UTJECAJ NAVODNJAVANJA I PRIHRANE DUŠIKOM NA

Utjecaj navodnjavanja i prihrane dušikom na fotosintetsku efikasnost kukuruza

1

1. UVOD

Kukuruz, Zea mays, jednogodišnja je biljka porijeklom iz Srednje Amerike, koja je uz

pšenicu i rižu jedna od vodećih poljoprivrednih kultura u svijetu i u Hrvatskoj. Po podacima

Državnog zavoda za statistiku, 2010. godine od 3,15 milijuna hektara poljoprivrednih

površina 300.000 hektara zasađeno je kukuruzom, od čega na području Osječko-baranjske

županije ukupno 142.000 hektara (www.dzs.hr). 2011. godine 305.000 hektara

poljoprivrednih površina zasađeno je kukuruzom, a ostvareni urod je iznosio 1 729 000 t što

je za 16% manje od prošlogodišnjeg uroda (www.dzs.hr). Svi dijelovi biljke mogu se

iskoristiti, bilo kao hrana bilo za industrijsku preradu, što kukuruzu daje veliki ekonomski

značaj.

Za rast i razvoj svaka biljka treba određene uvjete, a svaka razvojna faza biljke ima

određene zahtjeve prema uvjetima vanjske sredine, među ostalima prema dostupnoj vodi i

nutrijentima. Biljke neizostavno moraju primati vodu, ona sudjeluje u brojnim životnim

procesima biljke a i biljno je tijelo najvećim dijelom izgrađeno upravo od vode (voda čini 80–

95% mase metabolički aktivnog biljnog tkiva) (Pevalek-Kozlina, 2003). Potreba biljaka za

vodom izražava se pomoću transpiracijskog koeficijenta, a to je količina vode (u kg) potrebna

za sintezu 1 kg suhe tvari biljke. Po potrebi za vodom kukuruz se ubraja u biljke koje

ekonomično troše vodu, što se vidi po njegovom transpiracijskom koeficijentu (250–400

mm). Kukuruz ima dobro razvijen korijenov sustav koji može crpiti vodu iz dubljih slojeva

tla, posebno građene listove koji mogu skupljati i najmanju količinu vode, a u slučaju suše se

uvijaju i tako smanjuju gubljenje vode (Madjar i Šoštarić, 2009).

Mnogi autori provodili su istraživanja o utjecaju suše i navodnjavanja na fiziologiju i

urod ratarskih kultura (Jaleel, 2009, Šimunić i sur., 2006, Šimunić i sur., 2007), pa tako i na

kukuruz (Efeoglu i sur., 2009, Bakr i sur., 1975, Huang i sur., 2002). Kada se vlažnost tla

smanji ispod 10% od maksimalnog vodnog kapaciteta, kukuruz prestaje rasti, a kada se

vlažnost smanji ispod 7%, kukuruz vene (Gagro, 1997). Iako kukuruz može prebroditi sušu

ipak je osjetljiv na nju, pa u sušnim uvjetima daje niske prinose, a i aktivnost lisnog aparata

veća je pri navodnjavanju u odnosu na sušne uvjete (Madjar i Šoštarić, 2009).

Za normalan rast i razvoj biljaka neophodno je oko 35 elemenata. Kukuruz je veliki

potrošač dušika, kalija, fosfora, kalcija, magnezija i sumpora, ali osobito dušika koji se u

kukuruzu nagomilava u obliku proteina, prvo u listu a zatim u zrnu. Dušik je makroelement i

element prinosa jer utječe na razvoj biljne lisne mase (Zovkić, 1981, Kastori, 1983). Utjecaj

http://www.pdfcomplete.com/cms/hppl/tabid/108/Default.aspx?r=q8b3uige22


2

dušika na produktivnost biljaka te na veličinu i fotosintetsku aktivnost listova također je

predmet brojnih istraživanja. Utvrđeno je da dušik povoljno utječe na veličinu lisne površine i

njezinu fotosintetsku aktivnost, odnosno na intenzitet i produktivnost fotosinteze (Kastori,

1983). Martorana i sur. (1997) su pokazali da prihrana kukuruza dušikom povoljno utječe na

sadržaj klorofila i na apsorpciju svjetla, te da se efikasnost iskorištavanja svjetla povećava s

porastom količine primijenjenog dušika.

Nedostatak vode i nutrijenata rezultira pojavom stresa, te negativno utječe na rast i

razvoj biljke. Pri tome dolazi do niza fizioloških promjena, kao što su usporeni rast biljke te

nekroza i žućenje listova. Kao zaštitna mjera u uvjetima vodnog stresa i mineralnog deficita

primjenjuju se navodnjavanje i gnojidba organskim i mineralnim gnojivima. Ove mjere imaju

i poljoprivredni značaj jer rezultiraju povećanim urodom, tako što osiguravaju uvjete za

optimalan rast i razvoj biljaka. To se odnosi i na razvoj lisne mase te fotosintetsku aktivnost

listova. Postavlja se pitanje u kojoj mjeri i na koji način navodnjavanje i prihrana dušikom

utječu na fotosintetsku aktivnost listova kukuruza.



3

1.1. SISTEMATSKI POLOŽAJ I MORFOLOŠKE KARAKTERISTIKE KUKURUZA

Kukuruz je jednogodišnja biljka koja se ubraja u porodicu trava od kojih se razlikuje

po čvrstoj stabljici ispunjenoj parenhimom. Porijeklom je iz Srednje Amerike, iz koje se u 15.

stoljeću (otkrićem američkog kontinenta) prenio na ostale kontinente, tako da se danas uzgaja

u cijelom svijetu te je po zasijanim površinama treća svjetska kultura. Divlji predak kukuruza

nije točno utvrđen, iako postoje različite pretpostavke o tome. Na osnovu arheoloških nalaza i

genetičkih istraživanja pradomovinom kukuruza smatra se Meksiko (Cvetković i sur., 1962).

Sistematski položaj kukuruza (Knežević, 2006):

CARSTVO (Regnum): Plantae

PODCARSTVO (Subregnum): Viridiplantae

ODJELJAK (Phylum): Magnoliophyta (Spermatophyta)

PODODJELJAK (Subphylum): Magnoliophytina (Angiospermae)

RAZRED (Classis): Liliopsida (Liliatae, Monocotyledoneae)

PODRAZRED (Subclassis): Commelinidae

RED (Ordo): Cyperales

PORODICA (Familia): Poaceae (Gramineae)

PODPORODICA (Subfamilia) Panicoideae

PLEME (Tribus) Maydeae

ROD (Genus): Zea

VRSTA (Species): Zea mays

Kukuruz ima specifičnu morfološku građu i od svih je žitarica najkrupnija biljka.

Dijelovi biljke kukuruza su korijen, stabljika, list, cvijet (cvat) i plod (zrno), koji su shematski

prikazani na slici 1.

Korijen kukuruza je žiličast, a s obzirom na vrijeme formiranja, karakter rasta i ulogu

u životu biljke razlikujemo pet tipova korijena: primarni, bočni i mezokotilni klicin korijen, te

podzemni i nadzemni nodijalni korijen. Najveći dio korijenovog sustava kukuruza seže u

dubinu preko 60 cm, a u širinu 105 cm (Zovkić, 1981). Na njegov razvoj utječu osobine tla,

klimatski uvjeti, gnojidba i dr. Korijen kukuruza apsorbira velike količine vode, ali se u

uvjetima potpune zasićenosti tla vodom slabo razvija (zbog nedostatka kisika koji je nužan za



4

disanje korijena). U uvjetima niske vlažnosti tla korijenov sustav prodire znatno više u dubinu

i širinu, ali su njegova ukupna masa i apsorbirajuća površina manji nego u uvjetima optimalne

vlažnosti tla (Gagro, 1997).

Stabljika kukuruza je uspravna, cilindričnog oblika, sastavljena od nodija i internodija,

a može narasti čak do 7 m visine (u našim uvjetima maksimalno 3 m). U pazuhu lista na

stabljici nalaze se pupovi iz kojih se u središnjem i vršnom dijelu biljke oblikuju klipovi. Od

njih se obično razvije manji broj klipova, jer veći broj klipova biljka ne može ishraniti zbog

čega oni odumru (Gagro, 1997).

Slika 1. Shematski prikaz morfoloških organa kukuruza (slika je preuzeta sa domene

http://en.wikipedia.org/wiki/Maize, 19.09.2011.). Na slici su istaknuti stabljika, muški i

ženski cvijet, te plod.

Listovi kukuruza se dijele na klicine listove, listove stabljike i listove omotača klipa.

Listovi stabljike se još zovu i pravi listovi, a sastoje se od lisnog rukavca i lisne plojke.



5

Razvijaju se na nodijima stabljike, pa je broj listova stabljike jednak broju nodija. Na mjestu

gdje rukavac prelazi u plojku nalazi se mali izraštaj koji se zove jezičac (ligula), a plojka

prema rukavcu formira roščiće (auriculae). Lisna plojka je izdužena, s izraženim glavnim

nervom koji prolazi sredinom plojke gdje formira žlijeb koji omogućava listovima

sakupljanje vode, njezino usmjeravanje prema stabljici i slijevanje stabljikom prema korijenu.

Kukuruz ima veliku lisnu površinu (veća od 1 m2 po biljci), pa može proizvesti i relativno

veliku količinu organske tvari (Gagro, 1997).

Slika 2. Muški i ženski cvijet kukuruza, te plod (slika je preuzeta sa domene

http://en.wikipedia.org/wiki/Maize, 19.09.2011.). Različiti kultivari mogu imati zrnje različite

boje.

Kukuruz je jednodomna biljka te ima jednospolne muške i ženske cvjetove koji su

razdvojeni u posebne cvatove (slika 2). Metlica je muški cvat i nalazi se na vrhu biljke, dok je

klip ženski cvat a nalazi se u pazuhu listova. Metlica prolazi kroz devet faza organogeneze, a

klip kroz osam. Od njih su osobito značajne šesta faza razvoja metlice i četvrta faza razvoja

klipa, koje su jako osjetljive na sušu i deficit nutrijenata (Gagro, 1997).

Plod kukuruza je zrno, a ono se sastoji od tri dijela: omotača, endosperma i klice.

Omotač štiti endosperm i klicu od štetnih utjecaja. U edospermu se nalazi škrob, a klica se

sastoji od klicinog korijenčića, stabljike, listića i štitića (Zovkić, 1981).



6

1.2. FOTOSINTEZA

Fotosinteza (grč. photo - svijetlost, synthesis - spajanje) je proces u kojem iz

anorganskih tvari nastaju organski spojevi koji predstavljaju izvor energije za organizme. Taj

je proces ovisan o svjetlosti, te se njime svjetlosna energija prevodi u kemijsku energiju.

Fotosinteza obuhvaća: fiksaciju CO2, sintezu O2, nagomilavanje suhe tvari, sintezu

ugljikohidrata, redukciju NADP+, te protok elektrona transportnim lancem u kloroplastu

(slika 3). Fotosinteza se odvija u kloroplastima, posredstvom fotosintetskih pigmenata. Sam

proces se sastoji od primarnih i sekundarnih reakcija. Primarne reakcije ili svjetlosne reakcije

vezane su za tilakoidne membrane kloroplasta, dok se sekundarne reakcije ili Calvin-

Bensonov ciklus odvijaju u stromi kloroplasta (slika 4) (Stryer, 1991, Pevalek-Kozlina,

2003).

Slika 3. Shematski prikaz reakcija fotosinteze (prema Pevalek-Kozlina, 2003).

U svjetlosnim reakcijama fotosinteze sintetiziraju se ATP i NADPH, koji zatim u

reakcijama u tami pokreću sintezu glukoze. Tri osnovna procesa koja se odvijaju tijekom

svjetlosnih reakcija su oksidacija vode, redukcija NADP+ i promjena redoks potencijala koja

potiče sintezu ATP-a. Te reakcije kataliziraju dva fotosustava fotosustav I (PS I) i fotosustav

II (PS II), te ATP-sintaza. Sam proces se pokreće svjetlošću, a reakcije se temelje na

prijenosu elektrona između PS II preko citokroma b6f kompleksa do PS I. Prijenos elektrona

izaziva stvaranje protonskog gradijenta koji aktivira ATP-sintazu za sintezu ATP-a (Nelson i

Yocum, 2006).



7

ATP i NADPH nastali svjetlosnim reakcijama fotosinteze se zatim koriste u Calvin-

Bensonovom ciklusu za prevođenje CO2 u ugljikohidrate. Ciklus se odvija i na svjetlu i u

tami, te se može podijeliti na tri faze: fiksaciju ugljika, redukciju ugljika do ugljikohidrata i

regeneraciju akceptora CO2. U prvoj se fazi odvija karboksilacija ribuloza-1,5-disfosfata pri

čemu nastaju dvije molekule 3-fosfoglicerata. U drugoj fazi dolazi do redukcije karboksilne

kiseline do ugljikohidrata u obliku gliceraldehid-3-fosfata, iz kojeg se u trećoj fazi regenerira

ribuloza-1,5-disfosfat koji je akceptor CO2. U konačnici se ugljikohidrati nastali ovim

ciklusom u stromi kloroplasta prevode u škrob (Stryer, 1991, Pevalek-Kozlina, 2003).

Slika 4. Shematski prikaz Calvin-Bensonovog ciklusa (prema Cooper i Hausman,

2007).

12 molekula

2 molekule

6 molekula

10 molekula

Calvinov ciklus

Ribuloza-5-fosfat

Ribuloza-1,5-difosfat

3-fosfoglicerat

1,3-difosfoglicerat

Gliceraldehid-3-fosfat

12 molekula

1 Glukoza

6 molekula



8

Svi zeleni dijelovi biljke mogu fotosintetizirati, ali je fotosintetski najaktivnije tkivo

mezofil lista koji sadrži veliku količinu kloroplasta. Na efikasnost fotosinteze utječe veliki

broj faktora, kao na primjer opskrbljenost biljke vodom i nutrijentima, otvorenost puči,

osvjetljenje, koncentracija O2 i CO2, temperatura, strujanje zraka i drugo. Na odvijanje

fotosinteze utječe i svako odstupanje od optimalnih uvjeta, odnosno pojava stresa (Pevalek-

Kozlina, 2003).

1.2.1. Organizacija i funkcija kloroplasta

Kloroplasti (grč. chloros - zelen) su vrsta plastida, tipično biljnih organela, koji se s

obzirom da su obojeni i imaju sposobnost fotosintetiziranja ubrajaju u skupinu fotosintetski

aktivnih kromatofora. Nalaze se u biljnim organima koji su izloženi svjetlosti (u nadzemnim

dijelovima biljaka), odnosno u svim fotosintetski aktivnim dijelovima biljaka. Budući da

sadrže zeleni pigment klorofil zaslužni su za zelenu boju biljaka. To su veliki organeli dugi i

do 10 μm, najčešće ovalnog oblika, a u stanicama lista ih može biti više od 100. Broj i oblik

kloroplasta (pločasti, zvjezdasti, vrčasti, spiralni, cilindrični, mrežasti) podliježu promjenama

koje su regulirane razvojem biljke i uvjetima vanjske sredine (Pevalek-Kozlina, 2003). Slika

5 prikazuje građu kloroplasta.

Kloroplasti su obavijeni ovojnicom koja se sastoji od dvije lipoproteinske

biomembrane, vanjske i unutrašnje, između kojih se nalazi međumembranski prostor širok

10–20 nm. Vanjska membrana sadrži proteine porine zbog čega je propusna za male

molekule. Unutrašnja membrana ne sadrži takve molekule, pa ograničava transport molekula

između citosola i strome kloroplasta. Stoga su molekulama za ulaz u unutrašnjost kloroplasta

potrebni specifični membranski prenosioci (Cooper i Hausman, 2007).

Unutrašnjost kloroplasta ispunjava proteinski matirks nazvan stoma koji sadrži

tilakoidni sustav, genom kloroplasta (DNA, RNA), ribosome (70S), plastoglobule, škrob,

metaboličke enzime, različite metabolite i nusprodukte metabolizma. Budući da imaju vlastitu

DNA i ribosome, ovi stanični organeli imaju i određeni stupanj samostalnosti u stanici. Oni

su semiautonomni organeli, jer je za njihov razvoj, diobu i funkciju potrebna koordinacija dva

odvojena genetička sustava – jezgre i plastida. Osim toga, ne mogu nastati de novo nego samo

diobom već postojećih organela istoga tipa, a svojom su organizacijom slični prokariotskim

organizmima (Denffer i Ziegler, 1982, Alberts i sur., 2002).



9

Slika 5. Shematski prikaz strukture kloroplasta (prema Cooper i Hausman, 2007).

Osim unutrašnje i vanjske membrane, kloroplasti imaju i treći membranski sustav

nazvan tilakoidna membrana (slika 6), koji sadrži fotosintetske pigmente organizirane u

fotosisteme. Tilakoidna membrana oblikuje mrežu plosnatih okruglih pločica nazvanih

tilakoide (grč. thylakoides - vrećast), a one omeđuju intratilakoidni prostor (lumen tilakoida)

tako da kloroplasti imaju tri različita unutrašnja odjeljka: međumembranski prostor, stromu i

lumen tilakoida. Razlikujemo grana tilakoide i stroma tilakoide. Grana tilakoidi su gusto

posloženi paralelno, jedan iznad drugog poput stupaca, formirajući strukture nazvane granumi

(lat. granum – zrnce, jer pod svjetlosnim mikroskopom izgledaju kao zrnca, sl. 5), dok se

stroma tilakoidi protežu kroz stromu i povezuju granume. Pretpostavlja se da su lumeni svih

tilakoida međusobno povezani u jedinstveni prostor (Denffer i Ziegler, 1982, Alberts i sur.,

2002, Cooper i Hausman, 2007).

