Download pdf - Laporan Praktikum Tetap Biokimia

1

LAPORAN PRAKTIKUM TETAP BIOKIMIA

1. ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT

2. KIMIA LIPIDA

3. UJI SIFAT FISIK DAN KIMIA CAIRAN TUBUH

(AIR LIUR DAN EMPEDU)

4. MENETAPKAN KADDAR KOLESTEROL

OLEH :

LINA YULIANASTUTI

G1A 008 030

PROGRAM STUDI BIOLOGI

FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM

UNIVERSITAS MATARAM

MATARAM

2010

2

HALAMAN PENGESAHAN

Laporan buokimia ini disahkan oleh:

Koordinator

Lalu Shafwan Hadi ELWathan

G1c 007 013

Co’as Acara 1 Co’as Acara 2

Lady Faerrosa Josman Sahri Yanti

G1C 007 014 G1C 007 35

Co’ as Acara 3 Co’as Acara 4

Mirwan Hazan Aziz Hismawadi

G1C 007 022 G1C 007 10

3

KATA PENGANTAR

Puji syukur kehadirat Allah swt karena berkat rahmat dan hidayah‐Nya laporan tetap

biokimia ini dapat selesai tepat pada waktunya. Laporan tetap biokim ini disusun dari hasil

praktikum yang telah dilakukan setiap minggunya, yang digunakan sebagai syarat mengikuti

respon akhir. Penyusunan laporan tetap ini tidak lepas dari bantuan co. ass baik secara

langsung maupun tidak langsung.

Penulis mengakui bahwa penyusunan laporan tetap ini masih jauh dari kesempurnaan.

Oleh karena itu, diharapkan adanya kritik serta saran yang membangun guna menjadikan

laporan tetap ini dapat menjadi lebih baik lagi. Akhir kata semoga laporan tetap ini dapat

berguna bagi para pembaca.

Desember, 2010

Penulis

4

DAFTAR ISI

Halaman Judul ............................................................................................................................... 1

Halaman pengesahan................................................................................ .................................. 2

Kata Pengantar .............................................................................................................................. 3

Daftar Isi .......................................................................................................................................... 4

Acara I ............................................................................................................................................... 5

Acara II ............................................................................................................................................. 17

Acara III ............................................................................................................................................ 34

Acara IV ............................................................................................................................................ 51

5

ACARA I

ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT

6

ACARA I

ISOLASI DAN HIDROLISIS KARBOHIDRAT

A. PELAKSANAAN PRAKTIKUM

Tujuan : Untuk mengidentifikasi sifat‐sifat umum berbagai jenis karbohidrat,

dengan uji kuantatif (menentukan kadar pati ) dan uji kualitatif

(reaksi peragian, reaksi Molisch, dan reaksi Benedict).

b. Hari, tanggal : Selasa, 17 November 2009

c. Tempat : Laboraturium Kimia Fakultas MIPA Universitas Mataram.

B. LANDASAN TEORI

Karbohidrat adalah senyawa‐ senyawa aldehid atau keton dengan banyak gugus

hidroksil.Senyawa‐senyawa ini menyusun sebagian besar bahan organik di dunia

karena peran multipelnya pada semua bentuk kehidupan. Peran karbohidrat antara lain

sebagai sumber energi,bahan bakar, dan zat antara metabolisme. Pati pada tumbuh‐

tumbuhan dan glikogen pada binatang adalah polisakarida yang dapat dengan cepat di

mobilisasi untuk menghasilkan glukosa, bahan bakar utama untuk pembentukan energi.

ATP,alat tukar energi bebas yang universal,adalah derivat gula terfosforilasi

sebagaimana layaknya koenzim. Gula ribosa dan deoksiribosa membentuk sebagian

besar kerangka struktur RNA dan DNA. Fleksibelitas cincin kedua gula ini penting pada

penyimpanan dan ekspresi informasi ganetik. Karbohidrat berikatan dengan banyak

proten dan lipid, misalnya unit‐unit gula glikoforin,yaitu suatu protein integral

membran yang memberi sel‐sel darah merah satu lapisan anion yang sangat polar.

Selain itu juga polisakarida merupakan elemen struktur dinding sel bakteri dan

tumbuhan, dan rangka luar artropoda (Stryer,2000:463).

Karbohidrat mempunyai rumus empiris CH2O,misalnya rumus molekul glukosa

adalah C6H12O6. Karbohidrat sangat beranekaragam sifatnya,misalnya Sukrosa dan

Fruktosa, keduanya adalah karbohidrat. Salah satu perbedaan utama antara berbagai

7

tipe karbohidrat ialah ukuran molekulnya. Monosakarida (sering disebut gula

sederhana) adalah satuan karbohidrat yang tersederhana,mereka tidak dapat

dihidrolisis menjadi molekul karbohidrat yang lebih kecil.Monosakarida dapat diikat

secara bersama‐sama membentuk dimer trimer dan sebagainya dan akhiirnya polimer.

Dimer‐dimer disebut disakarida. Sukrosa adalah suatu disakarida yang dapat

dihidrolisis menjadi satu satuan glukosa dan satu satuan fruktosa. Monosakarida dan

disakarida larut dalam air dan umumnya terasa manis (Fessenden,1982:319).

Biji‐bijian serta umbi‐umbian pada umumnya mengandung bayak karbohidrat yang

berfungsi sebagai sumber energi.Karbohidrat disimpan dalam bentuk polisakarida

seperti pati dan inulin. Hidrolisis polisakarida dapat menggunakan katalis asam atau

enzim. Pada hidrolisis asam terjadi pemotongan ikatan glikosida secara acak,dengan

membentuk macam‐macam oligosakarida dan akhirnya dikonversi menjadi

glukosa,sedangkan dengan katalis enzim terjadi pemotongan ikatan glikosida secara

teratur sesuai dengan enzim yand di gunakan. Misalnya Amilo pektin dan amilosa

keduanya dihidrolisis oleh enzim amilase yang disekresi oleh kelenjar liur dan pankreas

(Anonim,2009:1).

C. ALAT DAN BAHAN

1. Alat

- Tabung Reaksi

- Penangas Air

- Gelas Ukur

- Pipet

- Penyaring Buchner

- Stopwatch

- Blender

- Penjepit tabung

- Rak tabung

- Kain saring

- Timbangan

- cutter

8

2. Bahan

- Aquades

- Ubi kayu yang sudah diblender

- Alkohol 95 %

- Larutan 20 % suspensi ragi roti

- Larutan buffer fosfat (pH 6,6‐6,8)

- Larutan glukosa

- Larutan 10 % alfa naftol

- H2SO4 pekat

- Reagen Benedict

- isolasi amilum dari ubi kayu

- Kertas saring

D. SKEMA KERJA

1. Isolasi Amilum dari Umbi/Bijibijian.

‐ (+) 200 ml aquades kemudian di blender selama 30 detik, dilakukan beberapa kali.

‐ Disaring residu dengan kain dan larutan yang keruh ditampung dalam gelas ukur 500 ml.

‐ (+) 200 ml aquades dan dikocok

‐ Didekantasi

‐ (+) 200 mL aquadest dan dikocok.

100 gram ubi kayu yang

sudah diparut

Larutan yang jenuh

Larutan yang jenuh Endapan

9

‐ (+) 100 mL alkohol 95%

‐ Disaring dengan kertas saring.

‐ Dikeringkan pada suhu kamar.

2. Reaksi Peragian

‐ Dimasukkan ke tabung reaksi (fermentasi)

‐ Dibiarkan 1 jam + KH

3. Reaksi Molisch

‐ Dimasukkan ke dalam tabung reaksi.

‐ (+) 2 tetes larutan 10% alfa naftol yang masih baru.

‐ Dialirkan 2 mL H2SO4 pekat melalui dinding tabung yang dimiringkan hingga membentuk lapisan di bawah campuran.

Larutan yang jernih Endapan

Pati

5 mL Larutan 20% suspensi ragi roti

5 mL Larutan 20% suspensi ragi roti

2 mL glukosa

Adanya cincin ungu pada batas 2 cairan tersebut

menunjukkan adanya karbohidrat

hasil

10

4. Reaksi Benedict

‐ Dimasukkan ke dalam tabung reaksi

‐ dipanaskan dengan penangas air selama 5 menit

E. HASIL PENGAMATAN

Langkah Kerja Hasil Pengamatan

a. Reaksi peragian 5 ml larutan 20%

suspensi ragi roti + 5 ml buffer fosfat

(pH 6,6‐6,8). Dibiarkan 1 jam + KH

b. Reaksi Molisch

‐ perlakuan terhadap glukosan 5 ml

glukosa +b2 tetes larutan 10%

alfanaftol yang masih baru dan

dicampur, dialirkan perlahan‐lahan 2

ml H2SO4.

‐ perlakuan terhadap fruktosa 5 ml

fruktosa + 2 tetes larutan 10 % alfanaftol

‐ warna larutan putih susu, terdapat 2

lapisan yaitu jernih dan endapan.

‐ pada menit ke 15 mulai terlihat adanya

gelembung CO2hingga 1 jam gelembung

CO2 terlihat semakin jelas. Adanya

gelembung CO2 menunjukkan adanya

reaksi peragian.

‐ Terdapat partikel‐partikel melayang

warna hitam dan terdapat cincin ungu &

lama‐lama akan terasa panas berarti

campuran ini mengandung karbohidrat.

‐ terdapat seperti kotoran yang melayang

5 mL Reagen Benedict

Warna hijau, kuning, merah, orange atau merah bata dan

endapan merah bata menunjukkan reaksi positif.

11

yang masih baru dan dicampurkan,

dialirkan perlahan‐lahan 2 ml H2SO4.

c. Reaksi Benedict

‐ 5 ml reagen benedict + 5 ml larutan

glukosa diletakkan pada tabung dan

dimasukkan dalam penangas air slama

1 mnt.

‐ perlakuan terhadap fruktosa (sama

seperti glukosa)

diatas larutan.

‐ terdapat 2 lapisan atas keruh kehitaman,

bawah bening.

Terdapat cincin warna ungu yang

menandakan adanya karbohidrat.

‐ Wrna benedict biru, glukosa bebing

‐ benedict + glukosa = biru

‐ benedict + glukosa dipnskan = hijau lumut

‐ benedict + fruktosa dipnskan = merah

bata.

F. ANALISIS DATA

1. Isolasi Amilum dari umbi

Diketahui :

Berat amilum = 18,55 gram

Berat kertas saring = 1,11 gram

Berat kertas saring + pati = 19,66 gram

Dit : kadar amilum.....?

