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0.0 – 0.4 mm. 0.4 – 0.8 mm. 0.8 – 1.2 mm. 1.2 – 1.6 mm. 1.6 – 2.0 mm. 2.0 – 3.0 mm. 3.0 – 4.0 mm. 4.0 – 5.0 mm. 5.0 – 7.0 mm. 7.0 – 10.0 mm. > 10.0 mm. Die Funktion von Bodenmikroorganismen bei der Mineralisierung und Stabilisierung der organsichen Substanz in Mikrohabitaten: - PowerPoint PPT Presentation
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0.0 – 0.4 mm
1.2 – 1.6 mm
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Die Funktion von Bodenmikroorganismen bei der Mineralisierung und Stabilisierung der organsichen Substanz in Mikrohabitaten:Die Detritussphäre als Lebensraum und der Einfluß des Wasserhaushalts auf ihre räumliche Ausprägung
Christian Poll1, Joachim Ingwersen1, Michael Stemmer2, Ellen Kandeler1
1Universität Hohenheim, Institut für Bodenkunde und Standortslehre (310), Emil-Wolff-Str. 27, 70593 Stuttgart, Deutschland2 Universität für Bodenkultur, Institut für Bodenforschung, Gregor-Mendel-Str. 33, 1180 Wien, Österreich
Einleitung
Räumliche Heterogenität spielt bei die Untersuchung von Prozessen im Boden in den letzten Jahren eine
wachsende Rolle (ETTEMA & WARDLE 2002). So erfolgt z.B. die Mineralisierung und Stabilisierung
organischer Substanz nicht homogen über den kompletten Boden verteilt, sondern ist konzentriert in
sogenannten „hot spots“.
Während wir uns in der ersten Projektphase zunächst auf die mikrobielle Besiedlung und den Umsatz der
org. Substanz in den kleinsten Mikrohabitaten (Korngrößenfraktionen, siehe POLL et al. 2003)
konzentriert haben, werden wir uns in der zweiten Projektphase mit den mikrobiellen Prozessen an der
Grenzfläche zwischen Streu und Boden beschäftigen. In früheren Versuchen wurde beobachtet, daß sich
die Detritussphäre auf ca. 2 mm beschränkt, wobei in diesen Versuchen der Wassergehalt auf einen
konstanten Wert eingestellt wurde (GAILLARD et al. 1999, KANDELER et al. 1999).
Fragestellung/Arbeitshypothese
Die eigenen Untersuchungen haben das Ziel, die Prozesse der Mineralisierung und Stabilisierung
organischer Substanz in der Detritussphäre aufzuklären. Es soll zum einen der Zusammenhang zwischen
Funktion und Struktur der Mikroorganismengemeinschaft und zum anderen der Einfluß des abiotischen
Faktors Wasser auf die räumliche Ausbildung der Detritussphäre untersucht werden. Letzteres zielt auf
die Frage des Transports von leicht löslichen organischen Substanzen und Bakterien aus der Streu bei
unterschiedlichen Saugspannungen und Wassergradienten.
Es wird erwartet, daß sich bei den mikrobiologischen Parametern ein wie in Abb.1 idealisiert
dargestellter Gradient einstellt, mit diesem Gradienten eine Sukzession innerhalb der
Mikroorganismengemeinschaft einher geht und die räumliche Ausprägung des Gradienten vom
Wasserhaushalt abhängt.
Abb.1: Idealisierte Darstellung eines Gradienten eines mikrobiologischen Parameters in Abhängigkeit von der Entfernung zur Streu, abgeleitet aus GAILLARD et al. 1999, KANDELER et al. 1999
Material und Methoden
Für die Untersuchungen wurde Unterboden der Weizen-NPK-Variante der zentralen Flächen des SPP in
Rotthalmünster verwendet. Der Unterboden wurde zunächst gewählt, da aufgrund der geringeren Corg-
Gehalte eventuelle Unterschiede in der Ausbildung von Gradienten deutlicher werden. Für einen ersten
Versuchsansatz wurde der Boden in Zylinder (d = 5.6 cm, h = 3 cm, ρS = 1.2 g/cm³) gefüllt und
anschließend mit definierten Saugspannungen (pF 1.8 und pF 2.5) equilibriert. Als Streu diente
gehäckselte und angefeuchtete Maisstreu > 2 mm. Die Inkubation erfolgte zwei Wochen bei 10°C in
einer Klimakammer. Anschließend wurden Boden und Streu getrennt und eingefroren. Von den
Bodenproben wurden mit einem Gefriermikrotom Schnitte in verschiedenen Tiefen (siehe Abb.2 und 3)
hergestellt. Zur Charakterisierung der Tiefenhorizonte dienen die Messung von Enzymaktivitäten, die
Extraktion und Bestimmung von PLFAs sowie deren C12/13-Verhältnis und die Bestimmung des C12/13-
Verhältnis der organischen Bodensubstanz. Die Enzymaktivitäten werden mit MUF-Substraten bestimmt
(MARX et al. 2001, VEPSÄLÄINEN et al. 2001), die PLFA-Bestimmung erfolgt nach FROSTEGÅRD
et al. (1993).