Vanjska membrana

Stroma

Unutrašnja membrana

Lumen tilakoida Tilakoidna membrana

Međumembranski prostor



10

Slika 6. Elektronska mikrofotografija unutarnje površine tilakoidne membrane

(slikanpreuzetaksandomenephttp://users.rcn.com/jkimball.ma.ultranet/BiologyPages/C/Chlor

oplasts.html, 29.11.2009.). Na slici se vidi pravilan raspored transmembranskih čestica, a

svaka čestica vjerojatno predstavlja jedan fotosustav II. Njihov raspored u funkcionalnom

kloroplastu možda i nije tako pravilan kao na preparatu.

Supramolekularna struktura tilakoidnih membrana prilično je složena, a čine ju

različiti proteinski kompleksi u kojima se nalaze fotosintetski pigmenti (klorofili,

karotenoidi), koji sudjeluju u svjetlosnim reakcijama fotosinteze.

Osim fotosinteze u kloroplastima se odvija i proizvodnja ATP-a, te sintetizira

aminokiselina, masnih kiselina i lipidnih komponenata kloroplastnih membrana. U njima se

odvija i ključni korak ugradnje dušika u organske spojeve, a to je redukcija nitrita (NO2-) do

amonijaka (NH3) (Cooper i Hausman, 2007).

1.2.2. Građa fotosintetskog aparata

Za odvijanje svjetlosnih reakcija neophodna je suradnja tri proteinska kompleksa:

fotosustava II, citokrom b6f kompleksa i fotosustava I, koji su uklopljeni u tilakoidnu

membranu i međusobno povezani mobilnim nosačima elektrona (plastokinon i plastocijanin)

(slika 11). Fotosustav II se nalazi samo u grana tilakoidima, fotosustav I u stroma tilakoidima

i rubnim dijelovima granuma, dok je citokrom b6f kompleks podjednako raspoređen i u grana

i u stroma tilakoidima (slika 7). Citokrom b6f kompleks međusobno povezuje fotosustav I i

fotosustav II, a sva tri proteinska kompleksa stvaraju superkomplekse s drugim proteinima

koji također sudjeluju u svjetlosnim reakcijama fotosinteze (Heldt, 1999).



11

Slika 7. Razmještaj glavnih fotosintetskih proteinskih kompleksa u tilakoidnoj

membrania(preuzetoasaadomeneahttp://lifes.nchu.edu.tw/upload/fnews/2012418194141/ppTa

iz.Ch07_lf.0418.pdf, 04.07.2012.).

Fotosustavi su izgrađeni od fotosintetskih pigmenata i proteina (slika 8), a sastoje se

od reakcijskog središta i antena kompleksa (Voet i Voet, 2004). Antenske molekule

pigmenata hvataju energiju i predaju ju molekuli klorofila a, smještenoj u reakcijskom

središtu. Energija u reakcijskom središtu pokreće oksidaciju klorofila, time se izbaci elektron

koji se prenosi na primarni akceptor elektrona (Pevalek-Kozlina, 2003).

Slika 8. Prikaz građe fotosustava (prema Pevalek-Kozlina, 2003).

Tilakoidna mebrana

LHCII LHCII PSII Citokrom PSI ATP- dimer trimer b6f sintaza



12

Molekula klorofila a reakcijskog središta fotosustava I maksimalno apsorbira svjetlost

valne duljine 700 nm, zbog čega se fotosustav I označava i sa P700. Fotosustav I sadrži

kompleks sastavljen od 14 molekula klorofila a vezanih na protein molekularne mase 110

kDa. U reakcijskom središtu fotosustava II nalazi se molekula klorofila a koja maksimalno

apsorbira svjetlost valne duljine 680 nm pa se taj fotosustav označava sa P680. Fotosustav II

sadrži kompleks sastavljen od 3 molekule klorofila a i 3 molekule klorofila b vezanih na

protein molekularne mase 28 kDa (Pevalek-Kozlina, 2003).

Reakcijsko središte fotosustava II izgrađeno je od 4 velike podjedinice (PsbA, PsbB,

PsbC i PsbD), tri vanjske podjedinice i mnogo malih podjedinica, dok je reakcijsko središte

fotosustava I građeno od dvije velike podjedinice (PsaA i PsaB), četiri vanjske podjedinice,

tri velike unutrašnje i mnogo malih unutrašnjih podjedinica. Klorofili dva apsorpcijska

središta ne razlikuju se strukturno od ostalih molekula klorofila a, samo su vezani na

specifične proteine (Nelson i Yocum, 2006).

Reakcijsko središte fotosustava II je heterodimer građen od D1 i D2 proteina koji su

međusobno homologni. Na njih se vezuju četiri ili pet molekula klorofila a, dvije molekule

feofitina i dvije molekule plastkinona pri čemu je QA vezan na D2, a QB je vezan na D1. Na D1

i D2 još su vezani manganski klaster (koji čini jezgru OEC kompleksa) i citokrom b559 čija

uloga nije u potpunosti poznata (pretpostavlja se da bi mogao imati zaštitnu funkciju) (Heldt,

1999).

Antena kompleksi fotosustava I i II imaju vanjski i unutrašnji dio. Vanjski dio su

„light-harvesting“ kompleksi (LHC), a to su kompleksi proteina i pigmenata (klorofil a,

klorofil b, karoten i ksantofil) (slika 9). Još se nazivaju i „chlorophyll a/b-binding“ ili „CAB

polipeptidi“. Njihova funkcija je apsorpcija svjetlosti i prijenos energije do reakcijskog

središta. Četiri tipa LHC proteina asociraju samo s fotosustavom I (LHCA1, LHCA2, LHCA3

I LHCA4), četiri tipa asociraju samo s fotosustavom II (LHCB3, LHCB4, LHCB5, LHCB6),

a dva tipa mogu asocirati s oba fotosustava (LHCB1 i LHCB2). Unutrašnji dio antena

kompleksa čini „core-complex“, a to je integralni dio reakcijskog središta, koji prenosi

prikupljene ekscitone u reakcijsko središte fotosustava (Heldt, 1999).

Apsorbiranu energiju fotosustav II koristi za redukciju plastokinona, oksidaciju vode i

stvaranje transmembranskog protonskog gradijenta. Fotosustav II je sastavljen od oko 25

različitih proteinskih podjedinica, a osim antena kompleksa i reakcijskog središta sadrži

kompleks koji ima funkciju ekstrakcije kisika iz vode – „oxygen-evolving complex“, OEC.

Unutrašnji dio antena kompleksa („core-complex“) čine proteini CP47 i CP43, koji osim što



13

prenose elektrone do reakcijskog središta, sudjeluju i u sklapanju OEC kompleksa te

održavanju stabilnosti fotosustava II (Heldt, 1999).

Slikaa9. Struktura LHC PS II kompleksa u biljaka (preuzeto sa domene

http://lifes.nchu.edu.tw/upload/fnews/2012418194141/ppTaiz.Ch07_lf.0418.pdf,04.07.2012.).

LHC PS II je transmembranski protein (3 transmembranske uzvojnice), a uz njega su vezane

molekule klorofila a (Chl a), klorofila b (Chl b), kao i nekoliko molekula karotenoida.

Citokrom b6f je građen od četiri podjedinice: citokroma f, citokroma b563, FeS proteina

te polipeptida od 17 kDa, a njegov zadatak je prijenos elektrona između reakcijskih središta

fotosustava I i II, te stvaranje transmembranskog protonskog gradijenta. ATP-sintaza je

građena od enzimskog kompleksa veličine 400 kDa. Hidrofobni membranski dio enzima je

CF0, a CF1 se proteže kroz stromu i sastoji od tri kopije α i tri kopije ß naizmjenično

raspoređenih peptida. ATP-sintaza katalizira sintezu ATP-a iz ADP-a i anorganskog fosfata

(Nelson i Yocum, 2006).

Tilakoidna membrana

Karotenoid

STROMA

Chl b Chl a LUMEN



14

Slika 10. Shematski prikaz fotosintetskog elektron-transportnog lanca u tilakoidnoj

membrani kloroplasta (prema Voet i Voet, 2004). Kratice: OEC – „oxygen-evolving

complex“, P680 – PS II, Pheo – feofitin, QA – plastokinon A, QB – plastokinon B, QH2 –

hidroksiplastokinon, PC – plasocijanin, P700 – PS I, Ao – klorofil, A1 – kinon, Fd –

feredoksin, CF0 i CF1 – dijelovi ATP-sintaze, NADP+ – nikotinamid adenin dinukleotid fosfat

(oksidirani oblik), NADPH – nikotinamid adenin dinukleotid fosfat (reducirani oblik).

Elektron-transportni lanac prikazan je na slici 10. Kao što se vidi na slici, foton

svjetlosne energije (hʋ) pobuđuje PS II, on prelazi u pobuđeno stanje i predaje jedan elektron

feofitinu. Time reakcijsko središte PS II postaje jak oksidans koji uzrokuje cijepanje vode na

molekularni kisik uz otpuštanje elektrona i protona. Feofitin primljeni elektron prenosi na

plastokinon (QA), a reducirani QA- prenosi elektron na labavo vezani plastokinon (QB). QB

može primiti dva elektrona pri čemu nastaje QB2-, koji s dva protona daje plastohidrokinon

(PQH2). PQH2 napušta PS II do kompleksa citokroma b6f kojemu predaje elektrone i

istovremeno otpušta protone u lumen tilakoida. Elektrone prima plastocijanin, koji se nalazi

u lumenu tilakoida, te ih prenosi na PS I. Elektron koji izbaci PS I preuzima feredoksin,

nakon čega feredoksin NADP+ oksidoreduktaza reducira NADP+ do NADPH. Transport

elektrona do NADPH povezan je sa transportom protona iz strome u lumen tilakoida, čime se

Kloroplast

Vanjska membrana

Unutarnja membrana

Stroma

Stroma

Lumen tilakoida

PS II

PS I Citokrom b6f

Fd-NADP+ reduktaza

ATP sintaza

Tilakoid



15

stvara pH gradijent preko membrane tilakoida. Nakupljeni protoni u lumenu tilakoida kreću

se niz koncentracijski gradijent u stromu kroz ATP-sintazu što rezultira sintezom ATP-a

(Voet i Voet, 2004).

Dakle, apsorpcija fotona svjetlosti dovodi do intramolekularne preraspodjele elektrona

u reakcijskom središtu, nakon čega slijedi intermolekularni prijenos elektrona cikličkim ili

necikličkim putem (slika 11), što dovodi do stvaranja protonskog gradijenta preko tilakoidne

membrane koji pokreće sintezu ATP-a (slika 10.). Neciklički tok elektrona uključuje niz

redoks sustava koji prenose elektrone od vode do NADP+ i zahtijeva oba fotosustava. S tim

procesom povezano je nastajanje ATP-a necikličkom fosforilacijom. Ciklički tok elektrona

prisutan je samo kada nema dovoljno NADP+ koji bi primio elektrone od reduciranog

feredoksina, a za njega je potreban samo fotosustav I (nastanak ATP-a kada nema potrebe za

NADPH) (Pevalek-Kozlina, 2003).

Slika 11. Shematski prikaz necikličkog i cikličkog prijenosa elektrona u svjetlosnim

reakcijamaafotosintezea(preuzetoasaadomeneahttp://iws.collin.edu/biopage/faculty/mcculloc

h/1406/outlines/chapter%2010/10-13.JPG, 07.04.2012.). Crne strelice označavaju neciklički

tok elektrona, a žute ciklički. Kratice: Pq – plastokinon, b6f – citokrom b6f kompleks, Pc –

plastocijanin, Fd – feredoksin, FNR – feredoksin NADP+ oksidoreduktaza.

PS I PS II

b6f

energija za kemiosmotsku

sintezu molekula

Primarni akceptor

Primarni akceptor

FNR



16

1.3. GRAĐA I FUNKCIJA FOTOSINTETSKIH PIGMENATA

Važan događaj u fotosintezi je apsorpcija svjetlosti koja ne bi bila moguća bez

kloroplasta, točnije bez fotosintetskih pigmenata koji su smješteni u tilakoidnim membranama

kloroplasta. Fotosintetski pigmenti su biljna bojila koja tijekom procesa fotosinteze

apsorbiraju svjetlosnu energiju te ju prevode u kemijsku energiju. U procesu fotosinteze

ključnu ulogu ima klorofil a, koji sudjeluje u primarnim reakcijama fotosinteze tako što

apsorbira plavu i crvenu svjetlost. Kao pomoćni pigmenti u fotosintezi viših biljaka sudjeluju

klorofil b i karotenoidi, koji apsorbiraju svjetlost i prenose energiju do klorofila a.

Apsorpcijski spektri fotosintetskih pigmenata međusobno se razlikuju, što rezultira

potpunijom apsorpcijom vidljive svjetlosti (Pevalek-Kozlina, 2003, Denffer i Ziegler, 1982).

Pigmenti su u tilakodinim membranama kompleksirani sa proteinima, čija je uloga

održavanje najpovoljnije geometrije za prijenos energije među molekulama klorofila. Tako

kompleksirane molekule klorofila organizirane su u posebne jedinice koje se zovu

fotosustavi, a kao što je već rečeno sastoje se od dva dijela: antena kompleksa i reakcijskog

središta. Antena kompleks se sastoji od nekoliko stotina molekula klorofila i karotenoida, dok

reakcijsko središte predstavlja transmembranski protein-pigment kompleks čija je zadaća

prenošenje elektrona na specifični akceptor smješten u blizini kompleksa (Alberts i sur.,

2002, Streyer, 1991).

Osim što hvataju energiju Sunčeve svjetlosti potrebu za fotosintezu, biljni pigmenti

imaju i druge funkcije. Oni štite biljke od UV zračenja, bojom privlače insekte (daju boju

listu, cvijetu i plodu), te budući da imaju antivirusno, antibakterijsko i antioksidacijsko

djelovanje, štite biljke od bolesti (Alkena i Seager, 1982).

1.3.1. Klorofili

Klorofil je najrasprostranjeniji biljni pigment, a nalazi se u kloroplastima zelenih

biljaka u obliku smjese dva spoja – klorofila a, koje je tamno zelene boje, i klorofila b, koji je

žutozelene boje. Listovi obično sadrže 2-3 puta više klorofila a od klorofila b (Alkena i

Seager, 1982). Građa klorofila a i b prikazana je na slici 12.



17

Slika 12. Struktura molekule klorofila a i b (prema Amić, 2008). Klorofil a imaju sve

biljke, alge i cijanobakterije. Klorofil b imaju sve biljke i zelene alge, a bakterioklorofil imaju

purpurne i zelene anaerobne bakterije.

Klorofil se ubraja u porfirine – derivate porfina, koji se sastoji od četiri peteročlana

prstena izvedena iz pirola, povezana sa četiri meteno mosta u aromatski prsten sa 18

delokaliziranih π-elektrona (Alkena i Seager, 1982). Zbog velikog broja konjugiranih

dvostrukih veza, odnosno zbog dobro gibljivih π-elektrona, ovaj dio molekule sudjeluje u

apsorpciji vidljive svjetlosti i prijenosu energijom bogatih elektrona (Pevalek-Kozlina, 2003).

Klorofil je kompleks porfina sa magnezijem. Osnovu molekule čini porfirinski prsten,

izgrađen od četiri pirolna prstena čija su četiri dušikova atoma vezana na ion magnezija, Mg2+

(Filipović i Lipanović, 1995). Magnezijev ion čini strukturu porfirina čvrstom, pa se

apsorbirana energija fotona ne gubi termičkim gibanjem molekule već se koristi za kemijske

reakcije. Na pirolne prstene vezuju se različite funkcionalne skupine, po kojima se pojedini

klorofili i razlikuju. Klorofil a se razlikuje od klorofila b samo po supstituentu na trećem

ugljikovom atomu drugog prstena – kod klorofila a to je metilna skupina, a kod klorofila b

aldehidna (formilna) skupina. Na propionsku skupinu četvrtog pirolnog prstena esterski je

vezan dugolančani nepolarni alkohol fitol (C20H39OH), koji klorofilu daje lipofilne osobine pa

je tim dijelom molekule klorofil vezan na proteine tilakoidne membrane. Za razliku od

fitolnog repa, porfirinski prsten je hidrofilan. Peti prsten nije pirolni prsten (Alkena i Seager,



18

1982). Klorofili se u plastidima pojavljuju u obliku kromoproteida – spojeva klorofila i

proteina.

Budući da apsorbira svjetlost u plavo-ljubičastom i crvenom dijelu spektra, klorofil je

zelene boje. Klorofil a ima dva apsorpcijska maksimuma: jedan u crvenom (655 nm), drugi u

plavom dijelu spektra (430 nm), a djelotvoran dio spektra vidljive svjetlosti upravo je u

području crvene i plave svjetlosti (Alkena i Seager, 1982). Međutim, djelotvoran spektar

fotosinteze ne poklapa se u potpunosti sa djelotvornim spektrom klorofila a jer on nije jedini

pigment koji sudjeluje u fotosintezi. I drugi pigmenti (pomoćni pigmenti) mogu apsorbirati

svjetlost te ju prenijeti na klorofil a, što biljke koriste za popunjavanje tzv. „zelene rupe“ u

apsorpciji klorofila (Pevalek-Kozlina, 2003).

