Photoschaltbare Aminosäuren · 2018-12-17 · Photoschaltbare Aminosäuren Synthese, photochrome Eigenschaften und Einbau in peptidische Grb2-SH2 Antagonisten vorgelegt von Diplom-Chemikerin

Photoschaltbare Aminosäuren

Synthese, photochrome Eigenschaften und

Einbau in peptidische Grb2-SH2 Antagonisten

vorgelegt von Diplom-ChemikerinBeate Priewisch

aus Berlin

der Fakultät II - Mathematik und Naturwissenschaftender Technischen Universität Berlin

zur Erlangung des akademischen Grades

Doktor der Naturwissenschaften- Dr. rer. nat. -

genehmigte Dissertation

Promotionsausschuß

Vorsitzender: Prof. Dr. rer. nat. Thorsten Ressler1. Berichterin: Prof. Dr. rer. nat. Karola Rück-Braun2. Berichter: Prof. Dr. rer. nat. Siegfried Blechert

Tag der wissenschaftlichen Aussprache: 17. Oktober 2006

Berlin 2006D 83

Kurzzusammenfassung

Der Einbau photoschaltbarer Elemente in Biomoleküle ermöglicht die Modulation ihrerKonformation und damit auch ihrer Aktivität durch Bestrahlung mit Licht. Im Fokusder vorliegenden Arbeit stand die Entwicklung photoschaltbarer Phosphopeptide, dieals Antagonisten der Grb2-SH2 Domäne fungieren. Zur Modulation der Struktur undFunktion solcher Peptide wurden in dieser Arbeit neue photochrome ω-Aminosäurenauf Azobenzolbasis entwickelt.Es konnte ein Verfahren zur effizienten Synthese elektronenarmer aromatischer Nitro-soverbindungen mit Oxon als Oxidans in einem zweiphasigen Lösungsmittelsystementwickelt werden, mit dessen Hilfe eine Vielzahl unterschiedlich substituierter Azo-benzole in guten Ausbeuten zugänglich sind. Des weiteren konnte die Verwendungvon Selendioxid als Katalysator zur wasserstoffperoxidvermittelten Oxidation aroma-tischer Amine gezeigt werden. In diesem Fall ließ sich die Produktselektivität über dieWahl des Lösungsmittels steuern.In einem thematisch abgegrenzten Teil wurden substituierte Azobenzole zur Untersu-chung von molekularen Schaltvorgängen an Oberflächen aufgebaut und hinsichtlichihrer photochromen Eigenschaften mittels UV/Vis- und 1H-NMR-Spektroskopie unter-sucht. Auf der Grundlage der hierbei gewonnenen Erkenntnisse konnten neue azoben-zolbasierte ω-Aminosäuren mit verbesserter thermischer Stabilität entwickelt werden,die ebenfalls hinsichtlich ihrer photochromen Eigenschaften charakterisiert wurden. Eskonnte eine Gleichung zur Abschätzung der thermischen Halbwertszeit dieser Verbin-dungen bei 30 ◦C in Dimethylsulfoxid anhand ihres Absorptionsmaximums gefundenwerden.Die Anwendbarkeit dieser neuen Aminosäuren in der Festphasenpeptidsynthese konn-te erfolgreich anhand der Synthese zyklischer Phosphopeptide gezeigt werden. Un-tersuchungen der photochemischen Eigenschaften eines zyklischen Peptides mittelsUV/Vis- und 1H-NMR-Spektroskopie zeigten die Übertragung des Schaltvorgangesauf das Peptidrückgrat.

i

Abkürzungsverzeichnis

[α]20D spezifischer Drehwert

δ chemische Verschiebung∆ thermische Energie/Wärmeǫ molekularer Extinktionskoeffizientλ Wellenlängeλiso Wellenlänge der isosbestischen PunkteλmaxE Wellenlänge maximaler Absorption des trans-IsomersλmaxZ Wellenlänge maximaler Absorption des cis-Isomersν̃ Wellenzahlφ Quantenausbeuteθ Winkelτ1/2 thermische Halbwertszeitτabs per UV/Vis-Spektroskopie ermittelte thermische HalbwertszeitτNMR per 1H-NMR-Spektroskopie ermittelte thermische HalbwertszeitAB AzobenzolAbb. AbbildungAc AcetylAcOH EssigsäureÄquiv. ÄquivalenteAla AlaninAMPB 4-(4’-Aminomethylphenylazo)benzoesäureAPB 4-(4’-Aminophenylazo)benzoesäureAr Arylabs. absolutiertAsn AsparaginATR Attenuated Total ReflectanceBoc tert.-Butyloxycarbonylbr. breitBu Butylc KonzentrationC CelsiusCE Anteil des trans-Isomers im photostationären ZustandCZ Anteil des cis-Isomers im photostationären ZustandCS compound stability/ Stabilität der Verbindungd Duplett

day(s)/ Tag(e)D DebyeDCM Dichlormethan

iii


DEPT distortionless enhancement by polarization transfer/ verzerrungs-freie Verstärkung durch Polarisationstransfer

DGF dry gas flow/ Volumenstrom des TrockengasesDGP dry gas pressure/ Druck des TrockengasesDGT dry gas temperature/ Temperatur des TrockengasesDIEA N,N-DiisopropylethylaminDIC 1,3-Diisopropylcarbodiimiddm DezimeterDMA N,N-DimethylacetamidDMAE N,N-DimethylaminoethanolDMAP N,N-DimethylaminopyridinDMF N,N-DimethylformamidDMSO DimethylsulfoxidEDC N-Ethyl-N´-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid HydrochloridDNA DesoxyribonukleinsäureEE EssigsäureethylesterEI ElektronenstoßionisationESI Elektronensprayionisationet al. et alii/ und andereEt2O DiethyletherEtOH EthanoleV ElektronenvoltFAB fast atom bombardment/ Beschuß mit schnellen AtomenFmoc 9-FluorenylmethoxycarbonylFp Schmelzpunktfs Femtosekundeg GrammGDP Guanosindiphosphatges. gesättigtGly GlycinGrb2 growth factor receptor-bound protein 2/Wachstumsfaktorrezeptor-

gebundenes Protein 2GTP Guanosintriphosphath hour/ StundenHCl SalzsäureHCTU O-(1H-6-Chlorbenzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexa-

fluorphosphatH2O2 WasserstoffperoxidHOBt 1-HydroxybenzotriazolHOMO highest occupied molecular orbital/ höchstes besetztes Molekülor-

bitalHPLC high performance liquid chromatograhpy/ Hochleistungsflüssig-

chromatographieHR-MS high-resolution mass spectrometry/ hochauflösende Massenspek-

trometrie

iv

HSQC heteronuclear single quantum coherence/ heteronukleare Einquan-tenkohärenzspektroskopie

Hz HertzIR InfrarotspektroskopieJ Kopplungskonstantek Geschwindigkeitskonstantekat. katalytischkJ Kilojoulel LiterLAH LithiumaluminiumhydridLit. LiteraturwertLM LösungsmittelLUMO lowest unoccupied molecular orbital/ niedrigstes unbesetztes Mole-

külorbitalLys Lysinm Multiplett

medium/mittelM molarMCPBA m-ChlorperbenzoesäureMeOH MethanolMgSO4 MagnesiumsulfatMHz Megahertzmin Minutenml Millilitermmol MillimolMO MolekülorbitalMOMCl ChlormethylmethyletherMS MassenspektrometrieMTO Methyltrioxorheniumm/z Masse/LadungN normalNaCl NatriumchloridNaHCO3 NatriumhydrogencarbonatNa2WO4 Natriumwolframatnm NanometerNMP N-MethylpyrrolidonNMR nuclear magnetic resonance/magnetische KernresonanzPDB ProteindatenbankPDGF platelet derived growth factor/ blutplättchenabgeleiteter Wach-

stumsfaktorpKs SäurekonstantePmp 4-(Phosphonomethyl)phenylalaninppm parts per millionPro Prolinps Pikosekunde

v


psi pounds per square inch/ Pfund pro QuadratzollPSS photostationary state/ photostationäres GleichgewichtPTK PhosphotyrosinkinasepTyr Phosphotyrosinq QuartettR f RetentionsfaktorRt RetentionszeitR goodness of fit/ BestimmtheitsmaßRT Raumtemperaturs Singulett

strong/ starkSekunde

SeO2 SelendioxidSG SchutzgruppeSH2 src homology 2 domain/ Src-Homologie 2 DomäneSH3 src homology 3 domain/ Src-Homologie 3 DomäneSos son of sevenless (Drosophilia-Mutante)SPPS solid phase peptide synthesis/ Festphasenpeptidsyntheset tertiärt TriplettTab. TabelleTBAB TetrabutylammoniumbromidTCTU O-(1H-6-Chlorbenzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexa-

fluorboratTDL trap drive levelTFA TrifluoressigsäureTHF TetrahydrofuranTyr TyrosinUV ultraviolettVal ValinVis visible/ sichtbarvs very strong/ sehr starkw weak/ schwach

vi

Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis

Kurzzusammenfassung i

Abkürzungsverzeichnis iii

1 Einleitung 1

2 Zielsetzung 3

3 Aromatische Nitrosoverbindungen 53.1 Reduktion und in situ Oxidation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63.2 Katalytische Oxidationen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83.3 Oxidationen mit Oxon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11

3.3.1 Hetero-Diels-Alder-Reaktionen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

4 Azobenzole 174.1 Generelle photochrome Eigenschaften . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 184.2 Azobenzole als molekulare Schalter an Oberflächen . . . . . . . . . . . . 21

4.2.1 Synthese der Azobenzole 24 - 30 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 234.2.2 Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 24 - 29 . . . . . . . . 234.2.3 Kristallstrukturen der Azobenzole 25 und 26 . . . . . . . . . . . . 25

4.3 Photoschaltbare ω-Aminosäuren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 274.3.1 Synthese und photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 33 - 40 274.3.2 Synthese der ω-Aminosulfonsäure 41 . . . . . . . . . . . . . . . . 314.3.3 Der meta-Effekt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 314.3.4 Berechnete Strukturen der Aminosäuren 37, 40 und 44 . . . . . . 374.3.5 Zusammenhang zwischen der Lage des Absorptionsmaximums

und der thermischen Stabilität . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 404.4 Ullmann-Reaktionen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

4.4.1 Optimierung der Kupplungsbedingungen . . . . . . . . . . . . . 444.4.2 N-Arylierung von Aminosäuren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46

5 Photoschaltbare peptidische Grb2-SH2 Antagonisten 515.1 Die Rolle der SH2-Domänen in der Signaltransduktion . . . . . . . . . . 515.2 Die Grb2-SH2-Domäne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 525.3 Phosphotyrosinbausteine und Analoga . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 55

5.3.1 Synthese des Pmp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 555.4 Synthese peptidischer Grb2-SH2 Antagonisten . . . . . . . . . . . . . . . 57

5.4.1 Zyklische Peptide . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 575.4.2 Synthese des linearen Peptides 77 . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60

vii

Inhaltsverzeichnis

5.4.3 Synthese der photochromen zyklischen Peptide . . . . . . . . . . 64

6 Zusammenfassung und Ausblick 756.1 Aromatische Nitrosoverbindungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 756.2 Azobenzole als molekulare Schalter an Oberflächen . . . . . . . . . . . . 776.3 Photochrome ω-Aminosäuren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 776.4 Photochrome Peptide . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80

7 Experimenteller Teil 837.1 Methoden und Geräte . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 837.2 Versuche zu Kapitel 3: Nitrosoverbindungen . . . . . . . . . . . . . . . . 867.3 Versuche zu Kapitel 4: Azobenzole . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99

7.3.1 Azobenzole als molekulare Schalter an Oberflächen . . . . . . . . 997.3.2 Photoschaltbare ω-Aminosäuren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1037.3.3 Ullmann-Kupplungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 116

7.4 Versuche zu Kapitel 5: Photoschaltbare Peptide . . . . . . . . . . . . . . . 1287.5 Untersuchung der photochromen Eigenschaften . . . . . . . . . . . . . . 1427.6 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung für trans-25 . . . . 1647.7 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung für trans-26 . . . . 166

Spektrenanhang 169

Abbildungsverzeichnis 181

Tabellenverzeichnis 183

Literaturverzeichnis 185

viii

1 Einleitung

Peptide und Proteine spielen eine wichtige Rolle in vielen physiologischen Vorgängenvon enzymatischen Prozessen bis zum Informationstransfer zwischen Zellen. Die bio-logische Funktion eines Proteins wird nicht nur durch die Primärstruktur, die Sequenzder Aminosäuren, sondern auch durch seine dreidimensionale Struktur bestimmt. Da-her besteht im Hinblick auf das rationale Design neuer Peptide oder Peptidomimetikabesonders vor dem Hintergrund der Entschlüsselung des menschlichen Genomes eingroßes Interesse am Verständnis der Faltungsprozesse, unter denen ein Protein seinedreidimensionale Struktur einnimmt. Ein Versagen dieser Prozesse kann zu schwer-wiegenden Erkrankungen führen; eine fehlerhafte Proteinfaltung scheint Auslöser derAlzheimer-Erkrankung und der sog. Prionenerkrankungen wie der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit zu sein.1 Das Phänomen der korrekten Faltung eines Proteins in seine na-tive Konformation illustriert das sogenannte Levinthal-Paradoxon:2 Für ein Proteineiner vergleichsweise geringen Länge von 150 Aminosäuren, von denen jede nur zweikonformationelle Zustände einnehmen könnte, wäre die Gesamtzahl der möglichenKonformationen des gesamten Peptides n = 2150. Unter der Annahme, daß die Kon-formationsänderung einer Aminosäure eine Zehntelpikosekunde in Anspruch nimmt,würde eine rein zufällige Suche des Proteines nach der günstigsten Konformation („ran-dom search“) im ungünstigsten Fall 2150 · 10−13 s, also 4.53·1024 Jahre einnehmen. DieseZahl ist Größenordnungen höher als das Alter der Erde (4.55 · 109 Jahre) oder sogar desUniversums (13.7 · 109 Jahre). Umso erstaunlicher ist es, wie viele Proteine innerhalbvon Sekunden oder sogar Millisekunden in ihre native Konformation falten. Offenbarhaben sich im Laufe der Evolution hocheffiziente Mechanismen zur Proteinfaltung ent-wickelt, die bis heute allerdings noch nicht detailliert verstanden sind. In den letztenJahren sind verschiedene physikalische Techniken wie z. B. die Infrarotspektroskopiemittels Lasertechnik so weit entwickelt worden, daß sie eine Echtzeit-Beobachtung vonbiologischen Prozessen im Femtosekunden-Bereich erlauben. Die Herausforderung istnun die gezielte Initialisierung dieser Prozesse im Nanosekundenbereich.3

Fundamentale biologische Prozesse wie die Photosynthese oder der Sehprozeß wer-den durch Licht gesteuert. Ein weiteres Beispiel ist die lichtinduzierte Morphogenesevon Pflanzen, die beispielsweise die Samenkeimung, die Synthese von Chlorophylloder die Blütenbildung umfaßt. In all diesen Prozessen induziert ein Chromophor(Photoschalter) durch Lichtabsorption eine Reihe physikalischer und chemischer Um-wandlungen in seiner Umgebung.4 Unter Photochromismus versteht man die licht-induzierte reversible Änderung zwischen zwei Zuständen eines Moleküls, die unter-schiedliche Absorptionsspektren besitzen.5 Ein typischer photochromer Prozess ist diecis-trans-Isomerisierung von Doppelbindungen, bei der die Änderung des Absorp-tionsverhaltens mit einer signifikanten Änderung der Molekülgeometrie einhergeht.Das prominenteste Beispiel ist sicherlich die Photoisomerisierung des 11-cis-Retinalszum all-trans-Isomer als Primärreaktion des Sehprozesses.6

1

1 Einleitung

O

Ohν

11-cis-Retinal all-trans-Retinal

Abb. 1.1: Lichtinduzierte Isomerisierung des 11-cis-Retinals

Nach dem Vorbild der Natur kann über den Einbau eines artifiziellen Photoschaltersin das Rückgrat eines Peptides oder Proteins durch die Isomerisierung des Chromo-phores die Konformation des Peptides und damit eventuell auch seine Funktion durchLicht moduliert werden.7 Da durch die moderne Lasertechnologie Licht der gewünsch-ten Wellenlänge und Intensität mittlerweile mit sehr hoher räumlicher und zeitlicherAuflösung eingesetzt werden kann, eignen sich diese Methoden auch zur Untersu-chung der komplexen Vorgänge in lebenden Zellen. Hierüber können neue Einblickein den Prozeß der Proteinfaltung gewonnen werden.

2

2 Zielsetzung

Fundamentale Prozesse im Inneren eukaryotischer Zellen wie die Genexpression, derZellzyklus oder der Zellstoffwechsel werden durch externe Signale gesteuert. Die Sig-naltransduktion, die Weiterleitung von Signalen aus dem extrazellulären Raum anden Zellkern, spielt eine entscheidende Rolle in der Regulation des Zellzykluses. DasWachstumsfaktor-Rezeptor-gebundene Protein 2 (growth factor receptor-bound pro-tein 2/ Grb2) ist ein Adapterprotein, dessen SH2 Domäne phosphorylierte Tyrosinean den zytoplasmatischen Domänen des Rezeptors erkennt. Es spielt eine wichtigeRolle in der Aktivierung der Ras-Signaltransduktionskaskade, über die Zellwachstum,Zelldifferenzierung und Apoptose gesteuert werden und die an der Entstehung vonTumoren beteiligt ist.8 Zyklische Peptide mit einem β-turn um das BindungsmotivpTyr-Val-Asn-Val zeigen eine hohe Affinität gegenüber dieser SH2-Domäne.9 Die In-tegration dieses Bindungsmotivs in ein zyklisches Peptid, dessen Rückgrat durch einephotochrome Aminosäure modifiziert ist, sollte bei geeigneter Ringgröße ein An- undAusschalten des β-turns und somit der Aktivität des Antagonisten ermöglichen. Umeinen möglichst großen biologischen Effekt durch den Schaltvorgang zu erzielen, solltedie lichtinduzierte Isomerisierung des Chromophores mit einer deutlichen Änderungder Molekülgeometrie verbunden sein. Die Isomerisierung von Azobenzolen erfülltdiese Ansprüche (Abbildung 2.1).10 Moroder et al. konnten unter Verwendung derphotochromen ω-Aminosäure 4-(4’-Aminomethylphenylazo)benzoesäure (AMPB) zy-klische Peptide als Modell des Enzymes Thioredoxinreduktase synthetisieren, derenKonformation und Redoxaktivität sich durch die Isomerisierung des Photoschaltersmodulieren läßt.11

H2N

CO2H

NN H2N

NH2

ON

CO2H

NN

NN

hν

hν', ∆

1.0 nm 0.59 nm

Abb. 2.1: Lichtinduzierte Isomerisierung und Retrosynthese der photochromen Aminosäure AMPB

Da der Schlüssel zu einer erfolgreichen Synthese solcher Aminosäuren in der Darstel-lung der Nitrosoverbindung liegt, mußte zuerst eine einfache Methode zur Darstellungunterschiedlich substituierter Nitrosoarene erarbeitet werden.

In einem thematisch abgegrenzten Teil sollten unter Verwendung dieser Nitroso-verbindungen Azobenzole mit Reportergruppen wie Nitrilen oder Estern synthetisiertwerden, die eine Untersuchung von Elementarprozessen in molekularen Schaltern an

3

2 Zielsetzung

Oberflächen mittels diverser physikalischer Methoden ermöglichen. Die photochromenEigenschaften dieser Verbindungen sollten UV/Vis- und NMR-spektroskopisch unter-sucht werden, um ein besseres Verständnis der Substituenteneinflüsse zu erlangen.

Auf der Grundlage der hierbei gewonnenen Erkenntnisse sollten neue azobenzolba-sierte ω-Aminosäuren mit verbesserten photochromen Eigenschaften entwickelt wer-den. Diese sollten mit Hilfe eines auf die Chromophore abgestimmten Syntheseprokollsin zyklische Peptide eingebaut werden, die als photoschaltbare Grb2-SH2-Antagonistenein Studium der Faltungsprozesse und eine Modulation der Wechselwirkung mit derGrb2-SH2 Domäne erlauben.

NN

ValAsn

NN

Val

PropTyr

Y XHN

O

O

NHHN

O

Y

pTyrVal

AsnVal

ProX

O

NH

hν

hν', ∆

X, Y: weitere Aminosäuren als Spacer

Abb. 2.2: Modell der photoschaltbaren Grb2-SH2 Antagonisten

4

3 Aromatische Nitrosoverbindungen

Azobenzole finden seit mehr als 100 Jahren eine breite Anwendung als Farbstoffe undIndikatoren. Die hierfür verwendeten Substanzen werden im allgemeinen durch Azo-kupplung eines Diazoniumsalzes mit einem Kupplungspartner unter elektrophiler aro-matischer Substitution von Wasserstoff hergestellt. Diese Methode liefert ausgezeich-nete Ausbeuten mit Diazoniumsalzen, die stark elektronenziehende Substituenten inpara-Stellung tragen und sehr elektronenreichen Kupplungspartnern (Hydroxy- undAminoaromaten), sie ist jedoch auf dieses Substitutionsmuster beschränkt.12 Über dieReduktion von Nitroaromaten oder die Oxidation von Arylaminen sind Azobenzole z.T. in exzellenten Ausbeuten zugänglich, diese Methode eignet sich jedoch nur zur Syn-these symmetrisch substituierter Azobenzole. Im Bezug auf die Wahl der Substituentenstellt die Mills-Kupplung von Nitrosoarenen mit Arylaminen den breitesten syntheti-schen Zugang zu Azobenzolen dar (siehe Abbildung 3.1).13 Der Schlüsselschritt ist hierdie Synthese der Nitrosoverbindung.

Sowohl aromatische als auch aliphatische Nitrosoverbindungen zeichnen sich durcheine hohe Reaktivität aus, deren Ursache in der geringen Energiedifferenz zwischenihrem höchsten besetzten (HOMO) und dem niedrigsten unbesetzten Molekülorbital(LUMO) liegt. Sie gehen daher eine Vielzahl präparativ potentiell nützlicher Reaktio-nen wie Additionen, Isomerisierungen oder Redoxreaktionen ein. Abbildung 3.1 zeigtbeispielhaft einige dieser Reaktionen. Neben der in der vorliegenden Arbeit vielfachgenutzten Mills-Kondensation mit Arylaminen zu Azobenzolen gehen Nitrosoverbin-dungen elektrocyclische Reaktionen wie En-Reaktionen mit Alkenen14 oder [2+2]- bzw.[4+2]-Cycloadditionen ein.15,16 Als elektrophile Carbonylanaloga werden sie in Addi-tionsreaktionen eingesetzt: Beispielsweise erhält man durch Umsetzung von Nitro-soverbindungen mit Diazomethan Nitrone17 und mit Grignard-Reagenzien substitu-ierte Hydroxylamine18. Ein aktuelles Forschungsgebiet ist die enantioselektive Nitro-so-Aldol-Reaktion zur α-Aminierung oder α-Oxygenierung von Carbonylverbindun-gen.19 Auch als Radikalfänger werden Nitrosoverbindungen verwendet.20

Die hohe Reaktivität bedingt jedoch auch eine Vielzahl von Nebenreaktionen, die dieDarstellung und Reinigung der redoxaktiven Nitrosoverbindungen oft komplizieren.Obwohl eine Vielzahl präparativer Methoden existiert, sind diese selten auf ein brei-tes Spektrum von Nitrosoverbindungen anwendbar.21 Prinzipiell sind Nitrosoarenedurch die Oxidation von Anilinen oder die Reduktion von Nitrobenzolen zu Hydro-xylaminen, die in situ mit Eisen(III)chlorid22 oder tert.-Butylhypochlorid23 oxidiert wer-den, zugänglich (siehe Abbildung 3.2). Hierbei entstehen durch weitere Reduktion derHydroxylamine Arylamine als Nebenprodukte, die durch die vergleichsweise mildenOxidationsmittel Eisen(III)chlorid oder tert.-Butylhypochlorid nicht zu den Nitroso-verbindungen reoxidiert werden können. Weitere Nebenprodukte sind Azoxybenzoledurch Kondensation der Nitrosoverbindungen mit den Hydroxylaminen und teilweiseauch Azobenzole aus Arylaminen und Nitrosoverbindungen. Die Produktverteilung

5


N ORN

O

R

H2NR'

RN

NR'

O

∗∗

ON

OH

R'

N OR

R'NO

R

R'MgCl

N OHR'

R

N OR

H2C

H

NOH

R

∗∗

OOH

CH2N2

H

R

Abb. 3.1: Nitrosoverbindungen in der organischen Synthese (nach Adam et al.14)

ist abhängig von den Reaktionsbedingungen; Lösungsmittel, pH-Wert, Reaktionszeitund Temperatur müssen daher sorgfältig gewählt werden.

NH2

Ox

NHOH

Ox

NO

Ox

NO2

NN

O

Red Red Red

NN

R R R R

R

R

R

R

Abb. 3.2: Redoxreaktionen aromatischer Nitrosoverbindungen

3.1 Reduktion und in situ Oxidation

Die Synthese der photoschaltbarenω-Aminosäure 4-[4’-(9-Fluorenylmethoxycarbonyl-aminomethyl)phenylazo]benzoesäure (Fmoc-AMPB-OH) wurde von Chmielewski etal. bzw. Moroder et al. durch Mills-Kupplung der aus der Nitroverbindung darge-stellten Nitrosoverbindung mit (9-Fluorenyl)methyl-4-aminobenzylcarbamat realisiert(Schema 3.3).22 Ihre Synthesen sind in Abbildung 3.3 dargestellt.

6

3.1 Reduktion und in situ Oxidation

FmocHNNH2

H2NNH2

FmocOSu, DIEA

CH3CN, 76%

HO2C NO2

1) Zn2) FeCl3

HO2C NO

AcOH

11%1FmocHN

CO2HN

N

FmocHNNH2

H2NNO2

1) FmocOSu, DIEA, 92%2) H2, Pd/C, 80%

NO2

1) LiOtBu, 60%2) Zn, NH4Cl3) FeCl3

tBuO2C NO

1) AcOH 2) p-TsOH

67%1 FmocHN

CO2HN

N

O

Cl

1 Die Ausbeute beinhaltet auch die Darstellung der Nitrosoverbindung, die in der zitierten Arbeit nicht separat angegeben wurde.

Chmielewski et al.

Moroder et al.

Abb. 3.3: Literaturbekannte Synthesen der Aminosäure Fmoc-AMPB-OH nach Chmielewski22 undMoroder24

Die Darstellung der Nitrosoverbindung 2 wurde daher zunächst nach Chmielew-ski über die Reduktion der Nitroverbindung und anschließende in situ Oxidation desHydroxylamins erprobt. Die Umsetzung des 4-Nitrobenzoesäurechlorides mit Lithium-tert.-butylat in THF nach einer Vorschrift von Standaert ergab den 4-Nitrobenzoesäure-ester 1 in einer Ausbeute von 86%.25 Dieser wurde in Ethylenglykolmonomethylethermit Zink unter Zusatz von Ammoniumchlorid partiell zum Hydroxylamin reduziert.Hier war eine sorgfältige dünnschichtchromatographische Kontrolle der Reaktion er-forderlich, um den optimalen Zeitpunkt zu bestimmen, an dem die in situ Oxidationdurch Zugabe von Eisen(III)chlorid bei 0 ◦C gestartet werden konnte. In einem Maßstabvon 22 mmol konnte die Nitrosoverbindung 2 nach chromatographischer Reinigung,die zur Abtrennung des Nebenproduktes 4-Aminobenzoesäure-tert.-butylester erfor-derlich war, in einer Ausbeute von 70% erhalten werden. Dieses Ergebnis ließ sichjedoch in größeren Ansätzen nicht reproduzieren; hier kam es teilweise zur Bildungerheblicher Anteile des Azoxybenzoles (siehe Abbildung 3.2). Daher wurde im folgen-den die Oxidation von Arylaminen zur Darstellung aromatischer Nitrosoverbindungenuntersucht.

NO2

O

ClNO2

O

tBuO

LiOtBu1) Zn, NH4Cl

2) FeCl3 70%

NOO

tBuOTHF, RT16 h, 86% 1 2

Schema 3.1: Synthese des 4-Nitrosobenzoesaeure-tert.-butylesters 2

7


3.2 Katalytische Oxidationen

Noch immer stellt die kontrollierte Oxidation organischer Verbindungen eine Heraus-forderung dar, da partiell oxidierte Produkte oft deutlich oxidationsempfindlicher alsihre Vorläufer sind. Ein Beispiel hierfür sind Alkohole, die wesentlich leichter als dieentsprechenden Alkane oxidiert werden. Daher ist eine genaue Auswahl der Oxidan-zien wie auch der Reaktionsbedingungen erforderlich, wenn eine selektive Oxidationmit hohen Ausbeuten erzielt werden soll. Gerade in der Synthese von substituier-ten Nitrosobenzolen als Vorläufer für unsymmetrisch substituierte Azobenzole bietenoxidative Methoden jedoch einen entscheidenden Vorteil: Die hierbei entstehendenNebenprodukte (Nitro- und Azoxybenzole) sind unter den Reaktionsbedingungen deranschließenden Kondensation zum Azobenzol inert, so daß die oft instabilen und karzi-nogenen Nitrosobenzole ohne weitere Reinigung eingesetzt werden können und dieseerst nach der Kondensation auf der Stufe des stabilen Azobenzoles erfolgen kann.