Kadar amilum = 18,55 / 100 gram X 100% = 18,55 %

12

2. Reaksi Mollisch

CH2OH—HCOH—HCOH—HCOH— HCOH—C=O + H2SO4 → C —H +

Glukosa OH

Furfural αnaftol

Rumus cincin yang terbentuk

O

__SO3H

H2C C OH

Cincin ungu senyawa kompleks

1. Reaksi Benedict

O O

R—C—H + Cu2+ 2OH‐ → R—C—OH + Cu2O

Gula Pereduksi Endapan Merah Bata

13

G. BEMBAHASAN

Praktikum kali ini adalah mengenai Isolasi dan Hidrolisis Karbohidrat. Adapun

percobaan yang dilakukan adalah isolasi amilum dari ubi kayu, reaksi peragian, reaksi Molisch,

dan reaksi Benedict. Pati (starch) atau amilum merupakan polisakarida yang terdapat pada

sebagian besar tanaman, terbagi menjadi dua fraksi yaitu amilosa dan amilopektin. Pati sebagai

komponen utama karbohidrat pada suhu tinggi dapat mengalami hidrolisis. Meningkatnya suhu

akan meningkatkan kecepatan hidolisis pati. Pada suhu tinggi pati dapat mengalami pemecahan

– pemecahan menjadi senyawa‐senyawa sederhana seperti glukosa, maltosa dan dekstrin.

Selain pada suhu tinggi, hidrolisis juga dapat dilakukan dengan asam (H2SO4) maupun dengan

basa (NaOH). Komponen karbohidrat lainnya yaitu sukrosa juga mengalami hidrolisis pada

kadar air rendah. Hidrolisis pati dapat juga dipengaruhi oleh pH, konfigurasi anomerik dan

ukuran cincin glukosil. Glikosidis lebih mudah terhidrolisis pada kondisi asam daripada kondisi

basa dan cenderung stabil. Karbohidrat cenderung tidak stabil pada suasana asam, khususnya

pada suhu tinggi. Perbedaan nilai anomerik hidrolisis β‐D‐glikosidis adalah lebih kecil dari pada

α‐D‐anomer, perbedaan ini disebabkan variasi struktural dan perbedaan pada derajat gabungan

antara oligo dan polisakarida. Cincin furanosa jauh lebih mudah dihidrolisis daripada cincin

firanosa, walaupun hidrolisa firanosa adalah gabungan molekul, hidrolisis furanosa dianggap

sebagai bimolekuler karena entropi negatifnya diaktifkan.

Uji kualitatif karbohidrat dengan reaksi peragian yaitu terlihat adanya gelembung CO2.

adanya gelembung tersebut menunjukkan adanya reaksi peragian. Hasil akhir dari reaksi ini

adalah CO2 dan etanol. Percobaaan peragian dilakukan untuk menentukan gula yang dapat

difermentasikan. Pada percobaaan, yang di uji adalah pati. Dimana telah diketahui sebelumnya

pati mengandung sejumlah gula salah satunya glukosa. Ragi pada reaksi peragian ini memiliki

enzim zymase, enzim inilah yang mampu mengubah atau menghidrolisis pati. Selain enzim pada

ragi, enzim yang dapat menghidrolisis pati adalah enzim amylase yang terdapat dalam kelenjar

air liur. Waktu makanan yang mengandung pati dikunyah di dalam mulut, dihasilkan bulatan

siap ditelan, α‐amilase saliva bekerja terhadap terhadap zat pati secara acak. Ikatan (1‐4) α‐D‐

glikosidik terpecah menghasilkan maltosa, beberapa glukosa dan unit‐unit molekul zat pati yang

lebih kecil, disebut dekstrin. Degradasi amilum membutuhkan enzim amilase yang akan

memecah/menghidrolisis menjadi polisakarida yang lebih pendek (dextrin), dan selanjutnya

menjadi maltosa.

Dalam karbohidrat dikenal beberapa pengujian untuk menentukan kandungan yang

terdapat dalam karbohidrat tersebut. Salah satu reaksi yang dilakukan untuk menentukan ada

tidaknya karbohidrat adalah raeksi Molisch. Larutan yang bereaksi positif akan memberikan

14

cincin yang berwarna ungu ketika direaksikan dengan α‐naftol dan asam sulfat pekat.

konsentrasi asam sulfat pekat bertindak sebagai agen dehidrasi yang bertindak pada gula untuk

membentuk furfural dan turunannya yang kemudian dikombinasikan dengan α‐naftol untuk

membentuk produk berwarna, dimana terlihat pada pengamatan terbentuk lapisan warna yaitu

bening keemasan dan putih keruh serta terdapat cincin ungu diantara lapisan warna bening

keemasan dan putih keruh. Hal tersebut ditunjukkan untuk perlakuan terhadap glukosa,

sedangkan perlakuan terhadap fruktosa terjadi hal yang sama yaitu terdapat lapisan warna

yaitu keruh kehitaman dan lapisan yang bening. Dimana seperti perlakuan terhadap glukosa

tadi, di tengah lapisan warna tersebut terdapat cincin berwarna ungu pekat. Cincin ungu inilah

yang menunjukkan adanya karbohidrat di dalam pati.

Selain reaksi Molisch, untuk uji karbohidrat dilakukan juga reaksi Benedict. Benedict

terdiri dari campuran Na2Co3 + CuSO4 + Natrium sitrat. Reaksi Benedict akan menyebabkan

larutan yang berwarna biru akan berubah menjadi orange atau kuning. Didalam pati terdapat

glukosa, beberapa glukosa memiliki gugus gula pereduksi. Hal ini dapat dibuktikan dengan

pengujian Benedict yang akan memberikan warna kehijauan jika hasil reaksi tersebut positif.

Larutan glukosa yang dipanaskan setelah diteteskan pada reagen benedict akan memberi warna

kehijauan. Warna hijau ini menandakan pati mengandung karbohidrat. Sedangkan fruktosa yang

ditambahkan dengan benedict dan dipanaskan warnanya menjadi merah bata, hal tersebut juga

menandakan pati mengandung karbohidrat.

H. PENUTUP

1. Kesimpulan

a. Karbohidrat merupakan kelompok besar senyawa polihidroksialdehida dan

polihidroksiketon

b. Atau senyawa‐senyawa yang dapat dihidrolisis menjadi polihidroksialdehida atau

polihidroksiketon. Karbohidrat dikelompokkan menjadi empat kelompok penting

yaitu monosakarida, disakarida, oligosakarida, dan polisakarida.

c. Pengujian pada karbohidrat yang dilakukan yaitu uji molisch, uji benedict, dan uji

peragian..

d. Pada reaksi peragian pati merupakan karbohidrat ditunjukkan oleh adanya

gelembung co2.

15

e. Reaksi molisch dilakukan untuk mendeteksi kandungan karbohidrat pada pati,

dengan adanya cincin ungu ketika direaksikan dengan α‐naftol dan asam sulfat

pekat.

f. Reaksi benedict membuktikan adanya karbohidrat ditunjukkan oleh adanya

beberapa perubahan warna, yaitu dari biru menjadi hijau ketika dipanaskan pada

glukosa dan menjadi merah bata ketika dipanaskan pada fruktosa.

g. Pati sebagai komponen utama karbohidrat pada suhu tinggi dapat mengalami

hidrolisis. Meningkatnya suhu akan meningkatkan kecepatan hidolisis pati.

h. Hidrolisis pati dapat juga dipengaruhi oleh ph, konfigurasi anomerik dan ukuran

cincin glukosil.

2. Saran

- Diharapkan kepada co.Ass untuk lebih membimbing praktikan dalam melakukan

praktikum agar tidak terjadi kesalahan.

- Diharapkan juga kepada praktikan agar lebih teliti lagi dalam melakukan praktikum

agar praktikum berjalan dengan lancar.

16

DAFTAR PUSTAKA

Anonim,2009.karbohidrat.www.wikipedia.com/19/11/2010.diakses pada 19 november 2010

Fessenden dan Fessendan.1982.Kimia Organik Edisi Ketiga.Erlangga.Jakarta

Stryer,Lubert.2000.Biokimia Edisi keempat.Penerbit buku Kedokteran EGC.Jakarta

Tim Penyusun.2009.Petunjuk Praktikum Biokimia.FMIPA Universitas Mataram.Mataram

17

ACARA 2

KIMIA LIPID

18

ACARA 2

Kimia Lipid

A.PELAKSANAAN PRAKTIKUM

a.Tujuan Praktikum : ‐ Identifikasi senyawa lipidmenggunakan tes noda lemak

‐ Identifikasi kualitas minyak melalui penentuan bilangan

penyabunan


asam


peroksida

b.Hari,tanggal : Selasa,23 Noavembera 2010

c.Tempat : Laboratorium Kimia Dasar Fakultas MIPA UNIVERSITAS MATARAM

B. LANDASAN TEORI

Lemak atau lipida adalah senyawa organik yang tidak larut dalam air,tapi dapat

diekstraksi dengan pelarut non polar seperti kloroform,eter,atau benzena. Lemak

termasuk juga minyak merupakan ester asam lemak dengan gliserol (gliserida).

Perbedaan lemak dengan minyak hanya berdasarkan sifat fisiknya saja. Lemak bersifat

padat pada suhu kamar dan minyak bersifat cair pada suhu kamar. Sifat minyak dan

lemak terutama ditentukan oleh komposisi asam lemaknya. Asam lemak jenuh bersifat

padat,sedangkan asam lemak tidak jenuh bersifat cair (Anonim,2007:10).

Lemak dan minyak biasanya dibedakan berdasarkan titik lelehnya. Pada suhu

kamar lemak berwujud padat sedang minyak berwujud cair. Titik leleh minyak dan

lemak bergantung pada strukturnya,biasanya meningkat dengan bertambahnya jumlah

karbon. Banyaknya ikatan pada dua karbon dalam komponen asam lemak juga

berpengaruh. Trigliserida yang asam lemak tak jenuh,seperti asam oleat dan

19

linoleat,biasanya berwujud minyak. Trigliserida yang kaya akan asam lemak jenuh

seperti asam lemak stearat dan palmiitat biasanya adalah lemak (Wilbraham,1992:112).

Lemak hewan dan tumbuhan mempunyai susunan asam lemak yang berbeda‐

beda,untuk menentukan derajat ketidak jenuhan asam lemak yang terkandung di

dalamnya diukur dengan bilangan iodium. Iodium dapat bereaksi denngan ikatan

rangkap di dalam asam lemak. Tiap molekul iodin mengadakan reaksi adisi pada suatu

ikatan rangkap. Oleh karenanya makin banyak ikatan rangkap main banyak pula iodin

yang bereaksi (Arna poejadi,1994:23).