1.3.2. Karotenoidi

Uz klorofil biljke sadrže karotenoide koji imaju ulogu pomoćnih fotosintetskih

pigmenata. Po kemijskom sastavu su terpeni (tetraterpeni) ili derivati terpena, a izgrađeni su

od osam izopernskih C5 jedinica (slika 13). To su linearne lipofilne molekule s brojnim

konjugiranim dvostrukim vezama, zbog čega su žuto, narančasto ili crveno obojeni.

Apsorbiraju vidljivu svjetlost u području valnih duljina u kojem klorofili ne apsorbiraju, a

maksimalno apsorbiraju svjetlost valnih duljina između 380 i 550 nm, te tako proširuju

spektar fotosintetski upotrebljive svjetlosti (Alkena i Seager, 1982, Denffer i Ziegler, 1982).

U biljnom svijetu postoji nekoliko stotina različitih karotenoida, a strukturno

razlikujemo dvije skupine: karotene, koji su čisti ugljikovodici, te ksantofile, koji još sadrže i

kisik. U usporedbi s algama, u višim biljkama se javlja relativno mali broj karotenoida

(Demmig-Adams i Adams, 1996). Od karotena je u višim biljkama najrašireniji ß-karoten,

koji je obojen narančasto i ima maksimum apsorpcije na 450 nm. Osim ß-karotena, više biljke

često sadrže i likopen, koji je aciklički izvor ß-karotena i crvene je boje. U biljkama se često

može naći i žuti α-karoten. Od ksantofila često su zastupljeni lutein i neoksantin, te oni koji

sudjeluju u ksantofilskom ciklusu – violaksantin, anteraksantin i zeaksantin. Lutein je

hidroksi derivat α-karotena (u odnosu na α-karoten sadrži još dvije hidroksilne skupine), a

zeaksantin je derivat ß-karotena i glavni je pigment žutog ploda kukuruza (Alkena i Seager,

1982).



19

Slika 13. Strukturne formule nekih karotenoida (prema Amić, 2008).



20

Osim uloge pomoćnih pigmenata, karotenoidi imaju i ekološku ulogu (daju boju

cvijetu, listu i plodu) i zaštitnu ulogu, tako da štite klorofil od oštećenja koja mogu nastati u

uvjetima jakog osvjetljenja. U takvim uvjetima klorofil apsorbira veću količinu energije od

one koja je potreba za fotosintezu, a višak te energije prenosi se na kisik što rezultira

stvaranjem jako reaktivnog radikala kisika – singletnog kisika. Kako bi se izbjegla oštećenja

koja takav kisik uzrokuje, karotenoidi preuzimaju višak energije od klorofila čime prelaze u

pobuđeno stanje. Kako pobuđeno stanje karotenoida ne sadrži dovoljno energije za nastajanje

singletnog kisika, brzo se vraća u osnovno stanje pri čemu se višak energije oslobađa u obliku

topline (Pevalek-Kozlina, 2003). Ksantofilski ciklus prikazan je na slici 14, a on uključuje de-

epoksidaciju violaksantina u zeaksantin u dva koraka te omogućava otpuštanje energije u

obliku topline. De-epoksidacija violaksantina u zeaksantin preko anteraksantina odvija se u

lumenu tilakoida, a katalizira ju violaksantin de-epoksidaza koja se nalazi vezana na

tilakoidnu membranu. Askorbat ima funkciju reducensa. Kako pobuđeno stanje karotenoida

nema dovoljno energije za nastajanje reaktivnog singletnog kisika, nastali zeaksantin energiju

primljenu od klorofila rasipa u obliku topline. Violaksantin se regenerira u stromi kloroplasta,

djelovanjem epoksidaze uz utrošak NADPH i kisika (Demmig-Adams i Adams, 1996).

Karotenoidi, osobito putem ksantofilskog ciklusa, utječu na prinos fluorescencije klorofila a.

Slika 14. Shematski prikaz ksantofilskog ciklusa (prema Demmig-Adams i Adams, 1996).



21

1.4. MINERALNA ISHRANA BILJAKA

Za rast i razvoj svaka biljka treba određene uvjete, kao što su toplina, vlaga, svjetlost i

kvalitetno tlo (slika 15). Osim toga, za normalan rast i razvoj biljaka nužno je neophodno 17

elemenata (biogeni ili esencijalni elementi, tablica 1). Mineralna ishrana biljaka odnosi se na

apsorpciju tih elemenata iz vanjske sredine i njihovo uključivanje u fiziološke procese biljke.

Slika 15. Mineralna ishrana biljaka (slika preuzeta sa domene http://www.dyna-

gro.com/images/Plant-nutrition-color.gif&imgrefurl=http://www.dynagro.com/cpn.htm,

29.11.2009.).

Mineralne tvari se mogu podijeliti na korisne i esencijalne. Pod pojmom korisnih

elemenata podrazumijevaju se elementi koji nisu nužni za opstanak biljke, ali djeluju

pozitivno na neke fiziološke procese, kao na primjer silicij (riža) i kobalt (leguminoze). Takvi

su elementi potrebni samo nekim biljnim vrstama, za razliku od esencijalnih elemenata bez

kojih ni jedna biljka ne može preživjeti. Kako se nedostatak esencijalnog elementa ne može

nadoknaditi prisutnošću ili suviškom drugog elementa, rezultirati će smrću biljke. Da bi neki



22

element bio esencijalan mora zadovoljiti nekoliko kriterija koje su utemeljili Aron i Stout

(1939): u slučaju nedostatka elementa dolazi do smrti biljke; njegova funkcija nije zamjenjiva

drugim elementom; element ima specifičnu fiziološku ulogu i to bar za dvije biljne vrste

(Vukadinović i Lončarić 1997).

Tablica 1. Koncentracija esencijalnih elemenata u svježoj biljnoj tvari (prema

Vukadinović i Lončarić, 1997).

ELEMENTI ISHRANE BILJAKA

KEMIJSKI SIMBOL

OBLIK USVAJANJA

% U SVJEŽOJ BILJNOJ TVARI

MAKROELEMENTI Ugljik C CO2, CO3

2-, HCO3- 45.0

Vodik H H2O, H+ 8.0 Kisik O H2O, O2 41.0 Dušik N NH4

+, NO3- 2.0

Fosfor P HPO42-, H2PO4

-, 0.4 Kalij K K+ 1.1 Kalcij Ca Ca2+ 0.6 Magnezij Mg Mg2+ 0.3 Sumpor S SO3

2-, SO42- 0.5

MIKROELEMENTI Željezo Fe Fe2+, Fe3+ 0.02 Mangan Mn Mn2+, Mn3+ 0.05 Bakar Cu Cu+, Cu2+ 0.001 Cink Zn Zn2+ 0.01 Molibden Mo MoO4

2- 0.0001 Bor B BO3

3- 0.005 Klor Cl Cl- <0.0001

S obzirom na količinu u kojoj su potrebni biljkama esencijalni elementi se mogu

podijeliti na mikroelemente i makroelemente, ali je njihov značaj podjednak za život biljke.

Makroelementi su biljkama potrebni u većim količinama, a u njih se ubrajaju ugljik, kisik,

vodik, dušik, fosfor, kalij, sumpor, kalcij i magnezij. Mikroelementi su potrebni u manjim

količinama, a u njih se ubrajaju željezo, molibden, klor, nikal, mangan, bor, bakar i cink.

Međutim, u nekim slučajevima je količina mikroelemenata (Fe i Mn) u biljci gotovo jednaka

količini makroelemenata (S i Mg) (Vukadinović i Lončarić, 1997).

Mineralne tvari neprekidno kruže u prirodi u čemu važnu ulogu imaju upravo biljke.

Primanje i ugradnja tvari u biljke naziva se asimilacija, a ona se odvija preko korijena te ovisi



23

o nizu faktora kao što su koncentracija tvari u tlu i metabolizam biljke. Mineralne tvari u

biljke ulaze putem korijena, te se dalje prenose kroz biljku provodnim elementima ksilema do

ciljnih organa, tako da je za što učinkovitiju asimilaciju važan dobar rast i razvoj korijenovog

sustava (Pevalek-Kozlina, 2003).

Oko 98% mineralnih tvari u tlu nalazi se u obliku teško topivih fosfata i karbonata,

2% je adsorptivno vezano za čestice tla, a manje od 0,2% nalazi se u otopini tla. Pozitivno

nabijeni minerali (kalij, kalcij, magnezij) vezani su za negativno nabijene čestice tla, pa ih

korijen može apsorbirati zamjenjujući ih kationima koje sam izlučuje (vodikovi ioni), dok

negativno nabijeni minerali nisu vezani za čestice tla pa se kišom lako ispiru iz tla (Pevalek-

Kozlina, 2003).

Asimilacija mineralnih tvari iz tla može biti pasivna i aktivna. Pasivna se temelji na

fizikalnim zakonima osmoze i difuzije, te se odvija bez utroška energije. To je neselektivan

proces, u kojem mineralne tvari putuju niz koncentracijski gradijent. Aktivna asimilacija je

selektivan proces i ide uz utrošak energije (Pevalek-Kozlina, 2003).

Osim korijena i lišće biljke ima važnu ulogu u biljnoj ishrani zbog procesa fotosinteze

i transpiracije, ali i zbog vrlo uspješne apsorpcije vode i mineralnih tvari. Pokazalo se da

nema velike razlike između apsorpcije mineralnih tvari korijenom i listom, a male razlike

koje postoje rezultat su različite anatomije tih biljnih organa (Vukadinović i Lončarić, 1997).

Mineralnie tvari imaju određene fiziološke uloge u biljnom metabolizmu, koje mogu

biti karakteristične za određene elemente. Neki elementi djeluju kao aktivatori ili kofaktori

enzima, kao na primjer molidben. Biljke kojima nedostaje molibden ne mogu stvarati

funkcionalnu nitratreduktazu pa pokazuju simptome deficita dušika. Nedostatak nekog

elementa u biljci proporcionalan je njegovoj raspoloživosti u tlu, a nedovoljna opskrbljenost

nekim elementom djeluje na rast i razvoj biljke preko različitih fizioloških procesa (tablica 2).

Nedostatak pojedinog elementa očituje se vizualnim simptomima na biljci, razvojem

fizioloških bolesti (metaboličke i anatomske promjene), te smrću biljke. Biljke posjeduju

mehanizme kojima pokušavaju nadoknaditi ili ublažiti nedostatak pojedinoga elementa

(Vukadinović i Lončarić, 1997).



24

Tablica 2. Uloga mineralnih elemenata u fiziološkim procesima (prema Vukadinović i

Lončarić, 1997).

PROCES KONSTITUENT ORG. TVARI

AKTIVATOR ENZIMA I OSMOREGULACIJA

Tvorba kloroplasta Sinteza proteina N, S Mg, Zn, Fe, K, (Mn) Siteza klorofila N, Mg Fe Prijenos elektrona PS II + I – fosforilacija Mg, Fe, Cu, S, P Mg, Mn, (K) Fiksacija CO2 - Mg, (K, Zn) Mehanizam rada puči - K, (Cl) Sinteza škroba i prijenos šećera P Mg, P, (K)

1.4.1. Dušik

Dušik je jedan od najrasprostranjenijih elemenata u prirodi, a njegov najveći

„spremnik“ je litosfera u kojoj je dušik vezan u stijenama i mineralima (oko 98% od ukupnog

dušika). Atmosfera sadrži manje dušika od litosfere, a atmosferski dušik prisutan je u

stabilnom molekularnom obliku zbog čega je višim biljkama uglavnom nedostupan (osim

onima koje žive u simbiozi sa bakterijama Rhizobium). Suha tvar biljaka sadrži između 2 i

5% dušika, što je u odnosu na ugljik malo (45%), ali su biljke ipak značajni sakupljači dušika

kojega tijekom cijele vegetacije ugrađuju u organsku tvar (Vukadinović i Lončarić, 1997). Na

slici 16 prikazan je kružni tok dušika.



25

Slika 16. Globalno kruženje dušika u ekosferi u megatonama (prema Glavač, 2001).

Uspravne brojke se odnose na ukupne količine, a brojevi u kurzivu na godišnje tijekove.

Dušik je sastojak važnih organskih spojeva poput aminokiselina, proteina, amina,

amida, fotosintetskih pigmenata i nukleinskih kiselina, a za njihovu sintezu biljke koriste

anorganski dušik iz tla (nitratni i amonijevi ioni). Oba oblika anorganskog dušika jednako su

vrijedna za biljku, ali većina biljaka ipak preferira nitratni oblik. Za biljku je najpovoljnije da

su prisutna oba oblika dušika. Za ugradnju u organske spojeve dušik mora biti u reduciranom

obliku, pri čemu se NH4+ odmah ugrađuje u aminokiseline, a NO3

- se reducira (kod nekih

vrsta u korijenu, a kod nekih u listu). Redukcija nitrata u lišću se odvija u dva dijela, u

citoplazmi i u kloroplastima. Riječ je o dva enzimski katalizirana procesa:

NITRAREDUKTAZA

U CITOPLAZMI: NO3- --------------------------> NO2

-

2e-

NITRITREDUKTAZA

U KLOROPLASTIMA: NO2- -----------------------------> NH4

+

6e-



26

Nakon tvorbe NH4+ nastaju organski spojevi: aminokiseline, dušične baze (purini i

pirimidini), nukleinske kiseline, alkaloidi i tetrapiroli (klorofil, citokrom, enzimi katalaza i

peroksidaza) (Kastori, 1983, Vukadinović i Lončarić, 1997).

Dušik primljen korijenom transportira se u ostale biljne organe, i to tako da prvo soli

dušika prođu kroz koru korijena apoplastom do Casparyjevih pruga, zatim simplastom do

elemenata ksilema. Apoplast obuhvaća prividno slobodan prostor korijena - intercelularni

prostori i stanične stijenke (do plazmaleme) u kori korijena, gdje se voda s mineralima

premješta pasivno, difuzijom. Granicu ovakvog kretanja vode čini Casparyjeva pruga.

Simplast obuhvaća protoplazmu stanica kroz koje se voda kreće putem plazmodezmija, a

ovim se putem prenosi samo mali dio vode jer simplast pruža 10-100 puta veći otpor kretanju

vode u odnosu na apoplast. Elementi ksilema zatim transportiraju dušik zajedno sa vodom i

ostalim mineralima u više dijelove biljke (Pevalek-Kozlina, 2003, Vukadinović i Lončarić,

1997).

Različit nivo opskrbljenosti biljaka dušikom odražava se na sintezu strukturnih

proteina i enzima, od kojih mnogi izgrađuju fotosintetske sustave i sudjeluju u fotosintezi.

Tako na primjer, povećana opskrbljenost biljaka dušikom povećava aktivnost nekih enzima

koji sudjeluju u reakcijama Calvin-Bensonovog ciklusa, a osobito povećava aktivnost

karboksilaze fosfoenolpirogrožđane kiseline (PEPK), enzima koji određuje intenzitet

fotosinteze C4 biljaka (Kastori, 1983).

Nedostatak dušika rezultira brojnim vizualnim simptomima na nadzemnim organima

biljke (slika 17), ali djeluje i na korijen. Biljke izložene deficitu dušika karakterizira smanjeni

rast („patuljasti rast“), kratki i tanki izboji te smanjena površina lista. Listovi su blijedo-

žućkaste boje zbog problema u sintezi klorofila i kloroplasta (što smanjuje intenzitet

fotosinteze), a kasnije mogu biti žuti, narančasti, crveni ili smeđi (pojačana sinteza antocijana

zbog viška ugljikohidrata). Listovi žute prvo duž glavne žile u obliku slova „V“, a kasnije

cijeli list požuti. Korijen biljke pokazuje intenzivan rast, ali sa jako slabim razgranjenjem

(Vukadinović i Lončarić, 1997).

Suvišak dušika u biljci karakterizira pojačan vegetativni rast, slaba tvorba

sklerenhimskog staničja na račun parenhimskog, pa su stanice nježne i spužvaste. Lišće je

izrazito zelene boje i stvara se u prevelikoj količini, a zbog slabog mehaničkog tkiva i velike

mase, biljke lako poliježu i kasnije sazrijevaju. Uz to biljke postaju neotporne na bolesti i

sušu (Vukadinović i Lončarić, 1997). Suvišak dušika u biljkama povećava intenzitet

transpiracije (isti učinak ima i nedostatak dušika), a smanjuje transpiracijski koeficijent. Pod



27

utjecajem dušika mijenja se i stomatalni aparat, tako da nedostatak dušika smanjuje veličinu i

broj puči po jedinici lisne površine (Kastori, 1983).

Slika 17. Listovi kukuruza sa simptomima deficita dušika (slika preuzeta sa domene

http://www.extension.umn.edu/cropenews/2002/nutrientdeficiencyflowchart.pdf,

19.09.2011.). Konstantna sinteza i razgradnja proteina čini dušik vrlo pokretnim elementom u

biljnom organizmu. Kako bi zadovoljio potrebe mladih listova (koje su velike zbog njihovog

aktivnog rasta), dušik se transportira iz starijih listova u mlađe. Stoga deficit dušika postaje

vidljiv prvo u starijim listovima, a tek kasnije u mlađima. Sa desna na lijevo prikazani su sve

stariji listovi.



28

1.5. SUŠA I MINERALNA DEFICIJENCIJA – UZROČNICI STRESA KOD BILJAKA

Rast i razvoj biljaka zahtijeva optimalne uvjete vanjske sredine, a u slučaju znatnog

odstupanja od takvih uvjeta biljke reagiraju pojavom stresa. Pri tome, štetna ili drastična

promjena u okolišu dovodi do smanjene ili promijenjene biološke funkcije, što rezultira

smanjenim rastom i razvojem biljke (slika 18) (Vukadinović, 1999). Bitno je naglasiti i da

različiti čimbenici izazivaju stres različitom brzinom, pa na primjer nedostatak ili suvišak

vode u tlu postaje stresan u roku od nekoliko dana ili tjedana, a deficit minerala u roku od

nekoliko mjeseci (Pevalek-Kozlina, 2003).

