga dapat menjadipenyebab terjadinya gangguan fungsiginjal. Obat-obatan seperti antibiotikgolongan aminoglikosida, asiklovir, dankaptopril dengan konsentrasi besar dapatmenyebabkan kerusakan tubulus karenabersifat toksik dan menyebabkan dilatasipembuluh darah di ginjal sehingga lajufiltrasi glomerular menurun (Ganiswarna,2005).Metode yang digunakan untuk mengobatigangguan pada ginjal diantaranya adalahmetode hemodialisis, dialisis peritonealdan pencangkokan ginjal (Corwin,1997). Namun, metode terbaik dalammelawan penyakit ginjal tentu sajamelalui pencegahan. Pencegahan yangumum dilakukan oleh masyarakat antaralain dengan melakukan gaya hidup sehat.Gaya hidup sehat yang dilakukan seperti

minum air yang banyak setiap hari,berolah raga, pola makan sehat dan yangsedang populer saat ini dimasyarakatadalah dengan mengonsumsi suplemenalami berupa tanaman tradisional.Tanaman-tanaman yang umumdigunakan masyarakat untuk mengatasipenyakit ginjal antara lain daun meniran,daun tempuyung, daun keji beling,temulawak, lengkuas dan daun sukun(Wakidi, 2003; Noveriza & Rizal, 2008).Daun sukun (Artocarpus altilis (Park.)Fsb.) merupakan salah satu tanaman yangdipercaya masyarakat dapat mengobatihepatitis, sakit gigi, menurunkan kadarkolesterol darah dan dapat mengatasipenyakit ginjal (Noveriza & Rizal, 2008).Masyarakat menggunakan daun sukununtuk mengatasi gangguan fungsi ginjaldengan cara meminum air rebusan daunsukun tua dengan dosis 15 g setiap harinya(Adiraga, 2007). Penelitian sebelumnyamenyebutkan senyawa flavonoid yangterkandung dalam ekstrak etil asetat daunsukun berguna untuk mengatasi penyakitkardiovaskular (P2 Kimia, 2009). Namunpenelitian mengenai efek terhadap ginjalmasih belum diteliti.


Penelitian bertujuan untuk melihat efeknefroprotektif infus daun sukun dengandosis 13,5 g/kg bb tikus/hari; 27 g/kgbb tikus/hari dan 54 g/kg bb tikus/haripada tikus putih jantan yang diinduksikarbon tetraklorida ditinjau dari kadarurea dan kreatinin plasma serta gambaranhistologis ginjal.

METODEAlatPeralatan yang digunakan pada penelitianini adalah sonde lambung, spuit(Terumo),timbangan analitik (Ohaus), sentrifugator(TGL-16 Zhengji), tabung sentrifugasi,mikropipet (Socorex), mikrohematokrit,microtube, spektrofotometer single beam(Thermo Spectronic Genesys 20), mikroproyektor (Ken A-Vision), mikroskopcahaya (Nikon Eclipse E200), mikrotomputar (Spencer), paraffin oven (Sakura),paraffin stretcher (Sakura), vortex mixer(H-VM-300, Health®), seperangkat alatbedah dan alat-alat gelas.

BahanBahan UjiBahan uji yang digunakan padapenelitian ini adalah infus daun sukunyang telah dikeringkan. Daun sukunyang dikumpulkan berasal dari kawasankampus Universitas Indonesia, Depokyang sudah dideterminasi. Daun yangdigunakan merupakan daun tua yangterdapat pada dahan ke-3 dari pucuksampai dahan ke-7 dari pucuk dantelah dideterminasi oleh Lembaga IlmuPengetahuan Indonesia (LIPI), Bogor.Bahan KimiaBahan kimia yang digunakan dalam

penelitian ini antara lain tiosemikarbazid(Sigma), minyak kelapa (Barco®),heparin sodium (Inviclot®), karbontetraklorida (Merck), asam trikloro asetat(Merck), asam fosfat pekat(Merck), ferriklorida (Merck), asam klorida (Merck),diasetilmonoksim (Merck), standar urea(Merck), standar kreatinin (Merck), asamasetat glasial (Merck), benzil benzoat(Merck), asam pikrat (Merck), benzol(Merck), parafin (Merck), alkohol absolut(Merck), xilol (Merck), albumin mayer(Merck), natriumhidroksida (Merck),larutan hematoksilin (Merck), dietil eter(Merck), asam sulfat(Merck), CMC (PT.Brataco Chemika), alkohol 70%, eosin,formalin, natrium klorida 0,9%, danaquadest.