Bilangan iodin adalah jumlah atau gram iod yang dapat diikat oleh ion gram

lemak. Ikatan rangkap yang terdapat pada lemak tidak jenuh atau bereaksi dengan iod

atau senyawa iod. Gliserida dengan tingkat kejenuan yang tinggi akan mengikat iod

dalam jumlah yang lebih besar. Bilangan iod dapat mmenyatakan ketidak jenuhan dari

lemak atau minnyak. Untuk menyatakan ukuran hidrolisis digunakan bilangan asam.

Bilangan asam adalah ukuran dari jumlah asam lemak bebas serta dihitung berdasarkan

berat molekul dari asam lemak atau campuran asam lemak. Bilangan asam lemak

dinyatakan sebagai jumlah mg KOH 0,1 µ yang digunakan untuk menetralkan asam

lemak (S.Ketaren,1986:212).

C. ALAT DAN BAHAN

a. Alat

1.Tabung reaksi

2.Rak tabung reaksi

3.Pipet tetes

4.Timbangan analitik

5.Gelas kimia

6.Pengaduk

7.Penjepit

8.Labu erlemeyer

9.Pendingin balik

10.Gelas arloji

11.Gelas ukur

12.Alat refluks

20

13.Alat titrasi

14.Kertas saring

15.Timbangan elektrik

16.Penangas uap

b. Bahan

1. Minyak goreng bekas

2. Minyak goreng bersih

3. Eter

4. 50 ml KOH 0,5 N

5. Etanol

6. Indikator fenolftalin

7. HCl 0,5 N

8. Alkohol 95 %

9. KOH 0,1 N

10. Kloroform asam asetat glasial

11. 0,5 ml larutan KI

12. Aquades

13. Natrium tiosulfat 0,1 N

14. Kertas label

15. Tissue

D. CARA KERJA

1. Grese spot test ( tes noda lemak )

+ eter,Dikocok

Dituang dalam arloji

Usap gelas arloji dengan kertas saring buram

Senyawa X

minyak baru/minyak

k

Hasil

Hasil

21

2. Penentuan bilangan penyabunan

Dimasukkan ke dalam erlenmeyer Ditambahkan 50 ml KOH 0,5 N

Dihubungkan dengan pendingin tegak ,didihkan dengan penangas uap.

+ indikator ( stlh dingin).

Dititrsi dengan HCL 0,5 N

3. Penentuan bilangan asam

- + 50 ml alkohol

- Erlenmeyer ditutup,dipanaskan,digojk,diginkan

+ pp

Titrasi dgn KOH 0,1 N

4.Penentuan bilangan peroksida

- - + 30 ml pelarut kloroform asam asetat

glasial - + 0,5 ml KOH,dikocok - +30 ml air

- Indikator amilum - +PP - Titrasi dgn Tiosulfat

4 gr minyak /kotor

20 gr minyak

baru/kotor

hasil

hasil

0,5 gr minyak

baru/koor

Hasil

Hasil

Hasil

Hasil

Hasil

Hasil

22

E. HASIL PENGAMATAN

Langkah kerja Hasil

a. Greas Spot test (tes noda lemak)

Minyak jelantah+ eter diletakkan di

gelas arloji diuapkan,ditutup

dengan kerts saring

Minyak baru + eter diletakkan di

gelas arloji kemudian

diuapkan,ditutup dengan kerts saring

b. Penentuan bilangan

penyabunan

‐2 gr minyak kotor dalam erlemeyer l

KOH 0,5 N dalam etanol 25 ml

‐Erlemeyer dihubungkan dengan

pendingin tegak dan minyak didihkan

dengan penangas.

‐ Ditambahkan indikator PP

‐ dititrasi dengan HCL 0,5 N

‐2 gr minyak baru dalam erlemeyer l

KOH 0,5 N dalam etanol 25 ml

Warna kecoklatan menjadi bening

sedikit berbau kemudian Diuap

dengan kertas saring hasilnya

Terdapat noda lemak berwarna

orange

Warna bening bening sedikit

berbau kemudian Diuap

dengan kertas saring

hasilnya terdapat spot pd kertas

saring.

‐Warna larutan kecoklatan

‐Setelah dipanaskan larutan

berubah menjadi orange

‐Tampak gelembung‐gelembung

udara di permukaan larutan ( 30

menit)

‐ warna merah

‐ warna semakin memerah pekat

dengan volume titrasi 2.1 ml.

‐Warna larutan kuning bening

23

‐Erlemeyer dihubungkan dengan

pendingin tegak dan minyak didihkan

dengan penangas.

‐ Ditambahkan indikator PP

‐ dititrasi dengan HCL 0,5 N

c. Penentuan bilangan asam.

‐10 gr minyak baru dalam erlemeyer

250 ml + 25 ml alkohol 95 %

‐Erlemeyer ditutup dengan pendingin

balik dipanaskan sampai mendidih dan

digosok kuat

‐Didinginkan,larutan dititrasi dengan

larutan standar KOH 0,1 N dengan

indikasi PP

‐tentukan juga 3 macam minyak

lainnya.

‐10 gr minyak kotor dalam erlemeyer

250 ml + 25 ml alkohol 95 %

‐Erlemeyer ditutup dengan pendingin

balik dipanaskan sampai mendidih dan

digosok kuat

‐Tampak gelembung‐gelembung

udara di permukaan larutan ( 30

menit)

‐ warna pink

‐ warna semakin merah dengan

volume titrasi 2.1 ml.

‐warna awal kuning+alkohol

terbentuk warna larutan jadi keruh

‐ setelah 5 menit terlihat buih

kuning keruh di bagian atas,saat 7

menit buih mulai berubah menjadi

putih,lama‐lama buih

berkurang,setelah 20 menit

warnanya menjadi keruh

kekuningan.

‐warna menjadi putih terdapat

endapan,setelah ditambah PP

warnaa terbaagi menjadi 2 lapisan

kuning di bagian atas putih

dibagian bawah,setelah dititrasi

warnanya menjadi kuning

bening.Volume titrasi 6,3 ml.

‐warna awal kecoklatan +alkohol

terbentuk warna jadi memudar

‐ tidak ada perubahan warna.

‐warna menjadi 2 warna terdapat

endapan, lapisan atas

bening,lapisan bawah coklat

24

‐Didinginkan,larutan dititrasi dengan

larutan standar KOH 0,1 N dengan

indikasi PP.

d.Penentuan bilangan peroksida

‐0,5 gr minyak baru+ 30 ml pelarut

kloroform : asam asetat glasial (2:3

v/v) dikocok.

‐ Ditambahkan 0,5 ml KI jenuh sambil

dikocok + 30 ml aquadest

‐Iodium yang dibebaskan oleh

peroksida dititrasi dengan larutan

standar Na‐tiosulfat 0,1 N dengan

indikator amilum.

‐Tentukan 3 macam contoh minyak

‐0,5 gr minyak kotor + 30 ml pelarut

kloroform : asam asetat glasial (2:3

v/v) dikocok.

‐ Ditambahkan 0,5 ml KI jenuh sambil

dikocok + 30 ml aquadest

‐Iodium yang dibebaskan oleh

peroksida dititrasi dengan larutan

standar Na‐tiosulfat 0,1 N dengan

indikator amilum.

pekat.setelah ditambah PP warnaa

menjadi homogen,setelah dititrasi

warnanya menjadi putih cokelat

keruh.Volume titrasi 10,3 ml.

‐ Tiosulfat digunakan 1,5,warana

awal bening keruh berubah

menjadi orange dengan gumpalan

minyak terdapat di dasar tabung.

‐Minyak larut dalam pelarut,warna

larutan kuning keruh,larutan

berubah menjadi keruh

‐Tiosulfat yang digunakan untuk

titrasi 3,8 ml,larutan berubah

menjadi orange,minyaknya

membentuk gumpalan.

25

e.Blanko

‐ NaoH 0,1 N+ KOH 0,1 N Sebelum

duipanaskan

‐erlenmeyer ditutup dengan pendingin

balik dipanaskan sampai mendidih

‐didinginkan+ PP,dititrasi dgn HCL 0,5

N

_ Warna bening

‐kuning seperti minyak baru.

‐jadi warna merah,volume titrasi

20,4 ml.

F. ANALISA DATA

a. Minyak baru


Volume HCl untuk titrasi blangko (V1) = 20,4 ml

Volume HCl untuk titrasi minyak (V2) = 2,1 ml

Berat minyak = 2 gram

Bilangan penyabunan = ( V1 – V2 ) x 28, 5

Berat minyak (gram)

= ( 20,4 ml – 2,1 ml ) x 28,5

2 gr

= 260,75


Volume KOH untuk titrasi = 6,3 ml

Normalitas KOH = 0,1 N


26

Bilangan asam = ml KOH x Norm. KOH x 56,1 Berat minyak (gram)

= 6,3 ml x 0,1 x 56,1 10 gram

= 3,53

3. Penentuan bilangan lipida

Volume titran larutan = 1,5 ml

Normalitas larutan Na2S203 = 0,1 N

Berat minyak = 0,5 gram

Bilangan peroksida = Vol. Titran lar. Na2S203 x Norm. Lar. Na2S203 X 1000

Berat minyak (gram)

=1,5 x 0,1 x 1000

0,5 gr

= 300

b. Minyak bekas


Volume HCl untuk titrasi blangko (V1) = 20,4 ml

Volume HCl untuk titrasi minyak (V2) = 2,1 ml


Bilangan penyabunan = ( V1 – V2 ) x 28, 5 Berat minyak (gram)

= (20,4ml – 2,1ml ) x 28,5 2 gram

= 260,775

27


Volume KOH untuk titrasi = 10,3 ml

Normalitas KOH = 0,1 N


Bilangan asam = ml KOH x Norm. KOH x 56,1 Berat minyak (gram)

= 10,3 ml x 0,1 N x 56,1 10 gram

= 5,7783

3. Penentuan bilangan lipida

Volume titran larutan Na2S2O3 = 3,8ml

Normalitas larutan Na2S2O3 = 0,1 N

Berat minyak = 0,5 gram

Bilangan peroksida = Vol. Titran lar. Na2S2O3 x Norm. Lar. Na2S2O3 x 1000 Berat minyak (gram)

= 3,8 x 0,1 x 1000 0,5 gram

= 760

Reaksi:

a. CH3 – O – CH3 – O3 2 CO2 + H2O

b. Minyak + KOH kalium steurat + H2O + gliserol

c. KOH + HCL KCL + H2O

d. Minyak + alkohol kolesterol + asam lemak

e. Minyak (3HOCOR) atau 3CH2O2 C (Ch2)10 CH3

f. Kalium Stearat (3CH3 (CH2)16 CO2K

g. Asam lemak + etanol larut

28

h. Minyak + kloroform + asam asetat galsial larut

i. l3 ‐ + alium kompleks l3‐ amilum

j. l2 + 2S2O32‐ 21‐ + 3S4O62‐

G. PEMBAHASAN

Pada praktikum kali ini yaitu mengenai lipid,dilakukan empat macam percobaan antara

lain: Greas spot test,Penentuan bilangan penyabunan,Penentuan bilangan asam,dan

penentuan bilangan peroksida. Dimana digunakan dua jenis minyak yaitu minyak bersih

dan minyak yang sudah digunakan.