Slika 18. Ovisnost reakcije organizma (npr. rasta, preživljavanja, prinosa biljke) o

vrijednostiastresnogačimbenikaa(preuzetomsamdomenemhttps://www.ffri.hr/datoteke/Neda%

20Fanuko/3_ekoloski_cimbenici.ppt, 29.09.2011.). Kada je vrijednost stresnog čimbenika

izvan granica adaptacije nastupa stanje stresa, a granica između stresnih i nestresnih uvjeta

različita je za svaku vrstu i za svaki stresni čimbenik. Granica se može i pomicati kao rezultat

adaptacija.

Na stres biljke reagiraju na dva načina, tako da ga pokušaju izbjeći ili tako da ga

dijelom toleriraju. Kao rezultat čestog izlaganja stresnim uvjetima, otpornost na stres se može

i povećati, pa kažemo da se biljka aklimatizirala (Pevalek-Kozlina, 2003).

vrijednost stresnog čimbenika

optimalni raspon

adaptacije

(nema stresa)



29

1.5.1. Manjak vode i otpornost na sušu

Manjak vode problem je s kojim se u određenoj mjeri suoče gotovo sve biljke, a

učinci vodnog stresa na fiziološke procese u biljkama prikazani su na slici 19. Vodni stres

može se ublažiti navodnjavanjem, ali biljke posjeduju i nekoliko mehanizama otpornosti na

sušu (ekonomična potrošnja vode, skladištenje vode, dobro razvijen korijenov sustav). Jedan

od mehanizama je odgađanje isušivanja, koji se odnosi na sposobnost tkiva da zadrži vodu.

Drugi mehanizam je tolerancija isušivanja koja se odnosi na sposobnost tkiva da funkcionira i

kada je dehidrirano, a treći mehanizam je izbjegavanje suše kojim biljka svoj životni ciklus

završi tijekom vlažne sezone (prije početka sušnog perioda). Jedna od biljnih prilagodbi

sušnim staništima je i razvoj C4 i CAM metabolizma (Pevalek-Kozlina, 2003).

Slika 19. Učinci vodnog stresa na fiziološke procese u biljkama (prema Pevalek-

Kozlina, 2003). Stupci označavaju vrijednosti vodnog potencijala stanice (u MPa) pri kojima

se javljaju prve reakcije na stres.

Kao što se vidi na slici 19, vodni stres znatno mijenja biljni metabolizam zbog

osjetljivosti brojnih metaboličkih procesa o vodi. Nedostatak vode dovodi do dehidracije

tkiva, redukcije diobe stanica i staničnog rasta, te redukcije rasta biljke i prinosa biljke. Suša

može usporiti stopu stanične diobe za 23% i reducirati veličinu stanica za 15%, što rezultira



30

redukcijom veličine listova i do 50% (Hariharan i sur., 2008). Uz to, suša dovodi i do

smanjenja sintetske sposobnosti biljaka pa se sinteza proteina smanjuje dok se njihova

hidroliza povećava (Kastori, 1983). Kao posljedica toga, sadržaj proteina se smanjuje a udio

slobodnih aminokiselina povećava, osobito udio prolina. Do akumulacije prolina dolazi i u

korijenu i listovima, gdje vodni stres inhibira aktivnost enzima prolin dehidrogenaze i prolin

oksidaze. Kako prolin znatno povećava količinu vezane vode u listovima u usporedbi sa

ostalim amino kiselinama koje izgrađuju proteine, akumulacija prolina mogla bi biti indikator

otpornosti biljke na sušu (Khattab i sur., 2011, Parida i sur., 2007).

Suša smanjuje aktivnost enzima nitratreduktaze zbog čega se povećava udio nitrata, a

moguće je i povećanje udjela amonijaka i amida. Suša mijenja i metabolizam nukleinskih

kiselina tako što povećava aktivnost RNaze, što rezultira smanjenjem udjela nukleinskih

kiselina (Kastori, 1983). Za razliku od nitratreduktarze, u sušnim je uvjetima povećana

aktivnost oksidaza uz porast intenziteta disanja, što dovodi do smanjenja fotosinteze. Uz to,

usporava se fosforilacija šećera pa se smanjuje količina organofosfornih spojeva (ATP-a i

ribuloza-1,5-difosfata), dok se sadržaj nekih šećera povećava (glukoza i fruktoza)

(Vukadinović, 1999). Međutim, količina i aktivnost ribuloza-1,5-difosfat karboksilaze-

oksigenaze (Rubisco) nije smanjena, dok ATP-sintaze je. Stres smanjuje aktivnost ATP-

sintaze, pa u uvjetima suše fotosintetsku asimilaciju CO2 limitira inhibicija sinteze ribuloza-

1,5-difosfata, što je posljedica smanjenog sadržaja ATP-a zbog gubitka aktivnosti ATP-

sintaze (Tezara i sur., 1999).

Vodni stres ima brojne učinke na fiziološke procese biljaka (slika 19). Najraniji učinak

nedostatka vode na biljku je smanjenje i gubitak turgora, pa su na deficit vode izrazito

osjetljivi svi procesi ovisni o turgoru, kao što je povećanje stanica. Kao posljedica toga, pri

deficitu vode povećavanje stanica je inhibirano, stanice se smežuraju i kontrahiraju, stanična

stjenka se opusti, a stanične otopine postaju sve koncentriranije. S daljnjim gubitkom vode

ovi procesi postaju sve izraženiji, te imaju važnu ulogu u obrani biljke od suše. Naime,

inhibicijom povećanja stanica usporava se povećanje listova, čime se smanjuje transpiracija

što biljku štiti od suše. Ako do vodnog stresa dođe nakon što biljka razvije veliku lisnu

površinu, listovi će ubrzano ostarjeti i otpasti, što je rezultat povećane sinteze etilena. I na taj

način se biljka brani od suše, jer se gubitkom listova smanjuje transpiracijska površina, što

poboljšava izglede biljke za preživljavanje sušnog perioda (Pevalek-Kozlina, 2003).

Vodni stres djeluje i na stabljiku i na korijen biljke. Na stabljiku djeluje na isti način

kao i na listove, a na korijen djeluje tako da rast korijena usmjerava prema dubljim i vlažnim



31

dijelovima tla. Kao i inhibicija povećavanja stanica i lisne površine, rast korijena u vlažno tlo

još je jedan od načina kojima se biljka brani od suše, a u tu svrhu može poslužiti i zatvaranje

puči koje uzrokuje apscizinska kiselina. Nakon sinteze u korijenu, apscizinska kiselina

ksilemom dolazi u list, gdje može ovisno o pH ksilemskog soka odlazi ili u mezofilne stanice

ili u stanice zapornice. Kako je u normalnim uvjetima ksilemski sok blago kiseo, apscizinska

kiselina će biti u nedisociranom obliku (ABAH), što uvjetuje odlazak ABAH u mezofilne

stanice. U uvjetima vodnog stresa, ksilemski sok postaje slabo lužnat, dolazi do disocijacije

apscizinske kiseline (ABA-), pa manje apscizinske kiseline odlazi u mezofilne stanice a više u

stanice zapornice, što u konačnici dovodi do zatvaranja puči (Pevalek-Kozlina 2003).

Slika 20. Shematski prikaz mehanizma djelovanja apscizinske kiseline(ABA) na

gibanje puči (prema Pevalek-Kozlina, 2003).

Vezanjem apscizinske kiseline na receptor na plazmalemi stanice zapornice započinje

kaskadni put provođenja signala za zatvaranje puči, koji je prikazan na slici 20. Apscizinska

kiselina uzrokuje otvaranje kanala za ione kalcija, čime uzrokuje privremenu depolarizaciju

membrane koja potiče otvaranje kanala za ione klora, što doprinosi depolarizaciji membrane.

Uz to apscizinska kiselina povećava koncentraciju inozitol-1,4,5-trifosfata (IP3) koji otvara

kanale za ione kalcija na vakuoli, a porast koncentracije iona kalcija u citosolu aktivira

otvaranje kanala za ione klora i inhibira kanale za ulazak iona kalija, čime se membrana



32

depolarizira. Apscizinska kiselina povećava pH u citosolu što aktivira kanale za izlazak iona

kalija, koji izlaze iz stanica zapornica (kao posljedica depolarizacije uzrokovane tijekom iona

klora). Zbog toga pada turgor stanica zapornica i puči se zatvaraju (Pevalek-Kozlina 2003).

Osim na gibanje puči, vodni stres djeluje i na fotosintetsku aktivnost listova. Kako

intenzitet fotosinteze ovisi o otvorenosti puči i ulasku CO2

(što je uvjetovano prisutnošću

vode), vodni stres će smanjiti fotosintetsku aktivnost (zatvaranje puči sprečava gubitak vode,

ali i ulazak CO2). Na početku vodnog stresa, zatvaranjem puči se inhibira transpiracija. Kako

zatvaranje puči jače inhibira gubitak vode nego što smanjuje unutarstaničnu koncentraciju

CO2, učinkovitost korištenja vode se može povećati. S vremenom se sva dostupna voda i CO2

potroše, pa u kasnijim stadijima vodnog stresa nastupi dehidratacija mezofilnih stanica i

smanjenje stope fotosinteze (Pevalek-Kozlina 2003).

1.5.2. Mineralna deficijencija

Osim vode, za rast i razvoj biljaka neophodne su i mineralne tvari, pa i u slučaju

njihovog deficita nastupa stanje stresa koje se očituje brojnim vizualnim simptomima

karakterističnima za deficit pojedinog elementa. Deficit nekog elementa u biljci

proporcionalan je njegovoj dostupnosti u tlu i dužini perioda u kojem ga biljka može

apsorbirati. Kako rast i razvoj biljaka ovisi o mineralnim tvarima, biljke posjeduju

mehanizme kojima pokušavaju ublažiti nedostatak pojedinog elementa. Tako si biljke u

uvjetima mineralnog stresa mogu pomoći premještanjem elemenata iz starijih i manje

aktivnih tkiva u mlađa i aktivnija tkiva. Pri tome se elementi prvo remobiliziraju, zatim

translociraju (ksilemom i floemom), te na kraju ugrade u nove spojeve na mjestu gdje su

najpotrebniji. S obzirom na pokretljivost elementi mogu biti pokretljivi (N, K, Mg, Cl, Mn) i

nepokretljivi (Ca, S, Fe, Cu, Zn, B, Mo), što znatno utječe na odgovor biljke u slučaju deficita

danog elementa (Vukadinović i Lončarić, 1997).

Pokretljivost elemenata značajna je i za tumačenje simptoma deficita pojedinoga

elementa. Ako se radi o pokretljivom elementu, a simptom deficita se javi na starijim

listovima, tada je simptom vjerojatno rezultat translokacije elementa. Ako se simptom javi na

mlađim listovima, tada se radi o deficitu elementa. Najčešći simptomi mineralne deficijencije

su pojava kloroze (svjetlo žuto obojenje lista) i nekroze (smrt dijela lista) (Vukadinović i

Lončarić, 1997). Simptomi nedostatka pojedinih elemenata navedeni su u tablici 3, a slika 21



33

prikazuje simptome deficita pojedinih elemenata na listovima kukuruza.

Tablica 3. Simptomi deficita neophodnih elemenata (prema Vukadinović i Lončarić,

1997). Navedeni simptomi su najčešći simptomi deficita pojedinog elementa, ali ne i jedini.

ELEMENT SIMPTOMI DEFICITA Dušik Reduciran rast vrha biljke i korijena; rast uspravan i vretenast; listovi blijedo

žuti u ranijim stadijima, a kasnije žuti, narančasti ili crveni; nedostatak vidljiv prvo na donjim listovima.

Fosfor Reduciran rast vrha biljke i korijena; rast uspravan i vretenast; listovi plavo-zeleni u ranijim stadijima, a kasnije grimizni, ponekad rubovi posmeđe; prerano dolazi do opadanja listova počevši od starijih listova.

Kalij Vršak lista posmeđi; pojavljuju se rubne ožegotine lista; kod nekih biljnih vrsta razvijaju se smeđe ili svijetle pjege na listu koje su obično brojnije uz rubove lista; nedostatak je vidljiv prvo na donjim listovima.

Kalcij Simptomi se uglavnom pojavljuju na mlađim listovima uz vegetacijski vrh rasta; mlađi listovi su izobličeni s vrhom savijenim unazad i rubovima smotanima prema naličju ili licu lista; rubovi lista mogu biti nepravilni sa smeđim ožegotinama ili pjegama.

Magnezij U mlađim stadijima razvoja na listu se pojavljuje međužilna kloroza s klorotičnim područjima koja su međusobno razdvojena zelenim staničjem što čini efekt kugličaste prugavosti; simptomi su prvo vidljivi na donjim listovima.

Sumpor Mlađi listovi su blijedo žuto-zelene boje, slično nedostatku dušika; rast izdanka je nešto reduciran.

Cink Međužilna kloroza praćena uvenućem klorotičnog područja. Mangan Svijetlo zeleni do žuti listovi s izrazito zelenim žilama; u nekim slučajevima

javljaju se smeđe pjege na listovima koje zatim opada; obično su simptomi vidljivi prvo na mlađim listovima.

Bor Snažan utjecaj na točke rasta; stabljike i listovi mogu biti znatno izobličeni; gornji listovi su često žuto-crveni i mogu biti oprženi ili skovrčani.

Bakar Mlađi listovi poprimaju blijedo zelenu boju sa slabom rubnom klorozom. Željezo Međužilna kloroza mlađih listova. Molibden Listovi postaju klorotični sa smotanim ili kupasto izbočenim rubovima;

nedostatak molibdena često u biljkama rezultira i nedostatkom dušika. Klor Nedostatak u uvjetima poljskog uzgoja nije uočen.

U slučaju pokretnih elemenata deficit elementa sanira se translokacijom, ali biljke

posjeduju i druge mehanizme kojima saniraju posljedice mineralnog deficita. Tako se, na

primjer, ubrzanom asimilacijom elemenata u ranim fazama razvoja biljke i njihovim

gomilanjem u biljci stvaraju „mineralna skladišta“ za kasniju upotrebu (Vukadinović i

Lončarić,a1997).



34

Slika 21. Simptomi deficita fosfora, kalija i dušika na listovima kukuruza u usporedbi

saazdravimalistoma(preuzetossaadomenemhttp://bio1903.nicerweb.com/Locked/media/ch37/

mineral_deficiency.html,m19.09.2011.). Deficit pojedinog elementa vidljiv je kao različito

obojena pruga.

I međusobni odnos elemenata utječe na pojavu deficita minerala u biljaka. O tom

odnosu ovisi usvajanje elemenata iz tla i njihov sadržaj u biljkama. Tako na primjer niska

koncentracija kalija u tlu potiče pojačanu asimilaciju dušika, dok smanjena koncentracija

dušika potiče pojačanu apsorpciju fosfora. Zato je omjer elemenata u tlu važan čimbenik

njihove asimilacije, a njihov međusobni odnos može biti antagonistički ili sinergistički.

Antagonzam je rezultat kompeticije elemenata pri asimilaciji, pri čemu jedan element

smanjuje ili sprečava asimilaciju drugoga. Obrnuta situacija je sinergizam, u kojoj dolazi do

bolje asimilacije nekog elementa u prisutnosti drugog elementa (Vukadinović i Lončarić,

1997).

Zdrav list

Deficit fosfora

Deficit kalija

Deficit dušika



35

1.6. SVRHA RADA

Cilj ovog diplomskog rada bio je istražiti utjecaj navodnjavanja i prihrane dušikom na

fotosintetsku efikasnost listova kukuruza (Zea mays L., linija OS 438-95) mjerenjem

koncentracije fotosintetskih pigmenata i fluorescencije klorofila a. U tu svrhu bilo je potrebno

ispitati kako se mijenjaju vrijednosti koncentracije pigmenata, maksimalnog kvantnog prinosa

fotosustava II (Fv/Fm) i indeksa fotosintetske učinkovitosti (PIABS) pod utjecajem

navodnjavanja, kako pod utjecajem prihrane dušikom, a kako kombinacijom ta dva

čimbenika. Osim toga, potrebno je utvrditi na koji način pojedini tretmani (navodnjavanje,

prihrana dušikom, kombinacija ta dva čimbenika) mijenjaju apsorpciju, „trapping“,

elektronski transport i disipaciju po aktivnom reakcijskom središtu te gustoću aktivnih

reakcijskih središta. Dobiveni podaci pridonijet će spoznajama o procesu fotosinteze, o

funkciji fotosustava II, o utjecaju navodnjavanja i prihrane dušikom na efikasnost fotosinteze,

kao i o fiziološkoj reakciji ispitivane linije kukuruza u danim uvjetima okoliša.



36

2. MATERIJAL I METODE

2.1. BILJNI MATERIJAL

Kao biljni materijal u ovom istraživanju koristila sam listove kukuruza (Zea mays L.).

Pokus s utjecajem navodnjavanja i gnojidbe dušikom na listove kukuruza postavljen je na

pokusnom polju Poljoprivrednog instituta Osijek u Osijeku, prema split plot dizajnu i

slučajnom rasporedu blokova u tri ponavljanja. Na slici 22 prikazana je shema pokusa. Ovaj

diplomski rad samo je dio provedenog pokusa, te u sebi ne obuhvaća sve čimbenike koji su

pokusom obuhvaćeni, a koji su navedeni na shemi pokusa. Glavni ispitivani čimbenik (A)

bilo je navodnjavanje u dvije stepenice: A1 - bez navodnjavanja (kontrola), A3 -

navodnjavanje 80-100% PVK (PVK – poljski vodni kapacitet). Pod-čimbenik (B) odnosi se

na gnojidbu dušikom u dvije stepenice: B1 - bez gnojidbe (kontrola), B3 - 200 kg N/ha, dok

pod-pod čimbenik (C) označava liniju kukuruza. Ispitivana linija je u sve četiri kombinacije

OS 438-95, te sam promatrala utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na nju.