HewanUjiHewan yang digunakan dalam penelitianini adalah tikus putih jantan (Rattusnorvegicus) galur Sprague-Dawley,berat badan 150-200 g sebanyak 25 ekor.(Parmar, 2006; Silbernagl, 2007). Tikusdiperolehdari Fakultas Peternakan BagianNon Ruminansia dan Satwa HarapanInstitut Pertanian Bogor (IPB), Bogor.Perlakuan terhadap seluruh hewan cobatelah sesuai dengan etik yang berlaku.

Cara KerjaPersiapan Hewan UjiTikus sebanyak 35 ekor diaklimatisasiselama 14 hari dalam kandang dengankondisi temperatur standar (25±2oC).Pada waktu tersebut, dilakukanpengamatan terhadap keadaan umumseperti kondisi mata yang jernih dan buluyang tidak berdiri. Selain itu dilakukanpenimbangan berat badan setiap 3


hari sekali. Kemudian setelah 14 haridilakukan pemilihan 25 ekor tikus yangsehat untuk selanjutnya dibagi secara acakke dalam 5 kelompok.

PenetapanDosisDosis yang digunakan merupakan dosisempiris yaitu dosis yang biasa digunakanmasyarakat untuk mengobati penyakitginjal sebesar 15 g/hari daun sukun tuayang telah dikeringkan (Adiraga, 2007).Dosis tersebut dijadikan dosis pertamadan dosis lainnya merupakan kelipatandua dari dosis ini yaitu 30 g/hari dan 60 g/hari. Dosis yang digunakan untuk hewancoba didapat dengan mengalikan dosis-dosis tersebut dengan faktor konversi0,018 dan faktor farmakokinetik 10sehingga didapatkan dosis untuk hewancoba sebesar 13,5 g/kgBB tikus/hari; 27 g/kg BB tikus/hari dan 54 g/kg BB tikus/hari(Paget & Barnes,1964; Williams, 1979).

Pembuatan SediaanUjiDaun sukun dipisahkan dari pengotor,kemudian dibersihkan dengan airmengalir, dikeringkan pada udara terbukadan terlindung dari sinar mataharilangsung selama 7 hari. Pengeringandilanjutkan dengan menggunakan ovenpada suhu 50ºC selama 1 jam, kemudiandaun tersebut diserbukkan menggunakanblender (Standard of ASEAN HerbalMedicine, 1993).

Pembuatan InfusSerbuk daun sukun ditimbang sebanyak1800 g kemudian direbus dalam 18L aquadest (1:10) selama 15 menitterhitung sejak suhu mencapai 90ºC,

saring dengan kain flanel dan cukupkanvolume menggunakan aquadestt panasyang dituang dari atas ampas sampaimencapai volume awal (FI III, 1979).Infus kemudian dipekatkan hinggadiperoleh ekstrak kental dengan caradiuapkan di atas penangas air dengansuhu tidak lebih dari 50ºC. ekstrak kentaltersebut, kemudian dimasukkan ke dalamfreezer agar tidak terjadi reaksi enzimatik.Sediaan uji yangakan diberikan pada tikusdibuat setiap hari dengan mensuspensikanekstrak kental dalam CMC 0,5%.