Pada percobaan Greas spot test yang bertujuan untuk melihat apakah dalam

minyak tersebut terkandung lemak atau tidak yang ditandakan dengan ada atau tidaknya

noda lemak pada kertas saring tersebut. Berdasarkan hasil pengamatan didapatkan hasil

bahwa pada minyak bersih warna larutan yang semula bening setelah didiamkan dan

diusap dengan kertas saring didapatkan noda lemak pada kertas tersebut sedangkan pada

minyak bekas setelah diusap terdapat lemak pada kertas saring tersebut,hal ini

menandakan bahwa baik pada minyak bekas terdapat lemak.menurut teori seharusnya

minyak bersih maupun minyak kotor terdapat spot lemak.kemungkinan terjadi kesalahan

prosedur pada saat praktikum khususnya pada minyak bersih. Kertas saring keduanya

menjadi transparan artinya keduanya mengandung lipid atau lemak bedanya kanya pada

warna noda di kertas saring saja,karna menggunakan minyak yang beda antara minyak

jelantah dan minyak baru.

Bilangan penyabunan adalah jumlah miligram KOH yang diperlukan untuk

menyabunkan 1 gram lemak atau minyak. Pada penentuan bilangan penyabunan,setelah

melakukan langkah‐langkah dalam praktikum ini, antara lain dengan mencampuran minyak

baru sebanyak 2 gram dengan etanol dalam Erlenmeyer titrasi dengan menggunakan HCl

didapat nilai titrasi sebagai V1 sebanyak 20,4 ml dan V2 sebanyak 2,1 ml. Maka ditemukan

hasilnya 260,775.hal ini sama kemungkinan terjadi salah penggunaan bahan atan

keteledoran praktikan.

Berarti bilangan penyabunan atau jumlah mg KOH yang dibutuhkan untuk menyabunkan 1

g lemak bernilai 260,775 sedangkan pada minyak lama maupun minyak baru.. Dimana

penyabunan itu sendiri didefinisikan sebagai reaksi yang terjadi karena adanya proses

pendidihan minyak/ lemak dengan senyawa alkil kemudian dilakukan pengasaman larutan

yang dihasilkan yang kemudian akan didapa tkan gliserol dan campuran asam lemak (Hart,

29

2003). Sedangkan berdasarkan data hasil pengamatan diperoleh hasil pada percobaan ini

menggunakan minyak baru warna larutan awal yang semula merah darah setelah

dipanaskan larutan berubah menjadi merah gelap,setelah ditambahkan indikator PP pada

larutan tersebut terdapat koagulan,dimana sabun tersebut menghilang setelah dititrasi

dengan HCl.Terjadinya perubahan warna disebabkan adanya reaksi penyabunan akibat

terjadinya reaksi penyabunan melalui proses pemanasan,.Sedangkan pada minyak bekas

didapatkan hasil setelah dititrasi minyak tersebut tidak mengalami perubahan warna yang

menandakan pada minyak bekas tersebut tidak terjadi reaksi penyabunan.

Pada penentuan bilangan asam,setelah melakukan beberapa langkah antara lain

dengan mencampurkan 10 gram minyak dengan alkohol 95 % sebanyak 25 ml di dalam

erlenmeyer serta ditutup dengan pendingin balik kemudian dipanaskan didapatkan hasil

pada minyak baru dengan Volume KOH 6,3 ml,dan berat minyak sebanyak 10 gr.

pada minyak baru 3,53. Berarti bilangan asam yang diperoleh dari proses penyabunan pada

percobaan dengan menggunakan bahan 2 gram minyak ,dan alkohol 95 % sebanyak 25 ml

kemudian dilakukan pemanasan dan titrasi dalah bernilai 3,53. Dimana asam lemak itu

sendiri adalah asam yang diperoleh dari porses penyabunan lemak/ minyak dengan

senyawa alkil. Sedangkan pada minyak lama didapatkan bilangan asam sebanyak 5,7783

Proses pemanasan minyak goreng akan menimbulkan sejumlah perubahan pada

sifat fisik dan kimianya. Perubahan sifat fisik pada minyak selama penggorengan

menyebabkan minyak jadi lebih kental, perubahan warna lebih cair, penurunan titik cair,

serta terbentuknya busa selama penggorengan. Sedangkan kerusakan kimia meliputi

polimerisasi, hidrolisis, atau oksidasi yang merusak vitamin yang terkandung dalam

minyak. Meningginya angka asam dan nilai peroksida merupakan salah satu parameter dari

mutu minyak. Bila kadar peroksida mencapai derajat ter‐ tentu, reaksi kimia yang kompleks

terjadi dan menghasilkan perambahan molekul oksigen pada ikatan ganda dan asam lemak

yang tidakjenuh, dengan menghasilkan peroksida yang labil kemudian berisomerisasi atau

terurai secara spontan atau bereaksi dengan air menjadi produk‐produk aldehida, keton

yang mudah menguap atau asam bebas yang bermolekul lebih rendah. Terjadinya produk‐

produk ini dapat diukur sebagai angka asam dan nilai periksida

Ketengikan (Ingg. rancidity) terjadi karena asam lemak pada suhu ruang dirombak

akibat hidrolisis atau oksidasi menjadi hidrokarbon, alkanal, atau keton, serta sedikit

epoksi dan alkohol (alkanol). Bau yang kurang sedap muncul akibat campuran dari

berbagai produk ini.

(Wikipedia Indonesia /23/05/09) .Reaksi lemak+alkohol menghasilkan ketengian.

30

Ketengikan suatu minyak biasanya bersamaan dengan meningkatnya pembentukan

asam bebas, maka untuk mengetahui kondisi dan tingkat kelayakan suatu jenis minyak atau

jajanan‐ goreng untuk dikonsumsi biasanya dilakukan paling sedikit 3 (tiga) .

Kerusakan minyak tidak bisa dicegah, namun dapat diperlambat dengan

memperhatikan beberapa faktor yang mempengaruhinya. Pertama, oksigen. Semakin

banyak oksigen semakin cepat teroksidasi; Kedua, ikatan rangkap. Semakin banyak ALTJ‐

nya semakin mudah teroksidasi; Ketiga, suhu. Suhu penggorengan dan penyimpanan yang

tinggi akan mempercepat reaksi; Keempat, cahaya serta ion logam tembaga (Cu++) dan besi

(Fe++) yang merupakan faktor katalis proses oksidasi; dan Kelima, antioksidan. Semakin

tinggi antioksidan yang ditambahkan semakin tahan terhadap oksidasi.

Disini untuk bilangan peroksida tidak dilakukan karna tidak adanya bahan yang tersedia

untuk praktikum oleh karena itu digunakan data dari kelompok lain.

H.PENUTUP

a. Kesimpulan

Berdasarkan hasil pengamatan dan analisis data dapat ditarik beberapa

kesimpulan antara lain:

1. Minyak merupakan senyawa non polar yang hanya bisa larut pada

senyawa polar dan semi polar

2. bahwa lemak atau minyak ialah suatu ester asam lemak dengan gliserol

dan gliserol adalah suatu trihidoksi alcohol.

3. Bilangan penyabunan pada minyak bekas dan minyak baru secara

berturut turut adalah 384,75 dan 14,25 artinya pada minyak baru lebih

tinggi bilangan penyabunannya dan dapat membuat hasil penyabunan

jadi lebih bagus atau baik.

4. Nilai bilangan asam pada minyak bekas dan minyak baru adalah 0,701

dan 0,84

31

5. Sedangkan nilai bilangan peroksida adalah 300 pada minyak baru dan

760 pada minyak bekas. Jadi minyak bekar lebih tengik karena peroksida

lebih banyak.

b. Saran

a. Diharapkan agar praktikan bersungguh‐sungguh dalam melaksanakan

praktikum.

b. Diharapkan agar praktikan belajar sebelum respon agar diperoleh hasil yang

baik

c. Untuk bahan‐bahan praktikum harap sudah tersedia lebih dahulu,agar tidak ada

praktikum yang terlewat

32

DAFTAR PUSTAKA

Anonim. 2009. Petunjuk Praktikum Biokimia.Mataram : UNRAM Press.

Ketaren,S.1986. Penghantar Teknologi Minyak dan Lemak Pangan. University

Press.Jakarta.

Poedjadi,Anna. 1994. DasarDasar Biokimia. UI Press : Jakarta.

Wilbraham,Antony,C. 1992. Pengantar Kimia Organik dan Hayati. ITB. Bandung.

33

ACARA 3

MENENTUKAN KADAR KOLESTEROL

34

MENETAPKAN KADAR KOLESTROL


a. Tujuan : ‐ Untuk menetapkan kadar kolestrol dengan mengukur

absorbansi dan kadar larutan dan menbuat kurva kalibrasi.

b. Hari,tanggal : sabtu,4 Desember 2010

c. Tempat : Laboratorium Kimia Dasar FMIPA,UNRAM.

B. LANDASAN TEORI

Kolestrol adalah salah satu sterol yang penting dan terdapat banyak di alam.

Kolestrol hampir terdapat pada semua sel hewan san semua manusia. Pada tubuh

manusia terdapat dalam darah,empedu,kelenjar adrenal bagian luar dan jaringan syaraf.

Kolestrol dapat larut dalam pelarut lemak,misalnya eter,kloroform,benzena dan alkohol

panas. Endapan kolestrol apabila terdapat dalam pembuluh darah dapat menyebabkan

penyempitan pada pembuluh darah karena dinding pembuluh darah menjadi makin

tebal. Hal ini mengakibatkan berkurangnya elastisitas pembuluh darah. Adanya

kolestrol dapat ditentukan dengan menggunakan beberapa reaksi warna. Salah satu

diantaranya adalah reaksi Salkwoski. Apabila kolestrol dilarutkan dalam kloroform dan

larutan ini dituangkan di atas larutan asam sulfat pekat dengan hati‐hati,maka bagian

asam berwarna kekuningan dengan fluoresensi berwarna hijau bila dikenai cahaya.