Tretmani kojima su biljke bile izložene bili su: A1B1C1, A1B3C1, A3B1C1 i

A3B3C1. Tretman A1B1C1 bila je kontrola (kasnije u tekstu označena slovom K). Tretman

A1B3C1 (u tekstu kasnije označen kao N2) bio je tretman u kojem su biljke prihranjene

dušikom (200kg N/ha) bez navodnjavanja, dok je tretman A3B1C1 (u tekstu kasnije označen

kao H2O) bio tretman u kojem su biljke navodnjavane (80-100% PVK) ali nisu prihranjene.

Tretman A3B3C1 (u tekstu kasnije označen kao N2 + H20) bio je tretman u kojem su biljke i

prihranjene i navodnjavane.



37

Slika 22. Shema kompletnog pokusa HR VODE – kukuruz 2009.



38

2.2. SPEKTROFOTOMETRIJSKO ODREĐIVANJE KONCENTRACIJE

FOTOSINTETSKIH PIGMENATA

Uzorke za kvantitativnu biokemijsku analizu fotosintetskih pigmenata činili su listovi

linije kukuruza OS 438-95. Za određivanje koncentracije fotosintetskih pigmenata uzela sam

po pet uzoraka za svaku ispitivanu kombinaciju navodnjavanja i gnojidbe dušikom. Listovima

kukuruza odstranila sam središnju žilu, škarama ih sitno nasjeckala, dodala malu količinu

MgHCO3 (na vrh spatule, služi za neutralizaciju kiselog sadržaja vakuole), te tekućim

dušikom macerirala u porculanskom tarioniku. Homogenizirano tkivo sam kvantitativno

prenijela u prethodno izvaganu kivetu za centrifugiranje, te na analitičkoj vagi izvagala

otprilike 0,10 g tkiva. U svaku kivetu sam dodala 1 mL acetona, stavila ju u posudu sa ledom

na 15 minuta, te centrifugirala 10 minuta na 18000 okretaja pri 4 °C. Supernatant sam

dekantirala u plastične epruvete sa čepom, koje sam čuvala u hladnjaku. S obzirom da je talog

nakon prve ekstrakcije još uvijek bio zelen, ponovila sam ekstrakciju. Talog sam

reekstrahirala s acetonom sve dok tkivo nije potpuno izgubilo zelenu boju (4-5 puta), a

supernatant sam skupljala u plastičnoj epruveti od 15 mL. Nakon centrifugiranja i spajanja

supernatanata, a prije spektrofotometrijskog mjerenja, izmjerila sam volumen ekstrakta

menzurom i presipala u plastičnu kivetu. Po potrebi sam supernatant razrijedila dodatkom

acetona i zabilježila ukupni volumen.

Kvantitativnu determinaciju fotosintetskih pigmenata izvršila sam

spektrofotometrijski na instrumentu Specord 40 (Analytik Jena), očitavanjem apsorbancije

(A) na 470 nm, 644,8 nm i 661,6 nm. Na osnovu poznate mase uzorka, volumena acetona i

apsorbancije pri odgovarajućim valnim duljinama, primjenom jednadžbi po Lichenthaler-u

(1987) izračunala sam koncentracije fotosintetskih pigmenata:

Chl a = (11,24 x A661,6 – 2,04 x A644,8) x V / m x 103

Chl b = (20,13 x A644,8 – 4,19 x A661,6) x V / m x 103

Chl a + b = (7,05 x A661,6 – 18,09 x A644,8) x V / m x 103



39

gdje je:

Chl a – koncentracija klorofila a u mg/g svježe tvari uzorka

Chl b – koncentracija klorofila b u mg/g svježe tvari uzorka

Chl a + b – koncentracija ukupnog klorofila u mg/g svježe tvari uzorka

11,24, 2,04, 20,13, 4,19, 7,05, 18,09 – ekstinkcijski koeficijenti

A470 – izmjerena apsorbancija na 470 nm

A644,8 – izmjerena apsorbancija na 644,8 nm

A661,6 – izmjerena apsorbancija na 661,6 nm

V – volumen ekstrakta fotosintetskih pigmenata u mililitrima (mL)

m – masa uzorka (svježa tvar) u gramima (g)

(masa se množi sa 103 jer je odvaga u g, a jednadžbe vrijede za μg/mL)

Rezultati sadržaja pigmenata izraženi su kao srednja vrijednost ± standardna pogreška.

Kod mjerenja apsorpcije slijepa proba je bio aceton. Dobiveni rezultati su prikazani u

Microsoft Office Excelu.



40

2.3. MJERENJE POLIFAZNOG RASTA FLUORESCENCIJE KLOROFILA (OJIP-

TEST)

Mjerenja fluorescencije klorofila napravila sam pomoću instrumenta Plant Efficiency

Analyser (PEA, Hansatech, UK). Prije mjerenja sam svježe ubrane listove držala u tami

najmanje 30 minuta kako bi prilagodbom listova na uvjete tame došlo do potpune redukcije

plastokinona i otvaranja svih reakcijskih središta, što je preduvjet za mjerenje minimalnog

intenziteta fluorescencije, Fo. Za indukciju polifaznog rasta fluorescencije klorofila koristila

sam puls crvene saturacijske svjetlosti (maksimum pri 650 nm) velikog intenziteta (3000

μmolFOTONA m-2 s-1). Pomoću PEA-fluorimetra može se bilježiti promjena u intenzitetu

fluorescencije tijekom 1 s, s početkom od 50 μs nakon osvjetljavanja. Tijekom prvih 2 ms

promjene se bilježe svakih 10 μs, a nakon toga svake ms. Pri tome je intenzitet korištene

svjetlosti dovoljan za zatvaranje svih reakcijskih središta, odnosno postizanje maksimalnog

intenziteta fluorescencije, Fm. Iz dobivanih podataka o intenzitetu fluorescencije nakon 50 μs

(F50μs ili Fo), 150 μs (F150μs), 300 μs (F300μs), 2 ms (F2ms ili FJ), 30 ms (F30ms ili FI),

maksimalnom intenzitetu fluorescencije (Fm), vremenu potrebnom za postizanje maksimalnog

intenziteta fluorescencije (tmax) te površini iznad OJIP-krivulje (Area) izračunala sam

primjenom OJIP-testa prema jednadžbama u tablici 4 slijedeće parametre: maksimalni prinos

fotosustava II (Fv/Fm), indeks fotosintetske učinkovitosti (PIABS), apsorpciju (ABS/RC),

„trapping“ (TRo/RC), elektronski transport (ETo/RC) i disipaciju (DIo/RC) po aktivnom

reakcijskom središtu te gustoću aktivnih reakcijskih središta (RC/CSo).



41

Tablica 4. Podaci i parametri OJIP-testa (prema Lepeduš i sur., 2009).

PARAMETAR

OJIP-TESTA

OPIS PARAMETRA

Fo intenzitet fluorescencije nakon 50 µs (O stupanj)

F300 intenzitet fluorescencije nakon 300 µs

FJ intenzitet fluorescencije nakon 2 ms (J stupanj)

FI intenzitet fluorescencije nakon 30 ms (I stupanj)

Fm maksimalni intentzitet fluorescencije (P stupanj)

FV maksimalna varijabilna fluorescencija;

FV = Fm-Fo

tmax vrijeme potrebno da se postigne Fm

VJ varijabilna fluorescencija na J stupnju;

VJ = (FJ-Fo)/(Fm-Fo)

VI varijabilna fluorescencija na I atupnju;

VI = (FI-Fo)/(Fm-Fo)

Sm normalizirana komplementarna površina iznad OJIP krivulje;

Sm = AREA/(Fm-Fo)

Mo ukupna brzina zatvaranja RC;

Mo = (TRo/RC)-(ETo/RC) = 4(F300µs-Fo)/(Fm-Fo)

N prometni broj;

N = Sm x [(dV/dt)0] / VJ

RC/CSo gustoća aktivnih reakcijskih središta;

RC/CSo = Fv/Fm x (VJ/Mo) x ABS/CSo

Fv/Fm maksimalni kvantni prinos fotosustava II;

Fv/Fm = [1 - (Fo/Fm )] = TRo/ABS

ETo/ABS kvantni prinos elektronskog transporta;

ETo/ABS = 1 – (Fo/Fm)

ETo/TRo efikasnost kojom „uhvaćeni“ („trapped“) eksciton omogućava

prijenos elektrona u elektron-transportnom lancu dalje od QA-;

ETo/TRo = (1 - VJ)



42

Nastavak tablice 4:

PARAMETAR

OJIP-TESTA

OPIS PARAMETRA

ABS/RC apsorpcija po aktivnom reakcijskom središtu;

ABS/RC = Mo x (1/VJ) x [1/(Fv/Fm)]

TRo/RC “trapping” po aktivnom reakcijskom središtu;

TRo/RC = Mo x (1/VJ)

ETo/RC elektronski transport po aktivnom reakcijskom središtu;

ETo/RC = Mo x (1/VJ) x (1-VJ)

DIo/RC disipacija po aktivnom reakcijskom središtu;

DIo/RC = (ABS/RC) - (TRo/RC)

ABS/CSo apsorpcija po ekscitiranoj površini;

ABS/CS0 ≈ F0

TRo/CSo “trapping” po ekscitiranoj površini;

TR0/CS0 = [1 – (F0/FM)] x F0

ETo/CSo elektronski transport po ekscitiranoj površini;

ETo/CSo = [1 – (Fo/Fm)] x (1 – VJ) x Fo

DIo/SCo disipacija po ekscitiranoj površini;

DIo/SCo = (ABS/CSo) – (TRo/CSo)

PIABS indeks fotosintetske učinkovitosti;

PIABS = (RC/ABS) x (TRo/DIo) x [ETo/(TRo – ETo)]

RC/ABS omjer koncentracije klorofila reakcijskih središta i koncentracije

antena klorofila;

RC/ABS = (RC/TRo)x(TRo/ABS) = [(FJ-Fo)/4(F300µs-Fo)] x

(FV/Fm)

TRo/DIo omjer “trapping”-a i disipacije energije;

TRo/DIo = FV/Fo

ETo/(TRo – ETo) transport elektrona dalje od primarnog akceptora QA;

ETo/(TRo – ETo) = (Fm-FJ)/(FJ-Fo)



43

2.4. STATISTIČKA OBRADA PODATAKA

Podatke dobivene mjerenjem koncentracije fotosintetskih pigmenata i fluorescencije

klorofila a statistički sam obradila primjenom Microsoft programa Excel. Za statističku

analizu podataka koristila sam jednosmjernu analizu varijance (ANOVA) i Duncanov test za

utvrđivanje značajnosti razlika između istraživanih linija na razini P < 0,05. Analizu sam

napravila pomoću programa Statistica 9 (StatSoft, Inc. 2005).



44

3. REZULTATI

3.1. KONCENTRACIJA FOTOSINTETSKIH PIGMENATA

Mjerenje koncentracije fotosintetskih pigmenata provedeno je na ekstraktima listova

linije kukuruza OS 438-95, na ukupno 20 uzoraka. Primjenom OJIP-testa iz podataka

dobivenih mjerenjem fluorescencije izračunati su OJIP-parametri fotosinteze. Za sve podatke

izračunata je srednja vrijednost i standardna devijacija.

U tablici 5 i na slici 23 prikazane su vrijednosti koncentracije klorofila a. Najniža

vrijednost izmjerena je u ekstraktu lista tretmana N2 i iznosila je 3,375 mg/g svježe tvari, a

najviša vrijednost izmjerena je u ekstraktu lista tretmana N2 + H20 u iznosu od 8,589 mg/g

svježe tvari.

U tablici 6 i na slici 24 prikazane su vrijednosti koncentracije klorofila b. Najniža

vrijednost izmjerena je u ekstraktu lista tretmana N2 + H20 i iznosila je 2,823 mg/g svježe

tvari, a najviša vrijednost izmjerena je u ekstraktu lista tretmana N2 u iznosu od 3,300 mg/g

svježe tvari.

U tablici 7 i na slici 25 prikazane su vrijednosti koncentracije ukupnih klorofila.

Koncentracija ukupnih klorofila kreće se u rasponu od 6,675 mg/g do 11,412 mg/g, pri čemu

je najniža vrijednost izmjerena u ekstraktu lista tretmana N2, a najviša vrijednost izmjerena je

u ekstraktu lista tretmana N2 + H20.

U tablici 8 i na slici 26 prikazane su vrijednosti omjera koncentracije klorofila a i

klorofila b. Najniža vrijednost iznosila je 103,056, a izmjerena je u ekstraktu lista tretmana

N2. Najviši omjer izmjeren je u ekstraktu lista tretmana H2O i iznosio je 216,699.



45

Tablica 5. Srednja vrijednost i standardna devijacija koncentracija klorofila a u

listovima kukuruza linije OS 438-95, izražene u mg/g svježe tvari. K – kontrola, N2 – uzorak

koji je gnojen sa dušikom, H2O – uzorak koji je navodnjavan, N2 + H20 – uzorak koji je i

gnojen i navodnjavan, x – prosječna vrijednost, sd – standardna devijacija.

Redni broj uzorka K N2 H2O N2 + H2O

1 6,7712 3,2129 7,2164 9,0241

2 6,4626 2,9581 7,5555 10,0706

3 6,1559 2,5333 6,1751 7,4050

4 5,5178 4,1481 4,7261 7,9981

5 6,1019 4,0243 8,2471 8,4463

x 6,20189 3,375341 6,784023 8,588801

sd 0,466975 0,694194 1,37188 1,019296

Slika 23. Grafički prikaz srednje vrijednosti koncentracija klorofila a u listovima

kukuruza OS 438-95, izraženo po masi svježe tvari uzorka. Bar predstavlja standardnu

devijaciju.

Srednja vrijednost koncentracija klorofila a u listovima kukuruza

b

c

ba

0,000

2,000

4,000

6,000

8,000

10,000

12,000

K N2 H2O N2 + H20

Tretmani

Konc

entra

cija

klo

rofil

a a

(m

g/g

svje

že tv

ari)



46

Tablica 6. Srednja vrijednost i standardna devijacija koncentracija klorofila b u

listovima kukuruza OS 438-95, izražene u mg/g svježe tvari.


1 2,0515 3,3257 3,1781 2,8763

2 1,8200 3,3994 2,9688 3,4332

3 1,7320 3,4363 3,4621 2,1107

4 2,1829 3,1500 4,0203 2,8500

5 1,7045 3,1877 2,6950 2,8456

x 1,898171 3,299819 3,264852 2,823158

sd 0,209677 0,126693 0,50733 0,470062

Slika 24. Grafički prikaz srednje vrijednosti koncentracija klorofila b u listovima

kukuruza OS 438-95, izraženo po masi svježe tvari uzorka. Bar predstavlja standardnu

devijaciju.

Srednja vrijednost koncentracije klorofila b u listovima kukuruza

b

aa

a

0,0000,5001,0001,5002,0002,5003,0003,5004,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

Konc

entra

cija

klo

rofil

a b

(mg/

g sv

ježe

tvar

i)



47

Tablica 7. Srednja vrijednost i standardna devijacija koncentracije ukupnih klorofila u

listovima kukuruza OS 438-95, izražene u mg/g svježe tvari.


1 8,8228 6,5386 10,3944 11,9004

2 8,2826 6,3575 10,5243 13,5037

3 7,8879 5,9696 9,6372 9,5156

4 7,7007 7,2981 8,7464 10,8481

5 7,8064 7,2120 10,9420 11,2919

x 8,100061 6,67516 10,04888 11,41196

sd 0,45999 0,568676 0,867324 1,461387

Slika 25. Grafički prikaz srednje vrijednosti koncentracija klorofila b u listovima

kukuruza OS 438-95, izražena po masi svježe tvari uzorka. Bar predstavlja standardnu

devijaciju.

Srednja vrijednost koncentracije ukupnih klorofila u listovima kukuruza

ab

dc

0,0002,0004,0006,0008,000

10,00012,00014,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

Konc

entra

cija

uku

pnih

kl

oroi

fla (m

g/g

svje

že

tvar

i)



48

Tablica 8. Srednja vrijednost i standardna devijacija omjera koncentracije klorofila a i

klorofila b u listovima kukuruza OS 438-95.


1 330,0611 96,6087 227,0670 313,7375

2 355,0918 87,0207 254,4923 293,3307

3 355,4310 73,7228 178,3653 350,8365

4 252,7696 131,6845 117,5560 280,6298

5 357,9934 126,2411 306,0164 296,8208

x 330,2694 103,0556 216,6994 307,0711

sd 44,78881 25,08125 72,13223 27,17013

Slika 26. Grafički prikaz prosječne vrijednosti omjera koncentracije klorofila a i

klorofila b u listovima kukuruza OS 438-95. Bar predstavlja standardnu devijaciju.

Prosječne vrijednosti omjera koncentracije klorofila a i klorofila b u listovima kukuruza

ab

c

a

0,00050,000

100,000150,000200,000250,000300,000350,000400,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

Om

jer k

once

ntra

cija

klo

rofil

a a

i b



49

3.2. OJIP PARAMETRI FOTOSINTEZE

Svi fluorescencijski parametri mjereni su pri osvjetljenju od 3000 μmolFOTONA m-2 s-1

na uzorcima prethodno držanima u tami 30 minuta. Vrijednosti parametara OJIP-testa

izražene u relativnim jedinicama dane su za svaki uzorak u tablicama 9-18 i na slikama 27-

36.