Die Oxidation von Anilin zu Nitrosobenzol mit Hilfe der nach ihm benannten Säu-re (Peroxymonoschwefelsäure) beschrieb Caro bereits 1894.26 Weitere stöchiometri-sche Verfahren verwenden bspw. Peressigsäure, meta-Chlorperbenzoesäure (MCPBA)oder Kaliumpermanganat.21 Zur Herstellung der Persäuren wird Wasserstoffperoxidals Oxidationsmittel verbraucht. Der direkte Einsatz von Wasserstoffperoxid in Oxi-dationsreaktionen hat daher Vorteile gegenüber der Verwendung von Persäuren: DaWasser als Nebenprodukt bei der Oxidation gebildet wird, wird die Reinigung derProdukte erheblich erleichert im Vergleich zur Abtrennung der Carbonsäuren, die alsNebenprodukte bei der Oxidation mit organischen Persäuren entstehen. Des weiterenenthält Wasserstoffperoxid bezogen auf das Molekulargewicht einen sehr hohen Ge-halt an aktivem Sauerstoff (47%), weshalb wasserstoffperoxidvermittelte Reaktionenvielmals ökonomischer und umweltfreundlicher sind. Wasserstoffperoxid ist jedoch imVergleich zu organischen Persäuren kinetisch deutlich inerter, daher erfordern fast alleUmsetzungen den Einsatz eines geeigneten Katalysators, der die Aktivierungsenergiedes Wasserstoffperoxides herabsetzt ohne im Gegenzug den radikalischen Zerfall zubeschleunigen.27 Seit gut zehn Jahren werden katalytische Verfahren zur Oxidationvon Anilinen zu Nitrosobenzolen mit Wasserstoffperoxid untersucht: Mit frühen Über-gangsmetallen wie Wolfram oder Molybdän bildet Wasserstoffperoxid Peroxo- oderHydroperoxymetallspezies, in denen der Sauerstoff einen elektrophileren Charakterals im Wasserstoffperoxid besitzt und daher leichter auf den Stickstoff des Aminesübertragen wird.28–30 Auch Methyltrioxorhenium (MTO) eignet sich als Katalysatorzur selektiven Oxidation diverser Aniline.31

Der Schlüssel zu einer erfolgreichen Synthese liegt bei diesen Methoden in der Ab-trennung der Nitrosoverbindung aus der wäßrigen Phase, in der das Oxidationsmittelund das Amin bzw. das Hydroxylamin vorliegen. Wird diese Abtrennung gewährleis-tet, so kann die Bildung der entsprechenden Nitro-, Azo- und Azoxyverbindungen alsNebenprodukte minimiert werden (vgl. Abbildung 3.2 auf Seite 6). Je nach Löslichkeitder Nitrosoverbindung können die Oxidationen im homogenen Medium (Wasser oderMethanol/Wasser) oder aber in einem zweiphasigen System aus Wasser und einem mitWasser nicht mischbaren organischen Lösungsmittel wie Toluol, Dichlormethan oderPetrolether durchgeführt werden.

8

3.2 Katalytische Oxidationen

Als Modell zur Erprobung dieser Methoden wurde der kommerziell erhältliche4-Aminobenzoesäuremethylester 3 gewählt, da dieser sich als Vorläufer zur Synthesevon photoschaltbaren ω-Aminosäuren auf Azobenzolbasis eignet und die Estergrup-pierung selbst oxidationsstabil ist. Zum Screening der katalytischen Oxidationsbedin-gungen wurden jeweils 100 mg (6 µmol) des Anilines 3 unter den in Tabelle 3.1 aufge-führten Reaktionsbedingungen mit drei Äquivalenten Wasserstoffperoxid bei Raum-temperatur umgesetzt. Das Verhältnis der Produkte wurde per 1H-NMR-Spektroskopiebestimmt.

MeO2C NH2 MeO2C NO

Katalysator,H2O2 (30%)

Lösungsmittel, RTMeO2C N

N CO2Me

O

3 4 5

Eintrag Katalysator Additive Lösungsmittel t Umsatz 4 5(mol%) [h] [%] [%] [%]

1 MTO (20) - MeOH 19 100 0 1

2 MTO (20) - DCM 19 100 0 1

3 Na2WO4 (2) - DCM 22 56 43 134 Na2WO4 (2) - CHCl3 20 63 20 435 Na2WO4 (2) - Pentan/DCM 1:1.7 20 75 26 496 Na2WO4 (10) - DCM 18 97 51 467 Na2WO4 (10) TBAB DCM 18 16 0 168 Na2WO4 (10) TBAB, H3PO4 Pentan/DCM 1:1 18 100 84 169 SeO2 (5) - MeOH 19 100 0 100

10 SeO2 (10) - DCM 22 100 80 2011 SeO2 (10) TBAB, H3PO4 Pentan/DCM 1:1 22 100 82 18

1 Mischung aus Nitro- und Azoxyverbindung erhalten

Tab. 3.1: Oxidationen von 4-Aminobenzoesäuremethylester 3 mit Wasserstoffperoxid

Methyltrioxorhenium (MTO) wurde als homogener Katalysator von Espenson et al.in Methanol bei Raumtemperatur zur Oxidation donorsubstituierter Aniline wie 4-Ani-sidin erfolgreich eingesetzt; mit Chlor als elektronenziehendem Substituenten konntenhingegen nur mäßige Ausbeuten erzielt werden. Als Nebenprodukte wurden die ent-sprechenden Nitro- und Azoxybenzole erhalten. Die Anwendung dieser Reaktionsbe-dingungen auf die Oxidation des Anilines 3 ergab nach vollständigem Umsatz (19 h)nur eine Mischung des Azoxybenzoles 5 und der entprechenden Nitroverbindung,sowohl in Methanol als auch in Dichlormethan.

Auch Natriumwolframat (Na2WO4) oder aus selbigem erhaltene Heteroperoxome-tallate können als Katalysatoren für die Oxidation aromatischer Amine eingesetzt wer-den. Die optimalen Reaktionsbedingungen werden durch das Substrat bestimmt; sokonnten Anilin oder elektronenreiche Derivate wie Toluidin oder Anisidin durch Was-serstoffperoxid unter Verwendung von lediglich 0.3 bis 2 mol% Natriumwolframatohne den Zusatz von organischen Lösungsmitteln in sehr guten Ausbeuten zu denentsprechenden Nitrosoverbindungen oxidiert werden.32 Da die im Rahmen dieser Ar-beit gewählte Modellverbindung 3 bei Raumtemperatur nicht flüssig ist, wurde diese

9


Reaktion unter Zusatz verschiedener Lösungsmittel durchgeführt. Die Verwendungvon 2 mol% Natriumwolframat in mit Wasser nicht mischbaren organischen Lösungs-mitteln wie Chloroform, Dichlormethan oder einer Mischung aus Dichlormethan undPentan ergab nach einer Reaktionszeit von 20 h bei Raumtemperatur eine Mischungaus Nitroso- und Azoxyverbindung mit einem Gehalt an Nitrosoverbindung von 20bis 43%, allerdings konnte kein vollständiger Umsatz erzielt werden. Durch die Ver-wendung von 10 mol% des Katalysators konnte nach einer Reaktionszeit von 18 hein nahezu vollständiger Umsatz des Amines mit einem Anteil von 51% Nitrosover-bindung erreicht werden. Die Anwendung von Tetrabutylammoniumbromid (TBAB)als Phasentransferkatalysator in Dichlormethan verlangsamte die Reaktion und führteausschließlich zur Bildung der Azoxyverbindung. Durch Zusatz von Phosphorsäure(H3PO4), wie von Mel’nikov et al. für ähnliche Aniline beschrieben,28 konnte jedochnach 18 h bei vollständigem Umsatz ein Gehalt von 84% Nitrosoverbindung erhaltenwerden. Ob diese Änderung der Selektivität unter Zusatz von Säure auf einen Wechselder katalytisch aktiven Spezies zurückzuführen ist oder lediglich darauf, daß im Sau-ren die Kupplung des intermediär gebildeten Hydroxylamines mit dem Edukt zumAzoxybenzol langsamer abläuft bzw. die Nitrosoverbindung im Sauren eine geringereLöslichkeit besitzt, wurde von den Autoren nicht untersucht.

MTO wie auch Na2WO4 werden als Katalysatoren zur Oxidation sekundärer aliphati-scher Amine zu Nitronen mit Wasserstoffperoxid eingesetzt.33, 34 Wie bei der Oxidationprimärer aromatischer Amine zu Nitrosoarenen handelt es sich um eine Oxidation, beider insgesamt vier Elektronen übertragen werden und ein Hydroxylamin als Zwischen-stufe durchlaufen wird. Daher schien es naheliegend, die Verwendung von Selendioxid(SeO2) zu erproben, das 1987 von Murahashi als effizienter Katalysator für die Nitron-synthese etabliert worden war.35 Die Verwendung von 5 mol% SeO2 in Methanol ergabnach einer Reaktionszeit von 19 h selektiv das Azoxybenzol 5 in quantitativer Aus-beute. Diese Methode könnte somit einen neuen Zugang zur Synthese symmetrischsubstituierter Azoxybenzole darstellen, die u. a. als Flüssigkristalle Anwendung fin-den. Durch Verwendung von 10 mol% des Katalysators in Dichlormethan konnte dieProduktselektivität der Oxidation umgekehrt werden, so daß die Nitrosoverbindungals Hauptprodukt mit einem Anteil von 80% erhalten wurde. Der Zusatz von Tetrabu-tylammoniumbromid und Phosphorsäure führte hier nur zu einer geringen Steigerungdes Gehaltes an Nitrosoverbindung. Murahashi postulierte als katalytisch aktive Speziedie perselenige Säure, die das Amin zunächst unter Bildung der selenigen Säure zumHydroxylamin oxidiert. Durch den Zerfall der selenigen Säure in Selendioxid und Was-ser wird Selendioxid regeneriert, das durch Wasserstoffperoxid zur perselenigen Säurereoxidiert wird. Diese oxidiert das Hydroxylamin in einem zweiten Oxidationsschrittschließlich zum Nitron (Abbildung 3.4).35 Ein analoger Mechanismus könnte auch fürdie Oxidation aromatischer Amine zu Nitrosoarenen formuliert werden.

Die Ergebnisse der katalytischen Oxidationen stellen zwar einen vielversprechendenAusgangspunkt dar, sind aber im Bezug auf die Reaktionszeiten und die Produktrein-heiten kein optimaler Zugang zu substituierten Nitrosobenzolen im Labormaßstab.Daher wurde im folgenden die stöchiometrische Oxidation unter Verwendung vonOxon untersucht.

10

3.3 Oxidationen mit Oxon

SeO

OHOOH

H2O2

NH

RR'

N RR'

OHSeO

OHHO

SeO2

SeO

OHOOHSe

O

OHHO

H2OH2O2

N RR'

OH

N RR'

O

H2O

SeO2

H2O

Abb. 3.4: Katalysezyklus der SeO2-katalysierten Aminoxidation nach Murahashi35


Oxon ist ein von der Caroschen Säure abgeleitetes Salz der Zusammensetzung 2 KHSO5·

KHSO4·K2SO4, dessen oxidativ wirksamer Bestandteil Kaliumperoxomonosulfat ist.Das Standardelektrodenpotential E◦ des Peroxomonosulfat-Hydrogensulfat-Paares be-trägt -1.44 V.36 Oxon ist nicht toxisch, im Gegensatz zur Caroschen Säure nicht explosivund kommerziell günstig erhältlich. Die Verwendung von Oxon in reinem Wasserführte nach einer Reaktionszeit von 7 h zu einem Umsatz von 79% unter Bildung einesProduktgemisches aus 73% Nitrosoverbindung 4 und 7% Azoxybenzol 5. Unter Ver-wendung des zweiphasigen Lösungsmittelgemisches aus Wasser und Dichlormethan,das sich bei der Optimierung der katalytischen Reaktionen mit Wasserstoffperoxid alseffektivstes erwiesen hatte, konnte der 4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4 nach ledig-lich 30 min Reaktionszeit in quantitativer Ausbeute mit einer per 1H-NMR ermitteltenReinheit von 94% erhalten werden. Nach Umkristallisation aus Dichlormethan erhieltman den Ester 4 in 90% Ausbeute. Diese Methode ließ sich problemlos auf einen grö-ßeren Maßstab übertragen: 80 mmol des 4-Aminobenzoesäureesters ließen sich ebensoschnell und sauber oxidieren.

Um die Anwendungsbreite dieser Methode zu evaluieren, wurde die Reaktion anweiteren substituierten Anilinen erprobt. Die Tabelle 3.2 auf der nächsten Seite stelltdie Ergebnisse dieser Oxidationen zusammenfassend dar. Besonders für Aniline mitstark elektronenziehenden Substituenten wie Carbonsäuren, Carbonsäureestern, Nitri-len und Nitrogruppen, die sich mit vielen katalytischen Verfahren unter Verwendungvon Wasserstoffperoxid entweder gar nicht, nur in geringen Ausbeuten oder unter deut-lich längeren Reaktionszeiten zur Nitrosoverbindung oxidieren ließen, zeigt sich dieOxidation im zweiphasigen System unter Verwendung von Oxon deutlich überlegen.4-Brom- und 4-Ethylanilin konnten ebenfalls in guten Ausbeuten zu den entsprechen-den Nitrosoverbindungen umgesetzt werden. Trotz der Azidität der wäßrigen Oxonlö-sung gelang es unter den zweiphasigen Reaktionsbedingungen, 4-Aminobenzyl-tert.-butylcarbamat 15 mit befriedigenden Ausbeuten ohne Verlust der Schutzgruppe in dieNitrosoverbindung 16 zu überführen.

Nur bedingt geeignet ist dieses Verfahren zur Oxidation vergleichsweise gut wasser-löslicher Substanzen. Die Oxidation von Sulfanilsäure und 4-Aminophenylessigsäure

11


NH2 NOOxon

H2O/DCM, RTR R

Edukt Produkt Nr. t[h]

Rohaus-beute [%]

Rein-heit [%]

Ausbeu-te [%]1

MeO2C NH2 MeO2C NO 4 0.5 quant. 94 90 (A)

NH2

MeO2C

NO

MeO2C6 3 quant. 92 89 (B)

HO2C NH2 HO2C NO 7 1 quant. ≥95 –2

NH2

HO2C

NO

HO2C8 3.5 96 ≥95 –2

NH2NC NONC 9 1.5 98 95 –2

NH2

NC

NO

NC

10 3 96 90 Zersetz.(D)

NH2

O2N

NO

O2N11 2 99 90 89 (C)

NH2Br NOBr 12 3.5 quant. 80 70 (C)

NH2 NO 13 12 quant. 66 65 (E)

NH2

MeO2C

NO

MeO2C

14 3.5 96 ≥95 –2

NH2BocHN

NOBocHN

16 9.5 quant. 70 60 (D, A)

NH2HO

NOHO

17 1 45 75 Zersetz.(D)

NH2HO2C

NO2HO2C

18 3.5 75 ≥95 –2

O3S NH2Bu4N O3S NOBu4N 20 0.5 97 85 Zersetz.(D)

NH2HO NO2HO 21 17 60 ≥95 59 (D)

1 Reinigung per A: Umkristallisation, B: Wasserdampfdestillation, C: Sublimation, D:Chromatographie, E: Destillation 2 keine Reinigung vorgenommen

Tab. 3.2: Oxidation substituierter Aniline mit Oxon im zweiphasigen System

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NH2

NH2

NH

NH

N

NNH2

NH2

H2N

NH2

Ox.NH2

NH2

Abb. 3.5: Bildung der Bandrowski-Base aus para-Phenylendiamin

ergab als isolierte Produkte lediglich die entsprechenden Nitroverbindungen. DurchÜberführen der freien Sulfanilsäure in das Tetrabutylammoniumsalz 19, welches so-wohl in Wasser als auch in organischen Lösungsmitteln wie Dichlormethan gut löslichist, konnte dieses Problem umgangen werden: Die Löslichkeit des Salzes in der organi-schen Phase scheint wiederum die Separation der Nitrosoverbindung vom Oxidations-mittel und dem Hydroxylamin zu gewährleisten, so daß die Nitrosoverbindung 20 ineiner Ausbeute von 97% mit einer per 1H-NMR-ermittelten Reinheit von 85% gewon-nen werden konnte. Versuche, die Reinheit durch Chromatographie an Kieselgel bzw.Florisil zu verbessern, führten zur partiellen Zersetzung des Produktes.

Eindeutig nicht geeignet scheint das Verfahren zur Oxidation sehr elektronenrei-cher und damit oxidationsempfindlicher Aniline: Nach Oxidation von 4-Aminophenolunter den Standardbedingungen (zwei Äquivalente des Oxidationsmittels, Reaktionbei Raumtemperatur) wurde lediglich 4-Nitrophenol in einer Ausbeute von 59% iso-liert. Auch das Herabsetzten der Äquivalente des Oxidationsmittels auf die stöchio-metrisch erforderliche Menge ergab als isolierbares Produkt lediglich 4-Nitrophenol ineiner Ausbeute von 35% sowie nicht umgesetztes 4-Aminophenol. Das Problem derÜberoxidation trat auch bei den monoacetylierten Phenylendiaminen para- und meta-Aminoacetanilid auf. In diesen Fällen erfolgte jedoch keine Oxidation zu den entspre-chenden Nitroverbindungen, sondern die Bildung schwarz-brauner oligomerer oderpolymerer Kupplungsprodukte. Da diese nicht näher charakterisiert wurden, sind sie inTabelle 3.2 nicht aufgeführt. Wahrscheinlich handelt es sich hierbei um Verbindungen,die in ihren Strukturen der Bandrowski-Base (N,N’-Bis(4-Aminophenyl)-2,5-diamino-1,4-chinondiimin) bzw. dem Anilinschwarz verwandt sind. Para-Phenylendiamin wirddurch diverse Oxidationsmittel zunächst zum Phenylendiimin oxidiert, welches vonweiterem Phenylendiamin in einer Michael-Addition unter Bildung der Bandrowski-Base angegriffen wird, die seit mehr als 100 Jahren als Oxidationshaarfärbemittel ge-nutzt wird (Abbildung 3.5).37 Aromatische wie auch aliphatische Nitrosoverbindungenliegen in Lösung, in der Schmelze und in der Gasphase hauptsächlich in der intensivgrün oder blau gefärbten monomeren Form vor, während im festen Zustand die farblo-sen bzw. gelblich gefärbten trans- und cis-Dimere überwiegen (s. Abbildung 3.6).21 DieLage des Gleichgewichtes wird außerdem durch die Substituenten beeinflußt: Elektro-nenliefernde Substituenten in para-Stellung verschieben die Lage des Monomer-Dimer-Gleichgewichtes auf die Seite des Monomers, in dem die Nitrosofunktion nicht durchintermolekulare Wechselwirkungen stabilisiert und sterisch abgeschirmt ist. Diese feh-lende sterische Abschirmung könnte ein weiterer Grund für die Oxidationsempfind-lichkeit elektronenreicher Aniline sein.

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RN

O

NN

RR

NNR

Rcis-Dimertrans-Dimer

O

OO

O

Abb. 3.6: Gleichgewicht zwischen dimeren und monomeren Nitrosoverbindungen

Eine Reinigung der teilweise instabilen Nitrosoverbindungen zur Abtrennung derNebenprodukte Azoxybenzol und eventuell Nitrobenzol muß, wie bereits in Kapitel3.2 erwähnt, nicht erfolgen, wenn die Nitrosobenzole zur Kondensation mit Anilinenin der Azobenzolsynthese eingesetzt werden sollen. Im Hinblick auf die bekannte Toxi-zität und Karzinogenität aromatischer Nitrosoverbindungen erscheint dieses Vorgehensogar empfehlenswert. Zu analytischen Zwecken wurden dennoch verschiedene Rei-nigungsmethoden erprobt: Vor allem schonende Methoden wie die Sublimation imHochvakuum bei möglichst niedrigen Temperaturen und die Wasserdampfdestillationeignen sich zur Reinigung der empfindlichen redoxaktiven Verbindungen, währendChromatographie sowohl an Kieselgel als auch an Florisil oft zur partiellen Zersetzungder Produkte führt.

3.3.1 Hetero-Diels-Alder-Reaktionen

Ein zunehmend wichtiger Aspekt der modernen Chemie ist die Suche nach umwelt-freundlichen Syntheseverfahren. Die sog. „grüne Chemie“ (green chemistry) beschäftigtsich mit der Minimierung des bei chemischen Prozessen entstehenden Abfalles durchVerwendung katalytischer Verfahren und nicht toxischer Reagenzien. Das größte Po-tential liegt jedoch in der Wahl umweltfreundlicher Lösungsmittel, da diese oft in weitgrößeren Mengen als die eigentlichen Reaktanden eingesetzt werden müssen. Untersicherheitstechnischen, ökonomischen und ökologischen Aspekten ist Wasser, das Lö-sungsmittel der Natur, die beste Wahl. Lange Zeit galt das Dogma „corpora non aguntnisi soluta“ (Substanzen reagieren nicht, wenn sie nicht gelöst sind). Mittlerweile sindjedoch eine Reihe von Reaktionen zwischen in Wasser unlöslichen Reaktanden be-kannt. Vor allem im Bereich der pericyclischen Reaktionen wie Diels-Alder-Reaktionenoder Claisen-Umlagerungen nutzt man heutzutage die Vorteile des Wassers als Lö-sungsmittel, zu denen neben den okönomischen und ökologischen Aspekten auch diesimple Aufarbeitung zählt. Ein ganz entscheidender Vorteil ist jedoch die deutlicheBeschleunigung solcher Reaktionen „auf dem Wasser“ (on water reactions).38

Obwohl bereits Diels und Alder selbst 1931 die Cycloaddition zwischen Furan undMaleinsäure in Wasser durchführten,39 quantifizierten erst 1980 Rideout und Breslowden beschleunigende Effekt des Wassers auf Diels-Alder-Reaktionen.40 In Abhängig-keit von den Substraten kann durch Verwendung von Wasser als Lösungsmittel eineBeschleunigung der Reaktion um Faktoren bis zu 104 erzielt werden. Dies ist um-so erstaunlicher, als daß die Diels-Alder-Reaktion lange Zeit als insensitiv gegenüberLösungsmitteleffekten galt. Die Beschleunigung der Reaktionsgeschwindigkeit wirdzum einen auf Wasserstoffbrückenbindungen zwischen dem Lösungsmittel und pola-ren Gruppen der Edukte wie Carbonyl- oder Nitrilfunktionen und zum anderen auf

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hydrophobe Wechselwirkungen zurückgeführt. Zwei unpolare Moleküle reagieren mit-einander zu einem unpolaren, wodurch die hydrophobe Oberfläche, die im Kontakt mitdem Wasser steht, minimiert wird.41, 42 Die Hetero-Diels-Alder-Reaktion zwischen Ni-trosobenzol und Cyclohexadien erfährt eine Beschleunigung um den Faktor 44.3 beimWechsel von Toluol zu Wasser. Dieser vergleichsweise kleine Effekt wird darauf zurück-geführt, daß in den Reaktanden keine Akzeptoren für Wasserstoffbrückenbindungenvorliegen und somit die Beschleunigung nur auf den hydrophoben Wechselwirkungenberuht.43

Die Oxidation primärer aromatischer Amine zu Nitrosoarenen durch Wasserstoff-peroxid in Gegenwart eines Molybdänperoxokomplexes (Oxoperoxo(2,6-pyridindicar-boxylat-O,N,O)(hexamethylphosphortriamid)molybdän(VI)) kann auch in Gegenwartkonjugierter Diene durchgeführt werden. Die intermediär gebildeten Nitrosoarenereagieren mit den Dienen in einer Hetero-Diels-Alder-Reaktion unter Bildung vonDihydro-1,2-oxazinen, die als Strukturelement in pharmakologisch wirksamen Sub-stanzen wie dem antizytostatisch wirksamen FR-900482 auftreten.44 Jørgensen et al.verwendeten Petrolether als Lösungsmittel. Hierdurch kann die Isolierung und Rei-nigung der kanzerogenen Nitrosoverbindungen umgangen werden. Da das OxidansOxon vollständig in Wasser löslich ist und das Verfahren keinen toxischen Kataly-sator benötigt, erschien eine Kombination dieser Oxidationsmethode mit einer an-schließenden Hetero-Diels-Alder-Reaktion unter Ausnutzung der “on water“ Reakti-vität als ein kostengünstiger, „grüner“ Zugang zu Dihydrooxazinen. Die Umsetzungvon 4-Aminobenzoesäuremethylester 3 mit zwei Äquivalenten Oxon in Gegenwart ei-nes Äquivalentes 1,3-Cyclohexadien bei Raumtemperatur in Wasser lieferte nach einerReaktionszeit von 48 h jedoch lediglich den 4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4, derals gelber Feststoff aus dem Reaktionsmedium ausgefallen war. Der Grund hierfürist wahrscheinlich im Monomer-Dimer-Gleichgewicht zu suchen (vgl. Abbildung 3.6):Da die Nitrosoverbindung 4 in Wasser unlöslich ist, bildet sich das Dimer, so daß dieNitrosofunktion nicht mehr als Dienophil zur Verfügung steht. Durch Zusatz von Di-chlormethan wurde die Löslichkeit der Nitrosoverbindung gewährleistet, so daß ineiner Tandemreaktion nach der Oxidation die Cycloaddition ablief (Schema 3.2).

NO

RR

NH2

R

NOOxon

Cyclohexa-1,3-dien

H2O/DCM 4:1, RT

22, R = CO2Me, 50%; 23, R = Cl, 54%

Schema 3.2: Tandemreaktion zur Synthese von Dihydrooxazinen

Unter den Reaktionsbedingungen wurde keine Oxidation des Diens oder des Cy-cloadduktes beobachtet; als Nebenprodukt wurde lediglich ein geringer Anteil des beider Aminoxidation gebildeten Azoxybenzoles beobachtet (ca. 4%, in Abbildung 3.7rot umrandet). Auch 4-Chloranilin konnte unter diesen Reaktionsbedingungen zum 3-Aryl-2-oxa-3-azabicyclo[2.2.2]oct-5-en umgesetzt werden. Die Verwendung von Oxonbietet somit einen einfachen Zugang zu N-Aryldihydrooxazinen, allerdings ist zu-mindest bei den untersuchten Nitrosoverbindungen der Zusatz eines organischen Lö-

15


Abb. 3.7: 1H-NMR-Spektrum des Oxazines 22 vor der Reinigung

sungsmittels erforderlich, wodurch die oben beschriebenen Vorteile der „on water“Reaktivität nicht genutzt werden können. Daß die Ausbeuten trotz eines geringen An-teils an Nebenprodukt nur bei etwa 50% lagen und sich auch durch eine Verlängerungder Reaktionszeit nicht verbessern ließen, ist wahrscheinlich auf ein Gleichgewichtzwischen Diels-Alder- und Retro-Diels-Alder-Reaktion zurückzuführen. Die Konkur-renz von Nitroso-Diels-Alder- und Retro-Diels-Alder-Reaktion in Abhängigkeit vomverwendeten Lösungsmittel ist bereits in der Literatur beschrieben worden.45 Da dieEdukte der Diels-Alder-Reaktion im Hochvakuum flüchtig sind, wurden diese nichtim Rohspektrum beobachtet.

16

4 Azobenzole

Photochromismus ist definiert als lichtinduzierte reversible Änderung zwischen zweiZuständen eines Moleküls, die unterschiedliche Absorptionsspektren besitzen.5 Dop-pelbindungsisomerisierungen, elektrozyklische Reaktionen oder auch die Keto-Enol-Tautomerie können photochemisch induziert werden; dementsprechend werden mitt-lerweile eine Reihe von organischen Molekülen als Photoschalter untersucht. Azo-benzole, Stilbene46 und Hemithioindigos,47 deren photochromer Reaktion eine Dop-pelbindungsisomerisierung zugrunde liegt sowie Spiropyrane und Spirooxazine,48

Diarylethene,48 Fulgide und Fulgimide,48, 49 bei denen eine elektrozyklische Reaktiondurch Licht ausgelöst werden kann, sind einige Beispiele.