Kolesterol terdapat pada hampir semua sel hewan dan manusia. Pada

tubuh manusia, kolesterol terdapat dalam darah, empedu, kelenjar adrenal bagian luar

dan jaringan syaraf. Mula‐mula kolesterol diisolasi dari batu empedu karena kolesterol

ini merupakan komponen utama batu empedu tersebut. Kolesterol dapat larut dalam

pelarut lemak, misalnya: eter, chloroform, benzene dan alcohol panas. Apabila terdapat

dalam konsentrasi tinggi, kolesterol mengkristal dalam bentuk Kristal yang tidak

berwarna, tidak berasa dan tidak berbau dan mempunyai titik lebur 150‐151oC.

Kolesterol atau komponen lemak ini merupakan sumber energi yang memberikan kalori

paling tinggi dan sangat dibutuhkan tubuh, terutama untuk membentuk dinding‐dinsing

sel dalam tubuh. Selain itu, kolesterol juga berguna untuk pembentukan asam empedu,

hormon‐hormon steroid, dan vitamin D (poedjadi : 1994).

35

Molekul kosleterol terdiri atas tiga lingkar enam tersusun seperti dalarn

fenantren dan terlebur dalam suatu lingkar lima, Hidrokarbon tetrasiklik jenuh,yang

mempunyai sistem lingkar lima, hidrokarbon tetrasiklik jenuh, yang mempunyai sistem

lingkar demikian dan terdiri atas 17 atom karbon, disebut 1,2

siklopentenoperhidrofenantren, kerangka ini sekalius merupakan ciri khususyang

membedakan steroid dengan senyawa organik bahan alam lainnya.

Kolesterol dan derivatnva. tidak larut dalam air tetapi larut dalam minvak

dan alkohol, sehingga dimasukkan dalam golongan lipid (lemak.). Kolesterol dalam

tubuh manusia sumbernya 2 yaitu berasaldari diet makanan asal hewan yang

mengandung kolesterol dan juga disintesis oleh liver dari Asetil KoA (Asetil KoA berasal

dari penguraian karbohidrat dan lemak). Biasanya tingkat kedua zat ini dalam plasma

darah sangat rendah. Konsentrasi lebih tinggi daripada normal zat – zat tersebut

berakibat eksresi keton bodies dalam urine (Vogel : 1985).

Kalibrasi merupakan proses verifikasi bahwa suatu akurasi alat ukur

sesuai dengan rancangannya. Kalibrasi biasa dilakukan dengan membandingkan suatu

standar yang terhubung dengan standar nasional maupun internasional dan bahan‐

bahan acuan tersertifikasi. Kalibrasi, pada umumnya, merupakan proses untuk

menyesuaikan keluaran atau indikasi dari suatu perangkat pengukuran agar sesuai

dengan besaran dari standar yang digunakan dalam akurasi tertentu. Contohnya,

termometer dapat dikalibrasi sehingga kesalahan indikasi atau koreksi dapat

ditentukan dan disesuaikan (melalui konstanta kalibrasi), sehingga termometer

tersebut menunjukan temperatur yang sebenarnya dalam celcius pada titik‐titik

tertentu di skala (Vogel : 1985).

Spektrofotometer sesuai dengan namanya adalah alat yang terdiri dari

spectrometer dan fotometer. Spektrometer menghasilkan sinar dari spektrum dengan

panjang gelombang tertentu dan fotometer adalah alat pengukur intensitas cahaya yang

di transmisikan atau yang di absorpsi. Spektrofotometer bekerja berdasarkan

penyerapan sinar yang dihasilkan oleh sampel yang bewarna pada panjang gelombang

tertentu. Spektrofotometer dapat mengidentifikasi logam yang ada dalam sampel bila

sampel itu bewarna, namum sulit diidentifikasi pada sampel yang tidak menghasilkan

perubahan warna atau kadar logam dalam sampel sangat kecil sekali. Absorptivitas (a)

merupakan tetapan dalam Hukum Bouguer‐Beer bila konsentrasi dinyatakan dalam %

36

b/v dan tebal kuvet dalam cm. Dengan satuan liter per gram per sentimeter.

Absorptivitas molar (ε) merupakan tetapan dalam Hukum Bouguer‐Beer bila

konsentrasi dinyatakan dalam molar dan tebal kuvet dalam cm dengan satuan liter per

mol per sentimeter. Transmitan (T) merupakan fraksi dari daya radiasi yang diteruskan

oleh suatu sampel T = P/Po. Sering dinyatakan sebagai suatu persentase : %T = (P/Po) x

100% (Montgomery : 1993).

C. ALAT DAN BAHAN

a. Alat

‐ Tabung reaksi

‐ Pipet

‐ Tutup tabung

‐ Penangas air

‐ Alat spektrofotometer UV Vis

‐ Gelas ukur

‐ Kuvet

‐ Penjepit tabung

‐ gelas ukur

b. Bahan

‐ Alkohol

‐ Serum

‐ Petroleum benzen

‐ Aquadest

‐ Colour reagent

‐ Asam asetat glasial

‐ H2SO4 pekat

‐ Etanol

‐ Serum

‐ Larutan kolestrol standar 0,05 mg/ml petroleum eter

‐ Larutan kolestrol dengan kadar 125 mg %, 250 mg %,500 mg %

‐ Kertas label

‐ Tisu

37

D. SKEMA KERJA

UJI SAMPEL

- Ditambah 2,5 ml etanol

- Ditambah 0,1 ml serum

- Dikocok

- Ditambah 5 ml petroleum eter, ditutup tabung rapat‐rapat

- Dicampur dengan vortex mixer 30 detik

- Ditambah 3 ml aquades (dikocok selama 10‐15 detik)

- Diamkan sampai terdapat 2 lapisan, diambil lapisan atas, dimasukkan dalam tabung reaksi

- Diuapkan dalam penangas air dengan T = 800 celcius samapi cairab tinggal sedikit

- Dikeringkan pada udara terbuka

- Ditambah 3 ml larutan H2SO4 pekat dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan

- Dikocok dengan vortex mixer

- Diamkan dalam ruang gelap selame 30 menit

- Diukur A dan % T larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm

Tabung reaksi tertutup

(sampel)

Campuran

Larutan kering

Larutan dingin

Hasil

38

Perbandingan Blangko

- Ditambah 4 ml colour reagen (0,000gr FeCl3‐ 6H2O/ml asam asetat glacial)

- Ditambah 3 ml H2SO4 pekat dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan

- Divortex mixer

- Diamkan dalam tabung, dimasukkan dalam ruang gelap selama 30 menit

- Diukur A dan % T larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm

KURVA KALIBRASI

‐ Diuapkan hingga kering dalam penangas air T = 800 C

‐ Sisa diuapkan pada temperature kamar

- Ditambah 4,0 reagen colour yang telah diencerkan

- Dimasukkan dalam penangas air beberapa menit

- Didinginkan

-

Tabung blangko

Hasil pengukuran A dan

%T

Tabung I Tabung II Tabung III

Tabung I kadar

kolesterol 125 mg %

Tabung II kadar

kolesterol 250 mg%

Tabung III kadar

kolesterol 500 mg %

Larutan dingin

39

- Ditambah 3,0 ml H2SO4 pekat, dengan mengalirkan melalui dinding tabung yang dimiringkan

- Dikocok dengan vortex mixer

- Diamkan dalam ruangan gelap selama 30 menit

- Diukur A dan T % larutan dengan spektrofotometer pada λ = 560 nm

E. HASIL PENGAMATAN

Langkah kerja Hasil

UJI SAMPEL

‐ Sediakan tabung reaksi bertutup

(tabung S)

‐ 2,5 ml alkohol dimasukkan

dalam tabung

‐ Tambahkan 0,1 ml serum, kadar

koresterol tinggi dan kadar

kolesterol rendah. dikocok

‐ Tambahkan 5 ml benzene ,tutup

tabung rapat‐rapat

‐kadar kolesterol tinggi warnanya

lebih kuning, kadar kolesterol rendah

lebih putih warnanya

‐ setelah ditambahkan benzene pada

tabung yang mengandung kadar

kolesterol tinggi terdapat endapan

berwarna krem dan pada tabung yang

memiliki kadar kolesterol rendah

terdapat endapa putih dan suhu

tabung rendah (tabung dingin).

‐ setelah ditambahkan aquades dan di

vortex pada tabung yang memiliki

kadar kolesterol tinggi terdapat 2

lapisan yaitu lapisan atas yang bening

dan lapisan bawah krem dan kadar

kolesterol rendah juga terdapat 2

lapisan yaitu lapisan atas bening dan

Hasil pengukuran A dan

%T

40

‐ Campur dengan vortex mixer

selama 30 detik

‐T ambahkan 3 ml aquadest kocok

1

‐Ambil lapisan atas masukkan

dalam tabung reaksi

‐Uapkan dalam penangas air

sampai cairan tinggal

sedikit,ambil tabung reaksi dan

biarkan mengering.

‐Tambahkan 4 ml reagent

‐Ambil tabung lain untuk blankko

‐Masukkan 4 ml reagent

‐Masukkan tabung s dalam

penangas air kemudian dinginkan

‐Tambah 3 ml H2SO4 pekat ke

dalam tabung s dan B

lapisan bawah putih.

- Setelah dipanaskan kedua tabung

menjadi bening

‐Colour reagent berwarna bening

kekuningan setelah dicampur larutam

berubah warna seperti reagent

‐Warna menjadi orange dan kental

‐Setelah dipanaskan menjadi coklat

jernih

‐Setelah ditambah 3 ml H2SO4 pada

tabung dengan kadar kolesterol tinggi

terdapat 2 lapisan lapisan atas putih

lapisan bawah coklat warna coklat

muda dan terasa panas, pada tabung

dengan kadar kolesterol rendah

terdapat 4 lapisan yaitu lapisan atas

keruh, tengah bening lapisan ke‐3

berwarna coklat dan lapidan ke‐4

berwarna coklat lebih muda daripada

lapisan ke‐3.

‐pada tabung dengan kolesterol tinggi

terdapat 3 lapisan atas putik keruh,

tengahbening kekuningan lapisan

bawah, pada tabung dengan kolesterol

rendah terdapat 4 lapisan atas putih

keruh tetap bening.

41

‐ Kocok dengan vortex mixer

‐Diamkan tabung s dan B dalam

ruang gelap

‐Ukur A dan % T larutan S

terhadap B dengan

spektrofotometer pada lamdha

560 nm.