U tablici 9 i na slici 27 prikazane su vrijednosti maksimalnog kvantitativnog prinosa

fotosustava II (Fv/Fm). Najniža vrijednost Fv/Fm izmjerena je na listu tretmana N2 i iznosila je

0,801 (izraženo u relativnim jedinicama), dok je najviši prinos izmjeren na listu tretmana

H2O u iznosu od 0,815.

U tablici 10 i na slici 28 prikazane su vrijednosti apsorpcija po aktivnom reakcijskom

središtu (ABS/RC). Najniža vrijednost ABS/RC izmjerena je na listu tretmana H2O i iznosila

je 2,645, a najviša na listu tretmana N2 u iznosu od 2,876.

U tablici 11 i na slici 29 prikazane su vrijednosti “trapping”-a po aktivnom

reakcijskom središtu (TR0/RC). Najniža vrijednost “trapping”-a izmjerena je na listu tretmana

H2O i iznosila je 2,155, dok je najviši “trapping” izmjeren na listu tretmana K i iznosi 2,351.

U tablici 12 i na slici 30 prikazane su vrijednosti elektronskog transporta po aktivnom

reakcijskom središtu (ET0/RC). Najniža vrijednost ET0/RC izmjerena je na listu tretmana N2 i

iznosila je 1,257, a najviša na listu tretmana H2O i iznosi 1,303.

U tablici 13 i na slici 31 prikazane su vrijednosti disipacije po aktivnom reakcijskom

središtu (DI0/RC). Najniža vrijednost disipacije izmjerena je na listu tretmana H2O u iznosu

od 0,490, a najviša na listu tretmana N2 u iznosu od 0,573.

U tablici 14 i na slici 32 prikazane su vrijednosti gustoće aktivnih reakcijskih središta

(RC/CS0). Najniža vrijednost gustoće aktivnih reakcijskih središta izmjerena je na listu

tretmana N2 + H2O u iznosu od 108,517, a najviša na listu tretmana H2O u iznosu od

109,485.

U tablici 15 i na slici 33 prikazane su vrijednosti indeksa fotosintetske učinkovitosti

(PIABS). Najniža vrijednost PIABS izmjerena je na listu tretmana N2 i iznosila je 1,756, dok je

najviši indeks fotosintetske učinkovitosti izmjeren na listu tretmana H2O u iznosu od 2,554.



50

U tablici 16 i na slici 34 prikazane su vrijednosti omjera koncentracije klorofila

reakcijskih središta i koncentracije antena klorofila (RC/ABS). Najniža vrijednost toga

omjera izmjerena je na listu uzorka N2 i iznosila je 0,348, a najviša na listu uzorka H2O u

iznosu od 0,378.

U tablici 17 i na slici 35 prikazane su vrijednosti omjera “trapping”-a i disipacije

energije (TR0/DI0). Najniža vrijednost izmjerena je na listu uzorka N2 u iznosu od 4,036, a

najviša na listu uzorka H2O u iznosu od 4,404.

U tablici 18 i na slici 36 prikazane su vrijednosti transporta elektrona dalje od

primarnog akceptora QA (ETo/(TRo – ETo)). Najniža vrijednost toga transporta elektrona

izmjerena je na listu uzorka N2 i iznosila je 1,230, dok je najviša vrijednost izmjerena na listu

uzorka H2O u iznosu od 1,535.



51

Tablica 9. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti maksimalnog

kvantitativnog prinosa fotosustava II (Fv/Fm).


1 0,789 0,803 0,827 0,820

2 0,774 0,783 0,813 0,820

3 0,796 0,809 0,813 0,816

4 0,771 0,787 0,809 0,817

5 0,787 0,801 0,819 0,809

6 0,784 0,806 0,817 0,807

7 0,789 0,802 0,808 0,817

8 0,752 0,814 0,815 0,795

9 0,798 0,799 0,813 0,791

10 0,798 0,807 0,815 0,808

x 0,784 0,801 0,815 0,810

sd 0,015 0,010 0,005 0,010

Slika 27. Grafički prikaz vrijednosti maksimalnog kvantitativnog prinosa fotosustava

II (Fv/Fm), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Maksimalni kvantitativni prinos fotosustava II

abab

c

0,740

0,760

0,780

0,800

0,820

0,840

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

F v /

F m



52

Tablica 10. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti apsorpcija po

aktivnom reakcijskom središtu (ABS/RC).

Slika 28. Grafički prikaz vrijednosti apsorpcija po aktivnom reakcijskom središtu

(ABS/RC), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.


1 2,870 2,885 2,606 2,688

2 3,097 3,172 2,672 2,642

3 2,839 2,898 2,643 2,756

4 3,306 2,984 2,606 2,720

5 2,959 2,950 2,616 2,761

6 3,027 2,698 2,654 2,624

7 2,943 2,750 2,642 2,679

8 3,143 2,775 2,677 2,795

9 2,899 2,929 2,691 2,750

10 2,940 2,722 2,646 2,690

x 3,002 2,876 2,645 2,710

sd 0,144 0,145 0,030 0,055

Apsorpcija po aktivnom reakcijskom središtu

ccba

0,000

0,500

1,000

1,500

2,000

2,500

3,000

3,500

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

ABS/

RC



53

Tablica 11. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti “trapping”-a po

aktivnom reakcijskom središtu (TR0/RC).


1 2,264 2,317 2,155 2,204

2 2,397 2,484 2,172 2,165

3 2,260 2,343 2,148 2,248

4 2,549 2,347 2,109 2,221

5 2,328 2,363 2,143 2,233

6 2,372 2,174 2,167 2,117

7 2,322 2,207 2,134 2,190

8 2,363 2,258 2,181 2,222

9 2,312 2,341 2,188 2,174

10 2,346 2,197 2,157 2,174

x 2,351 2,303 2,155 2,195

sd 0,082 0,095 0,023 0,039

Slika 29. Grafički prikaz vrijednosti “trapping”-a po aktivnom reakcijskom središtu

(TR0/RC), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

“Trapping” po aktivnom reakcijskom središtu

bb

aa

1,900

2,000

2,100

2,200

2,300

2,400

2,500

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

TR0/R

C



54

Tablica 12. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti elektronskog

transporta po aktivnom reakcijskom središtu (ET0/RC).


1 1,302 1,408 1,293 1,243

2 1,233 1,119 1,269 1,294

3 1,274 1,284 1,334 1,304

4 1,410 1,173 1,273 1,316

5 1,190 1,169 1,316 1,307

6 1,164 1,266 1,274 1,268

7 1,358 1,255 1,376 1,257

8 1,355 1,305 1,313 1,352

9 1,283 1,312 1,301 1,302

10 1,343 1,273 1,283 1,346

x 1,291 1,257 1,303 1,299

sd 0,079 0,084 0,033 0,035

Slika 30. Grafički prikaz vrijednosti elektronskog transporta po aktivnom reakcijskom

središtu (ET0/RC), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Elektronski transport po aktivnom reakcijskom središtu

aaaa

1,050

1,100

1,150

1,200

1,250

1,300

1,350

1,400

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

ETO/R

C



55

Tablica 13. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti disipacije po

aktivnom reakcijskom središtu (DI0/RC).


1 0,606 0,568 0,451 0,483

2 0,699 0,689 0,500 0,476

3 0,579 0,555 0,495 0,508

4 0,758 0,637 0,497 0,499

5 0,631 0,587 0,473 0,528

6 0,655 0,524 0,487 0,506

7 0,621 0,543 0,508 0,489

8 0,780 0,517 0,496 0,573

9 0,587 0,588 0,503 0,576

10 0,593 0,526 0,490 0,517

x 0,651 0,573 0,490 0,516

sd 0,072 0,055 0,017 0,035

Slika 31. Grafički prikaz vrijednosti disipacije po aktivnom reakcijskom središtu

(DI0/RC), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Disipacija po aktivnom reakcijskom središtu

ccb

a

0,0000,1000,2000,3000,4000,5000,6000,7000,800

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

DI 0/

RC



56

Tablica 14. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti gustoće aktivnih

reakcijskih središta (RC/CS0).


1 111,866 118,564 112,428 101,209

2 91,705 95,824 113,019 100,697

3 110,619 113,519 118,038 105,953

4 121,579 101,886 106,295 112,140

5 96,658 107,115 114,684 106,468

6 96,130 113,799 110,782 102,532

7 114,850 108,356 122,997 108,268

8 119,954 114,584 118,794 109,492

9 102,801 115,047 113,340 127,652

10 109,534 106,155 109,597 110,764

x 107,570 109,485 113,997 108,517

sd 10,320 6,965 4,873 7,793

Slika 32. Grafički prikaz vrijednosti gustoće aktivnih reakcijskih središta (RC/CS0),

izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Gustoća aktivnih reakcijskih središta

aaaa

0,000

20,000

40,000

60,000

80,000

100,000

120,000

140,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

RC

/CS 0



57

Tablica 15. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti indeksa fotosintetske

učinkovitosti (PIABS).


1 1,762 2,191 2,749 2,196

2 1,171 0,932 2,283 2,556

3 1,777 1,768 2,692 2,218

4 1,261 1,235 2,481 2,382

5 1,305 1,336 2,758 2,162

6 1,154 2,146 2,394 2,379

7 1,791 1,948 2,887 2,252

8 1,296 2,154 2,484 2,157

9 1,695 1,733 2,370 2,051

10 1,800 2,116 2,445 2,543

x 1,501 1,756 2,554 2,290

sd 0,283 0,447 0,201 0,169

Slika 33. Grafički prikaz vrijednosti indeksa fotosintetske učinkovitosti (PIABS),

izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Indeks fotosintetske učinkovitosti

aa

bb

0,0000,5001,0001,5002,0002,5003,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

PIAB

S



58

Tablica 16. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti omjera koncentracije

klorofila reakcijskih središta i koncentracije antena klorofila (RC/ABS).


1 0,348 0,347 0,384 0,372

2 0,323 0,315 0,374 0,379

3 0,352 0,345 0,378 0,363

4 0,302 0,335 0,384 0,368

5 0,338 0,339 0,382 0,362

6 0,330 0,371 0,377 0,381

7 0,340 0,364 0,378 0,373

8 0,318 0,360 0,374 0,358

9 0,345 0,341 0,372 0,364

10 0,340 0,367 0,378 0,372

x 0,334 0,348 0,378 0,369

sd 0,015 0,017 0,004 0,008

Slika 34. Grafički prikaz vrijednosti omjera koncentracije klorofila reakcijskih središta

i koncentracije antena klorofila (RC/ABS), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Omjer koncentracije klorofila reakcijskih središta i koncentracije antena klorofila

aabc

0,000

0,200

0,400

0,600

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

RC

/ABS



59

Tablica 17. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti omjera “trapping”-a i

disipacije energije (TR0/DI0).


1 3,737 4,081 4,780 4,559

2 3,428 3,606 4,344 4,544

3 3,903 4,225 4,340 4,430

4 3,364 3,685 4,245 4,454

5 3,689 4,022 4,532 4,226

6 3,624 4,150 4,451 4,181

7 3,737 4,062 4,201 4,479

8 3,028 4,366 4,397 3,877

9 3,940 3,980 4,346 3,776

10 3,954 4,180 4,405 4,208

x 3,640 4,036 4,404 4,273

sd 0,293 0,234 0,162 0,274

Slika 35. Grafički prikaz vrijednosti omjera “trapping”-a i disipacije energije

(TR0/DI0), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Omjer “trapping”-a i disipacije energije

aabc

0,000

1,000

2,000

3,000

4,000

5,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

TR0/D

I 0



60

Tablica 18. Srednja vrijednost i standardna devijacija vrijednosti transporta elektrona

dalje od primarnog akceptora QA (ETo/(TRo – ETo)).


1 1,353 1,549 1,499 1,294

2 1,058 0,820 1,404 1,486

3 1,292 1,213 1,640 1,380

4 1,239 1,000 1,523 1,455

5 1,047 0,980 1,592 1,413

6 0,964 1,395 1,428 1,493

7 1,410 1,319 1,816 1,347

8 1,346 1,369 1,512 1,554

9 1,247 1,276 1,468 1,494

10 1,338 1,378 1,469 1,626

x 1,229 1,230 1,535 1,454

sd 0,153 0,227 0,121 0,099

Slika 36. Grafički prikaz vrijednosti transporta elektrona dalje od primarnog akceptora

QA (ETo/(TRo – ETo)), izraženo u relativnim jedinicama za svaki uzorak.

Transport elektrona dalje od primarnog akceptora QA

aabb

0,000

0,500

1,000

1,500

2,000

K N2 H2O N2 + H2O

Tretmani

ET0/(

TR0-

ET0)



61

4. RASPRAVA

Fotosinteza je jedan on najvažnijih biokemijskih procesa za život na Zemlji, a osnovni

čimbenici neophodni za pravilno odvijanje fotosinteze su svjetlost, klorofil, voda sa

mineralnim tvarima, temperatura i ugljikov dioksid. S obzirom na potrebe za svjetlošću,

kukuruz je biljka kratkog dana, sa optimumom za reprodukciju kod dana sa svjetlosnim

periodom od oko 14 sati i manje. Kukuruz je ujedno i biljka koja jako dobro iskorištava

svjetlosnu energiju Sunca, što je posljedica relativno velike površine lista kukuruza. Po

transpiracijskom koeficijentu kukuruza vidi se da kukuruz ekonomično troši vodu, a aktivnost

lisnog aparata je veća pri navodnjavanju u odnosu na sušne uvjete (Zovkić, 1981). Osim vode

i svjetlosti, za pravilno funkcioniranje kukuruza neophodno je oko 35 elemenata, od kojih se

osobito ističe dušik koji povoljno utječe na veličinu lisne površine i fotosintetsku aktivnost

listova (Kastori, 1983), te povećava asorpciju svjetla i sintezu suhe tvari (Martorana, 1997).

Zadatak ovog rada bio je istražiti utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na

fotosintetsku efikasnost listova kukuruza određivanjem koncentracije fotosintetskih

pigmenata i mjerenjem polifaznog rasta fluorescencije klorofila a. Brojni radovi govore o

utjecaju deficita vode, odnosno o utjecaju suše na koncentraciju fotosintetskih pigmenata.

Abdalla i El-Koshiban (2007), Jaleel i sur. (2009), Kauser i sur. (2006) te mnogi drugi

pokazali su da su u sušnim uvjetima koncentracije klorofila a, b i ukupnih klorofila značajno

snižene u odnosu na koncentracije istih pigmenata u optimalnim uvjetima. Munné-Bosch i

Alegre (2000) su ukazali na povezanost fotosintetskih pigmenata i sadržaja vode u biljkama.

Uočili su da je u sušnim periodima relativni sadržaj vode u ružmarina smanjen na 30% što je

pratilo i smanjenje klorofila čak i do 85%. Nakon jesenskih oborina, relativni sadržaj vode se

vratio na maksimalnu vrijednost, što je popratilo povećanje koncentracije klorofila. Slične

rezultate dobili su i Parida i sur. (2007), koji su proučavali promjene koncentracije

fotosintetskih pigmenta u pamuka izloženog prvo kratkotrajnom periodu suše, a zatim

navodnjavanju. U uvjetima suše uočili su pad vrijednosti sadržaja ukupnih klorofila i

karotenoida, koji se navodnjavanjem nakon perioda suše povećao.

Rezultati ovoga rada pokazuju pozitivan utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na

fotosintetsku aktivnost listova kukuruza. Mjerenjem koncentracije fotosintetskih pigmenata

ustanovili smo da je u listovima kukuruza koji su i prihranjeni dušikom i navodnjavani

koncentracija klorofila a bila veća od one u listovima kontrolne skupine (tablica 5, slika 19),

dok je u tretmanu prihrane dušikom vrijednost koncentracije klorofila a bila manja od



62

kontrole, a u tretmanu navodnjavanjem jednaka kontroli. Za razliku od koncentracije klorofila

a, rezultati su pokazali da je u svim tretmanima koncentracija klorofila b veća u odnosu na

kontrolnu skupinu (tablica 6, slika 20), te da nema statistički značajne razlike u vrijednostima

koncentracije klorofila b izmjerene u tim tretmanima. Vrijednost ukupnih klorofila raste u

tretmanima navodnjavanja te navodnjavanja i prihrane dušikom, dok je u tretmanu same

prihrane dušikom vrijednost ukupnih klorofila manja od kontrole (tablica 7, slika 21).

Nasuprot tome, omjer klorofila a i b pokazuje pad vrijednosti u odnosu na kontrolu u

tretmanu prihrane dušikom i tretmanu navodnjavanja, dok u tretmanu i prihrane i

navodnjavanja raste do vrijednosti kontrole (tablica 8, slika 22).

Iz rezultata je vidljivo da su navodnjavanje te kombinacija navodnjavanja i prihrane

dušikom više pridonijeli povećanju koncentracije klorofila a u odnosu na samu prihranu

dušikom. Naime, pri većoj razini navodnjavanja veća je i pokretljivost dušičnih oblika iz tla

koje biljka može usvojiti. Gnojidbom biljaka u pravilu se povećava sadržaj nutrijenata u tlu

koje biljka može ali ne mora iskoristiti u potpunosti. Moguće je da rezidua dušika preostala

od prethodne vegetacijske sezone utječe na povećanje sadržaja dušika u tlu i u biljci neovisno

o novoj gnojidbi, zbog čega dodatni izvor dušika nema veći utjecaj na fiziološke procese

biljke.