Organische Moleküle werden als optische Schalter mittlerweile in verschiedenstenAnwendungsbereichen eingesetzt; die Modulation der Konformation und Aktivität vonBiomolekülen wie Peptiden,11, 50 Proteinen,4, 7 oder DNA,51 molekulare Maschinen,52

photoschaltbare Filme53 und smarte Oberflächen oder die optische Datenspeicherungsind nur einige Beispiele.54, 55 Für die Anwendung in diesen Bereichen müssen folgendegenerelle Anforderungen an einen Photoschalter erfüllt sein:56

1. Die Wellenlänge des zur Isomerisierung verwendeten Lichtes darf nicht mit demfunktionalisierten System interferieren.

2. Da aufgrund der Überlagerung der Absorptionen beider Isomere photochemischoft keine vollständige Isomerisierung erreicht werden kann, sollte zumindest einhoher Anteil des jeweiligen Isomers in beiden photostationären Zuständen (PSS)erzielt werden können.

3. Der Isomerisierungsprozeß sollte ohne Effizienzverlust oft wiederholbar sein,d. h. es sollte kein Bleichen der Schalter durch photochemisch oder thermischinduzierte Nebenreaktionen auftreten.

4. Für die meisten der oben genannten Anwendungen ist eine gewisse thermischeStabilität erforderlich, d. h. die thermische Rückreaktion, die bei vielen Photo-schaltern auftritt, muß im Vergleich zur photochemischen Isomerisierung lang-sam verlaufen. Im Bereich der optischen Datenspeicherung können natürlich nurSysteme verwendet werden, die keine thermische Rückreaktion zeigen. Für dieVerwendung in phototropen Brillengläsern hingegen ist eine sehr schnelle ther-mische Relaxation erforderlich.

5. Beide isomere Zustände müssen ohne Interferenz mit dem funktionalisiertenSystem detektierbar sein.

6. Hohe Quantenausbeuten (definiert als Anzahl der photochemischen Prozesse, diepro absorbiertem Photon ausgelöst werden)5 und eine schnelle photochemischeIsomerisierung garantieren eine effiziente Anwendbarkeit des Systems.

17

4 Azobenzole

4.1 Generelle photochrome Eigenschaften

Aufgrund ihrer mehr als hundertjährigen Verwendung als Farbstoffe und Indikato-ren sind Azobenzole die am weitesten verbreitete und am besten untersuchte Klassephotochromer Substanzen. Dies ist neben dem guten synthetischen Zugang auf ihrebesonderen photochromen Eigenschaften zurückzuführen:

1. Azobenzol ist thermisch und gegen Bestrahlung mit Licht im ultravioletten undsichtbaren Bereich stabil. Photochemisch induzierte Nebenreaktionen wie diePhotozyklisierung, die Photoreduktion oder die Photooxidation haben sehr ge-ringe Quantenausbeuten. Da somit photoinduziertes Bleichen weitestgehend aus-geschlosssen werden kann und die Isomerisierung zudem reversibel ist, läßt sicheine hohe Anzahl an Schaltzyklen realisieren.

2. Mit der Isomerisierung geht eine deutliche Änderung des Absorptionsverhaltenseinher (Absorptionsspektren der im Rahmen der vorliegenden Arbeit untersuch-ten Verbindungen sind in Kapitel 7.5 auf Seite 142 ff. abgebildet). Durch diesesignifikanten Unterschiede in den Absorptionsspektren der Isomere gelingt invielen Fällen eine Anreicherung eines Isomers im photostationären Zustand (PSS)von über 80%, z.T. sogar über 90% durch Selektion der Anregungswellenlänge.

3. Die photochemische Isomerisierung zeichnet sich durch vergleichsweise hoheQuantenausbeuten für beide Isomerisierungsprozesse aus. Der Wert der Quan-tenausbeute ist abhängig vom Substitutionsmuster des Photoschalters und demLösungsmittel, in dem die Isomerisierung erfolgt; typische Werte liegen bspw.bei φtrans→cis ≈ 0.10 und φcis→trans = 0.27 - 0.44 für die trans→cis- bzw. cis→trans-Isomerisierung des π-π∗-Überganges im ultravioletten Spektralbereich. Im n-π∗-Übergang (Spektralbereich des sichtbaren Lichtes) werden Quantenausbeutenvon φtrans→cis = 0.20 - 0.31 für die trans→cis-Isomerisierung bzw. φcis→trans = 0.40- 0.75 für die cis→trans-Isomerisierung beobachtet.10

4. Durch die Isomerisierung verändert sich die Molekülgeometrie deutlich: Im Fal-le des Azobenzoles selbst verringert sich der Abstand der para-Positionen von10 Å im trans-Isomer auf 5.9 Å im cis-Isomer (vgl. Abbildung 2.1 auf Seite 3);gleichzeitig entsteht ein Dipolmoment von etwa 3 D.10 Während Azobenzol inder trans-Konfiguration planar ist, nimmt das cis-Isomer eine Konformation ein,in der die beiden Phenylringe um einen Winkel von 53.3◦ gegeneinander verdrilltsind (vgl. Abbildung 4.1).57

5. Die Isomerisierung des Azobenzoles ist vor allem bei donor-akzeptorsubstituier-ten Azobenzolen ein sehr schneller Prozeß, der in Abhängigkeit vom Substituti-onsmuster innerhalb von etwa 100 fs bis 20 ps abläuft.58

Das Absorptionsspektrum des Azobenzoles zeigt drei Absorptionsbanden im sicht-baren und ultravioletten Spektralbereich, die den drei zugänglichen angeregten Singu-lett-Zuständen des Azobenzoles entsprechen. In Übereinstimmung mit experimentel-len Daten lassen sich diese anhand der MO-Theorie erläutern und auch für substituierte

18

4.1 Generelle photochrome Eigenschaften

UV

Vis o. ∆

trans-Azobenzol cis-Azobenzol

NN

NN

Inversion

Rotation

Abb. 4.1: Isomerisierung des Azobenzoles

Azobenzole vorhersagen.59 In Abbildung 4.2 sind die relevanten Grenzorbitale in ei-nem Molekülorbitaldiagramm nach Griffith dargestellt.59 Die nichtbindenden Orbitaleder beiden Stickstoffatome treten miteinander in Wechselwirkung und bilden die Or-bitale na und ns. Daneben sind die jeweils drei höchsten besetzten und niedrigstenunbesetzten π-Orbitale dargestellt. Der teilweise symmetrieverbotene n-π∗-Übergang(S0→ S1) ist der energieärmste Übergang, dessen Maximum im sichtbaren Bereich liegt(440 nm in der trans- und 430 nm in der cis-Form für unsubstituiertes Azobenzol). Dererlaubte π-π∗-Übergang (S0 → S2) liegt im UV-Bereich (314 nm bzw. 280 nm für trans-bzw. cis-Azobenzol). Der große Unterschied in der Lage des Absorptionsmaximums istdurch die verdrillte Konformation des cis-Isomers zu erklären, in der die Konjugati-on vermindert wird. Die höchste Energie benötigen die φ-φ∗-Übergänge (230 nm und240 nm). Befindet sich ein elektronenschiebender Substituent mit freien Elektronenpaa-ren in direkter Konjugation zur N=N-Doppelbindung wie eine Hydroxyl- oder eineAminogruppe in para-Position, so muß das Orbitalschema um ein π-Orbital mit zweiElektronen ergänzt werden, das in Abbildung 4.2 in Klammern dargestellt ist. Hierbeihandelt es sich um ein nichtbindendes Elektronenpaar, das energetisch näher an demunbesetzten π∗-Orbital liegt als die besetzten Orbitale des unsubstituierten Azobenzo-les. Dadurch ist bei solchen Systemen der π-π∗-Übergang energetisch oft niedriger alsder n-π∗-Übergang.

Das unterschiedliche Absorptionsverhalten der beiden Isomere ermöglicht ihre pho-tochemische Transformation. Durch Bestrahlung mit Licht erhält man ein photostatio-näres Gleichgewicht (PSS) beider Isomere, dessen Zusammensetzung über die Wel-lenlänge des eingestrahlten Lichtes variiert werden kann. Im Bereich der π-π∗-Bandesind die Extinktionskoeffizienten des cis-Isomers deutlich geringer als die des trans-Isomers und außerdem zu geringeren Wellenlängen verschoben; eine Bestrahlung indiesem Wellenlängenbereich verschiebt das Gleichgewicht zugunsten des cis-Isomers.Bei Bestrahlung mit Licht einer Wellenlänge, die im Bereich des n-π∗-Überganges liegt,

19

4 Azobenzole

E

φ1 φ2

π1

φ1∗ φ2

∗

π1∗

na

ns

Abb. 4.2: MO-Diagramm der Azobenzole59

1 2 31: Azobenzol2: 4-Aminoazobenzol3: 4-Nitro-4-aminoazobenzol

norm

iert

e A

bsor

ptio

n

300 400 500 600 700Wellenlänge λ [nm]

Abb. 4.3: Absorption verschiedener Azobenzole10

wird das trans-Isomer begünstigt. Entsprechend der relativen Lage ihrer n-π∗- undπ-π∗-Übergänge (vgl. Abbildung 4.3), deren energetischer Abstand stark durch Substi-tuenten beeinflußt wird, teilte Rau substituierte Azobenzole in drei Klassen ein:60

Die UV/Vis-Spektren der trans-Isomere von Verbindungen des Azobenzoltyps (Typ1 in Abbildung 4.3) zeigen drei separate Absorptionsbanden. Die schwächste (ǫ =405 M−1·cm−1) und zugleich energieärmste Bande liegt in der Region zwischen 400und 500 nm und entspricht dem symmetrieverbotenen n-π∗-Übergang des Azobenzo-les (C2h). Das Absorptionsmaximum des weitaus intensiveren π-π∗-Überganges (ǫ =23 000 M-1·cm−1) liegt bei λmax = 316 nm; die beiden Übergänge sind deutlich separiert.Ein weiterer π-π∗-Übergang (ǫ = 14 400 M·cm−1) liegt bei 229 nm. Der n-π∗-Übergangder cis-Isomere bei 440 nm ist erlaubt gemäß der C2v-Symmetrie. Daher ist hier derExtinktionskoeffizient deutlich höher (ǫ = 1 250 M·cm−1). Der π-π∗-Übergang der cis-Isomere besitzt kein ausgeprägtes Maximum; er ist bei etwa 274 nm lokalisiert (ǫ =5 000 M·cm−1). Die Lösungsmitteleinflüsse auf die Lage der spektralen Banden sind beiMolekülen des Azobenzoltyps gering. Auch viele substituierte Azobenzole gehören ih-ren photochemischen Eigenschaften gemäß zum Azobenzoltyp. Das trans-Isomer desAzobenzoles ist 50 bis 55 kJ·mol−1 thermodynamisch stabiler als das cis-Isomer. Den-noch kann das cis-Isomer isoliert und sogar kristallisiert werden,57 da es aufgrund derAktivierungsenergie der cis-trans-Isomerisierung von 95 kJ·mol−1 in Lösung kinetischrelativ inert ist und bei Raumtemperatur in Lösung eine Halbwertszeit von mehrerenTagen hat.10

Moleküle des Aminoazobenzoltyps enthalten einen guten Elektronendonor als Sub-stituenten (wie bspw. eine Amino- oder eine Hydroxylgruppe in ortho- oder para-Position), wodurch der π-π∗-Übergang deutlich bathochrom verschoben wird, wäh-rend die Lage des n-π∗-Überganges gegenüber dem unsubstituierten Azobenzol nahezukonstant bleibt. Da die energetische Lage beider Übergänge sehr ähnlich ist und insbe-sondere die des π-π∗-Überganges stark abhängig von der Polarität des Lösungsmittelsist (Solvatochromie), kann es zu einer Überlagerung der beiden Banden kommen. Diesist an der Schulter im UV/Vis-Spektrum des 4-Aminoazobenzoles bei etwa 450 nm zuerkennen (Typ 2 in Abbildung 4.3). Die thermischen Halbwertszeiten sind deutlichkürzer als bei Molekülen des Azobenzoltyps; als typischer Vertreter dieser Klasse hat

20

4.2 Azobenzole als molekulare Schalter an Oberflächen

N,N-Dimethylaminoazobenzol eine Halbwertszeit τ1/2 = 220 min bei Raumtemperaturin Toluol.61

In Pseudostilbenen (Typ 3 in Abbildung 4.3 auf der vorherigen Seite) ist der π-π∗-Übergang der energieärmste und überdeckt den n-π∗-Übergang. Diese Umordnungist auf eine energetische Absenkung des π-π∗-Überganges durch eine ausgedehntereKonjugation bei Donor-Akzeptorsubstitution zurückzuführen. Die Lage der Bandenund die thermische Halbwertszeit wird stark von der Polarität des Lösungsmittels unddem pH-Wert beeinflußt: Mit steigender Lösungsmittelpolarität wird die maximaleAbsorptionswellenlänge bathochrom verschoben (positive Solvatochromie). Für N,N-4-Diethylamino-4’-nitroazobenzol wurde bei Raumtemperatur in Hexan eine Halb-wertszeit τ1/2 = 99 s ermittelt, während sie in N-Methylformamid nur 1.15 ms betrug.10

Als Mechanismus der thermischen Isomerisierung von Molekülen des Azobenzol-typs ist die Inversion weitestgehend akzeptiert (s. Abbildung 4.1), bei der eine Re-hybridisierung der n- und σ-Elektronen eines Stickstoffes der Azogruppe zu einemsemilinearen Übergangszustand führt. Ob die thermische Isomerisierung der Pseu-dostilbene über Inversion oder in Analogie zu den Stilbenen über Rotation um eineN-N-Einfachbindung verläuft, bleibt hingegen trotz intensiver experimenteller undtheoretischer Untersuchungen noch immer Gegenstand intensiver Debatten, ebensowie die Frage der photochemischen Isomerisierung der Azobenzole jeglichen Typs.10, 62


Vor dem Hintergrund der immer weiter voranschreitenden Miniaturisierung von Mi-kroelektronik und Sensorik gewinnen zunehmend Systeme an Bedeutung, in denenwohldefinierte Ensembles aus wenigen Molekülen bis hin zu Einzelmolekülen als Bau-teile von molekularen Schaltkreisen oder Maschinen genutzt werden. Eine Breite vonnur noch 90 nm ist bereits heute Stand der Technik in der Fertigung von Kupferdrähtenfür Computerchips.63 Das aus dem Jahre 1965 stammende Mooresche Gesetz besagt,daß sich die Dichte der Transistoren auf einer integrierten Schaltung alle 24 Monateverdoppelt.64 Bewahrheitet sich die Ankündigung des Chipherstellers Intel, daß diesesGesetz auch noch für die kommenden 15 bis 20 Jahre seine Gültigkeit behalten wer-de, wird man in den nächsten Jahren in molekulare Größenordnungen vordringen, indenen Quanteneffekte eine Rolle spielen. So verlieren beispielsweise Siliziumschichtenihre Bandenstruktur, wenn sie nur noch wenige Atome dick sind.63 Des weiteren istauch zu erwarten, daß die traditionellen lithographischen Verfahren zur Herstellungvon Halbleitern (top-down-Strategie) bald an ihre Grenzen stoßen werden. Die alter-native bottom-up-Strategie der Selbstorganisation organischer Moleküle auf geeignetenTrägermaterialien wie Metall- oder Halbleiteroberflächen scheint hier einen Auswegdarzustellen: Neben der geringen Größe organischer Moleküle und dem synthetischenZugang ist vor allem die Möglichkeit, ihre physikalischen Eigenschaften mit Hilfe desriesigen Repertoires der organischen Synthese zu modifizieren, von besonderer Attrak-tivität.

Zum jetzigen Zeitpunkt besteht jedoch noch ein Bedarf an einem grundlegendenVerständnis der Elementarprozesse, die in einem Schaltermolekül im Kontakt mit einer

21

4 Azobenzole

NN CO2Me

MeO2C NN

NN

NN CN

NC NN

NN

NC NN

OH

HO

OH

MeO2C

CO2Me

MeO2C

CO2Me

NC

CN

24 25 26

27 28

29 30

Abb. 4.4: Übersicht der synthetisierten Azobenzole

Abb. 4.5: RTM-Aufnahme des Dimethyldiesters 25 auf einer Gold(111)-Oberfläche. Die Abbildung ist derDiplomarbeit von Nils Henningsen entnommen.67

Festkörperoberfläche ablaufen sowie an geeigneten Methoden, die Einblick in dieseProzesse geben.65 Aus diesem Grund wurden die in Abbildung 4.4 dargestellten Azo-benzole synthetisiert. Die Verbindungen 24 - 28 sollen im Ultrahochvakuum auf Edel-metalloberflächen wie Kupfer oder Gold und H-terminierte Siliciumoberflächen aufge-bracht werden, an denen mittels Rastertunnelmikroskopie (RTM) das Adsorptions- undSchaltverhalten einzelner Moleküle untersucht werden kann. Hier kann die Isomerisie-rung der Schalter durch Elektronentransfer über die Rastertunnelspitze mit inelastischtunnelnden Elektronen ausgelöst werden.66 Erste Experimente an den Azobenzolen25 und 28 auf Kupfer-und Goldoberflächen sind bereits in der Arbeitsgruppe um JoséIgnacio Pascual durchgeführt worden. Abbildung 4.5 zeigt das mit Hilfe eines Raster-tunnelmikroskopes gewonnene Bild einer Gold(111)-Oberfläche, auf die im Ultrahoch-vakuum Moleküle des Dimethyldiesters 25 adsorbiert wurden. Bei Raumtemperatur isteine deutliche Tendenz zur Selbstorganisation der Moleküle zu erkennen: Neben relativungeordneten „Inseln“ von Molekülen ist eine kettenförmige Anordnung der Molekü-

22


NNNO H2N

RT

AcOHR2 R5

R1

R3 R4

R6 R1R2

R3

R4 R5

R6

R1 R2 R3 R4 R5 R6 AB t [h] Ausbeute [%]H CO2Me H H CO2Me H 24 48 96H H CO2Me H H CO2Me 25 20.5 93

Me H CO2Me Me H CO2Me 26 240 93H CN H H CN H 27 120 90H H CN H H CN 28 120 93H CN H H CH2OH H 29 24 78

Tab. 4.1: Synthese der Azobenzole zur Untersuchung von Prozessen an Oberflächen

le mit einer Kettenlänge von bis zu 20 nm zu erkennen, in denen sich die Molekülereißverschlußartig zueinander anordnen.67

Hydroxylfunktionalisierte Derivate wie 29 hingegen erlauben eine kovalente Anbin-dung des Photoschalters an Siliciumoberflächen; hier liegt der Fokus auf der Beobach-tung der Eigenschaften molekularer Ensembles.

4.2.1 Synthese der Azobenzole 24 - 30

Die in Abbildung 4.4 gezeigten Verbindungen wurden in Eisessig durch Mills-Konden-sation von jeweils zwei Äquivalenten der Nitrosoverbindung mit einem Äquivalentdes entsprechenden Amines dargestellt. Das unsymmetrisch substituierte Azobenzol29 wurde wegen des besseren synthetischen Zuganges (vgl. Kapitel 3.3) durch Kon-densation von 4-Nitrosobenzonitril 9 mit 4-Aminobenzylalkohol hergestellt. In Tabel-le 4.1 sind die Ergebnisse der Kondensationen zusammenfassend dargestellt. [4-(4’-Hydroxymethylphenyl)azophenyl]methanol 30 wurde durch Reduktion des Dimethyl-diesters 24 mit Lithiumaluminiumhydrid in THF in einer Ausbeute von 34% erhalten.

4.2.2 Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 24 - 29

Die photochromen Eigenschaften der Azobenzole 24 - 29 wurden UV/Vis- und NMR-spektroskopisch untersucht. Näheres zur Probenvorbereitung, der Auswahl der opti-malen Bestrahlungswellenlänge und der Ermittlung der Halbwertszeit ist dem Experi-mentellen Teil, Kapitel 7.5 auf Seite 142 zu entnehmen. Die Verhältnisse der Isomere inden photostationären Zuständen wurden durch Integration charakteristischer Signaleim 1H-NMR-Spektrum ermittelt. CZ bezeichnet den Anteil an cis-Isomer im PSS dertrans→ cis-Isomerisierung, CE den Anteil an trans-Isomer im PSS der photochemischencis→ trans-Isomerisierung. Die Ermittlung der Halbwertszeit erfolgte UV/Vis- und 1H-NMR-spektroskopisch. Die unterschiedlichen Werte der Halbwertszeiten sind durchdie verwendeten Temperaturen bedingt: Der UV/Vis-spektroskopische Wert τAbs wurdebei 30 ◦C ermittelt, der 1H-NMR-spektroskopische τNMR bei Raumtemperatur. In Kapi-tel 7.5 sind die Graphen zur Ermittlung der Halbwertszeiten mittels linearer Regressi-on für beide Methoden dargestellt. Die lineare Regression der UV/Vis-spektroskopisch

23

4 Azobenzole

ermittelten Werte zeigt ein besseres Bestimmheitsmaß. Die größere Abweichung der1H-NMR-spektroskopisch ermittelten Daten ist u. a. durch Temperaturschwankungenund den Fehler der Integration zu erklären.

Ihrem Absorptionsverhalten gemäß sind alle Verbindungen dem Azobenzoltyp zu-zuordnen: Die Absorptionsbanden der trans-Isomere λmaxE der π-π∗- und n-π∗-Über-gänge bei 315 bis 338 nm bzw. 446 bis 468 nm sind deutlich voneinander getrennt.Durch die Isomerisierung werden die Banden hypsochrom verschoben; da die Bandedes π-π∗-Überganges von cis-konfigurierten Azobenzolen i. a. kein ausgeprägtes Ma-ximum zeigt, ist unter λmaxZ nur die Wellenlänge des n-π∗-Überganges angegeben. DasAuftreten von zwei bzw. drei isosbestischen Punkten in den Absorptionsspektren derVerbindungen zeigt, daß während der thermischen Relaxation keine Nebenreaktionenauftreten und die Stöchiometrie der Reaktion unverändert bleibt.5

AB LM λmaxE λmaxZ isosbest. Punkte ǫ CZ CE τNMR τAbs

[nm] [nm] [nm] [M−1·cm−1] [%] [%] [h] [h]24 DCM 330, 462 439 241, 287, 380 2.39·104 53 – 1 120 2825 DCM 320, 447 432 257, 273, 370 1.67·104 94 88 318 10926 DCM 326, 462 431 265, 278, 385 1.54·104 93 93 230 12527 DCM 329, 468 439 240, 282, 380 1.85·104 50 98 68 2028 DCM 315, 446 431 252, 271, 370 1.24·104 93 92 189 7329 DMSO 338, 451 436 290, 398 2.54·104 – 1 – 1 – 1 19

1 nicht bestimmt

Tab. 4.2: Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 24 - 29

Der Übergang vom para- zum meta-Substitutionsmuster in den konstitutionsisomerenVerbindungen 24/25 und 27/28 bewirkt eine hypsochrome Verschiebung der Absorpti-

24


onsmaxima beider Übergänge. Auch die Lage der isosbestischen Punkte wird hypso-chrom verschoben. Damit einher geht eine Abnahme des Extinktionskoeffizienten.68

Ein Vergleich der thermischen Stabilität der cis-Isomere zeigt eine Verlängerung derHalbwertszeit der Konstitutionsisomere 24 und 25 bzw. 27 und 28 beim Übergangvom para- zum meta-Substitutionsmuster. Dieser „meta-Effekt“ wurde bereits von Ko-miyama et al. für meta- und para-Aminoazobenzol-funktionalisierte Oligonucleotidebeobachtet; in diesem Fall vergrößerte sich die Halbwertszeit unter physiologischenBedingungen um den Faktor 67.51 Auch an symmetrisch 3,3’-dialkoxysubstituiertenAzobenzolen ist dieser Effekt beobachtet worden.68 Eine kurze Lebensdauer des cis-Isomers ist auf elektronische und mesomere Substituenteneffekte zurückzuführen, diedie N=N-Doppelbindung schwächen und damit die Aktivierungsenergie der Isomeri-sierung herabsetzen.69, 70 Da Substituenten in meta-Position nicht in mesomerer Konju-gation mit der N=N-Azobenzoldoppelbindung stehen, ist hier eine Verlängerung derthermischen Stabilität zu erwarten. Abbildung 4.9 in Kapitel 4.3 verdeutlicht dies.

4.2.3 Kristallstrukturen der Azobenzole 25 und 26

Aus Dichlormethan konnten Einkristalle der beiden meta-substituierten Ester 25 und26 erhalten werden, die eine kristallographische Untersuchung mittels Röntgenstruk-turanalyse erlaubten. Die Parameter der Strukturbestimmung sind in den Kapiteln 7.6und 7.7 angegeben. Die Ortep-Plots der verfeinerten Strukturen sind in den Abbil-dungen 4.6 und 4.7 gezeigt. 3,3’-Azodi(benzoesäuremethylester) 25 kristallisiert in dermonoklinen Raumgruppe P21/n mit zwei Molekülen in der Elementarzelle. 3,3’-Azodi-(4-methylbenzoesäuremethylester) 26 hingegen kristallisiert in der monoklinen Raum-gruppe P2 mit nur einem Molekül pro Elementarzelle. Beide Verbindungen liegen in derthermodynamisch stabileren trans-Konfiguration vor und besitzen ein inversionssym-metrisches Zentrum, das in der Mitte der N=N-Doppelbindung liegt. Der Diederwinkelθ (C1-N1-N1’-C1’) beträgt in beiden Verbindungen 180◦. Während in Verbindung 25 dieEstergruppe und der Stickstoff des zweiten Phenylringes trans zueinander angeordnetsind, liegen sie in dem ortho-methylsubstituierten Derivat 26 in einer cis-Anordnungvor, um einer Verdrillung des Systems durch Wechselwirkungen der Methylgruppenmit dem freien Elektronenpaar des Stickstoffes auszuweichen. Dennoch weisen beideSysteme eine leichte Verdrillung der N=N-Doppelbindung um die Ebene der Phenylrin-ge auf, die im ortho-methylierten Derivat 26 mit einem Diederwinkel θ (C2-C1-C6-N1)von 1.2◦ stärker ausgeprägt ist als im Azobenzol 25 mit 0.4◦. Diese Verdrillung stehtim Einklang mit den in der Literatur beschriebenen kristallographischen Daten fürsymmetrisch substituierte Azobenzole.71 Mit der stärkeren Verdrillung des Systemssollte eine hypsochrome Verschiebung des Absorptionsmaximums des Azobenzoles 26

gegenüber 25 einhergehen. Wie der Tabelle 4.2 zu entnehmen ist, wird das Absorptions-maximum jedoch um 6 nm bathochrom verschoben. Dieser Effekt ist bereits an anderenortho-methylsubstituierten Azobenzolen beobachtet worden und wird auf elektronischeEffekte des zusätzlichen Substituenten zurückgeführt.68 In Tabelle 4.3 sind ausgewählteBindungslängen und -winkel zusammengestellt.

Die Länge der N=N-Doppelbindungen liegt im Bereich typischer Werte für sym-metrisch substituierte Azobenzole von 1.22 bis 1.25 Å.71 Die geringe Verkürzung der

25

4 Azobenzole

Bindungswinkel 25 [◦] 26 [◦] Bindungslänge 25 [Å] 26 [Å]C1 N1 N1’ 112.50 114.92 N1 N1’ 1.256 1.239C1 C2 C3 120.84 118.23 N1 C1 1.433 1.423C5 C7 O1 112.99 111.82 C1 C2 1.382 1.402C6 C5 C7 123.03 118.32 C7 O2 1.345 1.136C7 C5 C4 118.63 122.53 O1 C8 1.454 1.442

Tab. 4.3: Ausgewählte Bindungslängen und -winkel für trans-25 und trans-26

Bindungslänge N1-N1’ im Azobenzol 26 ist wahrscheinlich auf die stärkere Verdrillungdes Moleküls zurückzuführen, die eine verminderte Delokalisierung der π-Elektronenzur Folge hat. Dieser Effekt ist auch an der Bindungslänge der Carbonyldoppelbindung(C7-O2) zu beobachten. Gleichzeitig kommt es zu einer Aufweitung des Bindungswin-kels θ (C1-N1-N1’) um 2.42◦ und einer Verlängerung der Bindung C1-C2 um 0.02 Å,die mit 1.40 Å länger als eine typische aromatische C-C-Bindung von 1.39 Å ist. DerBindungswinkel θ (C1-C2-C3) des ortho-substituierten Azobenzoles 26 ist hingegengegenüber der Verbindung 25 um 2.61◦ verringert.