Mittels der Enzymaktivitäten wird zunächst eine Grundcharakterisierung vorgenommen, anhand derer
entschieden wird, an welchen Schnitttiefen die weiteren Untersuchungen durchgeführt werden sollen. Die
PLFA-Analyse dient der Analyse der Gemeinschaftsstruktur der Mikroorganismen sowie der
Bestimmung der Biomasse, die Bestimmung des C12/13-Verhältnisses in den PLFA soll klären, ob die zu
erwartende höhere Biomasse in den streunahen Schichten auf Inkorporation von Maisstreu
zurückzuführen ist oder ob org. Bodensubstanz zum Aufbau von Biomasse verwendet wurde. Mit dem
C12/13-Verhältnisses der org. Bodensubstanz soll überprüft werden, inwieweit es zu einem Transport von
org. Substanzen aus der Maisstreu in den Boden kommt.
Die Streu wird sowohl vor als auch nach der Inkubation durch Bestimmung des C/N-Verhältnisses, der
mikrobiellen Biomasse, der PLFA und Enzymaktivitäten charakterisiert.
Ausblick
Erste Ergebnisse aus dem statischen Versuchsansatz werden dieses Frühjahr erwartet. Als nächster Schritt
ist dieses Jahr geplant, in einem weiteren Versuchsansatz mittels Beregnung einen hydraulischen
Gradienten anzulegen. Es wird erwartet, daß sich dadurch eine größere räumliche Ausdehnung der
Detritussphäre ergibt, welche auf die unterschiedlichen Transportarten (Diffusion Konvektion)
zurückzuführen wäre. Parallel dazu soll in begleitenden Versuchsansätzen der Transport von Bakterien
untersucht werden. Weitere mögliche Varianten sind die Verwendung einer anderen Streu, Verwendung
von Oberbodenmaterial oder die Entnahme von ungestörten Bodenproben.
Literatur
Ettema C.H. & Wardle D.A. 2002: Spatial soil ecology. Trends in Ecology & Evolution 17, 177-183.Frostegård A., Bååth E. & Tunlid A. 1993: Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content.
Journal of Microbial Methods 14, 151-163.Gaillard V., Chenu C., Recous S. & Richard G. 1999: Carbon, nitrogen and microbial gradients induced by plant residues decomposing in
soil. European Journal of Soil Science 50, 567-578.Kandeler E., Luxhøi J., Tscherko D. & Magid J. 1999: Xylanase, invertase and protease at the soil-litter interface of a loamy sand.
Soil Biology and Biochemistry 31, 1171-1179.Marx M.-C., Wood M. & Jarvis S.C. 2001: A microplate flourimetric assay for the study of enzyme diversity in soils.
Soil Biology and Biochemistry 33, 1633-1640.Poll C.,Thiede A.,Wermbter N.,Sessitsch A. & Kandeler E. 2003: Micro-scale distribution of microorganisms and microbial enzyme activities in a soil with long-term organic amendment. European Journal of Soil Science, accepted.Vepsäläinen M., Kukkonen S., Vestberg M., Sirviö H. & Niemi R.M. 2001: Application of soil enzyme activity test kit in a field experiment.
Soil Biology and Biochemistry 33, 1665-1672.
Abb.2: Anordnung der Analysehorizonte in einem Stechzylinder, die Schnittdicke des Gefriermikrotoms beträgt 100µm
Abb.3: Photo des Gefriermikrotoms mit einer zu schneidenden Probe
Entfernung von der Streu
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