Pembuatan Larutan KarbonTetrakloridaDosis karbon tetraklorida yang digunakanialah 0,4 mL/kg bb tikus.Larutankarbon tetraklorida dibuat dengan carapengenceran menggunakan minyakkelapa untuk meningkatkan absorpsi.Sebanyak 4,24 g karbon tetrakloridadilarutkan dalam minyak kelapa dandicukupkan volumenya hingga 100mL. Larutan standar Urea serta larutanAsam Trikloroasetat (TCA) 5% danlarutan pereaksi urea, larutan katalisator,larutan Diasetil monoksim (DAM) dibuatberdasarkan metode yang dikeluarkanoleh Diagnostic MERCK (1976),sedangkan larutan standar kreatinindibuat dengan konsentrasi 0,010 mg/mL(Lutsgarten & Wenk, 1972).

Pelaksanaan PenelitianPenelitian kali ini menggunakanrancangan acak lengkap (RAL) denganlima kelompok perlakuan. Penelitianyang akan dilakukan menggunakan 25ekor tikus putih kemudian dibagi secaraacak ke dalam lima kelompok perlakuan


(Olagunju et al, 2009). Pada pemeriksaanefek nefroprotektif ini, jumlah ulanganyang dibutuhkan untuk tiap kelompok

berdasarkan rumus Federer, yaitu(Federer,1963):

Tabel 1. Pembagian kelompok hewan uji

No. Kelompok PerlakuanI Kontrol normal

(5 ekor)II Kontrol

induksi (5ekor)

III Dosis 1(5 ekor)

IV Dosis 2(5 ekor)

V Dosis 3(5 ekor)

Diberi CMC 0,5% selama 7 hari tanpa pemberian sediaan ujisecara oral dan larutan karbon tetraklorida secara oral.Diberi CMC 0,5% tanpa sediaan uji dan pada hari ke-7diberi larutan karbon tetraklorida secara oral.

Diberi sediaan uji dosis 13,5 g/kg bb tikus secara oral selama7 hari dan 2 jam setelah pemberian dosis akhir diberi larutankarbon tetraklorida secara oral.Diberi sediaan uji dosis 27 g/kg bb tikus secara oral selama 7hari dan 2 jam setelah pemberian dosis akhir diberi larutankarbon tetraklorida secara oral.Diberi sediaan uji dosis 54 g/kg bb tikus secara oral selama 7hari dan 2 jam setelah pemberian dosis akhir diberi larutankarbon tetraklorida secara oral.

Setelah 24 jam pemberian larutan karbontetraklorida dilakukan pengambilansampel darah dan organ ginjal untukpengukuran kadar urea dan kreatininplasma serta histologi ginjal.

Pengambilan Plasma DarahPengambilan darah dilakukan melaluisinus orbital mata. Tikus terlebihdahuludibius dengan menggunakan eter, denganmenggunakan mikro hematokrit, mataditusuk pada bagian sinus orbital, yaitupada sudut bolamata dengan mengarahke daerah belakang bola mata, digerakkanmasuk sambil diputar-putar sehinggadarah akan keluar karena kapilaritas.Darah yang keluar ditampung dalammicrotube yang telah diberi heparin(Hoff, 2000).

PengambilanOrgan GinjalPengambilan organ ginjal dilakukandengan cara pembedahan. Sebelumpembedahan, tikus dibius terlebihdahulu dengan eter lalu diletakkantelentang pada papan bedah. Keempatkaki tikus diikat, bagian dadadan perutdibasahi dengan alkohol 70% kemudiandilakukan pembedahan. Ginjal diambildan dimasukkan ke dalam gelas kimiaberisi natrium klorida 0,9% untukmenghilangkan darah yang menempelpada jaringan ginjal, dan kemudiandilakukan pembuatan preparat histologisdengan pewarnaan.PengukuranKadar Urea PlasmaPengukuran kadar urea plasmadilakukan secara kolorimetri dengan


Sampel Standar Blanko1,5 ml - -

menggunakan diasetil monoksim (DAM)(Diagnostic MERCK, 1976). Kemudian

ke dalam masing-masing tabung reaksiditambahkan larutan sebagai berikut:

Tabel 2. Tahap pengukuran kadar urea plasma

Larutan TCA 5%Sampel1,0 ml

Standar1,0 ml

Blanko-

Darah 50 µL - -Standar urea - 50 µL -

Disentrifugasi dengan kecepatan 7000 rpm selama 5 menit.Kemudian dipipet ke dalam tabung baru

Supernatan atau campuran standarLarutan DAM

100 µL2,0 µL

100 µL2,0 µL

-2,0 µL

Larutan katalisator 2,0 µL 2,0 µL 2,0 µLMasing-masing larutan sampel, standar,dan blanko dicampur dengan baikdandisentrifugasi dalam tabung yang terpisah,kemudian tabung reaksi diletakkan didalam penangas air mendidih dengansuhu 99-100,5°C selama 6 menit. Setelahtabung reaksi dikeluarkan dari penangasair, diamkan selama 10 menit pada suhukamar. Serapan diukur pada panjanggelombang 525 nm.

PengukuranKadar Kreatinin PlasmaPengukuran kadar kreatinin plasmadilakukan dengan menggunakanmetode Jaffe (Diagnostic MERCK, 1976;Lutsgarten & Wenk, 1972). Kreatininstandar dan sampel plasma ditambahdengan larutan pikrat alkalis denganperbandingan sebagai berikut:

Tabel 3. Tahap pengukuran kadar kreatinin plasma

Sampel darah

Disentrifugasi dengan kecepatan 7000 rpm selama 5 menit.Kemudian dipipet ke dalam tabung baru

Supernatan 100 µL - -Standar kreatinin 100 µL - -Aquadest 100 µL - -Larutan asam pikrat jenuhLarutan NaOH

1,0 µL1,0 µL

1,0 µL1,0 µL

1,0 µL1,0 µL


Larutan pereaksi, standar, dan sampeldiinkubasi pada suhu 30°C. Masing-masing larutan sampel, standar danblanko dicampur dengan baik dalamtabung yang terpisah dan diukurserapannya pada detik ke-30 (At = 30)dan serapannya pada detik ke-90 (At =90). Pengukuran serapan dilakukan padapanjang gelombang 515 nm.

Pembuatan Preparat Histologis (Tanzil,1996; Suntoro, 1983)Pembuatan preparat histologis dilakukansetelah ginjal dibersihkan dan dicucidengan larutan fisiologis natrium klorida0,9%. Pertama kali dilakukan fiksasiorgan ginjal dalam larutan Bouin dandirendam selama 24 jam dalam tempattertutup rapat. Larutan Bouin terdiriatas asam pikrat jenuh 75 mL, formalin4% 25 mL dan asam asetat glasial 5mL. Selanjutnya dilakukan dehidrasidan penjernihan, kemudian dilakukaninfiltrasi dan embedding. Setelah itudilakukan penyayatan (sectioning) danpenempelan pada gelas objek (mounting)yang bertujuan untuk merentangkansayatan jaringan dan merekatkannya padagelas objek.Tahap berikutnya adalah deparafinisasidan hidrasi dengan memasukkan gelasobjek ke dalam larutan alkohol dandipindah-pindahkan masing-masingselama 3 menit pada alkohol absolut,kemudian alkohol 96% dan alkohol 70%.Pada tahap pewarnaan (staining), gelasobjek yang telah dihidrasi direndamdalam larutan hematoksilin selama4 menit, selanjutnya didehidrasi dandirendam dalam larutan xylol sebanyaktiga kali, masing-masing selama 2 menit.

Tahap terakhir adalah menutup gelasobjek yang sebelumnya ditetesi denganlarutan xilol dan sebelum xilol mengering,segera ditutup dengan gelas penutup yangsebelumnya telah ditetesi dengan canadabalsam.