N1

C1

C2

C3C4

C5

C6

O1

O2

C8

C7

Abb. 4.6: Kristallstruktur des 3,3’-Azodi(benzoesäuremethylesters) 25

C9

C7

C8

N1

C1

C6

C5

C4

C3C2

O2

O1

Abb. 4.7: Kristallstruktur des 3,3’-Azodi(4-methylbenzoesäuremethylesters) 26

26

4.3 Photoschaltbare ω-Aminosäuren


Die Idee zur Modulation peptidischer Strukturen durch Licht geht auf Murray Good-man zurück, der bereits in den 60er Jahren die α-Aminosäure 4-(Phenylazo)phenyl-alanin (PAP) zur Modifizierung von Poly-(α)-Aminosäuren nutzte, die durch Kopoly-merisation des Photoschalters mit α-Aminosäuren gewonnen wurden.72 Ein Nachteilsolcher Systeme ist der statistische Einbau mehrerer photochromer Moleküle in einPeptid. Aufgrund der heterogenen Population der isomeren Zustände der Photoschal-termoleküle sind diese Systeme weniger zur Beobachtung der einzelnen schnellenElemente der Peptidfaltung geeignet. Daher wurden seit den 90er Jahren Konzepteuntersucht, die eine gezieltere Modulation der Peptidstruktur durch den Einbau ei-nes Photoschalters an einer definierten Position im Peptid erlauben. Mit Hilfe dieserModellsysteme läßt sich die Lücke zwischen experimentellen Untersuchungen undtheoretischen Modellen zur Vorhersage von Faltungsprozessen schließen.73 Hier sindv. a. die umfangreichen Arbeiten der Arbeitsgruppen um Moroder und Woolley zunennen. Neben der Photomodulation von Ionenkanälen untersuchten Woolley et al. u.a. die Modulation des α-helicalen Anteiles in Peptiden, die über symmetrische Azo-benzollinker in den Seitenketten zyklisiert waren.50, 74 Moroder et al. konnten unterVerwendung der ω-Aminosäuren 4-(4’-Aminophenylazo)benzoesäure (APB) und 4-(4’-Aminomethylphenylazo)benzoesäure (AMPB), die von Ulysse und Chmielewskientwickelt wurde,22 eine Reihe mono- und bizyklischer Peptide synthetisieren, die einStudium der lichtinduzierten Faltungsprozesse und der damit verbundenen Aktivitäts-änderung ermöglichen.11 Motiviert durch diese Erfolge ist die Suche nach neuen Ami-nosäuren mit maßgeschneiderten Eigenschaften ein aktuelles Ziel der Forschung.75–77

NN

H2N

CO2HN

NH2N

CO2HN

N

H2NCO2H

PAP72 APB12, 24 AMPB22, 24

Abb. 4.8: Photochrome Aminosäuren auf Azobenzolbasis

4.3.1 Synthese und photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 3 3 - 40

Die bereits literaturbekannte ω-Aminosäure Fmoc-AMPB 33 war der Ausgangspunktfür die im Rahmen der vorliegenden Arbeit durchgeführten Untersuchungen zur Syn-these photochromer Aminosäuren und Peptide. Die Darstellung der Aminosäure 33

konnte unter Verwendung der in Kapitel 3.3 beschriebenen Nitrosoarensynthese unterdeutlicher Verbesserung der Gesamtausbeute auf drei Stufen reduziert werden (vgl.Abbildung 3.3 auf Seite 7). Die selektive Einführung der Fmoc-Schutzgruppe in benzy-lischer Position des 4-Aminobenzylamines gelang unter Verwendung des AktivestersN-(9-Fluorenylmethoxycarbonyloxy)succinimid mit einer Ausbeute von 98%. Die Um-setzung des geschützten Amines 31 mit einem Überschuß 4-Nitrosobenzoesäure 7 ergabdie ω-Aminosäure Fmoc-AMPB 33 in quantitativer Ausbeute. Die geringe Löslichkeitder Nitrosoverbindung in Eisessig machte den Zusatz von DMSO erforderlich.

27

4 Azobenzole

NH2H2N

FmocOSu, NaHCO3THF/H2O 1:1

RT, 24 h, 98%

NH2FmocHN

CO2HON

AcOH/DMSO 1:1 RT, 36 h, quant.

NFmocHN

N CO2H

31

7

33

Schema 4.1: Synthese der ω-Aminosäure Fmoc-AMPB 33

Die Beobachtung von Proteinfaltungsprozessen erfordert ein Schaltelement, dessenphotochemische Isomerisierung im Femto- oder Pikosekundenbereich abläuft. Um je-doch die biologischen Effekte dieser Modulation der Peptidstruktur wie bspw. dieBindungsaffinität an einen Rezeptor zu untersuchen, ist eine thermische Stabilität bei-der isomerer Zustände erforderlich, die auf der Zeitskala dieser Experimente liegt. Einethermische Halbwertszeit von zumindest mehreren Stunden, besser jedoch Tagen istdaher wünschenswert. Eine Verlängerung der Halbwertszeit sollte sich auch bei denω-Aminosäuren durch den meta-Effekt erzielen lassen (vgl. Kapitel 4.2). Die konstitu-tionsisomerenω-Aminosäuren 34 - 36 konnten in sehr guten Ausbeuten unter analogenReaktionsbedingungen hergestellt werden (Abbildung 4.2).


RT, 30 h, 96%

ON AcOH/DMSO 1:1

NFmocHN

N

H2NNH2 FmocHN

NH2

CO2HN

N

CO2H

FmocHN

NN

FmocHNCO2H

NH2

FmocHN

CO2H

32

31/32 7/8

34, 97% 35, quant. 36, quant.

Schema 4.2: Synthese der ω-Aminosäuren 34 - 36

Die photochromen Eigenschaften derω-Aminosäuren 33 - 36 wurden mittels UV/Vis-und 1H-NMR-Spektroskopie in DMSO untersucht. Die trans→cis-Isomerisierung derProben erfolgte durch Bestrahlung mit Licht der Wellenlänge λ = 340 nm, die pho-tochemische cis→trans-Isomerisierung bei λ = 405 nm. Alle vier Aminosäuren sinddem Azobenzoltyp mit deutlich voneinander getrennten Absorptionsbanden der (π-π∗)- und (n-π∗)-Übergänge bei 326 bis 337 nm bzw. 437 bis 450 nm zuzuordnen. DieLage der Banden ist der Tabelle 4.4 zu entnehmen. Die in allen Spektren auftretendeAbsorptionsbande bei 302 nm ist der Fmoc-Gruppe zuzuordnen; sie überlagert teil-weise die isosbestischen Punkte. Wiederum ist eine hypsochrome Verschiebung derAbsorptionsmaxima beim Übergang vom para- zum meta-Substitutionsmuster zu be-obachten, die mit einer größeren thermischen Stabilität des cis-Isomers einhergeht. DieAbsorptionsmaxima und die Halbwertszeiten der meta-, para-substituierten Aminosäu-

28


ren 34 und 35 liegen erwartungsgemäß zwischen den für die Verbindungen 33 und 36

ermittelten Werten. Eine Abnahme des Extinktionskoeffizienten ist hier nicht zu beob-achten, dies liegt jedoch vermutlich an der Meßgenauigkeit. Aufgrund einer stärkerenÜberlagerung der Absorptionsspektren der Isomeren bei den Verbindungen 34 - 36

ergibt sich eine geringere Anreicherung der Isomeren CZ und CE in den photostatio-nären Zuständen im Vergleich zur Aminosäure 33; mit >85% sind diese Werte jedochakzeptabel.

AB LM λmaxE λmaxZ λiso ǫ CZ CE τNMR τAbs

[nm] [nm] [nm] [M−1·cm−1] [%] [%] [h] [h]33 DMSO 337, 450 436 289, 396 2.31·104 98 92 74 4034 DMSO 331, 443 433 387 1.27·104 92 86 241 8535 DMSO 331, 437 430 394 1.45·104 86 86 96 5536 DMSO 326, 444 432 387 1.67·104 92 86 218 135

Tab. 4.4: Photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 33 - 36

Um die Auswirkungen des sterischen Anspruches zu elimineren, den die volumi-nöse Fmoc-Gruppe ausüben kann, wurden auch die photochromen Eigenschaften derfreien Aminosäuren 37 - 40 untersucht. Diese wurden durch Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppe im Basischen und anschließendes Ausfällen der Aminosäuren mit 1NHCl in Ausbeuten von 92 - 99% erhalten (Tabelle 4.5).

Die Absorptionsmaxima des π-π∗-Überganges der freien Aminosäuren 38 - 40 sindgegenüber den Fmoc-geschützten Derivaten leicht hypsochrom verschoben, das Ab-sorptionsmaximum der Verbindung 37 erfährt hingegen eine bathochrome Verschie-bung um 9 nm (Tabelle 4.6). Die Halbwertszeit der freien Aminosäure cis-38 verdoppeltsich nahezu gegenüber dem geschützten Derivat cis-34, während die Entschützung aufdie thermische Stabilität der anderen Aminosäuren nur einen geringen Einfluß hat.

29

4 Azobenzole

20% NaOH (aq), THF

RT, 26 - 60 h, 92-99%NFmocHN

CO2H

NN

H2N

CO2H

N

NH2N

N

NN

CO2H

H2N

NN

H2NCO2H

NH2N

N

CO2H

CO2H

33 - 36 37 - 40

37 38

39 40

Edukt Produkt t [h] Ausbeute [%]33 37 60 9434 38 60 9935 39 44 9636 40 26 92

Tab. 4.5: Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppe

AB LM λmaxE λmaxZ λiso ǫ τAbs

[nm] [nm] [nm] [M−1·cm−1] [h]37 DMSO 346, 453 434 290, 406 1.74·104 3738 DMSO 327, 445 432 273, 390 1.02·104 16039 DMSO 330, 452 434 283, 387 1.35·104 5940 DMSO 324, 446 434 274, 384 1.64·104 152

Tab. 4.6: Photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 37 - 40

30


Auch an den freien Aminosäuren bewirkt der Übergang von der para- zur meta-Substitution eine Vergrößerung der thermischen Stabilität. Dieser Effekt ist bereits beider Verschiebung der Aminomethylenfunktion zu beobachten (37 im Vergleich zu 39),die die Stärke der Doppelbindung nur über induktive Effekte beeinflussen kann; er istjedoch für die Carboxylfunktion, die in para-Position in mesomerer Konjugation zurN=N-Doppelbindung steht, deutlich ausgeprägter (37 im Vergleich zu 38).

4.3.2 Synthese der ω-Aminosulfonsäure 41

Eine weitere Möglichkeit zur Verbesserung der thermischen Lebensdauer des cis-Isomers schien sich durch die Verwendung einer ω-Aminosulfonsäure anstelle einerω-Aminocarbonsäure zu ergeben. Untersuchungen von Pieroni et al. an Polylysinen,deren Seitenketten mit para-(Phenylazophenyl)sulfonamiden modifiziert wurden, zeig-ten, daß diese Polymere im Gegensatz zu den carbonsäureamidmodifizierten bei Raum-temperatur über Wochen stabil sind.78 Auch an push-pull-substituierten Azobenzolenkann eine deutliche Verlängerung der thermischen Stabilität des cis-Isomers um denFaktor 14 beim Wechsel von der Carbonsäure zur Sulfonsäure beobachtet werden.79

Ein Vergleich der thermischen Stabilität des kommerziell erhältlichen 4-(4’-Amino-phenylazo)benzolsulfonsäurenatriumsalzes und des Natriumsalzes der 4-(4’-Amino-phenylazo)benzoesäure 42 bestätigte diese Ergebnisse: Während das Carbonsäuresalzbereits nach 10 min vollständig zur thermodynamisch stabileren trans-Konfigurationrelaxiert war,80 benötigte die Relaxation des Sulfonsäuresalzes mehr als 1 h. Dies istwahrscheinlich auf eine stärkere Delokalisierung der negativen Ladung im Substituen-ten selbst zurückzuführen, durch die der mesomere Effekt auf die N=N-Doppelbindungdes Azobenzoles weniger ausgeprägt ist.

Die ω-Aminosulfonsäure 41 wurde durch Kondensation der Nitrosoverbindung 20

mit dem Fmoc-geschützten Benzylamin 31 erhalten (Schema 4.3). Die absorptionsspek-troskopische Untersuchung ergab eine thermische Halbwertszeit des cis-Isomers cis-41

von 42 h. Dieser Wert liegt nur geringfügig über dem der entsprechenden Carbonsäu-re 33 von 40 h (siehe Tabelle 4.4), daher wurde dieser Ansatz nicht weiter verfolgt.

NH2FmocHN

SO3NBu4ONN

FmocHN

N SO3NBu4

7d RT, 2 d 50 °C43%

AcOH

31 20 41

Schema 4.3: Synthese der ω-Aminosulfonsäure 41

4.3.3 Der meta -Effekt

Der stärkste Einfluß des meta-Effektes sollte an push-pull-substituierten Azobenzolendes Pseudostilbentyps wie 4-(4’-Aminophenylazo)benzoesäure (APB) 42 zu beobach-ten sein. Da diese Aminosäure keine Methylengruppe zwischen dem aromatischenSystem und der Aminofunktion besitzt, ist sie konformationell weniger flexibel, wasbei einer geeigneten Größe des zyklischen Peptides zu einer stärkeren Übertragung dergeometrischen Isomerisierung auf das Peptidrückgrat führt.81 Ein Nachteil ist jedoch

31

4 Azobenzole

die geringe Lebensdauer des cis-Isomers: Untersuchungen von Wachtveitl et al. erga-ben bereits nach 10 min eine vollständige thermische Relaxation des Photoschalters.80

Des weiteren besitzt das phenylische Amin nur eine geringe Basizität, welche durchdie Konjugation mit der Azogruppe und der Carbonsäure noch weiter herabgesetztwird (s. Abbildung 4.9), so daß der Einbau dieser Aminosäure in Peptide nicht un-ter Standard-Peptidkupplungsmethoden erfolgen kann, sondern die Kupplung vonAminosäurefluoriden mit der zuvor silylierten Aminogruppe des APB erfordert.11

NN

H2N

OH

O

NN

HN

OH

OH

NNH

HN

OH

O

NN

H2N

OH

O

NN

H2N

OH

O

Abb. 4.9: Grenzstrukturen der Aminosäure APB

Die Aminogruppe der entprechenden meta-substituierten 3-(3’-Aminophenylazo)-benzoesäure steht nicht in mesomerer Konjugation zur Azogruppe und der Carbon-säure, so daß es eventuell möglich wäre, sie mit Standardkupplungsreagenzien in derPeptidsynthese umzusetzen.

O2NNH2100°C, 12 h, 69% N

N3% NaOHH2N CO2H

CO2HH2N

42

Schema 4.4: Synthese der ω-Aminosäure APB 42

Die Aminosäure APB 42 wurde nach einer Vorschrift von Roos durch Kondensa-tion von 4-Nitrobenzoesäure mit para-Phenylendiamin in 3%iger Natronlauge in ei-ner Ausbeute von 69% erhalten (Schema 4.4).12 3-(3’-Aminophenylazo)benzoesäure(3,3’-APB) 44 konnte nicht unter analogen Bedingungen hergestellt werden: Sowohl in3%iger als auch in 5%iger Natronlauge wurde nach einer Reaktionszeit von 48 h unterRückfluß kein Umsatz beobachtet. Daher wurden verschiedene Syntheserouten über ei-ne Mills-Kupplung erprobt: 3-Nitrosobenzoesäure 8 wurde mit meta-Phenylendiaminin Essigsäure/DMSO 1:1 umgesetzt. Isoliert werden konnten lediglich 3,3’-Azoxydi-benzoesäure und ein schwarzbrauner Feststoff, dessen wäßrige Lösungen im Saurentiefblau gefärbt waren. Auch die Umsetzung der Carbonsäure 8 mit N-(3-Aminophe-nyl)acetamid in Essigsäure/DMSO 1:1 ergab als isolierte Produkte nur die Azoxyver-bindung und einen schwarz-braunen Feststoff. Offensichtlich ist das Oxidationspoten-tial der 3-Nitrosobenzoesäure 8 unter den angewandten Reaktionsbedingungen großgenug, um das vergleichsweise elektronenreiche Amin zu oxidieren. Dies führt zurBildung oligomerer bzw. polymerer Kupplungsprodukte, die bereits bei der Oxidation

32


solcher Amine mit Oxon beobachet wurden (s. Kapitel 3.3 auf Seite 11). Die geringeLöslichkeit der 3-Nitrosobenzoesäure 8 in Eisessig erfordert außerdem den Zusatz vonDMSO, wodurch die Isolierung der Produkte zusätzlich erschwert wird. Daher wurdedie Kondensation mit den geschützten Vorläufern N-(3-Aminophenyl)acetamid und3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6 erprobt, der gut in reinem Eisessig löslich ist undein geringeres Oxidationspotential als die freie Säure besitzt.

Nach Umsetzung von zwei Äquivalenten des Methylesters 6 mit N-(3-Aminophe-nyl)acetamid bei Raumtemperatur konnte nach einer Reaktionszeit von vier Tagenneben den oben beschriebenen Nebenprodukten auch die geschützte Aminosäure 43

isoliert werden. Das polymere Nebenprodukt war in Essigsäureethylester unlöslich undkonnte daher zwar auf einfache Weise abgetrennt werden, seine Bildung führte jedochzu erheblichen Ausbeuteverlusten: 3-(3’-Acetylaminophenylazo)benzoesäuremethyl-ester 43 konnte nach Chromatographie in einer Ausbeute von lediglich 53% erhaltenwerden. Die Umsetzung von zwei Äquivalenten N-(3-Aminophenyl)acetamid mit ei-nem Äquivalent der Nitrosoverbindung 6 erforderte eine deutlich längere Reaktionszeitvon elf Tagen. Auch hierbei wurde der schwarze Feststoff als Nebenprodukt gebildet,allerdings war das Produkt in geringerem Maße durch die Azoxyverbindung verunrei-nigt, so daß die geschützte Aminosäure 43 nach Umkristallisation aus Dichlormethan ineiner Ausbeute von 53% erhalten werden konnte. Der Versuch, die Acetylschutzgruppe

ON

NH2RT, 4d, 53% N

NAcHN

CO2MeCO2Me

AcHN

80 °C, 48 h, quant.

3N HCl

NN

H2N

CO2H

FmocOSu, NaHCO3

A: Dioxan, H2O, RT, 36 h, 87%B: THF, H2O, RT, 11 d, 93%

AcOH

NN

FmocHN

CO2H

6 43

44 45

Schema 4.5: Synthese der ω-Aminosäure 45

in wäßriger Essigsäure abzuspalten,82 ergab nach 24 h unter Rückfluß keinen Umsatz.Die Behandlung mit 9N HCl unter Rückfluß führte zur Zersetzung des Produktes.Die freie Aminosäure 44 konnte in quantitativer Ausbeute durch simultane Hydrolysedes Methylesters und des Acetamides bei 80 ◦C in 3N Salzsäure erhalten werden. DieEinführung der Fmoc-Schutzgruppe in Dioxan/Wasser gelang in einer Ausbeute von87%. Alternativ kann die Fmoc-Schutzgruppe mit einer verbesserten Ausbeute von93% auch in THF/Wasser eingeführt werden; allerdings lag aufgrund der geringen Lös-lichkeit der freien Aminosäure 44 in diesem Lösungsmittelgemisch diese zum größtenTeil als Suspension vor, so daß es einer deutlich längeren Reaktionszeit von elf Tagenbis zum vollständigen Umsatz bedurfte.

Durch die Synthese eines Tripeptides in Lösung konnte gezeigt werden, daß das phe-nylische Amin der Aminosäure 44 hinreichend nukleophil ist, um es unter Standard-peptidkupplungsbedingungen umsetzen zu können. Unter Verwendung des Kupp-lungsreagenzes N-Ethyl-N´-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid (EDC) konnte diefreie Aminosäure 44 mit Valin-tert.-butylester zum Dipeptid 46 umgesetzt werden.Produkte einer Homokupplung der Aminosäure 44 wurden nicht beobachtet. Of-

33

4 Azobenzole

fensichtlich besteht ein deutlicher Unterschied in der Reaktivität der Aminofunktio-nen. Das Dipeptid 46 konnte dennoch unter Verwendung des potenteren Kupplungs-reagenzes O-(1H-6-Chlorbenzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexafluorborat(TCTU) mit einer Ausbeute von 92% in das Tripeptid Boc-Gly-(3,3’-APB)-Val-OtBu 47

überführt werden.

NN

H2N

ONHN

NH2N

CO2H

EDC, HOBt, DIEA

DMF, RT, 36 h, 82%CO2tBuH2N

TCTU, HOBt, DIEA

DMF, RT, 26 h, 92%

CO2HBocHN

OtBu

O

NN

NH

ONH

OtBu

O

BocHN

O

44 46

46

47

Schema 4.6: Synthese des Tripeptides Boc-Gly-(3,3’-APB)-Val-OtBu 47 in Lösung

Um die Gesamtausbeute in der Synthese der Fmoc-geschützten Aminosäure 45 zu op-timieren, wurden zwei Strategien untersucht: Zum einen sollte durch selektive Blockie-rung einer Aminogruppe des meta-Phenylendiamines der sterische und elektronischeAnspruch des Amines variiert werden, um so die Bildung von Nebenprodukten in derMills-Kupplung zurückzudrängen. Hierzu wurde im Hinblick auf die Verwendung derAminosäure in der Festphasenpeptidsynthese das Fmoc-geschützte Derivat 48 herge-stellt (Schema 4.7). Die phenylischen Aminogruppen des meta-Phenylendiamines sinddeutlich unreaktiver als benzylische Amine. Um die Bildung zweifach substituierterProdukte zu vermeiden, wurde jedoch kein Überschuß des Aktivesters FmocOSu ver-wendet. Nach einer Reaktionszeit von vier Tagen wurde ein Produktgemisch erhalten,aus dem das einfach geschützte meta-Phenylendiamin 48 trotz Chromatographie undzweimaligem Umkristallisieren nicht in reiner Form isoliert werden konnte. Da dieAusbeute nur 62% betrug, wurde dieser Ansatz nicht weiter verfolgt.

NH2


RT, 4 d, 62%H2N

NH2

FmocHN48

Schema 4.7: Synthese des Fmoc-geschützten meta-Phenylendiamines 48

Die selektive Transformation einer funktionellen Gruppe zum Amin nach dem Auf-bau der Azobindung stellt eine weitere Möglichkeit zur Optimierung der Gesamt-ausbeute dar. Die Reduktion von Nitroaromaten ist eine der gängisten Methoden zurDarstellung aromatischer Amine, die mit einer Vielzahl an Reduktionsmitteln durch-geführt werden kann. Unter den meisten Reaktionsbedingungen werden jedoch auchAzo- und Azoxyverbindungen zum Amin reduziert. An Azoxybenzolen ist kürzlichdie selektive Reduktion von Nitrogruppen mit Zinn(II)chlorid in Ethanol beschrie-ben worden.83 Da nitrosubstituierte Nitrosoverbindungen elektronenarm sind, sollten

34


bei der Synthese der Nitroazobenzole keine Redoxprozesse als Konkurrenzreaktionenzur Mills-Kupplung auftreten. Durch Kondensation von 3-Nitrosonitrobenzol 11 mit3-Amino-benzoesäure in Eisessig konnte die 3-(3’-Nitrophenylazo)benzoesäure 49 in ei-ner Ausbeute von 93% erhalten werden (Schema 4.8). Die Reduktion mit Zinn(II)chloridin Ethanol führte allerdings unter Angriff der N=N-Doppelbindung zur Bildung diver-ser Zersetzungprodukte. Natriumsulfid und Natriumhydrogensulfid sind ebenfalls alsselektive Reduktionsmittel zur Reduktion von nitrosubstituierten Azobenzolen ver-wendet worden, ihre Anwendung wurde jedoch im Rahmen der vorliegenden Arbeitnicht erprobt.84, 85

NH2 ONAcOH

RT, 12 h, 93%N

N

HO2C

NO2

HO2C

NO2

11 49

Schema 4.8: Darstellung der 3-(3’-Nitrophenylazo)benzoesäure 49

Die photochromen Eigenschaften der 3,3’-substituierten Azobenzole sind in Tabel-le 4.7 auf Seite 37 zusammengefaßt. Die Auftragung zur Ermittlung der Halbwertszeitdes Azobenzoles cis-43 aus der Absorptionsänderung bei 319 nm zeigt eine deutlicheAbweichung vom linearen Zusammenhang (Bestimmtheitsmaß R = 0.9568) (Seite 160),der für alle anderen im Rahmen dieser Arbeit untersuchten Photoschalter gilt (sieheKapitel 7.5 auf Seite 142). Nur in diesem Fall zeigt die NMR-spektroskopisch ermittelteHalbwertszeit ein deutlich besseres Bestimmtheitsmaß (R = 0.9871). Eine Wiederho-lung der Messung bestätigte das Ergebnis. Somit kann die thermische Halbwertszeitaus diesen Messungen nicht über eine lineare Regression bestimmt werden. Das Auf-treten von drei isosbestischen Punkten zeigt, daß die Stöchiometrie der Reaktion überden beobachteten Zeitraum konstant bleibt. Eine Zersetzung des Produktes kann somitausgeschlossen werden. Eine mögliche Ursache für das Abweichen von der Linearitätkönnte ein zur Isomerisierung konkurrierendes Monomer-Dimer-Gleichgewicht sein,das durch intermolekulare Wasserstoffbrückenbindungen zwischen dem Proton desAmides und dem freien Elektronenpaar eines Stickstoffes der N=N-Doppelbindungstabilisiert wird (Abbildung 4.10). Durch Protonentransfer entlang dieser Wasserstoff-brückenbindungen kommt es zu einer autokatalytischen Beschleunigung der thermi-schen Isomerisierung, die auch für para-Hydroxyazobenzol in Benzol von Schulte-Frohlinde beschrieben wurde (Abbildung 4.11).86

Durch Protonierung eines Stickstoffatomes der N=N-Doppelbindung wird die Ak-tivierungsbarriere der cis→trans-Isomerisierung deutlich herabgesetzt, eine Beschleu-nigung der Isomerisierung ist die Folge.87 Die Geschwindigkeit der thermischen cis→trans-Isomerisierung von para-Hydroxyazobenzol zeigt aufgrund der Autokatalyse einestarke Konzentrationsabhängigkeit im Bereich von 10−2 bis 10−4 M; ein analoges Verhal-ten konnte auch für meta-Hydroxyazobenzol beobachtet werden.88 Mit zunehmendemReaktionsverlauf verringert sich die Konzentration des cis-Isomers in der Lösung, sodaß es zu einer Verlangsamung der katalysierten Reaktion kommt. In sehr polaren oderprotischen Lösungsmitteln wie Acetonitril oder Methanol werden diese Effekte nicht

35

4 Azobenzole

NN

NH

O

OMe

O

NNN

HO

OMe

Ohν

hν'/∆2 2

trans cis

NN

N

O

OMe

O

NN

N

O

MeO

O

HH

NN

NO

MeOO

NN

N

OH

HO

OMe

oder

trans-Dimer

NN

NH

O OMe

O

N N

NH

OMeO

O

NN

NH

O OMe

O

NN N

HO

OMe

O

oder

cis-Dimer

NN

N

O

MeO

O

H

NN

NH

O OMe

O

oder

cis/trans-Dimer

NN

NH

O

MeO

O

NN

NH O

OMeO

Abb. 4.10: Monomer-Dimer-Gleichgewicht

36


NN

HNO OMe

O

NN N

HO

OMe

O

NN

HNO OMe

O

NN N O

OMe

O

H

NN

NH

O

MeO

O

NN

NO

OMeO

HN

NNH

O

MeO

O

NN

NH O

OMeO

Abb. 4.11: Protonentransfer

beobachtet, da hier die Wechselwirkungen mit dem Lösungsmittel dominieren.89

AB LM λmaxE λmaxZ λiso ǫ CZ CE τNMR τAbs

[nm] [nm] [M−1·cm−1] [%] [%] [%] [h] [h]43 DCM 319, 444 433 257, 276, 397 1.70·104 88 86 246 – 1

44 DMSO 325, 426 432 265 2.65·104 79 74 49 4249 DMSO 316, 446 428 269, 391 2.07·104 – 2 – 2 – 2 266

1 siehe Erläuterung im Text 2 nicht bestimmt

Tab. 4.7: Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 43, 44 & 49

4.3.4 Berechnete Strukturen der Aminosäuren 37, 40 und 44

Mit der Variation des Substitutionsmusters ist auch eine Änderung der geometrischenParameter der Aminosäuren verbunden. Während für die para-, para-substituiertenAminosäuren im trans- und cis-Isomer jeweils eine Vorzugskonformation zu erwartenist, sind in den meta-, meta-substituierten Derivaten jeweils vier Konformationen proIsomer denkbar, die unterschiedliche Abstandsänderungen im Peptid induzieren. DieseStrukturen wurden unter Verwendung des BP86 Funktionales und Ahlrichs TZVPBasissatzes von Fr. Dr. Silke Pelzer optimiert; sie sind in den Abbildungen 4.12 und 4.13dargestellt.90–96