KURVA KALIBRASI

‐Sediakan 3 tabung reaksi,masing‐

masing tabung diisi 0,5 ml, 1,0

ml,dan 2,0 ml.Larutan kolestrol

standar 0,05 mg/ml petroleum

eter

‐Uapkan sampai kering dalam

penangas air (80ºc) dan sisanya

pada temperatur kamar

‐Tabung 1,2,3 + 4 ml colour

reagen (masing‐masing)

‐ Tabung 1,2,3 dimasukkan dalam

penangas air agar sisa kolesterol

larut .

‐Terdapat 2 lapisan : lapisan awah

terdapat endapan dari sebelumnya

semakin banyak dan lapisan atas

berwarna kuning jernih

‐Larutan tetap berwarna bening

‐Larutan menguap sampai kering

‐ warna colour reagen kuning

‐warnanya lebih kuning disbanding

sebelumnya

‐Tabung 1 : 2 lapisan, lapisan atas

berwarna kuning lapisan bawah

bening.

‐ Tabung 2 : 2 lapisan, lapisan atas

berwarna kuning, lapisan bawah

berwarna bening

42

‐Tabung Blangko (B) + 4 ml

colour reagent (0.0009 FeCl3

6H20/ml) asam asetat glacial

‐Tabung 1,2,3 dan tabung B + 3 ml

asam sulfat pekat

‐tabung 1,2,3 dan B dikocok

dengan vortex

‐didiamkan dalam ruang gelap 30

menit

‐diukur A dan %T pada spectrum

λ=560

Tabung 3 : 3 lapisan, lapisan atas

berwarna hijau, lapisan tengah

berwarna merah, lapisan bawah

bening.

‐ Tabung B : terbentuk 2 lapisan,

lapisan atas berwarna kuning, lapisan

bawah berwarna bening

A

Tabung I 2,208

Tabung II 1,598

Tabung II 1,976

Kurva

Kurva Kalibrasi

Konsentrasi:

M= volume x kadar kolesterol standar

M1 = 0,5x0,05 = 0,025

43

M2= 1,0x0,05 =0,05

M3=2,0x0,05 =0,1

Tabel Kurva Kalibrasi

Absorbansi Konsentrasi

1,976 0,025

1,598 0,05

2,208 0,1

Kurva kalibrasi

y = 0,0676x - 0,0719

0

0,05

0,1

0,15

0 1 2 3

konsentrasi

abso

rban

si Konsentrasi

Linear(Konsentrasi)

Kadar kolesterol

Serum kolesterol tinggi:

Y = 0,0676x ‐ 0,0719

X =0,749+0,0719

0,0676

44

X =12,143491

serum kolesterol rendah

1,362

Y = 0,0676x ‐ 0,0719

X = 1,362+0,0719

0,0676

= 21,21

E. PEMBAHASAN

Kolestrol adalah salah satu sterol yang penting dan terdapat banyak di alam.

Kolestrol terdapat hampir pada semua sel hewan dan manusia. Pada tubuh manusia

kolestrol terdapat dalam darah,empedu,kelenjar adrenal dan jaringan syaraf. Kolestrol

dikenal juga sebagai senyawa yang membahayakan bagi kesehatan,karena tingginya

kadar senyawa ini dalam darah berkaitan dengan penyakit arteriosklerosis yaitu suatu

penyakit pengerasan penbuluh darah (Styrer,695).

Pada praktikum kali ini,yaitu menetapkan kadar kolestrol yang bertujuan untuk

menetapkan kadar kolestrol dengan mengukur nilai absorbansi dan kadar larutan.

Dimana digunakan uji sampel dan kurva kalibrasi dalam menentukan kadar kolestrol

tersebut.

Pada uji sampel 2,5 ml alkohol ditambahkan dengan 0,1 ml serum terbentuk 2

lapisan yang melayang berwarna putih keruh.Fungsi alkohol disini adalah sebagai

pelarut. Dimana alkohol absolut merupakan alkohol yang mendekati alkohol murni dan

bersifat anhydros.Setelah ditambahkan proteleum benzen yaitu berfungsi sebagai

pelarut dan untuk mempercepat jalannya reaksi, gumpalan yang berwarna putih tadi

mulai terpisah dan di votter selama 30 detik,dimana gumpalannya melayang dan warna

bagian atas bening sedangkan bagian bawah terdapat gumpalan putih yang melayang

kemudian setelah ditambahkan aquades dan di vortex pada tabung yang memiliki kadar

45

kolesterol tinggi terdapat 2 lapisan yaitu lapisan atas yang bening dan lapisan bawah

krem dan kadar kolesterol rendah juga terdapat 2 lapisan yaitu lapisan atas bening dan

lapisan bawah putih.Adapun tujuan dilakukannya pengocokan atau vortex mixer adalah

untuk menghomogenkan larutan tersebut. Eter biasanya digunakan sebagai pelarut

senyawa organik.eter juga banyak digunakan sebagai zat pembius rumah sakit.Eter

dalam percobaan ini berfungsi untuk memisahkan larutan tersebut. Setelah terbentuk 2

lapisan lapisan yang di atas di ambilkemudian diuapkan dan ditambah colour reagent.

Colour reagent berwarna coklat setelah dicampur larutam berubah warna seperti

reagent.Colour reagent disini digunakan untuk menyamakan larutan dengan pelarutnya

sehingga terbentuk larutan yang homogen. Diambil tabung lain untuk blankko dan

dimasukkan 4 ml reagent dalam tabung s kemudian dipanaskan dan dinginkan

Setelah itu ditambah 3 ml H2SO4 pekat ke dalam tabung s dan B H2SO4 juga

berfungsi sebagai pelarut yang dapat menghasilkan panas pada larutan . Terbentuk

larutan yang berwarna orange dan kental. Setelah dipanaskan menjadi coklat jernih dan

setelah ditambah 3 ml H2SO4 terdapat warna coklat muda dan terasa panas.H2SO4

merupakan senyawa asam pekat.Dikocok dengan vortex mixer yang bertujuan untuk

menghasilkan larutan yang homogen,warnanya kuning kecoklatan dan terdapat

endapan. Setelah didiamkan dalam ruang gelap yang berfungsi agar larutan tidak

menyerap cahaya yang dapat mengganggu konsentrasi untuk perhitugan absorbannya

terdapat 2 lapisan yaitu lapisan bawah terdapat endapan dari sebelumnya semakin

banyak dan lapisan atas berwarna kuning jernih.

Sedangkan pada kurva kalibrasi setelah larutan dipanaskan dalam penangas air dan

diuapkan sisanya dalam suhu kamar,diperoleh larutan warna kuning ,setela

ditambahkan H2SO4 larutan berwarna kuning bening di atas dan putih bening di bawah.

Kadar kolesterol tinggi = 12,143491

Kadar kolesterol rendah= 21,21

Untuk kadar kolesterol tinggi warnanya lebih kuning, kadar kolesterol rendah lebih

putih warnanya.

46

F. PENUTUP

a. Kesimpulan

Berdasarkan hasil analisis data dan hasil percobaan maka dapat ditarik beberapa

kesimpulan antara lain :

1. Konsentrasi sampel didapatkan =

Tabel Kurva Kalibrasi

Absorbansi Konsentrasi

1,976 0,025

1,598 0,05

2,208 0,1

2. Kadar kolesterol tinggi = 12,143491.Kadar kolesterol rendah= 21,21

3. Untuk kadar kolesterol tinggi warnanya lebih kuning, kadar kolesterol

rendah lebih putih warnanya

4. Kolesterol ialah molekul yang ditemukan dalam sel. Merupakan sejenis lipid yang

merupakan molekul lemak atau yang menyerupainya. Kolesterol ialah jenis khusus

lipid yang disebut steroid.

5. Kolesterol merupakan pelopor biosintetik hormon steroid dan garam empedu.

6. Kolesterol berasal dari penguraian karbohidrat dan lemak.

7. Pada pengujian sampel, penambahan alkohol absolut berfungsi untuk melarutkan

serum kolesterol yang tidak dapat larut dalam air dan hanya dapat larut dalam

minyak atau alkohol.

8. Penambahan dietil eter dalam uiji sampel berfungsi sebagai pelarut untuk

konsentrasi kadar kolesterol yang lebih tinggi.

9. Asam asetat dalam percobaan mengenai uji sampel digunakan sebagai katalis agar

larutan cepat bereaksi.

10. Serum diletakkan dalam ruang gelap bertujuan untuk mempercepat reaksi

pemisahan lapisan.

47

11. Kolesterol dapat disintesis tubuh seluruhnya dari Asetil KoA.

Saran

Diharapkan agar praktikan bersungguh‐sungguh dalam melaksanakan

praktikum.

Kerjasamanya di tingkatkan lagi antara praktikan dan co‐ass

48

DAFTAR PUSTAKA

Montgomery, Rex, dkk. 1993. Biokimia Suatu Pendekatan Berorientasi Kasus (terjemahan

Prof. Dr. M. Ismadi). Jilid 2. Yogyakarta : Gajah Mada University Press.


Vogel, A.I. 1985. Buku Teks Analisis Anorganik Kualitatif Anorganik Makro dan

Semimikro, Penerjemah L. Setiono dan A.H Pudjaatmaka, Jakarta : Kalman Media

Pustaka.

49

ACARA 4

UJI SIFAT DAN KIMIA CAIRAN TUBUH (AIR LIUR

DAN EMPEDU)

50

ACARA 4

UJI SIFAT FISIK DAN KIMIA CAIRAN TUBUH ( AIR LIUR DAN EMPEDU )


a. Tujuan : Untuk menguji sifat fisik dan kimia air liur dan empedu

b. Hari,tanggal : Sabtu,11 Desember 2010

c. Tempat : Laboratorium Kimia Dasar FMIPA,UNRAM.

B. LANDASAN TEORI

Cairan yang terdapat dalam tubuh pada dasarnya dapat dibagi dalam dua bagian,

yaitu cairan yang terdapat di dalam sel (intra sel) dan di luar sel (ekstra sel). Cairan intra sel

berfungsi sebagai medium bagi reaksi‐reaksi metabolism yang berlangsung dalam sel ;

sedangkan cairan ekstra sel berfungsi memberikan zat‐zat yang diperlukan oleh sel, baik cairan

dalam sel maupun cairan luar sel harus selaalu dalam kondisi konstan, artinya masing‐masing

mempunyai zat‐zat yang diperlukan dan dalam konsentrasi yang tepat. Fungsi tubuh yang

utama ialah menjaga kondisi cairan tubuh agar dalam kondisi yang wajar dan konstan atau

disebut homeostatis (Poedjiadi : 1994).