Za ispitivanje učinkovitosti fotosintetskog aparata korištena metoda je mjerenje

fluorescencije klorofila a, koje ima veliku primjenu u istraživanjima fotosinteze i

fotosintetskog aparata (Lepeduš i sur., 2009, Lepeduš i sur., 2010), te u istraživanjima

utjecaja abiotskog i biotskog stresa na biljke. Porast intenziteta fluorescencije rezultat je

zatvaranja reakcijskih središta fotosustava II (PS II), čime se smanjuje učinkovitost

fotosinteze (Maxwell i Johanson, 2000).

Rezultati mjerenja polifaznog rasta fluorescencije klorofila a kvantificiraju se OJIP

testom (Strasser i Strasser, 1995), a parametri koji proizlaze iz OJIP testa (tablice 9-18) daju

informacije o funkcioniranju fotosintetskog aparata tako što opisuju protok energije kroz PS

II (apsorpciju, „trapping“ i transport elektrona, te disipaciju energije kroz reakcijska središta i

kroz ekscitirane površine) (Force i sur., 2003, Strasser i sur., 2004). Najznačajniji parametar

OJIP testa je indeks fotosintetske učinkovitosti (PIABS), koji obuhvaća četiri bitna procesa o

kojima ovisi fotosintetska aktivnost: apsorpciju energije, disipaciju energije, „trapping“

ekscitona i pretvorbu ekscitacijske energije uslijed odvajanja naboja što pokreće elektronski

transport (Strasser i sur., 2004), zbog čega indeks fotosintetske učinkovitosti ima veliki značaj

u procjeni funkcije PS II.



63

Mjerenjem fluorescencije klorofila u ovom radu praćena je učinkovitost fotosintetskog

sustava kukuruza, kako bi se utvrdio utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na efikasnost

fotosintetskog aparata. Glavni parametri koji opisuju funkcionalnost fotosintetskog aparata su

maksimalni kvantni prinos PS II (Fv/Fm) i indeks fotosintetske učinkovitosti (PIABS). Iz

rezultata je vidljivo da je maksimalni kvantni prinos fotosustava II (Fv/Fm) ostvaren pri

navodnjavanju, ali je uočen porast kvantnog prinosa PS II i pri gnojidbi kukuruza i pri

kombinaciji navodnjavanja i gnojidbe (tablica 9, slika 23). Ni u jednom tretmanu nije uočena

statistički značajna promjena gustoće aktivnih reakcijskih središta (RC/CSo) (tablica 14, slika

28). Ovi rezultati se mogu usporediti sa rezultatima radova koji ispituju utjecaj deficita vode

na biljke, u kojima je uočeno smanjenje kvantnog prinosa PS II u uvjetima suše (Bertamini i

sur., 2007, Kauser i sur., 2006). Smanjenje Fv/Fm u stresnim uvjetima može biti posljedica

inaktivacije određenog broja reakcijskih središta PS II što se vidi po smanjenoj gustoći

reakcijskih središta (RC/CSo), ili posljedica inaktivacije reakcijskih središta (Bertamini i sur.,

2007).

U ovom radu uočen je pad vrijednosti apsorpcije po aktivnom reakcijskom središtu

(ABS/RC) u odnosu na kontrolnu skupinu (tablica 10, slika 24). Najmanji pad pri uočen je u

tretmanu prihrane dušikom. Parametar ABS/RC predstavlja funkcionalnu veličinu antena

kompleksa i daje podatak o prosječnoj količini apsorbirajućih molekula klorofila. Vrijednost

ABS/RC raste smanjenjem određenog broja aktivnih reakcijskih središta, čime se povećava

disipacija suviška svjetlosne energije po reakcijskom središtu (DIo/RC) (Tsimilli-Michael i

sur., 2000). Naime, kod visokog protonskog gradijenta kroz tilakoidne membrane, dio

aktivnih reakcijskih središta dobiva disipacijsku ulogu („utišana reakcijska središta“)

pretvarajući violaksantin u zeaksantin i pri tome emitiraju energiju u obliku topline

(Critchley, 2000) stoga DIo/RC raste. Kako je u rezultatima uočen pad ABS/RC za očekivati

je i pad vrijednosti DIo/RC (tablica 13, slika 27). Najveći pad vrijednosti disipacije po

reakcijskom središtu uočen je pri navodnjavanju, a najmanji pri gnojidbi dušikom kao što je i

slučaj sa ABS/RC. Ovi rezultati mogu se usporediti sa rezultatima dobivenima u biljaka koje

su izložene stresnim uvjetima. Naime, u stresnim se uvjetima protok energije kroz

fotosintetski aparat mijenja (Force i sur., 2003) i očituje se upravo povećanjem ABS/RC i

DIo/RC (Appenroth i sur., 2001, Lin i sur., 2009).

Parametri TRo/RC i ETo/RC su parametri elektronskog transporta. “Trapping” po

reakcijskom središtu (TRo/RC) pokazuje pad vrijednosti u odnosu na kontrolu u tretmanu

navodnjavanja i tretmanu navodnjavanja i prihrane dušikom (tablica 11, slika 25), dok



64

vrijednost transporta elektrona po reakcijskom središtu (ETo/RC) ne pokazuje statistički

značajnu razliku u odnosu na kontrolu ni u jednom tretmanu (tablica 12, slika 26). Ovi

rezultati mogu se usporediti sa rezultatima dobivenima u biljaka koje su izložene stresnim

uvjetima, u kojih je uočen pad vrijednosti TRo/RC i ETo/RC, te povećanje apsorpcije i

disipacije (Appenroth i sur., 2001, Force i sur., 2003, Lin i sur., 2009). Pad vrijednosti

parametra ETo/RC govori o smanjenoj sposobnosti redukcije iza primarnog akceptora

elektrona (QA), što rezultira smanjenjem vrijednosti indeksa fotosintetske učinkovitosti PIABS.

Kako u rezultatima nije uočen pad ETo/RC, ne treba očekivati ni pad vrijednosti parametra

PIABS. U ovom radu je zapravo uočen porast vrijednosti PIABS i pri navodnjavanju i pri

kombinaciji navodnjavanja i gnojidbe (tablica 15, slika 29).

Indeks fotosintetske učinkovitosti se u ovom radu pokazao kao dobar parametar

fotosintetskog aparata u odgovoru na navodnjavanje i gnojidbu. Kao što je već rečeno, PIABS

obuhvaća tri parametra: RC/ABS, TRo/DIo te ETo/(TRo-ETo) (Strasser i sur., 2004), čija se

vrijednost u odnosu na kontrolu povećala, najmanje pri navodnjavanju a najviše pri prihrani

dušikom i pri kombinaciji navodnjavanja i prihrane dušikom. Od ta tri parametra, najveći

porast vrijednosti uočen je za TRo/DIo, te je vjerojatno taj parametar najviše pridonio

povećanju vrijednost PIABS. Ovi rezultati se mogu usporediti sa rezultatima dobivenima u

biljaka koje su izložene stresu, koji pokazuju da je PIABS odličan indikator stresa (Christen i

sur., 2007). Naime, PIABS je povezan s relativnim sadržajem vode u listu, s kojim se tijekom

suše linearno smanjuje (Živčák i sur., 2008). Kako je PIABS osjetljiv na male i rane promjene

u radu fotosintetskog aparata (Strasser i sur., 2004), može detektirati stres i prije pojave

vidljivih simptoma na listovima (Christen i sur., 2007).

Da bi se dobila potpunija slika o utjecaju navodnjavanja i gnojidbe dušikom na

funkcioniranje fotosintetskog aparata te da bi se bolje razjasnili mehanizmi uključeni u

odgovor biljke na te čimbenike, potrebno je izvršiti istraživanja koja će pokazati kakav je

utjecaj tih čimbenika na strukturu komponenti bitnih za fotosintezu (utječu li oni na stabilnost

proteinskih komponenti PS II pa tako i na funkcioniranje fotosintetskog aparata). Istraživanja

bi trebala biti ciljano usmjerena na utjecaj pojedinih čimbenika u različitim količinama na

pojedine parametre fotosintetske aktivnosti. Pri tome treba uzeti u obzir fizikalna i kemijska

svojstva tla, sadržaj vode u tlu i njezinu dostupnost, klimatske uvjete u kojima se istraživanje

odvija, te genotip biljaka. Uz to, stepenice gnojidbe dušikom i navodnjavanja ne bi trebale biti

preuske kako bi se mogle bolje uočiti razlike u njihovom utjecaju na fiziološke procese biljke.



65

Kako su fotosinteza i prinos usko povezani, takva bi istraživanja imala veliki ekonomski

značaj.



66

5. ZAKLJUČAK

Na osnovi provedenog istraživanja utjecaja navodnjavanja i prihrane dušikom na

fotosintetsku efikasnost listova kukuruza (Zea mays L., linija OS 438-95) mjerenjem

koncentracije fotosintetskih pigmenata i fluorescencije klorofila a može se zaključiti

slijedeće:

1. Provedeni tretmani rezultirali su različitom akumulacijom fotosintetskih pigmenata,

što je dovelo do promjena u funkcioniranju PSII na razini antenskih kompleksa i

reakcijskog središta. Koncentracija klorofila b povećana je u sva tri tretmana, što je

u korelaciji sa ukupnim maksimalnim kvantnim prinosom fotosustava II.

Koncentracija klorofila a povećana je samo u tretmanu kombinacijom

navodnjavanja i prihrane dušikom.

2. Provedeni tretmani povećali su ukupni maksimalni kvantni prinos fotosustava II

(Fv/Fm), dok se fotosintetska učinkovitost (PIABS) povećala kod tretmana

navodnjavanja i tretmana kombinacije navodnjavanja i prihrane dušikom. U sva tri

tretmana vrijednosti apsorpcije i disipacije su snižene, kao i vrijednost „trapping“-a

po aktivnom reakcijskom središtu (osim u tretmanu dušikom), dok su gustoća

aktivnih reakcijskih središta i elektronski transport po aktivnom reakcijskom

središtu nepromijenjeni. Vrijednosti transporta elektrona dalje od primarnog

akceptora povišene su u tretmanu navodnjavanjem i tretmanu kombinacijom

navodnjavanja i prihrane dušikom.

3. Rezultati pokazuju pozitivan utjecaj navodnjavanja i prihrane dušikom na

fotosintetsku aktivnost listova kukuruza linije OS 438-95. Međutim, da bi se dobila

potpunija slika o utjecaju tih čimbenika na funkcioniranje fotosintetskog aparata i

da bi se dobilo daljnje pojašnjenje mehanizama uključenih u fiziološki odgovor

biljke, potrebno je utvrditi stabilnost glavnih proteinskih komponenti PSII pri

navedenim tretmanima.



67

6. LITERATURA

Abdalla MM, El-Khoshiban NH (2007) The influence of water stress on growth, relative

water content, photosynthetic pigments, some metabolic and hormonal contents

of two Triticum aestivum cultivars. J App Sci Res 3(12): 2062-2074

Alberts B, Johnson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P (2002) Molecular Biology of the

Cell. Gerland Publishing, Inc., New York, 793-807

Alkena J, Seager S (1982) The Chemical Pigments of Plants. Journal of Chemical Education

59: 183-186

Amić D (2008) Organska kemija za studente agronomske struke. Školska knjiga, Zagreb,

319-327

Appenroth K-J, Stöckel J, Srivastava A, Strasser RJ (2001) Multiple effects of chromate on

the photosynthetic apparathus of Spirodela polyrhiza as probed by OJIP chlorophyll a

fluorescence measurements. Environ Pollut 115: 49-64

Bakr HMA, Gaheen SA, Mohammed MA (1975) Effect of drought stress frequences at

different growth stages on corn yield. Egyptian Journal of Soil Science, 397-408

Bertamini M, Zulini L, Zorer R, Muthuchelian K, Nedunchezhian N (2007) Photoinhibition

of photosynthesis in water deficit leaves of grapevine (Vitis vinifera L.) plants.

Photosynthetica 45(3): 426-432

Christen D, Schönmann S, Jermini M, Strasser RJ, Defago G (2007) Characterisation and

early detection of grapevine (Vitis vinifera) stress responses te esca disease by in situ

chlorophyll fluorescence and comparison with drought stress. Environ Exp Bot 60: 504-514



68

Cooper G, Hausman R (2007) The Cell: A Molecular Approach. Sinauer Associates, Inc.,

Massachusetts, 451-452, 458-462

Critchley C (2000) Photoinhibition. U: Raghavendra AS (ur) Photosynthesis: A

Comprehensive Treatise, Cambridge University Press, Cambridge, UK, 264–272

Cvetković V, Rosić K, Trifunović V (1962) Kukuruz i unapređenje njegove proizvodnje.

Zadružna knjiga, Beograd, 283-369

Demmig-Adams B, Adams III WW (1996) The role of xanthophyll cycle carotenoids in the

protection of photosynthesis. Trends Plant Sci. 1: 21–26

Denffer D von, Ziegler H (1982) Botanika: morfologija i fiziologija. Školska knjiga, Zagreb,

64-70, 243-265

Efeoglu B, Ekmekci Y, Cicek N (2009) Physiological responses of three maize cultivars to

drought stress and recovery. South African Journal of Botany 75: 34-42

Filipović I, Lipanović S (1995) Opća i anorganska kemija. Školska knjiga, Zagreb, D5-D7

Force L, Critchley C, van Rensen JJS (2003) New fluorescence parameters for monitoring

photosynthesis in plants. Photosynth Res 78: 17-23

Gagro M (1997) Ratarstvo obiteljskog gospodarstva: žitarice i zrnate mahunarke. Hrvatsko

agronomsko društvo, Zagreb, 122-130

Glavač V (2001) Uvod u globalnu ekologiju. Hrvatska sveučilišna naklada, Zagreb, 48

Hariharan S, Inzé D, Beemster G (2008) Genome-wide analysis of transcriptional changes in

response to drought stress in growing leaves of rice. Abstracts / Comparative Biochemistry

and Physiology, Part A: Molecular & Integrative Physiology 150(3): S159



69

Heldt H-W (1999) Plant Biochemistry and Molecular Biology. Oxford University Press, Inc.,

New York, 39-104

Huang M, Zhong L, Gallichand J (2002) Irrigation treatments for corn with limeted water

supply in tha Loes Plateu, China. Canadian Biosystems Engineering 44: 129-134

Jaleel CA, Manivannan P, Wahid A, Farooq M, Somasundaram R, Panneerselvam R (2009)

Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments

composition. International Journal of Agriculture and Biology 11: 100-105

Kastori R (1983) Uloga elemenata u ishrani biljaka. Matica Srpska, Novi Sad, 54-64

Kauser R, Athar H-U-R, Ashraf M (2006) Chlorophyll fluorescence: a potential indicator for

rapid assessment of water stress tolerance in canola (Brassica napus L.). Pak J Bot 38(5):

1501-1509

Khattab MM, Shaban AE, El-Shrief, El-Deen Mohamed AS (2011) Growth and Productivity

of Pomegranate Trees under Different Irrigation Levels. III: Leaf Pigments, Proline and

Mineral Content. J. Hort. Sci. & Ornamen. Plants 3(3): 265-269

Knežević M (2006) Atlas korovne, ruderalne i travnjačke flore. Sveučilište Josipa Jurja

Strossmayera, Poljoprivredni fakultet, Osijek, 11,25

Lepeduš H, Tomašić A, Jurić S, Katanić Z, Cesar V, Fulgosi H (2009) Photochemistry of

PSII in Arabidopsis thaliana Mutant. Food Technol. Biotechno. 47(3): 275-280

Lepeduš H, Jurković V, Štolfa I, Ćurković-Perica M, Fulgosi H, Cesar V (2010) Changes in

photosystem II photochemistry in senescencing maple leaves. Croat Chem Acta 83(4): 379-

386

Lichtenthaler HK (1987) Chlorophyll and carotenoids: pigments of photosynthetic

biomembranes. Methods in Enzymology 148: 350-382



70

Lin Z-H, Chen L-S, Chen R-B, Zhang F-Z, Jiang H-X, Tang N (2009) CO2 assimilation,

ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase, carbohydrates and photosynthetic electron

transport probed by the JIP-test, of tea leaves in response to phosphorus supply. BMC Biology

9: 43

Madjar S, Šoštarić J (2009) Navodnjavanje poljoprivrednih kultura. Poljoprivredni fakultet,

Osijek, 57-59

Martorana F, Bellocchi G, Matiotti M (1997) Effect of nitrogen fertiliter application on light

interception by maize (Zea mays L.). Rivista di Agronomia 31: 585-589

Maxwell K, Johnson GN (2000) Chlorophyll fluorescence – a practical guide. J Exp Bot

51: 659-662

Munné-Bosch S, Alegre L (2000) Changes in carotenoids, tocopherols and diterpenes during

drought and recovery, and the biological significance of chlorophyll loss in Rosmarinus

officinalis plants. Planta 210: 925-931

Nelson N, Yocum CF (2006) Structure and Function of Photosystems I and II. Annu. Rev.