37

4 Azobenzole

In Tabelle 4.8 auf Seite 40 sind die Abstände zwischen dem Stickstoffatom der Amino-gruppe und dem Kohlenstoffatom der Carboxylgruppe sowie der Torsionswinkel derPhenylringe zusammengefaßt. Während die trans-konfigurierten Strukturen mit Torsi-onswinkeln von 179.9◦ bis 171.5◦ annähernd planar sind, weisen die cis-konfiguriertenTorsionswinkel von 52.0◦ bis 56.0◦ auf. Diese Werte stehen im Einklang mit demTorsionswinkel des cis-konfigurierten Azobenzoles von 53.3◦, der über eine Kristall-strukturanalyse bestimmt wurde.57 Die Energiedifferenzen ∆E der Isomere sind aufdie energetisch günstigste trans-Konformation des jeweiligen Photoschalters bezogen(trans-37, trans-40a und trans-44a). Der Energieunterschied zwischen den trans- undden cis-konfigurierten Isomeren beträgt etwa 60 kJ/mol. Der experimentell bestimmteEnergieunterschied zwischen den beiden Isomeren des unsubstituierten Azobenzo-les beträgt zum Vergleich 50 bis 55 kJ/mol.10 Die Energieunterschiede zwischen deneinzelnen Konformeren sind hingegen mit 0.1 bis 4.2 kJ/mol verschwindend gering -die Energiedifferenz zwischen der gestaffelten und der ekliptischen Konformation desEthans, die sich bei der Rotation des Moleküls um die C-C-Einfachbindung ergeben,beträgt zum Vergleich etwa 12 kJ/mol.97 Die tatsächlich eingenommene Konformationder meta-substituierten Photoschalter im Peptid wird folglich vom Peptidrückgrat be-stimmt werden, wobei für die lichtinduzierte Abstandsänderung der Aminosäuren 33

und 36 auch die freie Drehbarkeit um die C-N-Einfachbindung berücksichtigt werdenmuß.

trans-37 cis-37

Abb. 4.12: Optimierte Strukturen der photochromen Aminosäure 37

38


trans-40a cis-40a

trans-40b cis-40b

trans-40c cis-40c

trans-40d cis-40d

trans-44a cis-44a

trans-44b cis-44b

trans-44d cis-44d

trans-44c cis-44c

Abb. 4.13: Optimierte Strukturen der photochromen Aminosäuren 40 und 44

39

4 Azobenzole

Konformer ∆E Abstand H2N–CO2H Winkel[kJ/mol] [Å] [◦]

trans-37 – 12.8 178.6cis-37 58.5 10.0 54.5

trans-40a – 11.0 178.7trans-40b 1.25 8.47 174.6trans-40c 0.96 9.99 171.5trans-40d 0.34 7.85 173.0

cis-40a 59.2 10.5 52.6cis-40b 63.0 6.35 56.0cis-40c 58.8 7.30 54.3cis-40d 59.6 7.26 53.9

trans-44a – 10.8 179.1trans-44b 1.87 9.94 179.9trans-44c 2.40 9.12 179.6trans-44d 2.21 9.16 179.8

cis-44a 61.5 9.73 53.4cis-44b 61.4 6.79 52.0cis-44c 61.5 6.82 53.9cis-44d 61.5 5.99 53.6

Tab. 4.8: Geometrische und energetische Parameter der berechneten Strukturen trans-37 – cis-44d

4.3.5 Zusammenhang zwischen der Lage des Absorptionsmaximums und derthermischen Stabilität

Wie erwartet konnte der stärkste Einfluß des meta-Effektes zwischen den Verbindungen42 und 44 beobachtet werden, deren Absorptionsspektren in DMSO in Abbildung 4.14dargestellt sind. Während die para-substituierte Aminosäure 42 dem Pseudostilbentypzuzuordnen ist, zeigt die meta-substituierte Aminosäure 44 das für den Azobenzoltypcharakteristische Absorptionsspektrum. Dieser Unterschied ist ebenfalls deutlich anden thermischen Halbwertszeiten zu erkennen: Während das cis-Isomer der push-pull-substituierten Aminosäure 42 eine Halbwertszeit von weniger als 10 min besitzt,80 liegtder bei 30 ◦C ermittelte Wert für cis-44 bei 42 h bzw bei 49 h bei Raumtemperatur.Dies entpricht einer Verlängerung der Halbwertszeit um einen Faktor von über 290.Die Abnahme der Halbwertszeit ist auch bei den Verbindungen 33 - 40 mit einerbathochromen Verschiebung des π-π*-Überganges verbunden, wie sie bereits für diein Kapitel 4.2 untersuchten Azobenzole beobachtet wurde.

Durch die Absorption von Licht gehen Chromophore vom elektronischen Grundzu-stand in einen angeregten Zustand über, aus dem heraus die Isomerisierung erfolgt.Die Differenz zwischen der Energie des Grundzustandes und des angeregten Zustan-des ist nach der Einstein-Bohrschen Frequenzbedingung 4.1 reziprok zur Wellenlängedes zur Anregung benötigten Lichtes, d. h. je größer die Wellenlänge des Übergangesist, desto geringer ist die zur photochemischen Anregung benötigte Energie.98 Bisherist nicht zweifelsfrei geklärt, ob die photochemische und die thermische Isomerisierung

40


Abb. 4.14: Absorptionsspektren der konstitutionsisomeren ω-Aminosäuren 42 und 44

von Azobenzolen über den gleichen Übergangszustand verlaufen. Jedoch besteht auchfür die thermische Stabilität der cis-Isomere eine Abhängigkeit von der Wellenlängedes Absorptionsmaximums. So ist die Halbwertszeit der Azobenzole vom Pseudostil-bentyp, deren Absorptionsmaximum gegenüber dem Azobenzoltyp stark bathochromverschoben ist, um Größenordnungen kürzer als die von Azobenzolen des Azobenzol-typs (vgl. Kapitel 4.1).

∆E = hν =hc

λ(4.1)

Der Einfluß der elektronischen und mesomeren Effekte von Substituenten auf dieenergetischen Parameter einer Reaktion läßt sich in vielen Fällen durch Lineare-Freie-Energie-Beziehungen (linear free energy relations, LFER) beschreiben. Eine solche LFE-Beziehung ist die Hammett-Gleichung 4.2, die einen Zusammenhang zwischen denGibbs-Energien ∆G bzw. den Geschwindigkeitskonstanten k zweier Reaktionen her-stellt. k und k0 sind die Geschwindigkeitskonstanten der Reaktion der substituiertenbzw. unsubstituierten Verbindung; die Reaktionskonstante ρ hängt von der betrach-teten Reaktion und den verwendeten Reaktionsbedingungen ab. Die Substituenten-konstante σ beschreibt den polaren (elektronischen Effekt) der Substitution des Was-serstoffatomes durch einen bestimmten Substituenten in meta- oder para-Position undsollte prinzipiell unabhängig von der Reaktion sein. Aufgrund der sterischen Wech-selwirkungen lassen sich die Einflüsse von Substituenten, die sich in ortho-Positionzum Reaktionszentrum befinden, i. a. nicht durch LFE-Gleichungen quantifizieren.97

Als Modellsystem zur Ermittlung der Substituentenkonstanten σwählte Hammett dieIonisierung substituierter Benzoesäuren in Wasser bei 25 ◦C.99 Mit Hilfe dieser Substi-tuentenkonstanten lassen sich die Einflüsse von Substituenten auf die Gleichgewichts-und Reaktionsgeschwindigkeitskonstanten einer Vielzahl an Reaktionen vorhersagen.Auch eine Reihe physikalischer Parameter wie Dipolmomente, die Lage und Intensität

41

4 Azobenzole

von IR-Banden oder NMR-chemische Verschiebungen zeigen eine lineare Korrelationzu den Hammett-Parametern.99 Weiterentwicklungen der Hammett-Gleichung bspw.von Taft berücksichtigen auch den Einfluß mesomerer Effekte auf eine Reaktion.99

logk = logk0 + σρ (4.2)

Nishimura et al. berichteten bereits in den 70er Jahren einen linearen Zusammenhangzwischen den logarithmischen Geschwindigskeitskonstanten der thermischen Isomeri-sierung substituierter Azobenzole und den Hammett-Konstanten der Substituenten.100

Mustroph und Epperlein stellten in den 80er Jahren ein Inkrementsystem zur Berech-nung der Absorptionswellenlänge λmax substituierter Azobenzole vor, dessen Inkre-mente z. T. eine gute Korrelation zu den Substituentenkonstanten nach Hammettzeigten.101–103 Wenn sowohl die Absorptionswellenlänge als auch die thermische Halb-wertszeit Substituenteneinflüssen unterliegen, die sich durch die Hammett-Gleichungbeschreiben lassen, sollte sich demzufolge ein Zusammenhang zwischen der Absorpti-onswellenlänge eines Azobenzols und seiner thermischen Halbwertszeit finden lassen.Über das von Mustroph aufgestellte Inkrementsystem lassen sich die Absorptions-wellenlängen substituierter Azobenzole vorhersagen, somit würde eine Gleichung,die einen Zusammenhang zwischen der Absorptionswellenlänge und der thermischenHalbwertszeit herstellt, das rationale Design azobenzolbasierter Photoschalter für ver-schiedenste Anwendungen ermöglichen. Da die bei 30 ◦C absorptionsspektroskopischermittelten Werte mit einer Ausnahme ein besseres Bestimmtheitsmaß als die NMR-spektroskopisch bestimmten zeigten, wurden die erstgenannten zur Untersuchung die-ses Zusammenhanges herangezogen. Tatsächlich ergab die in Abbildung 4.15 gezeigteAuftragung der in DMSO ermittelten Halbwertszeit über den natürlichen Logarith-mus der Wellenlänge des Absorptionsmaximums des π-π*-Überganges einen linearenZusammenhang zwischen den beiden Größen. Die durch lineare Regression dieserAuftragung ermittelte Gleichung 4.3 erlaubt somit eine Abschätzung der thermischenHalbwertszeit substituierter Azobenzole in DMSO bei 30 ◦C.

τ1/2 = −3575 h · ln(λmax) + 20827 h (n = 10,R = 0.9211) (4.3)

Aus der Abbildung 4.15 ist zu erkennen, daß dieser Zusammenhang nicht für Chro-mophore mit einer Absorptionswellenlänge λmax> 339 nm (e5.83) gilt. Auch die Unter-suchungen von Mustroph et al. bzw. Nishimura et al. galt nicht für Donor-Akzeptor-Chromophore (Pseudostilbene).100, 103 Auch die thermische Isomerisierung der Amino-säuren 37 und 44 läßt sich nicht durch die Gleichung 4.3 beschreiben. Eine notwendigeBedingung für die Anwendbarkeit der Hammett-Gleichung ist, daß die betrachtetenReaktion alle nach dem gleichen Mechanismus verlaufen. Der Wechsel des Isomeri-sierungsmechanismuses von der Inversion zur Rotation beim Übergang von Chromo-phoren des Azobenzolstyps zu Pseudostilbenen (vgl. Kapitel 4.1) und die Protonierungeines Stickstoffes der N=N-Doppelbindung sind daher mögliche Erklärungen für dieAbweichungen vom linearen Zusammenhang zwischen dem Logarithmus der Absorp-tionswellenlänge und der thermischen Halbwertszeit.

42

4.4 Ullmann-Reaktionen

Abb. 4.15: Zusammenhang zwischen Halbwertszeit und Absorptionswellenlänge


Aufgrund der bereits in Kapitel 4.3 auf Seite 27 beschriebenen Probleme, die bei derPeptidkupplung der ω-Aminosäure APB 42 wegen der geringen Basizität des phenyli-schen Amines auftreten, wurde nach alternativen Synthesewegen zum Aufbau photo-schaltbarer APB-Analoga gesucht, die einen Einbau des Donor-Akzeptor-substituiertenSystems in peptidische Strukturen ermöglichen.

Die kupfervermittelte Kupplung von Arylhalogeniden mit Aminen ist eine seitlangem bekannte Methode zur Darstellung von N-Arylverbindungen. Die klassischeUllmann-Kupplung erfordert jedoch Temperaturen von über 150 ◦C, was die Anwend-barkeit der Reaktion deutlich einschränkt.104 Seit Mitte der neunziger Jahre wurdenvon den Arbeitsgruppen um Buchwald und Hartwig potente palladiumkatalysierteMethoden zur C-N-Bindungsknüpfung mit einer Reihe von Katalysatoren und Li-gandensystemen entwickelt.105, 106 Ma et al. präsentierten 1998 eine katalytische Va-riante der Ullmann-Kupplung zur N-Arylierung von α-Aminosäuren mit Arylbromi-den und -iodiden, die sie erfolgreich in der Synthese des Proteinkinase C AktivatorsBenzolactam-V8 einsetzten.107 Die Umsetzung von Phenylbromid und (L)-Valin mitKupferiodid als Katalysator in N,N-Dimethylacetamid (DMA) bei 90 ◦C ergab (L)-Phe-nylvalin 50 in einer Ausbeute von 81% (siehe Tabelle 4.9 auf Seite 45, Eintrag 3). DieseReaktion ist auch auf weitere Aminosäuren und Arylhalogenide übertragbar.107 DieAminosäure selbst fungiert als chelatisierender bidentater Ligand des Kupfers. Dervon Ma et al. postulierte Katalysezyklus ist in Abbildung 4.16 dargestellt.108 DurchKoordination der Aminosäure an eine Kupfer(I)spezies bildet sich ein lösliches Kup-feraminocarboxylat. Im nächsten Schritt erfolgt die Bildung eines π-Komplexes durchKoordination des Arylhalogenides, wodurch die Elektronendichte im aromatischenRing herabgesetzt wird und somit die intramolekulare nukleophile aromatische Sub-stitution des Halogenides erleichert wird. Nach basenvermittelter Eliminierung desHalogenwasserstoffes wird das Kupfer(I)salz durch Dissoziation des Kupplungspro-

43

4 Azobenzole

OO

CuNH2

R

X

OO

CuH2N

R

X

OO

Cu

HN

R

OO

NH2

RO

O

NHArR

OO

NH2

R Cu

X-HX

Cu

Abb. 4.16: Mechanismus der kupferkatalysierten N-Arylierung von Aminosäuren nach Ma108

NN

NH NN

NHO

HOH2N RCO2H CO2H

R51 52

Abb. 4.17: Zielstrukturen der kupferkatalysierten N-Arylierung

duktes zurückgebildet.Im Laufe der letzten Jahre wurden weitere bidentate Liganden entwickelt, die ein

breites Spektrum an Aminen als Kupplungspartner ermöglichen, so daß die kupfer-katalysierte C-N-Bindungsknüpfung in vielen Fällen eine preiswerte Alternative zurBuchwald-Hartwig-Kupplung darstellt.109, 110 Über eine kupferkatalysierte N-Arylie-rung von Aminosäuren sollten im Rahmen der vorliegenden Arbeit Azobenzolderivatesynthetisiert werden, die sich zum Einbau in das Rückgrat von Peptiden eignen (51 inAbbildung 4.17) bzw. eine Zyklisierung über Lysinseitenketten erlauben (52).

4.4.1 Optimierung der Kupplungsbedingungen

Zur Wahl geeigneter Reaktionsbedingungen wurde zunächst die kupferkatalysierteKupplung der Aminosäure (L)-Valin an Phenylbromid und -iodid untersucht. Im Hin-blick auf eine spätere Anwendung an fester Phase wurden diverse literaturbekannteVerfahren (siehe Tabelle 4.9) zwar unter Stickstoffatmosphäre durchgeführt, auf dieVerwendung der Schlenktechnik wurde jedoch bewußt verzichtet.

Unter diesen Bedingungen konnte weder an Phenylbromid noch an Phenyliodid inDMA bei 70 ◦C nach Reaktionszeiten von bis zu zehn Tagen ein Umsatz zu dem Pro-dukt 50 beobachtet werden, wenn Kaliumcarbonat als Base verwendet wurde (sieheTabelle 4.10, Einträge 1-3). Auch ein Wechsel der Base führte in DMA nicht zur Bildungdes Produktes, ebenso wenig wie die Verwendung von DMF oder DMSO als Lösungs-mittel (Einträge 4-7). Der Zusatz von 10 mol% Prolin111 als Ligand führte ebenfalls nichtzum Erfolg (Eintrag 8). Angeregt durch Arbeiten von Twieg et al. zur kupferkatalysier-

44


Br CO2HH2N HN CO2HCuI (10 mol%)

Base, LM

50

Nr. Base LM Ligand T t Ausbeute Lit.[◦C] [h] [%]

1 K2CO3 DMF / H2O – 60 24 42 108

2 K2CO3 DMSO – 60 k. A. 67 111

3 K2CO3 DMA – 90 48 81 107

4 K3PO4 DMAE – 90 48 46 112

5 K3PO4 H2O DMAE 90 48 90 112

6 Bu4NOH MeCN – 82 2 33 113

Tab. 4.9: Literaturbekannte Synthesen des N-Phenylvalins 50

X CO2HH2N HN CO2HCuI

Base, LM

50

Nr. X L-Val CuI LM Base Ligand T t Ausbeute[Äquiv.] [mol%] [10 mol%] [◦C] [h] [%]

1 Br 1.0 10 DMA K2CO3 - 70 192 -2 I 1.0 10 DMA K2CO3 - 70 238 -3 Br 1.0 20 DMA K2CO3 - 70 238 -4 Br 1.0 10 DMA K3PO4 - 70 238 -5 Br 1.0 10 DMA Cs2CO3 - 70 238 -6 Br 1.0 10 DMF K2CO3 - 70 238 -7 Br 1.0 10 DMSO K2CO3 - 70 72 -8 Br 1.0 10 DMA K2CO3 (L)-Prolin 70 238 -9 Br 1.0 10 DMA K2CO3 DMAE 90 215 -10 Br 1.0 10 DMA K3PO4 DMAE 90 166 -11 Br 1.5 10 DMAE Cs2CO3 - 80 96 6412 Br 1.5 10 DMAE K2CO3 - 80 96 7513 Br 1.5 10 DMAE K3PO4 - 80 22 3714 I 1.5 10 DMAE K3PO4 - 80 22 3715 Br 1.5 10 DMAE K3PO4 - 80 72 89

Tab. 4.10: Optimierung der Kupferkupplung am Modellsystem N-Phenylvalin 50

45

4 Azobenzole

ten Aminierung von Arylhalogeniden mit primären und sekundären aliphatischenAminen in N,N-Dimethylaminoethanol (DMAE) wurde dessen Verwendung als Li-gand erprobt (Einträge 9 und 10), was allerdings auch erfolglos blieb.114 Wurde DMAEhingegen als Lösungsmittel eingesetzt, so konnte das Kupplungsprodukt 50 sowohlmit Kaliumcarbonat als auch mit Cäsiumcarbonat oder Kaliumphosphat als Base er-halten werden (Einträge 11-15). Ob die Rolle des DMAE in dieser Reaktion auf diedes Lösungsmittels beschränkt bleibt oder es auch als chelatisierender Ligand wirkt,ist bisher nicht untersucht worden. Ein Vergleich der beiden Phenylhalogenide zeigtekeine Verbesserung hinsichtlich der Reaktionszeit oder der Ausbeute bei der Verwen-dung des teureren Phenyliodides. Daher wurde im folgenden auf die Verwendung derIodide verzichtet. Die Umsetzung von Phenylbromid mit 1.50 Äquivalenten Valin und10 mol% Kupferiodid als Katalysator lieferte nach einer Reaktionszeit von 72 h bei 80 ◦Cdas Kupplungsprodukt 50 in einer Ausbeute von 89%. Nach Abschluß der im Rahmendieser Arbeit durchgeführten Arbeiten berichteten Twieg et al. die kupferkatalysierteArylierung von Valin mit Phenylbromid (siehe Tabelle 4.9, Einträge 4 und 5). Die nied-rigere Ausbeute bei der Verwendung von DMAE als Lösungsmittel ist wahrscheinlichauf die kürzere Reaktionszeit von 48 h zurückzuführen. Mit 3 Äquivalenten DMAE alsLigand in Wasser konnten sie hingegen 90% des N-Phenylvalins 50 erhalten.112

4.4.2 N-Arylierung von Aminosäuren

Um die Anwendungsbreite dieser Reaktion an Azobenzolen zu erproben, wurden diesubstituierten Bromazobenzole 53 - 57 über die bereits in Kapitel 4.2 verwendete Mills-Kupplung in Essigsäure dargestellt. Die Wahl der zu kuppelnden Nitrosoverbindungerfolgte gemäß dem leichteren synthetischen Zugang (vgl. Kapitel 3.3).

NN

Br NN

BrNC

NN

BrO

NN

BrO

O

OFmocHN

R NO H2N R' AcOH, RTN

NR'

R

NN

Br

BocHN

R = BrR' = CH2NHFmoc46 h, 66%

R = CO2MeR' = Br24 h, 98%

R = CNR' = Br121 h, 93%

R = BrR' = CH2NHBoc72 h, 91%

R = BrR' = CO2

tBu24 h, 89%

53 54 55

56 57

53 - 57

Schema 4.9: Synthese der bromsubstituierten Azobenzole 53 - 57

An diesen Verbindungen wurde die kupfervermittelte N-Arylierung von Valin er-probt; die Ergebnisse sind in Schema 4.10 zusammenfassend dargestellt. Aufgrund derVerwendung von Kaliumphosphat bei vergleichsweise hohen Temperaturen und lan-gen Reaktionszeiten ist die Methode nicht für Azobenzole mit basenlabilen Funktionen

46


geeignet. Die Reaktion des Fmoc-geschützten Azobenzoles 53 ergab nach einer Reak-tionszeit von 45 h lediglich Zersetzungsprodukte. Zwar gelang die N-Arylierung von(L)-Valin mit dem Methylester 54, unter den basischen Reaktionsbedingungen erfolgtejedoch eine Umesterung durch das Lösungsmittel, so daß als Kupplungprodukt ledig-lich der N,N-Dimethylaminoethylester 58 in einer Ausbeute von 53% erhalten werdenkonnte. Auch die Verwendung eines Nitrils erwies sich als problematisch: Neben demProdukt 59 wurde auch ein weiteres N-aryliertes Produkt erhalten, bei dem es sichvermutlich um den Imidsäureester 60 handelt, der durch eine partielle Alkoholyse desNitriles durch das Lösungsmittel entstanden ist. Wurden hingegen funktionalisierteBromazobenzole mit basenstabilen Schutzgruppen wie 56 und 57 eingesetzt, konntendie kupferkatalysierte N-Arylierung von Valin mit Ausbeuten von 67% (61) bzw. 43%(62) erzielt werden.

NN

Br

FmocHN

NN

NH

FmocHNCO2H

(L)-Valin, CuI (10 mol%)

K3PO4

DMAE80°C, 45 h

NN

Br NN

NH

OCO2H

DMAE80°C, 23 h

ON

53%

NN

BrNC DMAE

80°C, 158 h

NN

NH

OCO2H

HNN

18%

NN

NHNC CO2H

30%

O

O

NN

Br NN

NH

OCO2H

DMAE80°C, 70 h

O 67%O

O

NN

Br NN

NH

BocHNCO2H

DMAE80°C, 168 h

43%

BocHN


K3PO4


K3PO4


K3PO4


K3PO4

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

Schema 4.10: Umsetzung der bromsubstituierten Azobenzole 53 - 57 mit (L)-Valin

An dem tert.-Butylester 56 wurde die Umsetzung mit weiteren Aminosäuren er-probt: Auch (L)-Phenylalanin, (L)-Prolin, (L)-Alanin, (L)-Leucin und (L)-Glycin ließensich in guten bis befriedigenden Ausbeuten umsetzen. Eine Korrelation der Ausbeutemit der Hydrophobizität des Aminosäurerestes wurde bereits von Ma et al. beschriebenund auf die Löslichkeit der Aminosäuren bzw. der von ihnen gebildeten Intermediatezurückgeführt.107 Methionin zeigte auch nach einer Reaktionszeit von 161 h nur einengeringen Umsatz, so daß das Kupplungsprodukt lediglich in einer Ausbeute von <10%erhalten werden konnte. In keinem der untersuchten Fälle wurde die Bildung vondiarylierten Produkten beobachtet, die teilweise als Nebenprodukte von erheblichem

47

4 Azobenzole

NN

Br

DMAE80°C

O

O

CuI (10 mol%) K3PO4

NN

NH

OCO2H

R

OHN

CO2HR

56

Aminosäure Produkt t [h] Ausbeute [%](L)-Phenylalanin 63 136 68

(L)-Prolin 64 136 66(L)-Alanin 65 139 65(L)-Leucin 66 161 61(L)-Glycin 67 139 46

(L)-Methionin 68 161 <10

Tab. 4.11: Ullmann-Kupplung des tert.-Butylesters 56 mit Aminosäuren

Anteil in der Literatur beschrieben worden sind. Hingegen wurde vor allem bei langenReaktionszeiten die Decarboxylierung der Kupplungsprodukte 65 und 67 zur Amino-säure 69 bzw. des Kupplungsproduktes 62 zum Diamin 70 beobachtet (Schema 4.11).Interessanterweise trat die Decarboxylierung auch bei der Lagerung der gereinigtenKupplungsprodukte in Abwesenheit einer Kupferspezies oder Base bei Raumtempera-tur auf. Ein Vorschlag zum Mechanismus dieser Reaktion ist in Abbildung 4.18 gezeigt:Über eine tautomere Verschiebung des Aminprotons bildet sich die chinoide StrukturI. Aus dieser erfolgt die Abspaltung des Kohlendioxides unter Bildung des IminesII. Durch Hydrolyse während der Aufarbeitung oder Chromatographie werden derAldehyd und das Hydrazin III gebildet, das durch Oxidation mit Luftsauerstoff zumAminoazobenzol IV oxidiert wird. Die Bildung dieser decarboxylierten Produkte so-wie die Verwendung benzylestergeschützter Aminosäuren als Kupplungspartner mitdem Ziel, Ausbeuteverluste durch Decarboxylierung zu umgehen, werden von StefanKempa im Rahmen seiner Diplomarbeit in diesem Arbeitskreis näher untersucht.115

NN

NH

OCO2H

R

O

NN

NH

BocHNCO2H

NN

NH2

O

O

NN

NH2

BocHN

65 (R = CH3), 67 (R = H) 69

62 70

Schema 4.11: Decarboxylierung der N-arylierten Aminosäuren 65, 67 und 69

Trotz der verwendeten basischen Bedingungen konnten Ma et al. keine Epimerisie-rung in den von ihnen durchgeführten Reaktionen feststellen.108 Auch Lu und Twiegbeobachteten bei der Verwendung von Kupferiodid weniger als 2% Epimerisierung.112

Der spezifische Drehwert der Verbindung 63 ist ein Hinweis, daß dies auch für dieim Rahmen dieser Arbeit durchgeführten Kupplungen an Azobenzolderivaten geltenkönnte. Da aufgrund der geringen Transmission der Azobenzollösung der Drehwert

48


NN

NR'

RHO

OH N

NN

R'RO

O

H- CO2

NN

NR'R

H+ NN

H2NR'

O2 NN

H2NR'

R CHO

H

H

H

H

H

I

II III

IV

Abb. 4.18: Mechanismus der Decarboxylierung der N-arylierten Aminosäuren

nur bei einer niedrigen Konzentration bestimmt werden konnte, so daß der gemesseneWert innerhalb der Fehlergrenzen des verwendeten Gerätes lag, kann er jedoch nur alsAnhaltspunkt dienen und bedarf einer Überprüfung mittels chiraler HPLC.

Die Verbindungen 63 und 67 wurden exemplarisch mittels UV/Vis-Spektrometrieuntersucht. Beide Verbindungen sind aufgrund ihrer UV/Vis-Eigenschaften dem Pseu-dostilbentyp zuzuordnen (vgl. Kapitel 4.1): Durch die ausgedehnte Konjugation derDonor-Akzeptorsubstitution ist der π-π∗-Übergang energetisch abgesenkt, so daß erden n-π∗-Übergang überdeckt. Außerdem zeigen beide Verbindungen einen positivensolvatochromen Effekt. Die Absorptionsmaxima der trans-Isomere beider Verbindun-gen liegen in Dichlormethan bei etwa 400 nm, die mit steigender Lösungsmittelpolaritäteine deutliche bathochrome Verschiebung erfahren. Charakteristisch sind ebenfalls diekurzen Halbwertszeiten: Beide Verbindungen relaxieren so schnell, daß mit Hilfe dervorhandenen experimentellen Möglichkeiten weder ein Spektrum des PSS noch diethermische Halbwertszeit ermittelt werden konnten.