Air liur dan empedu adalah salah satu cairan tubuh yang berguna dalam proses

pengubahan makanan dari awal hingga menjadi berbentuk molekuler yang siap untuk diserap

melalui dinding usus, disebut pencernaan makanan dan proses ini berlangsung dalam system

pencernaan makanan yang terdiri atas beberapa organ tubuh, yaitu mulut, lambung, dan usus

dengan bantuan pangkreas dan empedu.Dalam proses pencernaan terdiri dari pencernaan

mekanik dan kimiawi. Air liur dan empedu digunakan dalam proses pencernaan secara kimiawi

(Poedjiadi : 1994).

Air liur dalam bahasa kedokteran disebut saliva. Tidak hanya berfungsi untuk

membantu dalam pengunyahan dan pencernaan, saliva juga melindungi gigi dengan membantu

mencegah karies, mengatur keasaman rongga mulut, dan mencegah mikroorganisme

berkembang tak terkendali. Saliva diproduksi dan diekskresikan oleh kelenjar saliva, dan

dialirkan ke dalam rongga mulut melalui suatu saluran. Setiap harinya, saliva diekskresi hingga

0.5 – 1.5 liter oleh tiga kelenjar liur mayor yang berada di sekitar mulut dan tenggorokan.

Kelenjar tersebut yaitu,kelenjar paratoid,kelenjar submandibular,dan kelenjar sublingual

(Mayes : 1985).

51

Di mulut kita juga terdapat kelenjar saliva kecil (kelenjar saliva minor) yang

tersebar di bibir, bagian dalam pipi (mukosa bukal), langit‐langit (palatum) yang jumlahnya

mencapai 600 pada keadaan normal. Dalam kondisi tertentu, produksi atau aliran saliva dapat

berkurang dari normal dan menyebabkan kondisi mulut kering. Kondisi tersebut dalam bahasa

kedokteran disebut Xerostomia ( Poedjiadi,1994).

Air liur mengandung elektrolit, mukosa yang terutama mengandung

mukopolisakarida dan glikoprotein, senyawaan antibakteri (tiosianat, hidrogen peroksida, dan

immunoglobulin A), beberapa macam enzim, di antaranya alfa‐amilase (EC3.2.1.1), lisozim

(EC3.2.1.17), dan lingual lipase (EC3.1.1.3). Amilase dan lipase berturut‐turut memulai

pencernaan pati dan lemak sebelum makanan ditelan. Enzim‐enzim tersebut bekerja optimal

pada pH 7,4. Lingual lipase memiliki pH optimum ~4,0, sehingga tak akan aktif jika belum

memasuki lingkungan asam. Lisozim berperan dalam lisis bakteri, fosfatase asam ludah A+B

(EC3.1.3.2), N‐asetilmuramil‐L‐alanin amidase (EC3.5.1.28), NAD(P)H dehidrogenase‐quinone

(EC1.6.99.2), laktoperoksidase ludah (EC1.11.1.7), superoksida dismutase (EC1.15.1.1),

glutation transferase (EC2.5.1.18), dehidrogenase aldehid kelas 3 (EC1.2.1.3), glukosa‐6‐fosfat

isomerase (EC5.3.1.9), dan kallikrein jaringan (EC3.4.21.35). Adanya produk‐produk ini kadang

mengakibatkan air liur berbau tidak sedap (Mayes : 1985).

Kantung empedu atau kandung empedu (Bahasa Inggris: gallbladder) adalah

organ berbentuk buah pir yang dapat menyimpan sekitar 50 ml empedu yang dibutuhkan tubuh

untuk proses pencernaan. Pada manusia, panjang kantung empedu adalah sekitar 7‐10 cm dan

berwarna hijau gelap ‐ bukan karena warna jaringannya, melainkan karena warna cairan

empedu yang dikandungnya. Organ ini terhubungkan dengan hati dan usus dua belas jari

melalui saluran empedu. (Anonim,2009)

Cairan empedu dibuat dalam hati dan disimpan dalam kantong empedu apabila

tidak digunakan. Kantong empedu ini dapat melekat dalam hati. Pada waktu ada proses

pencernaan makanan kantung empedu berkontraksi, dan mengeluarkan cairan empedu ke

dalam duodenum, melalui saluran yang menyatu dengan saluran cairan pangkreas pada bagian

akhir. Cairan empedu merupakan cairan jernih, berwarna kuning, agak kental dan berasa pahit.

Cairan empedu mengandung zat‐zat anorganik yaitu, HCO3‐, Cl‐, Na+ dan K +, serta zat‐zat organic

yaitu asam‐asam empedu, bilirubin, kolesterol ( Poedjiadi,1994).

Sebagiab besar air liur adalah air,tetapi juga mengandung

elektrolit,bakteri,virus,jamur,sekresi dari dari hidung dan paru‐paru.Sel‐sel dari lapisan mulut

dan sekitar 500 protein.Tentu saja isi dari air liur juga mengandung pada apa=apa yang telah di

52

konsumsi sepertipuing‐puing makanan,komponen pasta gigi juga umum ditemukan pada air liur

dan kandungan air liur setiap orang pastinnya berbeda‐beda karna tergantung dengan bahan

makanan yang dikonsumsi (http://maliadofm.com)

C. ALAT DAN BAHAN

a. Alat

‐ Tabung reaksi

‐ Pipet

‐ Tisu

‐ Gelas kimia

‐ Rak tabung reaksi

‐ Kertas label

‐ Kertas saring

‐ Indikator universal

b. Bahan

‐ Air liur

‐ NaOH 10 %

‐ Larutan CuSO4

‐ Pereaksi Molisch

‐ Asam sulfat

‐ Asam asetat encer

‐ HCl

‐ BaCl 2 %

‐ HNO3 pekat

‐ Larutan empedu

‐ Larutan sukrosa 5%

‐ Minyak

‐ Air suling

‐ Aquadest

53

D. CARA KERJA

AIR LIUR

a. Penetapan pH Air Liur

- Dicelupkan indicator universal - Dicocokkan warna indicator dengan standar warna pH - Ditentukan pH air liu

b. Uji biuret

- Dimasukkan dalam tabung reaksi - Ditambah 20t etes NaOH 10 % - Ditambah 1 tetes larutan CuSO4 - Bila belum terbentuk warna lembayung, ditambah lagi 1 tetes CuSO4

(maksimal 10 tetes)

c. Uji Mollisch

- Dimasukkan ke dalam tabung reaksi

- Ditambah 2 tetes pereaksi mollisch

- Tabung reaksi dimiringkan dan dialirkan dengan hati‐hati

- Ditambah 20 tetes asam sulfat pekat dari biuret melalui dinding tabung sehingga tidak bercampur

Air liur (yang tidak disaring)

Hasil (pH air liur)

20 tetes air liur (tidak

Hasil (larutan warna

lembayung)

20 tetesl air liur (tidak

disaring)

Hasil (reaksi positif bila ada

cincin ungu pada batas antara

2 cairan)

54

d. Uji presipitasi

-


- Ditambah 1 tetes asam asetat encer

e. Uji sulfat


- Ditambah 3‐5 tetes HCl

- Ditambah 5‐10 tetes BaCl2 2%

EMPEDU

a. Sifat empedu

- Diperhatikan dan dicatat sifat fisiknya

20 tetes air liur (disaring)

Hasil (ada atau tidak

presipitasi amorf)

10 tetes air liur (disaring)

Hasil (ada endapan putih

menyatakan adanya sulfat)

Empedu

Hasil

55

b. Uji Gmelin

- Dimasukkan dalam tabung reaksi

- Dimiringkan tabung

- Dialirkan secara hati‐hati 30 tetes larutan empedu encer dari dinding tabung

c. Uji Pettenkofer

c. uji pettenkofer

- Dimasukkan dalam tabung reaksi

- Ditambah 5 tetes larutan sukrosa 5 %

- Dimiringkan tabung

- Dialirkan dengan hati‐hati dari dinding tabung 3 ml asam sulfat pekat

-

-

d. Fungsi empedu sebagai emulgator

- Dimasukkan dalam tabung reaksi I

- Ditambah satu tetes minyak

- Dikocok

30 tetes HNO3 pekat

Hasil (warna‐warna yang

terbentuk pada pembatas

antara kedua cairan)

50 tetes larutan empedu

encer

Hasil (2 lapisan cairan dan

cincin yang terbentuk)

30 tetes air suling


emulsi stabil)

56

- Dimasukkan dalam tabung reaksi II

- Ditambah satu tetes minyak

- Ditambah 30 tetes larutan empedu encer dan dikocok

E. HASIL PENGAMATAN

Langkah kerja Hasil

1.Air Liur

‐ Penetapan PH air liur

a.Celupkan sepotong indikator

universal kedalam air liur yang tidak

disaring.

b. Cocokkan warna pada indikator

tersebut dengan standar warna PH.

Tentukan PH air liur.

2. Uji Biuret

‐ Masukkan 20 tetes air liur yang

tidak disaring dalam tabung reaksi

‐ Tambahkan 20 tetes NaOH 10 %

campur dengan baik

‐ Tambahkan 4 tetes larutan CuSo4.

Campur dengan baik. Bila belum

terbentuk warna lembayung

tambahkan lagi setetes CuSO4

hingga maks.10 tetes.

‐ PH air liur = 8 bersifat asam

‐ NaOH bening agak keruh dan tidak

kental

‐ ditambah CuSO4 warna biru muda

menjadi larutan warna ungu

lembayung/ungu bening dan terdapat

gumpalan‐gumpalan berwarna biru.

30 tetes air suling


emulsi stabil)

57

3. Uji Molisch

‐ Masukkan 20 tetesl air liur yang

tidak disaring dalam tabung reaksi

‐ Tambahkan 2 tetes pereaksi

Molisch

‐ Miringkan tabung reaksi lalu alirkan

dengan hati‐hati. Tambahkan 20 tetes

As.sulfat pekat. Reaksi positif ditandai

dengan pembentukan cincin ungu

antara 2 lapisan cairan.

4. Uji Presipitasi


disaring dalam tabung reaksi

‐ Tambahkan 1 tetes asam asetat encer.

Aa atau tidak presipitasi amorf

terbentuk.

5. Uji Sulfat


disaring ke dalam tabung reaksi

‐ Tambahkan 2 tetes HCl

‐ Tambahkan 5 tetes BaCl2 2%.

Campur dengan baik

‐ Perhatikan dan catat apakah ada

endapan putih yang menyatakan

adanya sulfat

5. Sifat empedu

‐ Perhatikan dan catat sifat fisik

empedu

6. Uji Gmelin

‐Pereaksi molisch berwarna coklat + air

liur warna putih keruh dan terdapat

gumpalan coklat.