Pengamatan Mikroskopis PreparatHistologis GinjalPengamatan secara mikroskopisdilakukan dengan membandingkanpreparat histologis ginjal antar kelompokkontrol normal, kontrol induksi dankelompok dosis dengan menggunakanmikroskop cahaya. Pengukuran terhadapdiameter kapsula Bowman dan jarakruang antara kapsula Bowman denganglomerulus (ruang Bowman) dilakukanuntuk mengamati besarnya kerusakanyang terjadi. Pengamatan terhadapsampel dilakukan dengan menggunakanmikro proyektor yang dipasang pada lensamikroskop cahaya dengan perbesaran 400kali.

Pengukuran Preparat Histologis GinjalPengukuran dilakukan denganmengukur diameter kapsula Bowmanyangterpanjang. Dari 10 irisan ginjaltiap preparat, dipilih secara acak 50buah diameter kapsula Bowman yangselanjutnya akan diukur dan dihitungnilai rata-ratanya. Pada pengukuran jarakruang Bowman, dihitung jarak terjauhdari bagian tepi kapsula Bowman sampaibagian tepi glomerulus. Hasil pengukurandari 50 buah jarak ruang Bowman yangdipilih tersebut kemudian dihitung rata-ratanya.


PengolahanDataData diolah menggunakan SPSS 15.0.Analisis statistik yang digunakan adalahuji distribusi normal (uji Shapiro-Wilk), uji homogenitas (uji Levene),lalu dilanjutkan dengan analisis varian(ANAVA) (Dahlan, 2009).

HASILDANPEMBAHASANPada penelitian dilakukan pemeriksaanterhadap organ ekskresi yaitu ginjal.Kelainan pada filtrasi glomerulusmenyebabkan berkurangnya pengeluaranterhadap urea dan kreatinin, sehinggakadar senyawa tersebut tinggi di dalamplasma (Silbernagl, 2007). Oleh karenaitu, pengukuran kadar urea dan kreatininplasma digunakan sebagai parameter

analisis terhadap fungsi ginjal. Selainitu, dilakukan pengamatan terhadaphistologis ginjal secara mikroskopis untukmelihat perubahan yang terjadi padajaringan ginjal.PengukuranKadar Urea PlasmaPengukuran kadar urea dalam darahdilakukan secara kolorimetri berdasarkanmetode Fearon dengan diasetilmonoksim(DAM) sebagai pereaksi. Metode tersebutdipilih karena spesifik, presisi dan akurasiyang baik serta sensitifitasnya tinggi.Selain itu, metode Fearon lebih sederhanadalam pelaksanaannya dibandingkanmetode enzimatik (Beale & Croft, 1961;Burtis & Ashwood, 1999; Butler, et al.,1981).

Keterangan: I = Kelompok kontrol normal; II = Kelompok kontrol induksi; III =Kelompok dosis 13,5 g/kg bb tikus; IV = Kelompok dosis 27 g/kg bb tikus; V =

Kelompok dosis 54 g/kg bb tikusGambar 1. Diag batang kadar rata-rata urea plasma (n=5)

Hasil analisis statistik menunjukkanbahwa kadar urea plasma pada hewanuji terdistribusi normal dan bervariasihomogen. Kadar urea plasma pada

kelompok dosis 1, 2 dan 3 menurunmendekati normal seiring peningkatandosis sediaan uji yang diberikan dibandingdengan kontrol induksi. Hal tersebut


ditunjukkan dengan efektivitas dosis1, 2 dan3 terhadap kadar urea plasmayang besarnya secara berurutan adalah38,24%; 54,92%; dan 83,29%. Kadar rata-rata urea plasma pada kelompok dosis 3mendekati kadar rata-rata urea plasmapada kelompok normal.Berdasarkan uji ANAVA satu arah (α=0,1)diperoleh hasil bahwa terdapat perbedaankadar urea plasma yang bermaknaantar kelompok. Setelah itu, pengujiandilanjutkan dengan uji Beda NyataTerkecil yang menunjukkan hasil bahwakadar urea plasma pada kelompok dosis1 memiliki perbedaan yang bermaknaterhadap kelompok kontrol normal, tetapitidak memiliki perbedaan yang bermaknadengan kelompok kontrol induksi.