49

4 Azobenzole

50

5 Photoschaltbare peptidische Grb2-SH2 Antagonisten

5.1 Die Rolle der SH2-Domänen in der Signaltransduktion

Fundamentale Prozesse im Inneren eukaryotischer Zellen wie die Genexpression, derZellzyklus oder der Zellstoffwechsel werden durch externe Signale gesteuert. Die Sig-naltransduktion, also die Weiterleitung von Signalen aus dem extrazellulären Raum anden Zellkern, spielt eine entscheidende Rolle in der Regulation des Zellzykluses. Durchdie Bindung eines extrazellulären Wachstumsfaktors (growth factor) an einen transmem-branen Zellrezeptor wird dieser aktiviert und überträgt das Signal in das Innere derZelle, wo intrazelluläre Rezeptordomänen es an nachfolgende (downstream) signal-übertragende Proteine weiterleiten. Da eine Reihe von Krankheiten wie beispielsweiseKrebs, Atheriosklerose oder Psoriasis mit Störungen diverser Signaltransduktionskas-kaden verknüpft sind, ist die gezielte Intervention in solche Prozesse ein wichtigesZiel der medizinischen Chemie.116 Eine Vielzahl intrazellulärer Proteine, die in Signal-transduktionskaskaden involviert sind, wie Tyrosinkinasen, Phosphatasen oder Ad-apterproteine, enthalten Src-Homologie 2 (Src-homology 2/ SH2)- und Src-Homologie 3(Src-homology 3/SH3)-Domänen. Diese sorgen als Adapter zwischen dem aktivierten Re-zeptor und den „downstream“ Signalproteinen über hochspezifische Protein-Protein-Wechselwirkungen für eine Signalweiterleitung durch das Zytoplasma im Inneren derZelle.

Die SH2-Domäne wurde zuerst in dem Onkoprotein Src identifiziert.117 Mittlerweilesind über 150 verschiedene, aber dennoch strukturell hoch konservierte SH2-Domänenin mehr als 140 menschlichen Signalproteinen bekannt. Abbildung 5.1 zeigt schema-tisch die Domänenstruktur einiger dieser Proteine sowie die Krankheiten, bei denensie als potentielles pharmazeutisches Target identifiziert wurden. SH2-Domänen fin-den sich in Enzymen wie den zytoplasmatischen Tyrosinkinasen Src und Syk und in

SH2SH3 SH3

SH2SH3 Kinase

PTBSH2

SH2SH2 Kinase

SH2SH3 Kinase

Grb2

Src

Syk

Lyn

Shc

Krebs

Krebs, Osteoporose

Allergien, Asthma

HIV, Allergien, Asthma

Krebs

Protein Domänenstruktur Pathologie

Abb. 5.1: SH2-Domänen enthaltende Proteine116

51


Abb. 5.2: Intrazelluläre Domänen des PDGF-Rezeptors. Die Abbildung ist in leicht veränderter Form einerPublikation von G. Müller entnommen.116

katalytisch nicht aktiven Adaptorproteinen wie Grb2 und Shc. Sie erkennen phosphory-lierte Tyrosine (pTyr) in zytoplasmatischen Rezeptordomänen; die Phosphorylierungdieser Tyrosine wird zum Ein- und Ausschalten der Aktivität genutzt. Die Spezifi-tät wird durch die Aminosäuren bestimmt, die zwei bis fünf Positionen C-terminalauf das Phosphotyrosin folgen. Daher kann ein zytoplasmatischer Rezeptor durch diePhosphorylierung verschiedener Tyrosine eine Vielzahl unterschiedlicher Proteine mitSH2-Domänen selektiv an unterschiedlichen Bindungsstellen binden, wie in Abbil-dung 5.2 am Beispiel des Rezeptors des blutplättchenabgeleiteten Wachstumsfaktors(platelet-derived growth-factor/ PDGF) zu sehen ist.

5.2 Die Grb2-SH2-Domäne

Die Proteine der Grb2-Familie (growth factor receptor bound protein 2) bestehen aus ei-ner SH2-Domäne von etwa 100 Aminosäuren, die von zwei SH3-Domänen aus jeweilsetwa 60 Aminosäuren flankiert wird. Sie verbinden spezielle Phosphotyrosinmotive(pTyr-X-Asn, X: hydrophobe Aminosäure) in Rezeptortyrosinkinasen, die von der SH2-Domäne erkannt werden, mit zellulären Signaltransduktionskaskaden über Proteine,die selektiv an ihre SH3-Domänen binden. Das Grb2-Protein spielt eine wichtige Rol-le in der Ras-Signaltransduktionskaskade (Abbildung 5.3). Verschiedene Proteine derRas-Signaltransduktionskaskade wie bspw. der epidermale Wachstumsfaktorrezeptor(epidermal growth factor receptor/ EGFR) werden durch Onkogene überexprimiert. DieUnterbrechung dieser Kaskade durch Blockade der Wechselwirkung der SH2-Domänedes Grb2-Proteines mit dem aktivierten Rezeptor stellt somit ein mögliches Target zurEntwicklung neuer Antizytostatika dar.118, 119

Wenn die Zellen nicht durch externe Signale stimuliert sind, befindet sich das Grb2-Protein als Komplex mit dem Guanin-Nukleotid-Austausch-Faktor (GEF) Sos (son

52

5.2 Die Grb2-SH2-Domäne

P P SH2SH3

SH3Sos

Ras*GDPRas*GTP

GAP

Wachstumsfaktor

Tyrosinkinaserezeptor

aktiv inaktiv

Kinasekaskade

Transkription

Zellkern

Zellproliferation

Zelldifferenzierung

Zellmembran

SH2SH3

SH3

Grb2

Abb. 5.3: Aktivierung der Ras-Signaltransduktionskaskade

of sevenless) im Cytosol. Diese Wechselwirkung wird durch die N-terminale SH3-Domäne des Grb2-Proteines vermittelt, die prolinreiche Sequenzen in der C-terminalenRegion des Sos bindet. Die Bindung eines Wachstumsfaktors wie bspw. des epider-malen Wachstumsfaktors (EGF) an die extrazelluläre Domäne einer transmembranenRezeptor-Tyrosinkinase (RTK) löst die Dimerisierung und Aktivierung dieser Kinasenaus, die zur Autophosphorylierung spezieller Tyrosine in den intrazellulären Domä-nen führt. Die SH2-Domäne des Adapterproteines Grb2 erkennt spezielle Phosphoty-rosinmotive (pTyr-X-Asn) im aktivierten Rezeptor oder in phosphorylierten rezepto-rassozierten Proteinen wie Shc, wodurch der Grb2-Sos-Komplex aus dem Zytoplas-ma zur Zellmembran wandert und damit den Guanin-Nukleotid-Austausch-FaktorSos in räumliche Nähe zum membrangebundenen Ras bringt. Nun kann das Sos-Protein an Ras binden und den Austausch von Ras-gebundenem Guanosindiphos-phat (GDP) durch Guanosintriphosphat (GTP) katalysieren. Ras*GTP bindet dannwiederum Effektorproteine wie die Serin/Threonin-Kinase (Raf), die das Signal insZellinnere weiterleiten.120 Ausgeschaltet werden kann die Kaskade durch das GTPase-aktivierende Protein (GAP), einen negativen Regulator der Ras-Signaltransduktions-kaskade, der die Umwandlung des aktivierten Ras*GTP in Ras*GDP katalysiert.

Ducruix et al. gelang es 1995 eine Röntgenstruktur der SH2-Domäne des Grb2-Proteines zu erhalten.121 Ettmayer und Mitarbeiter konnten 1999 das Protein im Kom-plex mit einem peptidischen Inhibitor (IC50 = 0.7 ± 0.14 µmol) der Sequenz Lys-Pro-Phe-pTyr-Val-Asn-Val-Glu-Phe kristallisieren (PDB-Eintrag: 1TZE). Abbildung 5.4 zeigtdie Wechselwirkung der Domäne mit der Kernsequenz pTyr-Val-Asn-Val.122 Die SH2-Domäne bildet ein zentrales fünfsträngiges β-Faltblatt, das von zwei α-Helices mitnachfolgenden β-Strängen flankiert wird (βαβββββαβ). Die einzelnen Sekundärstruk-turelemente sind über Schleifen (loops) verknüpft. Die Sequenz pTyr-X-Asn-X wirdvon der SH2-Domäne des Grb2-Proteins in Form einer β-Haarnadelschleife (β-turn TypI) gebunden, während die meisten SH2-Domänen ihre Erkennungssequenz in einer

53


linearen, gestreckten Konformation senkrecht zur Ebene des β-Faltblattes binden. Die-ser Unterschied läßt sich durch die sterisch anspruchsvolle Seitenkette des Trp 121in der Domäne erklären, das im EF-loop lokalisiert ist und die pTyr+3-Position desLiganden in der gestreckten Konformation blockieren würde (in Abbildung 5.4 pinkdargestellt).123

Abb. 5.4: Grb2-SH2 Domäne. Die Abbildungist in leicht veränderter Form einer Publikati-on von N. J. DeMol et al. entnommen.122

Abb. 5.5: Wechselwirkungen der Grb2-SH2 Do-mäne mit einem Liganden. Die Abbildung ist inleicht veränderter Form einer Publikation vonG. Müller entnommen.116

Der β-turn des Liganden wird durch eine Wasserstoffbrückenbindung zwischen demCarbonylsauerstoffatom des pTyr und dem amidischen Proton des pTyr+3-Restes ge-bildet (in Abbildung 5.5 rot markiert). Geeignete Liganden werden von der Domäneüber zwei Stellen gebunden: der pTyr-Bindungstasche und der Bindungstasche, diedie Spezifität der SH2-Domänen determiniert. In der SH2-Domäne des Grb2-Proteineswird dies durch drei Wasserstoffbrückenbindungen der Seitenkette des Asparagines inpTyr+2-Position mit Aminosäuren der Domäne (Lys 109 und Leu 120) realisiert.124 DieValine in pTyr+1- und pTyr+3-Position bilden hydrophobe Wechselwirkungen mit derOberfläche des Peptides aus.

Das Strukturmotiv des β-turns läßt sich gut in relativ kleine zyklische Peptide inte-grieren, die eine erhöhte metabolische Stabilität in vivo aufweisen. Durch die Zyklisie-rung erfahren Peptide zudem eine konformationelle Einschränkung, was im günstigenFall zu einer Steigerung ihrer Wirkung führen kann. Ettmayer und Mitarbeitern gelanges, eine Reihe zyklischer Peptide zu synthetisieren, die vergleichbare oder potente-re Inhibitoren als das oben erwähnte lineare Peptid waren.9 Der dort beschriebenezyklische Inhibitor der Sequenz cyclo(Lys(α-NHAc)-pTyr-Val-Asn-Val-Pro) bildete denAusgangspunkt für das Design des im Rahmen der vorliegenden Arbeit synthetisiertenphotoschaltbaren Grb2-SH2-Antagonisten.

54

5.3 Phosphotyrosinbausteine und Analoga

5.3 Phosphotyrosinbausteine und Analoga

Phosphopeptide können generell durch zwei unterschiedliche Strategien synthetisiertwerden: Durch die Phosphorylierung ungeschützter Hydroxylgruppen im Anschlußan die eigentliche Peptidsynthese („global phosphorylation“) oder durch den Einbaugeschützter Phosphoaminosäurebausteine („building block approach“).125 Die post-synthetische Phosphorylierung freier Hydroxylgruppen kann beispielsweise durchPhosphoramidite oder Phosphorochloridite und anschließende Oxidation des erhal-tenen Phosphoridsäuretriesters zum Phosphat in Lösung oder an der festen Phaseerzielt werden (Variante A in Abbildung 5.6). Alternativ kann durch die Verwendungvon Dialkyl- oder Diarylphosphochloridaten gleich der Phosphattriester (PV) einge-führt werden, wodurch der Oxidationsschritt vermieden werden kann (Variante B).Allerdings erfordert diese Methode die Verwendung alkalischer Bedingungen, die zurRacemisierung des Peptides führen können. Zur direkten Einführung von Phosphoty-rosin stehen beispielsweise methyl-, benzyl- oder alkylamidgeschützte Bausteine zurVerfügung.

Die Verwendung der postsynthetischen Phosphorylierung wurde im Rahmen die-ser Arbeit ausgeschlossen, da diese Methode zum einen zusätzliche Reaktionsschrittebeinhaltet und außerdem die hierbei notwendige Oxidation bzw. der Einsatz starkerBasen die Auswahl der in weiteren Positionen des Peptides einsetzbaren Aminosäureneinschränkt. Unter der Vielzahl der zur Verfügung stehenden geschützten Phospho-tyrosinbausteine wurde der dimethylamidgeschützte Baustein ausgewählt. Dimethyl-und dibenzylgeschützte Derivate werden während der Fmoc-Abspaltung mit Piperidinzu monoalkylierten Derivaten entschützt, so daß im Verlauf der Peptidsynthese freieSäuregruppen vorliegen, die zu Nebenreaktionen führen können. Die Entschützungder Methylphosphate kann nicht mit TFA erzielt werden, sondern erfordert den Ein-satz starker Säuren wie Trifluormethansulfonsäure oder Trimethylbromsilan, die nichtkompatibel mit der N=N-Doppelbindung des Azobenzoles sind.126 Die tert.-Butyl-Derivate hingegen sind zwar TFA-labil, zersetzen sich jedoch bei Lagerung autokata-lytisch und müssen daher stets frisch synthetisiert werden.127 Im Gegensatz zu denalkylgeschützten Derivaten enthält der Dialkylamidbaustein keine freien Säuregrup-pen. Dadurch kann auch PyBOP als Kupplungsreagenz eingesetzt werden, das sich v.a. im Zyklisierungsschritt als effizientes Kupplungsreagenz erwiesen hat.127 Die Frei-setzung des Phosphotyrosines erfolgt durch säurekatalysierte Hydrolyse mit TFA/H2O9:1.128 Diese Bedingungen haben sich als kompatibel zur Azobenzoleinheit erwiesen.11

Die Alkylamidschutzgruppen erlauben somit die Abspaltung des geschützten linearenPeptides vom Chlortritylharz, seine Zyklisierung mit PyBOP und eine anschließendeEntschützung des zyklischen Peptides.

5.3.1 Synthese des Phosphotyrosinanalogons4-(Phosphonomethyl)phenylalanin 73

Neben den Problemen, die generell bei der Verwendung von Peptiden als Therapeuti-ka bestehen (enzymatische Verdauung, schnelle Eliminierung aus dem Plasma, damitverbunden auch ein hoher sog. First-Pass-Metabolismus und sehr geringe orale Verfüg-

55


NH

HN

NH

HN

O

O

O

O

HN

NH

O

O

OSGN

R4 R3 R1

R5 R2

OH

R6

NH

NH

O

O

O

ONH

O

O

OSGN

R4 R3

R5 R2

O

R6

P

Variante B:1) P(O)(OR)2Cl/Pyridin2) Entschützung

Variante A:1) P(OR)2Cl/Pyridin2) I2/H2O3) Entschützung

OH

O

HO

Postsynthetische Phosphorylierung

HN

R1

HN

HN

H2NNH

HN

O

O

O

R3 R1

R2

H2N

HN

NH

HN

O

O

O

O R3 R1

R2

O PO

YX

NH

HN

NH

HN

OH

O

O

O

O

HN

NH

O

O

OSGN

R4 R3 R1

R5 R2

O

R6

PO

HOOH

Peptidsynthese mit Phosphoaminosäuren

FmocHNO

O POR

OR

OHFmocHN

O

O P OR

OH FmocHNO

O PO

OH

OH

OH

O

FmocHNO

O PO

NMe2

OH

OOH NMe2

R: Bz, tBu, Me ...

Phosphotyrosinbausteine für die Fmoc-SPPS

Abb. 5.6: Generelle Strategien zur Festphasensynthese von Phosphopeptiden

56

5.4 Synthese peptidischer Grb2-SH2 Antagonisten

barkeit), ergeben sich bei der Verwendung von Phosphopeptiden weitere Schwierig-keiten aufgrund der Phosphatgruppe. Wegen der in der Zelle präsenten Phosphatasenist diese metabolisch instabil, außerdem wird durch die zweifach negative Ladung dieWahrscheinlichkeit einer Zellwand-Penetration verringert. Da die gezielte Regulationvon Signaltransduktionskaskaden jedoch aus den oben genannten Gründen pharma-kologisch von großem Interesse ist, ist die Entwicklung hydrolysestabiler pTyr-Analogaein Gebiet der aktuellen Forschung.119, 124

CO2Et

NHAcClH2C

CO2Et

NHAc

MOMClZnCl2

6°C, 8 h, 72%

CO2Et

NHAcPO

EtOOEt

P(OEt)3

Rückfluß, 5 h, 47%

9N HCl

Rückfluß, 16 h, 95%

CO2H

NH2PO

HOOH

FmocOSu, NaHCO3

Aceton, RT, 91%

CO2H

NHFmocPO

HOOH

71 72

73 74

Schema 5.1: Synthese des Fmoc-Pmp 74

4-(Phosphonomethyl)phenylalanin (Pmp) 73 ist ein Phosphoaminosäurebaustein zurSynthese nicht hydrolysierbarer Phosphotyrosinpeptide. Fmoc-Pmp 74 ist kompati-bel zu den Standardkupplungsmethoden der Fmoc-SPPS. Die Synthese des Fmoc-geschützten Pmp 74 erfolgte nach der von Bo und Jiarong beschriebenen Route.129

Aus kommerziell erhältlichem (L)-N-Acetylphenylalaninethylester und frisch destil-liertem Chlormethylmethylether (MOMCl), der nach der Vorschrift von Lindermannet al. aus Hexanoylchlorid und Dimethoxymethan synthetisiert worden war,130 konntedurch Chlormethylierung des Aromaten unter Verwendung von Zinkchlorid als Le-wissäure in einer Blanc-Reaktion der (L)-N-Acetyl(4-chlormethyl)phenylalaninethyl-ester 71 in einer Ausbeute von 72% erhalten werden. Durch Umsetzung des Esters 71

mit Triethylphosphit in einer Michaelis-Arbuzov-Reaktion wurde der (L)-N-Acetyl[4-(diethoxyphosphinyl)methyl]phenylalaninethylester 72 erhalten. Die Abspaltung derAcetylgruppe und die Hydrolyse der Esterfunktionen konnte simultan durch Verkoch-en in 9N HCl mit einer Ausbeute von 95% erzielt werden. Um den Baustein in derFestphasenpeptidsynthese einsetzen zu können, wurde die Fmoc-Schutzgruppe unterStandardbedingungen mit Hilfe des Aktivesters FmocOSu eingeführt (Schema 5.1).


5.4.1 Zyklische Peptide

Obwohl zyklische Peptide nicht in Eukaryonten vorkommen, sind zahlreiche solcherVerbindungen aus Quellen marinen Ursprungs, Pilzen, Mikroorganismen und Pflanzenisoliert worden.131 Da sie häufig eine besondere biologische Aktivität aufweisen, sindsie interessante Kandidaten als Leitstrukturen für die Entwicklung von Pharmazeuti-ka. Durch die Zyklisierung des Peptidrückgrates wird zum einen die konformationelleFreiheit des Peptides eingeschränkt, was vielfach zu höheren Bindungsaffinitäten durch

57


HNNH

NHN

O

O

O

O

Pfp-Ester 16%

70% Pfp-Ester

Pfp-Ester 7%

Pfp-Ester 0%O

NHO

O

NHO

O

O

O

NMe

ON

O

OH

DPPA 42%FDPP 68%

Pfp-Ester 69%

BOP-Cl 67%

EDC/HOBt 18%BOP 54%

Abb. 5.7: Auswirkung der Ringschlußposition auf die Zyklisierungseffizienz135

die Verringerung entropischer Effekte führt. Da rückgratzyklisierte Peptide keine freienC- und N-Termini besitzen, zeigen sie außerdem aufgrund des erhöhten Membrantrans-portes eine bessere Bioverfügbarkeit und eine erhöhte metabolische Stabilität als ihrelinearen Analoga.132 Dennoch gibt es bis heute nur wenige peptidische Therapeutika;ein Beispiel ist das natürlich vorkommende zyklische Peptid Cyclosporin A, welchesals Immunsuppressivum breite Anwendung findet.133 Neben den Problemen der Bio-verfügbarkeit und der Stabilität von Peptiden in vivo ist dies auch auf die kostenin-tensive Synthese peptidischer Strukturen zurückzuführen. Ein besonderes Augenmerkhat hier dem Zyklisierungsschritt zu gelten, dessen Erfolg von verschiedenen Faktorenabhängt.131

Die Ringgröße des Peptides hat einen ganz entscheidenen Einfluß auf den Erfolg desZyklisierungsschrittes: Während die Zyklisierung von Peptiden mit einer Größe von biszu vier Aminosäuren nur gelingt, wenn die Sequenz sowohl D- als auch L-Aminosäurenoder cis-konfigurierte Aminosäuren wie Prolin oder N-alkylierte Aminosäuren enthält,ist die Synthese größerer Peptide im allgemeinen von weniger Problemen begleitet,jedoch können hier negative entropische Effekte bei einer schlechten Wahl der Zykli-sierungsstelle die Ausbeute mindern.134

Der Einfluß der Zyklisierungsstelle auf den Erfolg der Reaktion ist in Abbildung 5.7an den Beispielen eines heterodeten Oktapeptides und eines homodeten Tetrapeptidesillustriert.135 Die optimale Position muß für jedes Peptid unter Berücksichtigung fol-gender allgemeiner Anhaltspunkte individuell ermittelt werden: Sie sollte nicht nebensterisch gehinderten N-alkylierten, α-disubstituierten oder β-verzweigten Aminosäu-ren liegen; als günstig hat sich in vielen Fällen eine Schnittstelle zwischen einer D- undeiner L-konfigurierten Aminosäure erwiesen.134

Um die Bildung oligomerer Kupplungsprodukte zu vermeiden, wird der Zyklisie-rungsschritt in Lösung im allgemeinen unter hoher Verdünnung (10−3 - 10−4 M) durch-geführt. Eine Alternative hierzu ist die Zyklisierung am Harz unter Ausnutzung desPseudoverdünnungseffektes. Die Anbindung des Peptides an das Harz erfolgt hier-bei über geeignete Seitenketten. Mit Hilfe der neueren backbone amide linker könnenauch Peptide ohne spezielle funktionelle Gruppen über einen Stickstoff des Rückgratesangebunden und am Harz zyklisiert werden.136 Auch die Anbindung mit Hilfe spezi-eller safety catch linker über die C-terminale Carboxygruppe erfordert keine besonderenfunktionellen Gruppen in den Seitenketten des Peptides; hier erfolgt die Zyklisierung

58


O

N

OX

RH

H

O

N

O

RH- HX

B-

- HB O

N

O

RO

N

O

RO

N

O

R HB

- B- O

N

O

R

X: Fluchtgruppe, B-: Base

Abb. 5.8: C-terminale Racemisierung via Oxazolonbildung

unter gleichzeitiger Abspaltung vom Harz.137, 138 Weitere Alternativen, die bis heute je-doch noch keine breite Anwendung gefunden haben, sind die Zyklisierung via diverserLigationstechniken oder metalltemplatvermittelter Kupplungen.139–141

Da der Ringschluß zumeist ein langsamer Prozeß ist, hat ein besonderes Augenmerkauch der Wahl des geeigneten Kupplungsreagenzes zu gelten, vor allem im Hinblickauf die C-terminale Epimerisierung. Diese stellt aufgrund der langen Reaktionszeitenoft ein Problem von signifikantem Ausmaß dar, wenn aufgrund der Sequenz als C-ter-minale Aminosäure weder Glycin, Prolin noch eine β-Aminosäure gewählt werdenkann. Die Einführung einer besseren Fluchtgruppe erhöht zwar die Geschwindigkeitder Amidbindungsknüpfung, sie vergrößert jedoch gleichzeitig auch die Gefahr derEpimerisierung durch Enolisierung und Oxazolonbildung aufgrund der erhöhten Aci-dität am α-Kohlenstoffatom (Abbildung 5.8). Es muß demzufolge in vielen Fällen einKompromiß zwischen kurzen Reaktionszeiten und möglichst geringer Epimerisierunggefunden werden, der auf das jeweilige Peptid abgestimmt ist.

In Abbildung 5.9 ist eine Auswahl der gebräuchlichsten Kupplungsreagenzien undAcyltransferkatalysatoren dargestellt, die in der Peptidsynthese zur in situ AktivierungVerwendung finden.134 Das Konzept der Aktivierung mittels Carbodiimiden wurde1955 von Sheehan eingeführt.142 N,N’-Dicyclohexylcarbodiimid (DCC) und die daraufbasierenden Weiterentwicklungen N,N’-Diisopropylcarbodiimid (DIC) und N-Ethyl-N’-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid (EDC) gehören auch heute noch zu den meistverwendeten Kupplungsreagenzien. Sie werden oft in Kombination mit Acyltransfer-katalysatoren wie 1-Hydroxybenzotriazol (HOBt) oder 7-Aza-1-hydroxybenzotriazol(HOAt) verwendet, um Nebenreaktionen wie die C-terminale Epimerisierung zu ver-hindern. Diphenylphosphorylazid (DPPA) bildet mit der Carboxygruppe in situ einSäureazid. Die Nachteile der Azidmethode liegen in den langen Reaktionszeiten undder Gefahr der Curtius-Umlagerung als Nebenreaktion. Die relativ neue Klasse der vomBenzotriazol abgeleiteten Oniumsalze unterteilt sich nach der aktivierenden Gruppe inzwei Klassen: Phosphoniumsalze wie Benzotriazol-1-yloxytris(dimethylamino)phos-phoniumhexafluorophosphat (BOP) oder Benzotriazol-1-yloxytris(pyrrolidino)phos-phoniumhexafluorophosphat (PyBOP) und Uronium/Guanidiniumsalze wie2-Benzotriazol-1-yl-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexafluorophosphat (HBTU), 2-(7-Aza-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexafluorophosphat (HATU) oder 2-(6-Chlorbenzotriazol-1-yl)-1,1,3,3-tetramethyluroniumhexafluorophosphat (HCTU). Eshandelt sich hierbei um sehr potente Kupplungsreagenzien, was sich an kurzen Re-aktionszeiten, aber auch einem erhöhten Racemisierungsrisiko zeigt. HATU zeigt invielen Fällen eine noch größere Kupplungseffizienz als HBTU, was sich zum einen

59


N C NN C N

NMe2*HCl

N C N

DICDCC EDC

NN

NO P

PF6-

BOP

NN

NO P

PF6-

PyBOP

NMe23

N

3PO

N3

OPhOPh

DPPA

NN

N

NMe2

PF6-

HBTU

O

Me2N

NN

N

NMe2

PF6-

HCTU

O

Me2N

Cl N NN

N

NMe2

PF6-

HATU

O

Me2N

N NN

NOH

HOAt

NN

NOH

HOBt

Abb. 5.9: Kupplungsreagenzien und Acyltransferkatalysatoren in der Peptidsynthese

durch den elektronenziehenden Effekt des Stickstoffatomes im Pyridinring erklärenläßt. Der pKs-Wert von HOAt beträgt 3.47, während HOBt einen pKs-Wert-Wert von4.70 aufweist.143 Außerdem kann über das Stickstoffatom des Pyridinringes das zukuppelnde Amin koordiniert werden, wodurch seine Nukleophilie erhöht wird. FürHCTU kann zwar kein anchimerer Effekt formuliert werden, das Chloratom übt jedocheinen vergleichbaren elekronenziehenden Effekt aus. Der pKs-Wert-Wert von Cl-HOBtbeträgt 3.35.144 HCTU stellt somit eine wichtige Alternative zu HATU dar, da es im Ge-gensatz zu den Kupplungsreagenzien HBTU und HATU nicht explosiv ist und bisherauch keine allergene Wirkung bekannt ist. Trotz erfolgreicher Beispiele zur Synthesezyklischer Peptide wird die Verwendung der tetramethyluroniumbasierten Reagenzienwie HBTU, HCTU oder HATU teilweise nur zur Synthese linearer Peptide empfohlen,da es ohne eine Präaktivierung der Carbonsäure zur Bildung inaktiver Guanidinium-derivate an der Aminofunktion kommen kann.145

5.4.2 Synthese des linearen Peptides Ac-Lys(NH 2)-pTyr-Val-Asn-Val-Pro-OH 77

Ausgehend von den Arbeiten von Ettmayer et al. wurde die Synthese des linearenPeptides Ac-Lys(NH2)-pTyr-Val-Asn-Val-Pro-OH 77 zunächst in einer manuellen Fest-phasensynthese nach der Fmoc-Strategie am Wang-Harz erprobt (Schema 5.2).9 Eswurde die publizierte Syntheseroute befolgt; lediglich der Einbau der AminosäurePhosphotyrosin erfolgte aus den in Kapitel 5.3 aufgeführten Gründen nicht über post-synthetische Phosphorylierung eines Tyrosins, sondern durch Verwendung des di-