‐ Terdapat cincin diantara warna coklat

keemasan.

‐ Terjadi perubahan warna bagian atas

larutan warna putih keruh,bagian

bawah berwarna hijau bening dan

terdapat gumpalan coklat.

‐Terdapat presipitasi amorf = adanya

gumpalan berwarna putih

‐berwarna putih keruh encer jika

dibandingkan dengan air liur setelah

disaring.

‐adanya endapan putih yang dibagian

atas warnanya agak keruh.

‐Warna hijau,berlendir.

‐HNO3 pekat mengeluarkan asap

‐ terbentuk 2 lapisan,terdapat warna

merah kecokelatan pada perbatasan

larutan.

‐terbentuk 2 lapisan,warna yang paling

dominan hijau pekat didasar

tabung,pada lapisan atas tabung

58

‐ Masukkan 30 tetes HNO3 pekat ke

dalam tabung reaksi

‐ Miringkan tabung reaksi,alirkan

dengan pipet 30 tetes larutan empedu

encer melalui dinding tabung sehingga

kedua larutan tidak bercampur.

‐ Perhatikan warna yang terbentuk

pada perbatasan antara kedua cairan

7. Uji Pettenkofer

‐ Masukkan 10 tetes larutan empedu

encer dalam tabung reaksi

‐ Tambahkan 1 tetes larutan sukrosa

5%

‐ Miringkan tabung reaksi lalu alirkan

dengan hati‐hati 10 tetes As.sulfat pekat

melalui dinding tabung sehingga

terbentuk 2 lapisan cairan. Perhatikan

cincin yang terbentuk pada perbatasan

antara kedua lapisan

8. Fungsi empedu sebagai emulgator

‐ Sediakan 2 tabung reaksi pada masing‐

masing tabung masukkan 30 tetes air

suling.

‐ Pada ke2 tabung masukkan i tetes

minyak

‐ Pada tabung ke 2 tambahkan 30 tetes

larutan empedu encer

‐ Kocok kedua tabung. Catat dan

perhatikan apakah terbentuk emulsi

yang stabil.

warnanya hijau muda dan bening,pada

lapisan bawah lebih pekat dan

ditenganh terdapat lapisan cincin

berwarna hijau keunguan

perbandingan warnanya 8:3

‐terbentuk 2 lapisan:

Lapisan atas:berwarna hijau pekat

Lapisan bawah: berwarna kekuningan

cincin warnanya kecoklatan.

59

F. ANALISA DATA

Uji Buret

Uji Molish

+ NaOH

HO

C

CH

NH2

R

O

O Na

C

CH

NH3

R

O

+ CaSO4 Larutan Lembayung

O

C

CH

NH2

R

O

H2SO4

O

OH O

Hidroksi Metil Furpural

O

OH H

H HO

OH H

OH H

OH

H2SO4

O

O

Furpural

O

OH H

H HO

OH H

OH H

OH

60

Presipitasi

+ Asam Denaherasi Presipitasi

Uji Sulfat

SO42+ + Ba2+ BaSO4

(as) (as) (s)

Cairan empedu

Uji Gmelin

Bilirubun + HNO3 pekat larutan merah muda

Uji Petenkofa

CH3 OH

CH3

OH

O OH

CH3 OH

CH3

OH

O

O

OH O

O

+

O

C O

C

NH2

R

H2SO4

O

OH O

O

OH H

H HO

OH H

OH H

OH

61

Garam empedu H2S04 AS. empedu

Cincin merah antara dua lapisan

Empedu sebagai emeilgator

Tabung I

Air suling + minyak emulsi tidak stabil

Tabung II

Garam empedu + Minyak micelles

Micelles + air emulsi stabil (larut)

G. PEMBAHASAN

Cairan liur adalah campuran hasil sekresi berasal dari kelenjar submaksilaris

,sublingualis,parotis serta kelenjar pipi. Kelenjar kadar zat lendirnya sedikit akan tetapi kaya

akan enzim amilase yang dikenal dengan nama ptialin. Cairan liur cairan yang agak kental

memiliki kadarair 99,42 %dan kadar padatannya 0,58 %. Sedangkan empedu adalah cairan

ketiga yang bersama‐sama dengan cairan pankreas dan cairan usus masuk ke rongga usus.

Cairan empedu disekresikan oleh sel‐sel hati,kemidian disimpan dalam kantung empedu.

Pada praktikum kali ini yaitu mengenai uji sifat fisik dan kimia cairan tubuh yang

bertujuan untuk menguji sifat fisik dan kimia air liur dan empedu. Dimana digunakan air liur

praktikan dan empedu ayam.Dilakukan 2 macam uji yaitu uji air liur dan uji empedu. Pada Uji

air liur dilakukan beberapa uji antara lain penetapan PH air liur,uji biuret,uji molisch,uji

presipitasi dan uji sulfat. Sedangkan pada uji empedu juga dilakukan beberapa macam

percobaan antara lain mengamati sifat empedu,uji gmelin,uji pettenkofer,dan fungsi empedu

sebagai emulgator.

Empedu

O

OH O

62

Pada percobaan yang pertama yaitu uji air liur,dilakukan penetapan PH air liur dimana

indikator universal dicelupkan ke dalam air liur yang tidak disaring dan didapatkan PH air liur

=8. Pada umumnya PH air liur manusia adalah 6,6 jika masih segar. Pada percobaan tersebut

didapatkan PH 8 dari PH yang diperoleh maka dapat dikatakan air liur tersebut bersufat basa

bersifat basa kemungkinan air liur yang digunakan terlalu lama didiamkan dan ada juga karna

faktor makanan yang telah dikonsumsi sebelum digunakan air liur tersebut.

Pada uji biuret 2 ml air liur yang tidak disaring dimasukkan dalam tabung reaksi

kemidian ditambahkan NaOH 10 % warnanya menjadi bening agak keruh dan tidak kental dan

ditambahkan larutan CuSO4 dihasilkan NaOH bening berada di bawah terpisah dengan air liur

di bagian atas setelah ditambah CuSO4 warna menjadi larutan warna ungu lembayung. CuSO4

disini berfungsi untuk membentuk kompleks sebagai Cu2+ sehingga pada larutan berwarna

ungu.hal ini menandakan bahwa pada air liur adanya protein.

Pada uji Molisch terdapat cincin diantara warna coklat keemasan. Pada pengujian

reaksi Mollisch,dimana pengujian ini berdsarkan atas ada atau tidaknya terbentuk cincin ungu

yang terbentuk diantara lapisan permukaan larutan.Apabila terdapat cincin ungu,maka dapat

dipastikan larutan tersebut mengandung karbohidrat.Dari hasil pengamatan diperoleh hasil

yaitu Pereaksi molisch berwarna coklat + air liur warna putih kanji menjadi larutan coklat susu

dan terdapat endapan.Terdapat cincin diantara warna coklat keemasan

Dan terjadi perubahan warna bagian atas larutan warna putih keruh agak kental,bagian bawah

berwarna hijau bening dan terdapat gumpalan coklat di tengah terdapat cincin dan terasa

panas.Terdapat cincin berwana coklat keemasan,ini menandakan adanya karbohidrat dalam air

liur tersebut.Prinsip reaksi molish yaitu dehidrasi senyawa oleh asam sulfat pekat.dapat

diketahui adanya karbohidrat ditandai dengan terbentuknya cincin berwarna cokelat.

Pada uji presipitasi air liur dimasukkan dalam tabung dan ditambahkan asam asetat

encer pada larutan tersebut terdapat presipitasi amorf ditandai dengan adanya gumpalan

berwarna putih. Sedangkan pada uji sulfat warnanya putih agak keruh encer.fungsi larutan HcL

disini adalah untuk mengasamkan air liur tersebut.kemudian ditambahkan Bacl2 terdapat

endapan putih dan pada bagian atas berwarna putih agak keruh.

Pada percobaan empedu,adapun sifat fisik dari empedu adalah warna hijau dan

kenyal,berlendir. Sedangkan pada uji Gmelin 30 tetesl NaoH dimasukkan dalam tabung

dicampur dengan empedu terdapat 2 lapisan,terdapat warna merah kecoklatan [ada perbatasan

larutan. Pada uji petenkofer 50 tetes larutan empedu dimasukkan dalam tabung reaksi

ditambahkan larutan sukrosa dihasilkan Cincin yang berwarna ungu kehijauan. Sedangkan pada

fungsi empedu sebagai emulgator adalah pada saat larutan tersebut belum ditambahkan dengan

empedu tidak terjadi emulsi,namun setelah ditambahkan empedu pada larutan tersebut terjadi

63

emulsi,hal ini menandakan empedu sebagai zat pengemulsidan ketika ditambahkan H2SO4

terbentuk cincin warna dengan 2 lapisan.disini dapat dibedakan mana emulsi stabil dan tidak

stabil,emulsi stabil adalah larutan yang sudah tercampur atau homogen dan tidak dapat

dipisahkan lagi.sedangkan emulsi tidak stabil adalah larutan yang tercampur yang dapat

memisah lagi atau tidak homogen.

H. PENUTUP

a. Kesimpulan

Berdasarkan hasil pengamatan maka dapat ditarik beberapa kesimpulan antara lain :

1. Empedu berfungsi sebagai emulgator yaitu zat pencampur

2. Uji molisch ditandai dengan terbentuknya cincin berwarna ungu diantara larutan

tersebut yang menandakan adanya karbohidrat dalam saliva

3. Pada penentuan PH air liur didapatkan PH air liur adalah 8 yang berarti bersifat basa

padahal PH air liur yang sebenarnya adalah 6,6

4. Presipitasi ditandai dengan terdapatnya gumpalan berwarna putih pada larutan

tersebut

5. Adapu sifat fisik dari empedu adalah berwarna hijau,dan berlendir

6. Pada air liur terdapat kandungan protein dan karbohidrat yang dilakukan dengan uji

biuret dan uji molish.

b. Saran

Diharapkan praktikan bersungguh‐sungguh pada saat melaksanakan praktikum agar

diperoleh hasil yang baik.

64

DAFTAR PUSTAKA

Anonim. 2009. Petunjuk Praktikum Biokimia.Mataram : UNRAM Press.

Mayes, A. Peter, dkk. 1985. Biokimia Harper (Harper’s Review of Biochemistry).

Terjemahan Dr. Iyan Darmawan. Edisi ke 20. EGC. Jakarta : Penerbit Buku

Kedokteran


http://malindofm.com/journal/air‐liur‐mengobati‐luka.pdf