PengukuranKadar Kreatinin PlasmaPengukuran kadar kreatinin dalam darahdilakukan secara kolorimetri denganmetode Jaffe. Metode tersebut dipilihkarena sederhana, akurat, dancepat(Kaplan & Pesce, 1996; Lutsgarten &Wenk, 1972).Prinsip metode Jaffe didasarkan padareaksi kreatinin dengan asam pikratdalam suasana basa membentuk kompleksberwarna kuning-jingga yang diukurserapannya padapanjang gelombangoptimum 515 nm (Burtis &Ashwood,1999; Lutsgarten & Wenk, 1972). Kadarkreatinin plasma rata-rata tikus putihjantan setelah perlakuan selama 7 hariadalah:

Keterangan: I = Kelompok kontrol normal; II = Kelompok kontrol induksi; III =Kelompok dosis 13,5 g/kg bb tikus; IV = Kelompok dosis 27 g/kg bb tikus; V =

Kelompok dosis 54 g/kg bb tikusGambar 2. Diag batang kadar rata-rata kreatinin plasma (n=5)


Berdasarkan hasil uji ANAVA satu arah(α=0,1) menunjukkan bahwa terdapatperbedaan yang bermakna antarkelompok. Berdasarkan uji Beda NyataTerkecil, kadar kreatinin plasma padakelompok dosis 1 dan dosis 2berbedasecara bermakna dengan kelompokkontrol normal, tetapi tidak terdapatperbedaan bermakna dengan kelompokkontrol induksi. Kelompok dosis 3menunjukkan kadar kreatinin plasmayang tidak berbeda bermakna terhadapkelompok kontrol normal, tetapi memilikiperbedaan bermakna dengan kelompokkontrol induksi. Kelompok dosis 3 jugaberbeda bermakna dengan kelompokdosis 1 maupun kelompok dosis 2.

Efektivitas dari dosis yang diberikanterhadap kadar kreatinin plasmameningkat seiring dengan peningkatandosis yang diberikan. Dosis 1 memilikiefektivitas sebesar 21,05%; efektivitasdosis 2 adalah 31,58%; dan efektivitasdosis 3 adalah 68,42%.

PemeriksaanHistologis GinjalBerdasarkan uji normalitas Shapiro-Wilk

dan uji homogenitas Levene diperolehhasil bahwa jarak ruang Bowman padahewan uji terdistribusi normal danbervariasi homogen. Diameter rata-rata kapsula Bowman tikus putih jantansetelah perlakuan selama 7 hari adalah:

Keterangan: I = Kelompok kontrol normal; II = Kelompok kontrol induksi; III= Kelompok dosis13,5 g/kg bb tikus; IV = Kelompok dosis 27 g/kg bb tikus; V =

Kelompok dosis 54 g/kg bb tikusGambar 3. Diag batang diameter rata-rata kapsula Bowman

Pengamatan terhadap gambaranhistologis ginjal menunjukkan bahwapada kelompok dosis 1 terjadi perbesaran

diameter rata-rata kapsula Bowmanmelebihi normal, tetapi pada kelompokinduksi terjadi penurunan diameter


rata-rata kapsula Bowman. Hal tersebutdiduga karena kandungan dalam daunsukun bekerja sinergis dengan karbon

tetraklorida menyebabkan pembesaranpada sel kapsula Bowman.

Keterangan: I = Kelompok kontrol normal; II = Kelompok kontrol induksi; III= Kelompok dosis13,5 g/kg bb tikus; IV = Kelompok dosis 27 g/kg bb tikus; V =

Kelompok dosis 54 g/kg bb tikusGambar 4. Diag batang jarak rata-rata ruang Bowman

Berdasarkan uji ANAVA satu arah (α=0,1)menunjukkan jarak ruang Bowman antarkelompok tidak terdapat perbedaanbermakna. Berdasarkan hasil statistik,terlihat bahwa peningkatan dosis sediaanuji yang diberikan tidak menunjukkanperbaikan diameter kapsula Bowmanmaupun jarak ruang Bowman ke arahnormal.Selain itu, glomerulus pada kelompokdosis 1, 2 dan 3 serta kelompok induksimengalami pembengkakan yangmenyebabkan ruang Bowman mengecildibandingkan dengan kelompok normal.