Plant Biol. 57: 521–65

Parida AK, Dagaonkar VS, Phalak MS, Umalkar GV, Aurangabadkar LP (2007) Alterations

in photosynthetic pigments, protein and osmotic components in cotton genotypes subjected to

short-term drought stress followed by recovery. Plant Biotechnol Rep 1:37–48

Pevalek-Kozlina B (2003) Fiziologija bilja. Profil, Zagreb, 24, 25, 99-119, 156-220, 390-403,

497-507

Strasser BJ, Strasser RJ (1995) Measuring fast fluorescence transients to address

environmental questions: The JIP test. U: Mathis P (ur) Photosynthesis: From light to

biosphere. Vol 5, Kluwer Academic Publishers, The Netherlands, 977-980



71

Strasser RJ, Srivastava A, Tsimilli-Michael (2004) Analysis of chlorophill a fluorescence

transient. U: GC Papageorgiou, Govindjee (ur) Chlorophyll a fluorescence a signature of

photosynthesis: Advances in photosynthesis and respiration. Vol 19, Kluwer Academic

Publishers, The Netherlands, 321-362

Stryer L (1991) Biokemija. Školska knjiga, Zagreb, 377-396

Šimunić I, Senta A, Tomić F (2006) Potreba i mogućnost navodnjavanja poljoprivrednih

kultura u sjevernom dijelu Republike Hrvatske. Agronomski glasnik 1: 13-29

Šimunić I, Pandžić K, Ivančanin Picek B, Bogunović M, Husnjak S (2007) Analiza manjka

vode za razne biljne kulture. Agronomski glasnik 3: 167-178

Šimunić I, Husnjak S, Tomić F (2007) Utjecaj suše na smanjenje prinosa poljoprivrednih

kultura. Agronomski glasnik 5: 343-354

Tezara W, Mitchell VJ, Driscoll SD, Lawlor DW (1999) Water stress inhibits plant

photosynthesis by decreasing coupling factor and ATP. Nature 401: 914-917

Tsimilli-Michael M, Eggenberg P, Biro B, Köves-Pechy K, Vörös I, Strasser RJ (2000)

Synergistic and antagonistic sffects of arbuscular mycorrhizal fungi and Azospirillum and

Rhizobium nitrogen-fixers on the photosynthetic activity of alfalfa, probed by the polyphasic

chlorophyll a fluorescence transient O-J-I-P. Applied Soil Ecology 15: 169-182

Voet D, Voet JG (2004) Biochemistry. John Wiley & Sons, Inc., New York, 871-909

Vukadinović V, Lončarić Z (1997) Ishrana bilja. Poljoprivredni fakultet, Osijek, 8-12, 64-83

Vukadinović V (1999) Ekofiziologija. Poljoprivredni fakultet, Osijek, 10-12, 14-21

Zovkić I (1981) Proizvodnja kukuruza. Zadrugar, Sarajevo, 7-21



72

Živčák M, Brestič M, Olšovská K, Slamka P (2008) Performance index as a sensitive

indicator of water stress in Triticum aestivum L. Plant Soil Environ 54(4): 133-139

http://www.dzs.hr/Hrv_Eng/publication/2011/01-01-20_01_2011.htm, 6.05.2011.

http://bio1903.nicerweb.com/Locked/media/ch37/mineral_deficiency.html, 19.09.2011.

http://en.wikipedia.org/wiki/Maize, 19.09.2011.

https://www.ffri.hr/datoteke/Neda%20Fanuko/3_ekoloski_cimbenici.ppt, 29.09.2011.

http://users.rcn.com/jkimball.ma.ultranet/BiologyPages/C/Chloroplasts.html, 29.11.2009.

http://www.dyna-gro.com/images/Plant-nutritioncolor.gif&imgrefurl=http://www.dyna-

gro.com/cpn.htm, 29.11.2009.

http://www.extension.umn.edu/cropenews/2002/nutrientdeficiencyflowchart.pdf, 19.09.2011.

http://www.dzs.hr/Hrv_Eng/publication/2012/01-01-17_01_2012.htm, 1.02.2012.

http://iws.collin.edu/biopage/faculty/mcculloch/1406/outlines/chapter%2010/10-13.JPG,

4.07.2012.

http://lifes.nchu.edu.tw/upload/fnews/2012418194141/ppTaiz.Ch07_lf.0418.pdf, 4.07.2012.



73

7. SAŽETAK

UTJECAJ NAVODNJAVANJA I PRIHRANE DUŠIKOM NA FOTOSINTETSKU

EFIKASNOST LISTOVA KUKURUZA (Zea mays L.)

Po podacima Državnog zavoda za statistiku, 2010. godine od 3,15 milijuna hektara

poljoprivrednih površina 300.000 hektara zasađeno je kukuruzom, od čega na području

Osječko-baranjske županije ukupno 142.000 hektara. Kako se svi dijelovi biljke mogu

iskoristiti, kukuruz ima veliki ekonomski značaj. Klimatske prilike, osobito suša i

temperatura zraka, te navodnjavanje i gnojidba dušikom bitni su faktori uroda kukuruza.

Cilj ovog rada bio je istražiti utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na

fotosintetsku efikasnost listova kukuruza (Zea mays L.). Pokus je postavljen na pokusnom

polju Poljoprivrednog instituta Osijek, prema split plot dizajnu i slučajnom raspodjelu

blokova u tri ponavljanja. Glavni čimbenik (A) je bilo navodnjavanje u dvije stepenice: A1 –

kontrola, A3 – navodnjavanje 80-100% PVK. Pod-čimbenik (B) odnosi se na gnojidbu

dušikom u dvije stepenice: B1 – 0 kg N/ha, B3 - 200 kg N/ha, dok se pod-pod čimbenik (C)

odnosi na liniju kukuruza. Tretmani koje sam koristila bili su: A1B1C1 (K), A1B3C1 (N2),

A3B1C1 (H2O) i A3B3C1 (N2 + H2O). Ispitivana linija je u sve četiri kombinacije OS 438-

95, te sam promatrala utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na nju.

Koncentracija fotosintetskih pigmenata određena je spektrofotometrijski prema metodi

Lishtentalera (1987.). Funkcija fotosintetskog aparata ispitana je mjerenjem florescencije

klorofila a (OJIP-test), čime su dobiveni podaci o funkcioniranju fotosustava II i ukupnoj

učinkovitosti fotosinteze. Dobiveni podaci su statistički obrađeni.

Rezultati su pokazali da je koncentraciju klorofila a povećao samo tretman dušikom i

navodnjavanjem, dok se koncentracija klorofila b povećala u sva tri tretmana, odnosno sva tri

tretmana su djelovala pozitivno na koncentraciju klorofila b. Promjenu koncentracije

fotosintetskih pigmenta prate promjene u fotokemiji fotosustava II.

Analiza parametara OJIP-testa pokazala je povećanje vrijednosti parametra Fv/Fm u

sva tri tretmana. Porast vrijednosti parametra PIABS uočen je pri navodnjavanju i pri

kombinaciji navodnjavanja i gnojidbe. Parametar PIABS obuhvaća RC/ABS, TRo/DIo i

ETo/(TRo – ETo), na koje su tretmani djelovali pozitivno, povećavši njihovu vrijednost. Nije

uočena statistički značajna promjena gustoće aktivnih reakcijskih središta (RC/CSo) i



74

transporta elektrona (ETo/RC). Uočen je pad vrijednosti apsorpcije (ABS/RC), disipacije

(DIo/RC), i “trappinga” (TRo/RC).

Navodnjavanje i gnojidba dušikom pokazali su pozitivan utjecaj na fotosintetsku

efikasnost listova kukuruza linije OS 438-95. Za bolje razumijevanje mehanizama utjecaja tih

čimbenika na funkcioniranje fotosintetskog aparata potreban je dodatan rad.



75

8. SUMMARY

IRRIGATION AND NITROGEN FERTILIZATION IMPACT ON

PHOTOSYNTHETIC EFFICIENCY OF MAIZE LEAVES (Zea mays L.)

According to Croatian Statistic Burro, in year 2010 average cropped area by maize in

Croatia was 300.000 ha, of which 142.000 ha in the area of Osječko-baranjska county.

Considering that all parts of plant are exploitable, maize has huge economical significance.

Climate conditions, first of all drought and air temperature, and also irrigation and N

fertilization, are important factors of maize grain yield.

The aim of this study was to investigate the influence of irrigation and nitrogen

fertilization on photosynthetic efficiency of maize leaves (Zea mays L.). Experiment was set

on the experimental fields of Agricultural Institute Osijek, according to split plot randomized

block design in tree repetitions. The main factor (A) was irrigation, treatments were: A1 –

control, A3 – irrigation starting on level of 80% field water capacity. Sub factor (B) refers to

N fertilization treatments: B1 – control, B3 - 200 kg N/ha, while sub-sub factor (C) refers to

maize line. Treatments that were used in this study were: A1B1C1 (K), A1B3C1 (N2),

A3B1C1 (H2O) and A3B3C1 (N2 + H2O). The line that was tested was the same in all four

combinations - OS 438-95, and only that line was examined to determine influence of

irrigation and fertilization.

Photosynthetic pigments concentration was determined spectrophotometrically,

according to the method of Lichenthaler (1987). The function of photosynthetic apparatus

was examined by measuring chlorophyll a fast fluorescence transient (OJIP test). Information

about PSII functioning and overall photosynthetic performance was obtained in that way.

Results were statistically analyzed.

Results have shown that only combination of N fertilization and irrigation resulted in

increase in concentration of chlorophyll a, while all three treatments showed positive effect

on concentration of chlorophyll b. The change in concentration of photosynthetic pigments

was accompanied by changes in PSII photochemistry.

OJIP data analysis revealed that Fv/Fm increase was present in all three treatments.

Performance index PIABS showed increase due to irrigation and combination of irrigation and

fertilizaion. On three PIABS components (RC/ABS, TRo/DIo, ETo/(TRo – ETo)) treatments

showed positive effect by increasing their values. No statistically significant change in



76

density of reaction centers (RC/CSo) and electron transport per active reaction centre

(ETo/RC) was observed. Decrease of absorption per active reaction centre (ABS/RC) was

observed compared to control as well as decrease of dissipation per active reaction centre

(DIo/RC) and decrease of trapping per active reaction centre (TRo/RC).

Irrigation and N fertilizaton have showed positive effect on photosynthetic efficiency

of maize leaves (line OS 438-95). Additional work is necessary to elucidate the mechanisms

of influence of irrigation and N fertilization on functioning of photosynthetic apparatus.


SVEUČILIŠTE JOSIPA JURJA STROSSMAYERA U OSIJEKU

ODJEL ZA BIOLOGIJU

Dodiplomski studij biologije i kemije

Ana Amić

UTJECAJ NAVODNJAVANJA I PRIHRANE DUŠIKOM NA

FOTOSINTETSKU EFIKASNOST LISTOVA KUKURUZA

(Zea mays L.)

Diplomski rad

Osijek, 2012.


Ovaj diplomski rad izrađen je u Agrokemijskom laboratoriju

Poljoprivrednog instituta u Osijeku

Ovom prilikom želim se zahvaliti svojoj obitelji na velikoj potpori, pomoći i razumijevanju

tijekom svih godina studija. Zahvaljujem se i mentorici prof.dr.sc. Veri Cesar i ko-mentoru

prof.dr.sc. Hrvoju Lepedušu na trudu i savjetima koji su olakšali izradu diplomskog rada.


TEMELJNA DOKUMENTACIJSKA KARTICA Sveučilište Josipa Jurja Strossmayera u Osijeku Dodiplomski rad

Odjel za biologiju

Diplomski studij biologije i kemije

Znanstveno područje: Prirodne znanosti

Znanstveno polje: Biologija

Utjecaj navodnjavanja i prihrane dušikom na fotosintetsku efikasnost listove kukuruza (Zea mays L.)

Ana Amić

Rad je izrađen: Agrokemijskom laboratoriju Poljoprivrednog instituta Osijek

Mentori: Dr.sc. Vera Cesar, izv.prof., dr.sc. Hrvoje Lepeduš, prof.

Kratak sažetak diplomskog rada:

Kukuruz je u Hrvatskoj značajno zastupljena poljoprivredna kultura, sa ostvarenim urodom od 1 729 000 t (Državni ured za statistiku, 2011.). U ovom radu istražen je utjecaj navodnjavanja i gnojidbe dušikom na fotosintetsku efikasnost listova kukuruza linije OS 438-95. Pokus je postavljen na pokusnom polju Poljoprivrednog instituta Osijek, prema split plot dizajnu i slučajnom raspodjelu blokova u tri ponavljanja. Glavni čimbenik (A) je bilo navodnjavanje, a pod-čimbenik (B) odnosi se na gnojidbu dušikom. Parametrima OJIP testa koji opisuju učinkovitost fotosintetskog sustava na temelju mjerenja fluorescencije klorofila a i mjerenjem koncentracije fotosintetskih pigmenata utvrđen je utjecaj navodnjavanja i gnojidbe na fotosintetsku efikasnost listova kukuruza. Rezultati su pokazali da su provedeni tretmani utjecali na različitu akumulaciju fotosintetskih pigmenata, što je dovelo do promjena u funkcioniranju PSII na razini antenskih kompleksa i reakcijskog središta ali ne i na elektronski transport dalje od primarnog akceptora.

Broj stranica: 76 Broj slika: 36 Broj tablica: 18 Broj literaturnih navoda: 60 Jezik izvornika: hrvatski Ključne riječi: navodnjavanje, voda, dušik, biljni stres, kukuruz, fotosinteza, kloroplasti, fotosintetski pigmenti, OJIP-test Datum obrane:

Stručno povjerenstvo za obranu:

1. Dr.sc. Janja Horvatić, izv.prof.

2. Dr.sc. Vera Cesar, izv.prof.

3. Dr.sc. Hrvoje Lepeduš, prof.

Rad je pohranjen u:

Knjižnici Odjela za biologiju Sveučilišta Josipa Jurja Strossmayera u Osijeku.


BASIC DOCUMENTACION CARD University Josip Juraj Strossmayer in Osijek MS thesis

Department of Biology

Graduate Study of Biology and Chemistry

Scientific Area: Natural science

Scientific Field: Biology

Irrigation and nitrogen fertilization impact on photosynthetic efficiency of maize leaves (Zea mays L.)

Ana Amić Thesis performed at: Agrochemical Laboratory of Agrocultural Institute Osijek

Supervisors: Dr.sc. Vera Cesar, izv.prof., dr.sc. Hrvoje Lepeduš, prof.

Short abstract:

Corn is important plant in Croatian agriculture, with average yield of 1 729 000 t (Croatian Statistic Burro, 2011). In this study, the influence of irrigation and nitrogen fertilization on photosynthetic efficiency of maize line OS 438-95 leaves was investigated. Experiment was set on the experimental fields of Agricultural Institute Osijek, according to split plot randomized block design in tree repetitions. The main factor (A) was irrigation, sub factor (B) refers to N fertilization treatments. Based on OJIP test parameters which specify efficiency of the photosynthetic system based on measurements of chlorophyll a fluorescence and concentrations of photosynthetic pigments, the influence of irrigation and nitrogen fertilization on photosynthetic efficiency of maize was determined. The obtained results have showed that conducted treatments have changed accumulation of photosynthetic pigments, what led to changes in functioning of PSII on level of antena complexes and reaction centers, but not on electrone transport beyond QA

-. Number of page: 76 Number of figures: 36 Number of tables: 18 Number of references: 60 Orginal in: Croatian Key words: irrigation, water, nitrogen, plant stress, corn photosynthesis, chloroplasts, photosynthetic pigments, OJIP-test Date of the thesis defence:

Reviewers:

1. Dr.sc. Janja Horvatić, izv.prof.

2. Dr.sc. Vera Cesar, izv.prof.

3. Dr.sc. Hrvoje Lepeduš, prof.

Thesis deposited in:

Library of Department of Biology, University of J.J. Strossmayer in Osijek.


SADRŽAJ

1. UVOD ................................................................................................................. 1

1.1. SISTEMATSKI POLOŽAJ I MORFOLOŠKE KARAKTERISTIKE

KUKURUZA .............................................................................................. 3

1.2. FOTOSINTEZA.......................................................................................... 6

1.2.1. Organizacija i funkcija kloroplasta ............................................... 8

1.2.1. Građa fotosintetskog aparata ........................................................ 10

1.3. GRAĐA I FUNKCIJA FOTOSINTETSKIH PIGMENATA ....................... 16

1.3.1. Klorofili....................................................................................... 16

1.3.1. Karotenoidi.................................................................................. 18

1.4. MINERALNA ISHRANA .......................................................................... 21

1.4.1. Dušik ........................................................................................... 24

1.5. SUŠA I MINERALNA DEFICIJENCIJA – UZROČNICI STRESA KOD

BILJAKA.................................................................................................... 28

1.5.1. Manjak vode i otpornost na sušu .................................................. 29

1.5.2. Mineralna deficijencija ................................................................ 32

1.6. SVRHA RADA........................................................................................... 35

2. MATERIJAL I METODE................................................................................. 36

2.1. BILJNI MATERIJAL.................................................................................. 36

2.2. SPEKTROFOTOMETRIJSKO ODREĐIVANJE

KONCENTRACIJE FOTOSINTETSKIH PIGMENATA ........................... 38

2.3. MJERENJE POLIFAZNOG RASTA FLUORESCENCIJE

KLOROFILA (OJIP-TEST) ........................................................................ 40

2.4. STATISTIČKA OBRADA PODATAKA.................................................... 43

3. REZULTATI...................................................................................................... 44

3.1. KONCENTRACIJA FOTOSINTETSKIH PIGMENATA........................... 44

3.2. OJIP PARAMETRI FOTOSINTEZE .......................................................... 49

4. RASPRAVA ....................................................................................................... 61


5. ZAKLJUČAK .................................................................................................... 66

6. LITERATURA ................................................................................................... 67

7. SAŽETAK .......................................................................................................... 73

8. SUMMARY ........................................................................................................ 75


Documents

UTJECAJ NAVODNJAVANJA I PRIHRANE DUŠIKOM NA