60


methylamidgeschützten Phosphotyrosines in der Festphasensynthese. Aufgrund derbesonderen Struktur des Prolines, dessen N-terminale Amidbindung cis-konfiguriertvorliegt, besteht bei der Kupplung der nachfolgenden Aminosäure eine hohe Tendenzzur Diketopiperazinbildung. Um diese zu vermeiden, wurden die zwei nachfolgen-den Aminosäuren als Dipeptid gekuppelt.9 Das geschützte Dipeptid Fmoc-Asn-Val-OH 75 konnte durch Kondensation der geschützten Aminosäuren Fmoc-Asn-OH undH2N-Val-OtBu unter Verwendung von DCC als Kupplungsreagenz und anschließen-der Entschützung der Carbonsäure durch wäßrige TFA in einer Ausbeute von 74%erhalten werden. Zur Kupplung der Aminosäuren an der festen Phase wurde DIC alsKupplungsreagenz unter Zusatz des Acyltransferkatalysators HOBt verwendet. MitAusnahme des Lysines wurden alle Aminosäuren einfach gekuppelt. Der Lysinbau-stein wurde doppelt gekuppelt, da bereits nach dem Einbau des Phosphotyrosinesdie zur Ausbildung des β-turns notwendige Sequenz vorhanden ist. Durch die Bildungdes Sekundärstrukturelementes am Harz kann es zu einer Rückfaltung der wachsendenPeptidkette kommen, durch die nachfolgende Kupplungen erschwert werden.127 Nachjedem Kupplungsschritt wurden nicht umgesetzte Aminogruppen durch Behandelnmit Essigsäureanhydrid in Pyridin acetyliert, um das Auftreten von Fehlsequenzen zuminimieren (Capping). Die Abspaltung der temporären Fmoc-Schutzgruppen erfolgtemit einer Lösung von Piperidin in DMF. Nach Kupplung der letzten Aminosäure wurdedie Fmoc-Schutzgruppe entfernt und die α-Aminofunktion des Lysines mit Essigsäu-reanhydrid in Pyridin acetyliert. Die Abspaltung des Peptides vom Harz erfolgte untergleichzeitiger Entfernung der Boc-Schutzgruppe mit einer Mischung aus TFA, Triethyl-silan und Wasser im Verhältnis 90:2:8. In dem durch Fällen mit Diethylether erhaltenenMaterial konnte massenspektroskopisch nicht das Peptid 77 nachgewiesen werden.Eine Ursache für das Scheitern der Synthese könnte die Rückfaltung der wachsendenPeptidkette am Harz sein. Die Ausbildung von Sekundärstrukturelementen und diedamit verbundenen Syntheseprobleme sind literaturbekannt und können bspw. durchdie Verwendung von Pseudoprolindipeptiden oder den Zusatz chaotroper Salze wieLithiumchlorid oder Natriumperchlorat vermieden werden. Teilweise genügt hierzuauch schon ein Wechsel des Lösungsmittels.127

Da bei der Verwendung azobenzolbasierter Aminosäuren der Zusatz von Silanenals Abfangreagenzien (scavenger) ohnehin nicht geeignet ist,126 wurde das Konzeptzur Synthese des von Ettmayer et al. beschriebenen Antagonisten überarbeitet (Sche-ma 5.3). Als polymerer Träger wurde das von Kleomenis Barlos entwickelte Chlortrityl-harz gewählt.146 Der Chlortrityllinker erlaubt zum einen die Abspaltung des Peptidesvom Harz unter mild sauren Bedingungen, unter denen auch Boc- oder Tritylschutz-gruppen erhalten bleiben. Des weiteren entfällt die Notwendigkeit, die dem Prolinfolgenden Aminosäuren als zuvor synthetisiertes Dipeptid zu kuppeln, da es aufgrunddes sterischen Anspruches des Chlortrityllinkers nicht zu einer Rückfaltung der wach-senden Aminosäurekette kommt. Dies eröffnet die Möglichkeit, seitenkettengeschützteAsparaginbausteine einzusetzen, um die Bildung von Nitrilderivaten während derPeptidsynthese zu vermeiden. Die Tritylschutzgruppe wird unter sauren Bedingungenentfernt, kann aber bei der Abspaltung des Peptides vom Harz bei entsprechender Wahlder Reaktionsbedingungen erhalten werden (Prinzip der abgestuften Labilität). Durch dieVerwendung eines potenteren Kupplungsreagenzes, den Zusatz von DIEA als Base

61


1) Fmoc-Abspaltung1 2) Einfachkupplung Fmoc-Val-Asn-OH2 3) Capping3

4) Fmoc-Abspaltung5) Einfachkupplung Fmoc-Val-OH6) Capping6) Fmoc-Abspaltung7) Einfachkupplung Fmoc-pTyr(NMe2)2-OH8) Capping9) Fmoc-Abspaltung10) Doppelkupplung Fmoc-Lys(Boc)-OH4

11) Fmoc-Abspaltung12) Capping

TFA/TES/H2O 90:2:8

1 Fmoc-Abspaltung: 20% Piperidin/DMF, 5 min, 10 min2 Einfachkupplung: AS (2.00 Äquiv.), DIC (2.00 Äquiv.), HOBt (2.00 Äquiv.), 5 h3 Capping:Ac2O/Pyridin, 15 min4 Doppelkupplung:AS (4.00 Äquiv.), DIC (4.00 Äquiv.), DIEA (4.00 Äquiv.), 2x 5 h

ProValAsnValpTyr(NMe2)2 Wang

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O NMe2

NMe2

CO2H

OO

O

FmocN

NH

H2N

O

Ac-Lys(NH2)

76

Schema 5.2: Versuch der Synthese des geschützten linearen Peptides 76 am Wang-Harz9

und einer Erhöhung der Äquivalente an Aminosäure und Kupplungsreagenz solltedie Kupplungseffizienz unter Verringerung der Reaktionszeit optimiert werden. Aufein Capping nach jedem Kupplungsschritt wurde verzichtet. Um eine Rückfaltung desPeptides nach der Kupplung des Phosphotyrosinbausteines zu verhindern, wurde diegesamte Synthese in NMP durchgeführt, d. h. sowohl die Aminosäuren als auch dasKupplungsreagenz und die Base wurden als Lösungen in NMP eingesetzt. Als Kupp-lungsreagenz wurde zuerst TCTU erprobt. Dies zeigte jedoch in NMP eine relativgeringe Löslichkeit, so daß das Kupplungsreagenz nur als 0.2 molare Lösung einge-setzt werden konnte. In nachfolgenden Synthesen wurde daher HCTU als 0.5 molareLösung in NMP verwendet. Auf den Zusatz von HOBt wurde verzichtet, da neuereUntersuchungen zeigten, daß HOBt keinen bzw. nur einen geringen Einfluß auf dieKupplungseffizienz und die Epimerisierungsrate in HBTU-vermittelten Kupplungenhat.147 Auch die Abspaltung der temporären Fmoc-Schutzgruppen erfolgte mit einerLösung von 40% Piperidin in NMP.

Bei der Abspaltung vom Harz wurde im Hinblick auf die Synthese photochromerPeptide auf den Einsatz von Abfangreagenzien verzichtet, da die hierfür üblichen Sila-

62


TFA/H2O 90:10

ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2 Cl-Trt

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

CO2H

NH

H2N

O

Ac-Lys(NH2)

OO

HN

Cl

1) Einfachkupplung Fmoc-Val-OH1

2) Fmoc-Abspaltung2 3) Einfachkupplung Fmoc-Asn(Trt)-OH4) Fmoc-Abspaltung5) Einfachkupplung Fmoc-Val-OH6) Fmoc-Abspaltung7) Einfachkupplung Fmoc-pTyr(NMe2)2-OH8) Fmoc-Abspaltung9) Doppelkupplung Fmoc-Lys(Boc)-OH3

10) Fmoc-Abspaltung11) Capping4

1 Einfachkupplung: AS (4.00 Äquiv.), HCTU (4.00 Äquiv.), DIEA (8.00 Äquiv.), NMP, 1h2 Fmoc-Abspaltung: 40% Piperidin/NMP, 5 min, 10 min3 Doppelkupplung: AS (4.00 Äquiv.), HCTU (4.00 Äquiv.), DIEA (4.00 Äquiv.), NMP, 2x 1 h4 Capping: Ac2O/Pyridin, 2x 15 min

77

Schema 5.3: Synthese des linearen Grb2-SH2 Antagonisten 77 am Chlortritylharz

ne, Thiole und Phosphine die N=N-Doppelbindung des Azobenzoles partiell zum Hy-drazinderivat reduzieren.11 Moroder et al. haben im Zuge ihrer Arbeiten zu photochro-men RGD-Peptiden bereits berichtet, daß Wasser hinreichend nukleophil ist, um diewährend der Schutzgruppenabspaltung generierten Kationen wirksam abzufangen.126

Die Abspaltung vom polymeren Träger erfolgte durch Behandlung des Harzes mitwäßriger 90%iger TFA für 2 h, um neben der Abspaltung vom Harz auch die Boc-Schutzgruppe des Lysines zu entfernen. Unter diesen Bedingungen kam es bereits zurpartiellen Hydrolyse der Phosphoamidbindung, so daß ein Gemisch aus dem geschütz-ten Peptid 76, einem teilweise entschützten und dem vollständig entschützten Peptid 77

erhalten wurde. Daher wurde die Abspaltlösung vom Harz getrennt und weitere 18 hbei Raumtemperatur gerührt. Auf diese Weise wurde das vollständig entschützte Pep-tid 77 erhalten. Versuche, das lineare Peptid 77 in DMF unter Verwendung von HCTUoder PyBOP als Kupplungsreagenzien zu zyklisieren, schlugen fehl. Dies könnte aufNebenreaktionen des Kupplungsreagenzes mit den freien Hydroxylgruppen des Phos-photyrosines zurückzuführen sein. Durch Verwendung des geschützten Bausteines

63


Ac-Lys(Fmoc)-OH in der Festphasensynthese würde sich die Möglichkeit ergeben, dasPeptid unter milden Abspaltbedingungen vollständig geschützt vom Harz abzuspaltenund die Schutzgruppen erst nach der Zyklisierung zu entfernen. Diese Variante wurdeim Rahmen der vorliegenden Arbeit jedoch nicht erprobt.

5.4.3 Synthese der photochromen zyklischen Peptide

Die Wahl der Sequenz der photoschaltbaren Peptide wurde von den folgenden Überle-gungen bestimmt: Die Peptide sollten den β-turn mit der aktiven Sequenz pTyr-X-Asnenthalten. Hier wurde die von Ettmayer et al. vorgeschlagene Sequenz pTyr-Val-Asn-Val übernommen. Auch das bereits von ihnen eingebaute Prolin wurde beibehalten,da es zum einen als effektiver β-turn-Vermittler wirkt und außerdem als C-terminaleAminosäure oftmals eine günstige Position zur Zyklisierung bietet. Durch eine mög-lichst geringe Ringgröße sollte eine effektive Übertragung des Schaltprozesses vomChromophor auf das Peptidrückgrat gewährleistet werden. Hierbei galt es allerdingszu beachten, daß eine zu kleine Ringgröße die Zyklisierung unmöglich machen kann,insbesondere bei Verwendung der linear gebauten (und somit starren) Aminosäure4,4’-AMPB. Im Hinblick auf spätere Bindungsexperimente unter physiologischen Be-dingungen wäre eine Wasserlöslichkeit der zyklischen Peptide wünschenswert. Diesesollte über den Einbau zweier Glycine erzielt werden, die den Photoschalter flankieren.Außerdem erhöhen Glycine die Wasserlöslichkeit des Peptides und sollten aufgrundihrer konformationellen Flexibilität die Zyklisierung der linearen Peptide erleichtern.Des weiteren hat sich eine Schnittstelle zwischen einem N-terminalen Glycin und einemC-terminalen Prolin bereits in diversen Fällen als günstige Wahl für eine Zyklisierung er-wiesen. Als Photoschalter sollten die Aminosäuren Fmoc-4,4’-AMPB-OH 33, Fmoc-3,3’-AMPB-OH 36 und Fmoc-3,3’-APB-OH 45 verwendet werden: Fmoc-3,3’-AMPB-OH 36

und Fmoc-3,3’-APB-OH 45 wurden aufgrund der hohen Lebensdauer der cis-Isomereausgewählt, die Aminosäure 45 außerdem aufgrund des zu erwartenden stärkerenEffektes der Isomerisierung auf das Peptidrückgrat.

Die Festphasensynthese der photochromen Peptide 79 - 81 erfolgte gemäß dem fürdas lineare Peptid 77 erarbeiteten Syntheseprotokoll am Chlortritylharz (Schema 5.4).Um die Rückfaltung des Peptides am Harz zu verhindern, wurde die gesamte Synthesein NMP durchgeführt. Außerdem wurden alle auf die Phosphoaminosäure folgendenAminosäuren bei verlängerter Reaktionszeit unter Verwendung von je 4.00 Äquivalen-ten bei verdoppelter Reaktionszeit zweifach gekuppelt. Unter diesen Bedingungen ließsich auch das phenylische Amin der Aminosäure 45 ohne erkennbare Probleme um-setzen. Die Abspaltung der geschützten linearen Peptide vom Chlortritylharz erfolgteunter mild sauren Bedingungen mit Essigsäure/Trifluorethanol/Dichlormethan im Ver-hältnis 2:2:6.148 Unter diesen Bedingungen war es möglich, die vollständig geschütztenPeptide 79-81 zu erhalten (Schema 5.4).

Die Reinigung des linearen Peptides 79 wurde mittels Flash-Chromatographie anKieselgel erprobt. Auf diese Weise konnte zwar eine Abtrennung der Nebenprodukteerreicht werden, allerdings erforderte das azobenzolmodifizierte Peptid einen hohenAnteil von Methanol im Eluenten, durch welches auch das zur Chromatographie ver-wendete Kieselgel teilweise gelöst wurde. Der Anteil des Kieselgeles in der Produkt-

64


OO

HN

1) Einfachkupplung Fmoc-Val-OH1

2) Fmoc-Abspaltung2 3) Einfachkupplung Fmoc-Asn(Trt)-OH4) Fmoc-Abspaltung5) Einfachkupplung Fmoc-Val-OH6) Fmoc-Abspaltung7) Einfachkupplung Fmoc-pTyr(NMe2)2-OH8) Fmoc-Abspaltung9) Doppelkupplung Fmoc-Gly-OH3

10) Fmoc-Abspaltung11) Doppelkupplung Fmoc-AzoAS-OH4

12) Fmoc-Abspaltung13) Doppelkupplung Fmoc-Gly-OH14) Fmoc-Abspaltung

AcOH/TFE/DCM 2:2:6, 2 h

1 Einfachkupplung: AS (4.00 Äquiv.), HCTU (4.00 Äquiv.), DIEA (4.00 Äquiv.), NMP, 1h2 Fmoc-Abspaltung: 40% Piperidin/NMP, 5 min, 10 min3 Doppelkupplung:AS (4.00 Äquiv.), HCTU (4.00 Äquiv.), DIEA (4.00 Äquiv.), NMP, 2x 2 h4 AzoAS: Fmoc-4,4'-AMPB-OH,Fmoc-3,3'-AMPB-OH, Fmoc-3,3'-APB-OH

ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2GlyAzoASH2N-Gly Cl-Trt

ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly4,4'-AMPBGlyH2N OH


ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly3,3'-APBGlyH2N OH

Cl

79

80

81

Schema 5.4: Festphasensynthese der linearen photoschaltbaren Peptide 79-81

fraktion konnte zwar durch wiederholtes Aufnehmen der Substanz in einer Mischungaus Dichlormethan und Methanol im Verhältnis 9:1 und Filtration der Suspensionüber Hyflo R© verringert werden; dies war jedoch mit erheblichen Ausbeuteverlustenverbunden. Das gleiche Problem trat auch bei der Reinigung des Peptides 80 mittelspräparativer Umkehrphasen-Dünnschichtchromatographie (RP-TLC, Laufmittel Ace-tonitril/Wasser 1:1 unter Zusatz von 1% Trifluoressigsäure) auf. Aus diesem Grundwurden die nachfolgenden Versuche zur Zyklisierung und anschließenden Entschüt-zung an den Rohprodukten unternommen. Die Zyklisierung des geschützten linearenPeptides 79 wurde zunächst nach einer Vorschrift von Moroder et al. mit jeweils 1.90Äquivalenten PyBOP als Kupplungsreagenz, HOBt als Acyltransferkatalysator undDIEA als Base unter hoher Verdünnung in DMF (4·10−4 M) erprobt.24 Der Reakti-onsverlauf wurde mittels Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie(RP-HPLC) an einer Säule Luna C18(2) der Firma Phenomenex durch Gradientenelutionmit Methanol und Wasser unter Zusatz von TFA verfolgt.149 Nach einer Reaktions-

65


CO

NH

NH

O

N

O

H

HN

ONH

O

NN

HN

ONH2

N

O CO2H

OPR2

R'HN O

Abb. 5.10: Schematische Darstellung der Anordnung des linearen Peptides 79 in DMF

zeit von 24 h bei Raumtemperatur konnte lediglich ein Umsatz von 56% festgestelltwerden. Aus diesem Grund wurden die zugesetzten Mengen des Kupplungsreagen-zes und des Acyltransferkatalysators auf insgesamt 4.00 Äquivalente und die Mengeder Base auf insgesamt 8.00 Äquivalente erhöht, was jedoch praktisch keine Wirkungzeigte. Nach einer Gesamtreaktionszeit von 63 h war ein Umsatz von 57% zu verzeich-nen. Durch Bestrahlung des entgasten Reaktionsgemisches bei 365 nm für 12 h konnteschließlich ein Umsatz von 96% erzielt werden, allerdings kam es hierbei zur Bildungeines erheblichen Anteils an Nebenprodukten. Die Ursache für die geringe Reaktivitätwurde in der Ausbildung des β-turns vermutet, die in Kombination mit der linearenStruktur der trans-konfigurierten Aminosäure eine Zyklisierung verhindert. Dies ist inAbbildung 5.10 schematisch dargestellt.

Daher wurde die Zyklisierung mit je 4.00 Äquivalenten PyBOP und HOBt und 8.00Äquivalenten DIEA in NMP erprobt, das sich bereits bei der Festphasensynthese deslinearen Peptides als effektives Lösungsmittel zur Solvatisierung des β-turns erwiesenhatte. In einem Maßstab von 10.9 µmol (entsprechend einem Lösungsmittelvolumenvon 27.3 ml) führte diese Strategie zum Erfolg: nach einer Reaktionszeit von lediglich25 min konnte durch HPLC-Untersuchungen ein vollständiger Umsatz nachgewiesenwerden. Durch Ausfällen mit Wasser konnte das Rohprodukt in quantitativer Mengeisoliert werden. In einem Maßstab von 58.1 µmol (Lösungsmittelvolumen 146 ml) wares jedoch weder durch Destillation im Vakuum noch durch Extraktion möglich, dasLösungsmittel soweit zu entfernen, daß ein effektives Ausfällen des Produktes mitWasser möglich gewesen wäre. Es konnten weniger als 10% des Rohproduktes isoliertwerden.

Die Idee war nun, unter Verwendung eines Lösungsmittelgemisches den starkenSolvatationseffekt des NMP nutzen zu können, ohne auf die Vorteile der hohen Ver-dünnung bei der Zyklisierung verzichten zu müssen. Die Verwendung von Dichlor-methan mit einem Anteil von 5% NMP brachte hier den Durchbruch: Zwar lag dieReaktionszeit mit 7 h deutlich über der in reinem NMP benötigten Zeit, Dichlorme-than kann jedoch nach dem Ende der Reaktion leicht im Rotationsverdampfer entferntwerden. Aus der verbleibenden Lösung in NMP konnte das zyklisierte geschütztePeptid problemlos mit Wasser ausgefällt werden. Zur Abspaltung der Schutzgruppenwurde das zyklische Peptid mit 90%iger Trifluoressigsäure (aq) behandelt. Der Fort-schritt der Abspaltung wurde durch RP-HPLC verfolgt. Obwohl im Rohprodukt die

66


Masse des Produktes per Massenspekrometrie mittels Elektronensprayionisation (ESI-MS) nachgewiesen werden konnte, gelang es nicht, HPLC-Bedingungen zu finden,die eine effiziente Reinigung des Peptides erlaubt hätten. Zwar konnten kleinere Ver-unreinigungen abgetrennt werden, hauptsächlich wurde jedoch ein breiter „Buckel“beobachtet. Dieser war in geringerem Ausmaß bereits am geschützten zyklischen Pep-tid 82 beobachtet worden. Weder durch einen Wechsel der Säulenmaterials, den Zusatzvon bis zu 30% DMSO zum Eluenten, Lösen des Produktes in Hexafluor-iso-propanolnoch durch Chromatographie bei einer Säulentemperatur von 60 ◦C konnte dieses Pro-blem gelöst werden. Dies könnte ein weiteres Indiz für das oben genannte Problem beider Verwendung des linearen Photoschalters 33 sein (vgl. Abbildung 5.10). Die star-re lineare Geometrie des Photoschalters verhindert in diesem vergleichsweise kleinenzyklischen Peptid möglicherweise die Ausbildung einer Vorzugskonformation, so daßkein scharfes Signal isolierbar ist. Durch die cis-trans-Isomerie des Photoschalters undder Prolin-Amidbindung ergeben sich weitere mögliche Konformere.150

PyBOP (4.00 Äquiv.), HOBt (4.00 Äquiv.), DIEA (8.00 Äquiv.), 3-5% NMP in DCM

Pro)ValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2GlyAzoAScyclo(Gly

ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2GlyAzoASGlyH2N OH

90% TFA (aq)

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

O

NN

HN

ONH

O *

*

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

ON

N

HN

ONH

O *

*

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

ON

NNH

HN

O

*

O *

79-81

82-84

85

86

87

Schema 5.5: Zyklisierung der linearen Peptide 79-81 und anschließende Schutzgruppenabspaltung

67


Ein bekanntes Problem in der RP-HPLC von Phosphopeptiden ist die Wechselwir-kung der Phosphatgruppen mit Metallionen, v. a. Eisen(III)- und Aluminium(III)ionen,auf der Oberfläche der C18-Phasen, die zur Bildung von Peptid-Metallion-Komplexenführt.151, 152 Neben Spuren dieser Ionen im Lösungsmittel können auch die Edelstahl-bauteile der HPLC-Anlage wie der Injektor, die Leitungen oder die Pumpen dieseabgeben. Während die Komplexbildung in der immobilisierten Metallionenaffinitäts-chromatographie (immobilised metalion affinity chromatography/ IMAC) zur Anreicherungphosphorylierter Peptide aus komlexen Mischungen genutzt werden kann, wirkt siesich in der normalen RP-HPLC oft störend aus.153 Durch die Bildung der Peptid-Metallionen-Komplexe werden im Chromatogramm neben scharfen Signalen auchbreite „Buckel“ beobachtet. Dies ist darauf zurückzuführen, daß die Wechselwirkungmit den Metallionen neben der Retention gemäß dem normalen Umkehrphasenmecha-nismus eine zusätzliche Retention des Peptides verursacht. Aus diesem Grund könnenPhosphopeptide teilweise nicht durch Erhöhen des organischen Anteiles im Solvenseluiert werden. Ein Ausweg kann in diesen Fällen der Zusatz komplexbildender Agen-zien wie EDTA zum Eluenten sein.151

Die Peptide 80 und 81 konnten nach der Abspaltung vom Harz unter Verwendungvon jeweils 4.00 Äquivalenten PyBOP und HOBt und 8.00 Äquivalenten DIEA in Di-chlormethan mit 3% NMP zyklisiert werden. Die Abspaltung der Schutzgruppen er-folgte durch 90%ige wäßrige TFA. Der Reaktionsverlauf der Zyklisierung und derSchutzgruppenabspaltung wurde wie für das Peptid 85 beschrieben mittels RP-HPLCan einer Säule Luna C18 der Firma Phenomenex durch Gradientenelution mit Methanolund Wasser unter Zusatz von TFA verfolgt. Exemplarisch sind die Chromatogrammeder Rohprodukte 81, 84 und 87 in Abbildung 5.11 dargestellt. Wie zu erkennen ist,trat auch in diesem Fall das oben beschriebene Elutionsproblem nach der Zyklisierungund der Schutzgruppenabspaltung auf. Im Gegensatz zu dem Peptid 85 konnte es aberdurch einen Wechsel des Säulenmateriales und des Eluentensystems gelöst werden.An einer Säule Polaris C18 der Firma Varian durch Gradientenelution mit Acetonitrilund Wasser konnten beide Peptide im semipräparativen Maßstab gereinigt werden.Die photoschaltbaren Phosphopeptide 86 und 87 wurden in Ausbeuten von 8.6 bzw.18.5% über 17 Stufen (bezogen auf die Beladung des Chlortritylharzes) erhalten.

Aufgrund der aziden Phosphatgruppe werden Phosphopeptide oft nicht hinreichendprotoniert, was ihre Identifizierung mittels Positivionen-Elektronenspray-Massenspek-trometrie erschwert.154 Ebenso wird an geschützten Peptiden häufig keine hinreichendeIonisierung des Moleküliones im Positivionenmodus erzielt. Aus diesem Grund wur-den die Peptide 79 - 87 i. a. im Negativionenmodus vermessen, in dem eine deutlichgrößere Signalintensität erhalten werden konnte.

Wegen der geringen Löslichkeit des Peptides 86 im Eluenten konnten nur 8.15 mg desRohmaterials mittels semipräparativer RP-HPLC gereinigt werden, wodurch 0.85 mgdes gereinigten Peptides 86 erhalten wurden. Aus Zeitgründen mußte daher auf eineNMR-spektroskopische Charakterisierung verzichtet werden. Diese Untersuchungenwerden jedoch nach Reinigung des noch vorhandenen Rohmaterials in diesem Arbeits-kreis in Kooperation mit der Arbeitsgruppe von Dr. Peter Schmieder am Leibniz-Institutfür Molekulare Pharmakologie (FMP) in Berlin-Buch durchgeführt werden.

68


Abb. 5.11: HPLC-Chromatogramme der Rohprodukte 81, 84 und 87

69


Die photochromen Eigenschaften des zyklischen Peptides 87 wurden in DMSO(pH 5.5) untersucht. Die UV/Vis-Spektren sind auf Seite 163 abgebildet. Das Peptidzeigt das für den Azobenzoltyp charakteristische Spektrum mit deutlich separiertenAbsorptionsbanden der π-π∗- und n-π∗-Übergänge bei 323 und 437 nm (vgl. Kapitel 4.1auf Seite 18). Die Lage des Absorptionsmaximums des trans-Isomers ist im Peptidgegenüber der freien Aminosäure 44 um 2 nm hypsochrom verschoben. Das Peptidbesitzt erwartungsgemäß einen etwas geringeren Extinktionskoeffizienten als die freieAminosäure. Durch Bestrahlung der Lösung bei 340 nm konnte eine Isomerisierung desChromophors erzielt werden, die mit einer Abnahme der Absorption im Bereich derπ-π∗-Bande und einer Verschiebung der n-π∗-Bande zu 427 nm verbunden ist. Die Ring-größe des zyklischen Peptides ist offensichtlich groß genug, um eine Isomerisierungdes Photoschalters zuzulassen. Die Halbwertszeit bei 30 ◦C wurde zu 92 h bestimmt.Durch ein- und zweidimensionale NMR-Experimente der Arbeitsgruppe Schmiederam FMP konnte gezeigt werden, daß sich die Isomerisierung des Chromophors tat-sächlich auf das Peptid auswirkt und die Ringgröße des Peptides demzufolge nicht zugroß gewählt wurde (Abb. 5.12 - 5.14). Im 1H-NMR-Spektrum des Peptides ist bereitsvor der Bestrahlung ein geringer Anteil des cis-Isomers zu erkennen (Signal bei δ= 8.98ppm in Abbildung 5.12 oben). Dies ist auf eine Isomerisierung der Substanz durch Ta-geslicht während der Reinigung oder der Probenpräparation für die NMR-Messungenzurückzuführen (vgl. hierzu den Experimentellen Teil, Kapitel 7 auf Seite 83). Auch diechemische Verschiebung der restlichen Aminosäuren verändert sich durch die Isome-risierung des Photoschalters wie bspw. an den γ-Protonen der Valine zu erkennen ist.Durch Integration der Signale des Glycin1-Amidprotons bei δ = 9.28 ppm (trans) bzw.8.98 ppm (cis) wurde der Anteil des cis-Isomers im photostationären Zustand zu 84%bestimmt.