Akan tetapi, jaringan ikat pada sel-seltubulus dan jaringan ikat pada sel-sel epitel penyusun membran kapsulaBowman mengalami perbaikan seiringdengan peningkatan dosis sediaan ujiyang diberikan.Karbon tetraklorida yang digunakansebagai penginduksi bersifat nefrotoksikterutama pada bagian tubulus proksimal(Lu, 1995). Oleh karena itu, pengamatansebaiknya dilakukan pada bagian tubulusdengan cara membandingkan gambaranpada kelompok dosis, normal, daninduksi.


Keterangan: A = Glomerulus; B = Kapsula Bowman;C = Ruang Bowman; D = Tubulus proksimal. Perbesaran 400×

Gambar 5. Histologis ginjal kelompok kontrol normal

Efek nefroprotektif yang dimiliki daunsukun diduga disebabkan oleh kandunganflavonoidnya (Syah, et al. 2006; Wang, etal. 2007). Flavonoid merupakan senyawapolifenol yang memiliki efek sebagaiantioksidan (Iannitti, 2009). Flavonoidsebagai antioksidan di dalam sistembiologis memiliki keuntungan yaitutoksisitasnya yang rendah. Antioksidanakan teroksidasi denganadanya radikalbebas dengan cara memberikanelektronnya pada radikal bebas tersebut.

Radikal bebas yang dimaksud disiniadalah radikal triklorometil dan radikaltriklorometilperoksi yang dihasilkandari metabolisme karbon tetraklorida dihati. Radikal triklorometil dan radikaltriklorometilperoksi dapat menginduksikerusakan sel dalam waktu yang singkat.Dengan adanya flavonoid sebagaiantioksidan ini, maka efek kerusakansel yang ditimbulkan oleh radikal bebasdapat dihambat (Havsteen, 2002).


Keterangan:A = Glomerulus; B = Kapsula Bowman;

C = Ruang Bowman; D = Tubulus proksimal. Perbesaran 400×Gambar 6. Histologis ginjal kelompok dosis 54 g/kg bb tikus/hari

Berdasarkan hasil analisis darah baikpengukuran kadar urea maupun kreatininplasma dan hasil pengamatan terhadapgambaran histologis ginjal menunjukkanbahwa efektivitas nefroprotektif infusdaun sukun (Artocarpusaltilis (Park.)meningkat seiring dengan peningkatandosis yang diberikan.Efek nefroprotektifyang tidak terlihat nyata secara statistikpada pengukuran diameter rata-ratakapsula Bowman dan jarak ruangBowman tersebut diduga disebabkanoleh waktu pemberian infus daun sukunyang kurang lama atau dosis sediaan ujiyang belum optimum, sehingga belummelindungi ginjal dari serangan radikalbebas dengan baik. Pada penelitian inidiperoleh hasil bahwa dosis 54 g/kg bb

tikus/hari (Gambar 6) memiliki efeknefroprotektif paling baik.

KESIMPULANEfektivitas infus daun Sukun (Artocarpusaltilis (Park.) meningkat seiring denganpeningkatan dosis yang diberikan ditinjaudari kadar urea dan kreatinin plasma.Perbaikan pada jaringan ikat sel-sel epitelkapsula Bowman dan jaringan ikat sel-sel tubulus meningkat seiring denganpeningkatan dosis yang diberikan. Akantetapi, tidak terlihat perbaikan yang nyataterhadap diameter rata-rata kapsulaBowman dan jarak ruang Bowman padakelompok dosis. Dosis 54 g/kg bb tikus/hari memiliki efek nefroprotektif palingbaik.


DAFTARACUANAdiraga.2007. Daun Sukun Penyelamat

Ginjal. 1 hlm. http://www.CBNPortal.com: 1 Januari 2010, pk. 09.00 WIB.

Beale RN, Croft D. 1961. A SensitiveMethod for The ColorimetricDetermination of Urea. J. Clin. Path.,14: 418.

Burtis CA, Ashwood ER. 1999. TietzTextbook of Clinical Chemistry. (Ed.ke-3). W.B. Saunders Company.Philadelphia.1239-1244.

Corwin EJ. 1997. Buku Saku Patofisiologi.Terjemahan dari Handbook ofPathophysiology oleh Brahm U.Pendit. Penerbit Buku KedokteranEGC.Jakarta. 442-492.

Dahlan M. 2009. Statistik untukKedokteran dan Kesehatan: Deskriptif,Bivariat, dan Multivariat DilengkapiProg SPSS. Salemba Medika. Jakarta.83-105.

Diagnostic MERCK: Direction for UseClinical Chemistry. 1976. MERCK.Darmstadt. 30-31, 163-174.

Farmakope Indonesia Edisi III. 1979.Departemen Kesehatan RepublikIndonesia. Jakarta. 12, 695.

Federer WY. 1963. Experimental Design,Theory and Application. NewYork,Mac. Millan, 544.

Ganiswarna, Sulistia G. 2005. Farmakologidan Terapi. (Ed. ke-4). BagianFarmakologi Fakultas KedokteranUniversitas Indonesia. Jakarta. 339,617, 669.

Havsteen, Bent H. 2002. The Biochemistryand Medical Significance of TheFlavonoids. Pharmacology &Therapeutics, 96: 101-103.

Hoff S. 2000. Methods of Blood Collectionin The Mouse. Lab Animal, 29(10):50-51.

Kaplan A, Pesce A. 1996. ClinicalChemistry: Theory, Analysis,Corelation 3rd Edition. Mosby-YearBook Company. USA. 490, 497-501.

Lu FC. 1995. Toksikologi Dasar: Asas,Organ Sasaran dan Penilaian Resiko.(Ed. ke-2). Terjemahan dari BasicToxicology: Fundamentals, TargetOrgans, and Risk Assesment, olehEdi Nugroho. Penerbit UniversitasIndonesia (UI-Press). Jakarta. 231.

Lutsgarten JA, Wenk RE. 1972. Simple,Rapid, Kinetic Method for SerumCreatinine Measurement. ClinicalChemistry, 18(11): 1419-1422.

Noveriza NNK, M Rizal, Balittro. 2008.Peluang Tanaman Obat sebagaiAlternatif Bahan Obat Flu Burung.Warta Penelitian dan PengembanganTanaman Industri, 14(1): 20.

Olagunju JA, AA Adeneye, BSFagbohunka. 2009. NephroprotectiveActivities of the Aqueous SeedExtract of Carica papaya Linn. InCarbon Tetrachloride Induced RenalInjured Wistar Rats: A Dose-andTime-Dependent Study. Biology andMedicine, 1(1): 11-19.

Paget GE, Barnes JM. 1964. In Evaluationof drug activities: Pharmacometrics.Lawrence DR, Bacharach AL (eds.)Vol 1. Academic Press. New York.

Parmar N, Prakash S. 2006. ScreeningMethods in Pharmacology. OxfordUK: Alpha Science International Ltd,39-47.

Silbernagl S, Lang F. 2007. Teks & AtlasBerwarna Patofisiologi. Terjemahan


dari Color Atlas of Pathophysiology.Jakarta: Penerbit Buku KedokteranEGC, 92-133

Standard of ASEAN Herbal Medicine.1993. Jakarta: ASEAN Countries,1:521.

Syah YM, SA Achmad, E Bakhtiar. 2006.Dua Flavonoid Tergeranilasi dariDaun Sukun (Artocarpus altilis).Jurnal Matematika dan Sains,11(3):100-104.


Documents

EFEK NEFROPROTEKTIFINFUS DAUN SUKUN