70


Abb. 5.12: Ausschnitt der 1H-NMR-Spektren des Peptides 87 im Bereich der aromatischen und amidischenProtonen

71


Abb. 5.13: Ausschnitt der 1H-NMR-Spektren des Peptides 87 im Bereich der α- und Seitenkettenprotonen

72


Abb. 5.14: Ausschnitt der NOESY-Spektren des Peptides 87

73


74

6 Zusammenfassung und Ausblick

Die Modulation biologischer Strukturen mittels Licht gewinnt als extrem schnelle undrückstandsfreie Technik zunehmend an Bedeutung. Durch die Verwendung optischerSchalter lassen sich in Peptiden Faltungsprozesse im Piko- bis Nanosekundenbereichinduzieren, was eine Beobachtung dieser Prozesse auf einer zuvor nicht zugänglichenZeitskala ermöglicht. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurden neue photoschalt-bare ω-Aminosäuren auf Azobenzolbasis entwickelt und hinsichtlich ihrer photochro-men Eigenschaften charakterisiert. Durch Bestrahlung mit Licht geeigneter Wellenlän-ge kann eine Isomerisierung der Azobenzoldoppelbindung induziert werden, infolgederer sich die Molekülgeometrie deutlich verändert. Durch den Einbau dieser Ami-nosäuren in das Rückgrat zyklischer Phosphopeptide wurden potentielle Grb2-SH2-Antagonisten aufgebaut, deren Konformation und Aktivität mittels Licht moduliertwerden können.

6.1 Aromatische Nitrosoverbindungen

Die Kondensation aromatischer Nitrosoverbindungen mit aromatischen Aminen stelltden im Hinblick auf das Substitutionsmuster flexibelsten synthetischen Zugang zuAzobenzolen dar. Die Schwierigkeit liegt hier in der Synthese der Nitrosoarene. Da-her wurden verschiedene katalytische Oxidationsverfahren mit Wasserstoffperoxid er-probt. Es konnte gezeigt werden, daß Selendioxid als Katalysator zur Oxidation von4-Aminobenzoesäuremethylester 3 geeignet ist (Schema 6.1). Die Produktselektivitätdieser Reaktion läßt sich über die Wahl des Reaktionsmediums steuern: Während inDichlormethan als Hauptprodukt die Nitrosoverbindung 4 in einer Ausbeute von 80%erhalten wird, kann durch Verwendung von Methanol als Lösungsmittel ein vollstän-diger Umsatz zum Azoxybenzol 5 erzielt werden. Dieses Verfahren stellt einen vielver-sprechenden Ansatz zur Synthese symmetrisch substituierter Azoxybenzole dar.

MeO2C NH2MeO2C NO

SeO2 (5 mol%)H2O2 (30%, 3 Äquiv.)

MeOH, RT, 19 h, quant.MeO2C N

N CO2Me

OSeO2 (10 mol%)

H2O2 (30%, 3.4 Äquiv.)

DCM, RT, 22 h, 80%

34 5

Schema 6.1: Oxidation aromatischer Amine mit SeO2/H2O2

Zur effizienten Darstellung von Nitrosoarenen wurde ein Oxidationsverfahren mitOxon als Oxidans in einem zweiphasigen Lösungsmittelgemisch aus Dichlormethanund Wasser entwickelt, das eine breite Substrattoleranz zeigt und vor allem für elek-tronenarme Nitrosoarene sehr gut geeignet ist, die bislang häufig nur in geringen Aus-beuten oder unter deutlich längeren Reaktionszeiten zugänglich waren (Schema 6.2).

75


Durch das zweiphasige System wird eine Abtrennung der Nitrosoverbindung von demOxidans und dem Hydroxylamin gewährleistet, da beide besser in der wäßrigen Phaselöslich sind, und somit eine Überoxidation und eine Kondensation zur Azoxyverbin-dung weitestgehend vermieden. Dieses Verfahren läßt sich problemlos auf größereMaßstäbe übertragen; so konnten bspw. 4-Aminobenzoesäure und 3-Nitroanilin in ei-nem Maßstab von 10 g zu den entsprechenden Nitrosoverbindungen oxidiert werden.Des weiteren erfordert ein oxidatives Verfahren im Gegensatz zur klassischen Syn-these über eine Reduktion der aromatischen Nitroverbindung keine Reinigung dertoxischen und oft instabilen Nitrosoverbindungen, da die hierbei als Nebenproduk-te entstehenden Nitro- und Azoxyverbindungen in der nachfolgenden Kondensationzum Azobenzol nicht interferieren. Auf der Grundlage dieses oxidativen Verfahrenskonnte im Rahmen der vorliegenden Arbeit eine Anzahl unterschiedlich substituierterAzobenzole über Mills-Kupplungen synthetisiert werden.

NH2 NOOxon

H2O/DCM, RTR R

R NO Organische Phase

Wäßrige PhaseR NHOHR NH2Oxon

NO

MeO2C

2 h, 89%

NO

0.5 h, 90%

MeO2C NO

1 h, quant. (>95%)

HO2CNO

HO2C

3.5 h, 96% (>95%)

NO

NC

3 h, 96% (90%)

NO

MeO2C

3.5 h, 96% (>95%)

NO

O2N

2 h, 89%

NO

3.5 h, 70%

Br

NO

9.5 h, 60%

BocHNNO

12 h, 65%

Et NO

0.5 h, 97% (85%)

Bu4NO3S NO

1.5 h, 98% (95%)

NC

Schema 6.2: Oxidation aromatischer Amine mit Oxon

Die Anwendung des Oxidationsverfahrens zur Herstellung von 1,2-Dihydrooxa-zinen, die wichtige Vorläufer für die Synthese von cis-Allylalkoholen darstellen, ineiner Tandemreaktion mit anschließender Hetero-Diels-Alder-Reaktion konnte an zweiBeispielen erfolgreich demonstriert werden (Schema 3.2).

NO

RR

NH2

R

NOOxon

Cyclohexa-1,3-dien

H2O/DCM 4:1, RT

R = CO2Me, 50%

R = Cl, 54%

Schema 6.3: Tandemreaktion zur Synthese von Oxazinen

76



Zur Untersuchung von elektronen- und lichtinduzierten Schaltprozessen auf Metall-oberflächen wurden die in Abbildung 6.1 dargestellten Azobenzole synthetisiert. DieUntersuchung der photochromen Eigenschaften dieser Azobenzole zeigte eine Abhän-gigkeit der Lebensdauer der metastabilen cis-Isomere von der Art und der Position derSubstituenten am Azobenzolgrundkörper. Die thermische Stabilität der cis-Isomere istabhängig von der Stärke der N=N-Doppelbindung. Nitril- und Esterfunktionen in pa-ra-Position stehen in mesomerer Konjugation zur N=N-Doppelbindung, wodurch derDoppelbindungscharakter dieser Bindung geschwächt wird. Der Übergang vom para-zum meta-Substitutionsmuster führte daher zu einer Verlängerung der Halbwertszeitum einen Faktor von etwa 3.5. Von den Verbindungen 25 und 26 konnten Kristallstruk-turen erhalten werden, die bisher nicht literaturbekannt waren.

NN CO2Me

MeO2C NN

NN

NN CN

NC NN

NN

NC NN

OH

HO

OH

MeO2C

CO2MeCO2Me

MeO2C

CN

NC

24, 96% 25, 93% 26, 93%

27, 90% 28, 93%

29, 78% 30, 34%

Abb. 6.1: Azobenzole zur Untersuchung von Schaltprozessen auf Oberflächen

6.3 Photochrome ω-Aminosäuren

Die Synthese der literaturbekannten photochromen Aminosäure Fmoc-AMPB-OH 33

konnte auf der Grundlage des im Rahmen dieser Arbeit erarbeiteten Oxidationsverfah-rens unter deutlicher Verbesserung der Gesamtausbeute optimiert werden. Der an denin Abbildung 6.1 dargestellten Azobenzolen beobachtete meta-Effekt konnte erfolgreichzur Entwicklung neuer photochromer Aminosäuren vom AMPB-Typ genutzt werden,die sich gegenüber dem AMPB durch eine erhöhte thermische Stabilität des cis-Isomersauszeichnen. Die konstitutionsisomeren Aminosäuren 34 - 36 wurden über die für dieAminosäure AMPB erarbeitete Syntheseroute ebenfalls in hohen Ausbeuten dargestelltund mittels UV/Vis- und 1H-NMR-Spektroskopie hinsichtlich ihrer photochromen Ei-genschaften charakterisiert (Schema 6.4).

Die größte Auswirkung des meta-Effektes ist an push-pull-substituierten Azobenzo-len des Pseudostilbentyps zu erwarten. Dies konnte anhand der konstitutionsisomerenAminosäuren APB 42 und 3,3’-APB 44 gezeigt werden. Durch die Variation des Substi-

77


ONAcOH/DMSO 1:1

NFmocHN

N

CO2H

NN

CO2H

FmocHN

NN

FmocHNCO2H

NH2

FmocHN

CO2H 97% - quant.

NN

FmocHN

CO2H

NFmocHN

N CO2H

33 34

35 36

Schema 6.4: Synthese der photochromen ω-Aminosäuren vom AMPB-Typ

tutionsmusters gelang es, die größere Rigidität des APB mit den Vorteilen der amino-methylenfunktionalisierten Aminosäuren vom AMPB-Typ, namentlich der erheblichgrößeren Stabilität des cis-Isomers und der höheren Reaktivität der Aminofunktion zuverbinden (Schema 6.5).

NN

H2N

CO2H2) BocGly-OH, TCTU, HOBt, DIEA DMF, RT, 26 h, 92%

NN

NH

ONH

CO2tBu

BocHN

O

NN

H2N

CO2HN

NH2N

CO2H

Lebensdauer des cis-Isomers bei RT < 10 min Lebensdauer des cis-Isomers bei RT 49 h

1) H2NValOtBu, EDC, HOBt, DIEA DMF, RT, 36 h, 82%

44

44 47

42

Schema 6.5: Vorteile der Aminosäure 3,3’-APB 44

Während die Acylierung der Aminosäure APB 42 die Umsetzung der zuvor sily-lierten Aminofunktion mit Aminosäurefluoriden erfordert, konnte die Umsetzung derAminosäure 3,3’-APB 44 mit Standardkupplungsreagenzien anhand einer Tripeptid-synthese in Lösung demonstriert werden. Die Fmoc-geschützte Aminosäure 45 wurdein einer vierstufigen Synthese mit einer Gesamtausbeute von 46 bzw. 49% (bezogen aufAminoacetanilid) dargestellt (Schema 6.6). Die geringe Ausbeute ist auf Redoxreak-tionen der Kupplungspartner bei der Kondensation in Eisessig zurückzuführen. ErsteVersuche zur Syntheseoptimierung durch Reduktion einer nitrosubstituierten Azo-benzolcarbonsäure wurden bereits im Rahmen dieser Arbeit unternommen. Weitereim Rahmen dieser Arbeit nicht erprobte Möglichkeiten ergeben sich durch die Ver-wendung von Reduktionsmitteln wie Natriumsulfid oder Natriumhydrogensulfid.115

Alternativ ist auch eine palladium- oder kupferkatalysierte C-N-Kupplung einer halo-gensubstituierten Azobenzolcarbonsäure denkbar.

78

6.3 Photochrome ω-Aminosäuren

ON

NH2RT, 4d, 53% N

NAcHN

CO2MeCO2Me

AcHN

80 °C, 48 h, quant.

3N HCl

NN

H2N

CO2H

FmocOSu, NaHCO3

A: Dioxan, H2O, RT, 36 h, 87%B: THF, H2O, RT, 11 d, 93%

AcOH

NN

FmocHN

CO2H

6 43

44 45

Schema 6.6: Synthese der ω-Aminosäure 45

Ein Vergleich der photochromen Eigenschaften von zehn im Rahmen dieser Ar-beit synthetisierten Azobenzole ergab einen linearen Zusammenhang zwischen demLogarithmus der Absorptionswellenlänge des π-π*-Überganges und der thermischenHalbwertszeit der Verbindung in DMSO. Es konnte eine Gleichung zur Abschätzungder thermischen Halbwertszeit bei 30 ◦C in DMSO anhand des Absorptionsmaximumsgefunden werden. Eine Abhängigkeit der thermischen Halbwertszeit bzw. des Absorp-tionsmaximums von Hammett-Substituentenkonstanten ist bereits von Nishimura et al.und Mustroph et al. postuliert worden. Eine weitergehende Untersuchung dieses Zu-sammenhanges könnte somit das rationale Design azobenzolbasierter Photoschalterfür verschiedenste Anwendungen ermöglichen.

Aufgrund der oben erwähnten Probleme bei der Verwendung der Aminosäure 42

in der Peptidsynthese wurde nach alternativen Wegen zum Einbau dieses Photoschal-ters in peptidische Strukturen gesucht. An den Azobenzolen 56 und 57 konnte unterVerwendung von Kupferiodid und N,N-Dimethylaminoethanol erstmals die kupferka-talysierte Arylierung von α-Aminosäuren mit Azobenzolhalogeniden gezeigt werden(Schema 6.7). Für Azobenzole mit basenlabilen Substituenten ist diese Methode jedochnicht geeignet; hier kommt es zu Nebenreaktionen mit dem Lösungsmittel. Vor allemmit sterisch anspruchsvollen, hydrophoben Aminosäuren wie Valin, Phenylalanin oderLeucin konnten befriedigende Ausbeuten von 61 bis 68% erzielt werden. Im Hinblickauf die Reaktionszeit bedürfen diese Reaktionen jedoch noch weiterer Optimierungbeispielsweise durch die Verwendung potenterer Liganden. Auch die Erprobung pal-ladiumkatalysierter Buchwald-Hartwig-Kupplungen wäre von Interesse.

NN

Br NN

NH

OCO2H

DMAE, 80°C,70 h, 67%

OO

O

NN

Br NN

NH

BocHNCO2H

DMAE, 80°C,168 h, 43%BocHN


K3PO4


K3PO4

56

57

61

62

Schema 6.7: N-Arylierung von (L)-Valin

79


6.4 Photochrome Peptide

Durch den Einbau der photochromen Aminosäuren 33, 36 und 44 in das Rückgrat zy-klischer Phosphopeptide wurden potentielle photoschaltbare Grb2-SH2-Antagonistenaufgebaut. Ausgehend von der biologisch aktiven Sequenz pTyr-Val-Asn-Val wurdendie zyklischen Oktapeptide cyclo(Gly-Photoschalter-Gly-pTyr-Val-Asn-Val-Pro) syn-thetisiert (Schema 6.8). Die linearen Phosphopeptide wurden in einer parallelen au-tomatisierten Festphasensynthese am Chlortritylharz aufgebaut und unter mild saurenBedingungen geschützt vom Harz abgespalten. Die Zyklisierung des linearen Pepti-des 79 in Lösung gestaltete sich zunächst schwierig. In N,N-Dimethylformamid mitPyBOP als Kupplungsreagenz konnte nur unter Bestrahlung ein befriedigender Um-satz des linearen Peptides erreicht werden. Der Grund hierfür wird in der Bildungdes β-turns vermutet. Durch die Verwendung eines Lösungsmittelgemisches aus Di-chlormethan und 3 bzw. 5% N-Methylpyrrolidon gelang es jedoch, die solvatisierendenEigenschaften des N-Methylpyrrolidones zu nutzen und gleichzeitig die für den Zykli-sierungsschritt erforderliche hohe Verdünnung zu realisieren. Die zyklischen Peptidewurden durch Hydrolyse in 90%iger wäßriger Trifluoressigsäure entschützt. Währendes nicht gelang, das Peptid 85 mittels präparativer HPLC zu reinigen, konnten die zy-klischen Phosphopeptide 86 und 87 nach präparativer HPLC in Ausbeuten von 8.6%bzw. 18.5% über 17 Stufen erhalten werden.

Die photochromen Eigenschaften des Peptides 87 wurden mittels UV/Vis- und 1H-NMR-Spektroskopie untersucht. Es zeigte sich, daß sich die Isomerisierung des Pho-toschalters auf das Peptidrückgrat überträgt. Aufgrund des Anteiles an cis-Isomer imphotostationären Zustand von 84% und einer thermischen Halbwertszeit von 92 h bei30◦C ist dieses Peptid ein vielversprechender Kandidat zur Untersuchung lichtindu-zierter Konformationsübergänge und ihrer Auswirkungen auf die biologische Aktivität(Abbildung 6.2). Bindungsstudien mittels 1H-NMR-spektroskopischer Methoden undBiacoretechnik in Kooperation mit der Arbeitsgruppe Schmieder am FMP werden nunzeigen, inwiefern die Bindung des Peptides an die SH2-Domäne des Grb2-Proteinesdurch die lichtinduzierte Strukturänderung beeinflußt werden kann.

NN

ValAsn

N N

Val

PropTyr

Gly GlyGly

pTyrVal

Asn Val

Pro

340 nm

427 nm, ∆NH

O

HN

OGlyHN

OHNO

trans-87

cis-87

Abb. 6.2: Lichtinduzierte Isomerisierung des zyklischen Phosphopeptides 87

80

6.4 Photochrome Peptide

AcOH/TFE/DCM 2:2:6, 2 h

Kupplung: AS (4.00 Äquiv.), HCTU (4.00 Äquiv.), DIEA (4.00 Äquiv.), NMPFmoc-Abspaltung: 40% Piperidin/NMP

ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2GlyAzoASH2N-Gly Cl-Trt



ProValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly3,3'-APBGlyH2N OH

H-Pro Cl-Trt

PyBOP (4.00 Äquiv.), HOBt (4.00 Äquiv.), DIEA (8.00 Äquiv.), 3-5% NMP in DCM

90% TFA (aq)

Pro)ValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly4,4'-AMPBcyclo(Gly

Pro)ValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly3,3'-AMPBcyclo(Gly

Pro)ValAsn(Trt)ValpTyr(NMe2)2Gly3,3'-APBcyclo(Gly

Pro)ValAsnValpTyrGly4,4'-AMPBcyclo(Gly

Pro)ValAsnValpTyrGly3,3'-AMPBcyclo(Gly

Pro)ValAsnValpTyrGly3,3'-APBcyclo(Gly

79

80

81

82

83

84

85

86

87

Schema 6.8: Synthese der photochromen Oktapeptide

81


82

7 Experimenteller Teil

7.1 Methoden und Geräte

Alle Reaktionen wurden unter Stickstoffatmosphäre durchgeführt, soweit es in derVersuchsvorschrift nicht anders vermerkt ist. Die in den Reaktionen verwendeten Lö-sungsmittel der Qualität p. a. wurden, falls erforderlich, unter Argon absolutiert: THFvon Kalium mit Benzophenon als Indikator, Dichlormethan von Phosphorpentoxid, Di-ethylether von Lithiumaluminiumhydrid. Die zur Extraktion, Chromatographie undzum Umkristallisieren verwendeten Lösungsmittel waren technischer Qualität undwurden vor Gebrauch nach Standardmethoden getrocknet und destilliert: Essigsäure-ethylester über Kaliumcarbonat, Dichlormethan und Pentan über Phosphorpentoxid,Diethylether über Kaliumhydroxid/Kupfer(I)chlorid. Aceton und Methanol wurdendestilliert.Säulenchromatographische Reinigungen wurden bei 0.6 bar Überdruck an Flash-Kiesel-gel der Firma ICN Biomedicals GmbH (32-63 µm, 60 Å) oder mittels Unterdruckchroma-tographie nach Harwood155 an Kieselgel der Firma ICN Biomedicals GmbH (63-200 µm,60 Å) bzw. Florisil der Firma Aldrich (140-200 mesh) durchgeführt. Für die präparati-ve Dünnschichtchromatographie wurden PSC-Fertigplatten mit Fluoreszenzindikatorder Firma Merck mit Fluoreszenzindikator (Kieselgel, Merck 60 F254, Schichtdicke 2 mmbzw. RP-18 F254, Schichtdicke 1 mm) verwendet.Zur Dünnschichtchromatographie wurden Aluminiumfolien mit Fluoreszenzindikatorder Firma Merck (Kieselgel, Merck 60 F254, Schichtdicke 0.2 mm) verwendet. Die Detek-tion erfolgte mittels UV-Licht der Wellenlänge λ = 254 nm, einer Iodkammer und fol-genden Tauchreagenzien: Kaliumpermanganat-Reagenz (1.00 g Kaliumpermanganatund 5.00 g Natriumcarbonat in 200 ml Wasser), Ninhydrin-Reagenz (600 mg Ninhy-drin und 6 ml Eisessig in 200 ml Ethanol) und Bromkresolgrün (300 mg Bromkresolgrünin 200 ml Isopropanol).Schmelzpunkte wurden mit einer Schmelzpunktbestimmungsapparatur nach Dr. Tot-toli der Firma Büchi ermittelt und sind nicht korrigiert.Zur manuellen Festphasenpeptidsynthese wurden silanisierte Festphasenreaktoren ausGlas verwendet, die mit einer Fritte der Porosität 2 und einem Vakuumvorstoß zumAbsaugen überschüßiger Reagenzien- und Waschlösungen ausgestattet waren. DerFortschritt der Fmoc-Abspaltung wurde mit Hilfe eines Fmoc-Monitoring bestehendaus einer HPLC-Pumpe L-6000 und einem HPLC-UV-Detektor L-4000 der Firma Merck-Hitachi bei einer Wellenlänge von 301 nm überwacht. Hierzu wurde die Abspaltlösungwährend des Abspaltens in einem Kreislauf durch das Reaktionsgefäß und die Anlagezum Monitoring gepumpt. Der Reaktionsfortschritt der Kupplungsreaktionen wurdemit Hilfe der Kaiser- und TNBS-Harztests kontrolliert.127

Für die automatisierte Festphasensynthese wurde ein Synthesizer Syro II der FirmaMultisyntech mit Vortexeinheit verwendet. Als Lösungsmittel wurden in der Peptidsyn-

83


these DMF der Qualität „für die Peptidsynthese“ und NMP der Qualität „pro synthesis“ohne weitere Reinigung verwendet. Die Reaktionen wurden bei Raumtemperatur ander Luft durchgeführt.Die im Rahmen dieser Arbeit verwendeten Photoschalter isomerisieren in Lösungdurch Bestrahlung mit Licht im nahen UV und sichtbaren Bereich, d. h. es kann bereitsbei der Synthese bzw. der anschließenden Aufarbeitung zu einer partiellen Isomeri-sierung der Substanz kommen. Während die durch Umkristallisation gereinigten Sub-stanzen in der reinen trans-Form erhalten wurden, trat bei der Reinigung durch Chro-matographie teilweise eine partielle Isomerisierung auf, die im 1H-NMR-Spektruman dem Auftreten eines zusätzlichen, hochfeldverschobenen Signalsatzes zu erkennenwar. Falls Isomerengemische erhalten wurden, wurden diese durch Relaxation einerLösung der Probe im Dunkeln bei 40 bis 50 ◦C in die reine trans-Form überführt. DieseIsomerisierung durch Tageslicht ist insbesondere beim Ansetzen und Vermessen vonNMR-Proben zu beachten, die nicht in Braunglas-NMR-Röhrchen untersucht werden.1H-NMR-Spektren wurden mit den Spektrometern AC 200 (200 MHz), AM 400 (400MHz) und DRX 500 (500 MHz) der Firma Bruker aufgenommen. Die verwendetendeuterierten Lösungsmittel sind bei den jeweiligen Substanzen vermerkt. Als internerStandard wurden die Restprotonensignale der deuterierten Lösungsmittel verwendet,die auf die folgenden Werte kalibriert wurden: CHCl3 δ= 7.26 ppm, DCM δ= 5.30 ppm,DMSO δ = 2.50 ppm, H2O δ = 4.79 ppm.156 Die chemischen Verschiebungen sind alsdimensionslose δ-Werte relativ zum externen Standard Tetramethylsilan in ppm an-gegeben. Die Signalmultiplizitäten, die Kopplungskonstanten J in Hz und die durchIntegration ermittelte Protonenanzahl sind in Klammern vermerkt. Die Zuordnung derSignale erfolgte anhand der Signalmuliplizitäten und Integrale, durch Vergleich mitliteraturbekannten Daten und, sofern erforderlich, durch die Aufnahme korrelierterSpektren. Die NMR-spektrokopischen Untersuchungen des Peptides 87 wurden amFMP von der Arbeitsgruppe Schmieder durchgeführt.13C-NMR-Spektren wurden mit den Spektrometern AC 200 (50.3 MHz), AM 400 (100.6MHz) und DRX 500 (125 MHz) der Firma Bruker aufgenommen. Die verwendetendeuterierten Lösungsmittel sind bei den jeweiligen Substanzen vermerkt. Als internerStandard wurden die Restprotonensignale der deuterierten Lösungsmittel verwen-det, die auf die folgenden Werte kalibriert wurden: CHCl3 δ = 77.16 ppm, DMSOδ = 39.52 ppm.156 Die Anzahl der direkt gebundenen Protonen wurde über DEPT-Messungen ermittelt.Korrelierte Spektren (1H,1H-COSY, HSQC, HMBC) wurden an einem SpektrometerAM 400 der Firma Bruker aufgenommen. IR-Spektren wurden mit einem Perkin-ElmerSpektrometer 881 als ATR (attenuated total reflectance) aufgenommen. Die Lage derBanden ist als Wellenzahl ν̃ in cm−1 angegeben.Massenspektren und hochaufgelöste Massenspektren wurden mit einem Finnigan MAT95 SQ bzw. einem Varian MAT 711 aufgenommen. Die Ionisierung der Proben erfolg-te durch Elektronenstoß (EI) bei einem Ionisierungspotential von 70 eV oder durchBeschuß mit schnellen Atomen (FAB). Die Verdampfungstemperaturen sind bei der je-weiligen Substanz vermerkt. Die relativen Intensitäten der Signale sind in Klammern inProzent vermerkt. Massenspektren, die durch Elektronensprayionisation (ESI) erzeugtwurden, wurden mit einem Esquire 2000 der Firma Bruker gemessen. Die verwende-

84

7.1 Methoden und Geräte

ten Parameter sind bei den jeweiligen Substanzen vermerkt. Die Injektion der Probenerfolgte wahlweise über eine Spritzenpumpe oder eine angeschlossene HPLC-AnlageAgilent 1100 der Firma h&p. Zur Aufnahme von Massenspektren im Positivionen-modus wurden die Substanzen unter Zusatz von 1% Trifluoressigsäure in Methanol,Acetonitril oder Wasser gelöst. Für die Aufnahme von Massenspektren im Negativio-nenmodus wurde die Substanzen unter Zusatz von 1% Ammoniak in Methanol gelöst.Elementaranalysen wurden mit einem Elementar Vario EL der Firma Analytik Jenadurchgeführt.RP-HPLC wurde an HPLC-Anlagen Agilent 1100 der Firma h&p Agilent (Anlage 1: Pum-pe G1311A, Entgaser G1379A, Autosampler G1313A, Diodenarraydetektor G1315A,Thermostat G1316A; Anlage 2: Pumpe G1311A, Entgaser G1379A, AutosamplerG1329A, Wellenlängendetektor G1314A, Thermostat G1316A) durchgeführt. Für dieanalytische RP-HPLC wurden die Säulen Luna 5u C18 250x4.60 mm der Firma Pheno-menex (System I, Gradient MeOH/H2O 60:40 + 0.1% TFA zu MeOH/H2O 100:0 + 0.1%TFA in 20 min, dann 10 min MeOH + 0.1% TFA isokratisch, Flußrate 0.5 ml/min) undPolaris 100x4.60 mm Firma Varian (System II, Flußrate 1.5 ml/min, der verwendete Gra-dient ist bei der jeweiligen Substanz vermerkt) verwendet. Der Wellenlängendetektorder Anlage 2 gestattet die Aufnahme des Chromatogramms nur bei einer frei wählba-ren Wellenlänge. Zur Beobachtung des Reaktionsfortschrittes wurde die Wellenlängebei der Untersuchung der photochromen Peptide auf 340 nm eingestellt, da hier se-lektiv die chromophortragenden Peptide beobachtet werden können. Zu bemerken seiallerdings, daß sich die so erhaltenen Chromatogramme nicht zur Angabe von Produkt-reinheiten eignen, da Fehlsequenzen, die kein Chromophor tragen, in diesem Bereichkeine Absorption zeigen. Die Reinigungen mittels semipräparativer RP-HPLC wurdenan einer Säule Polaris 100x21.4 mm der Firma Varian durchgeführt. Der verwendeteGradient und die Flußrate sind bei der jeweiligen Substanz vermerkt.Drehwerte wurden mit einem Polarimeter AA-5 der Firma Optical Activity bei 20 ◦Cermittelt. Die Angabe der spezifischen Drehung [α]20

D erfolgte in [(grd·dm3)/(dm·g)],die Angabe der Konzentration c in [g/dm3].Die Benennung der Substanzen erfolgte mit einem Algorithmus, der in dem Pro-gramm ChemDraw 8.0 der Firma Cambridgesoft implementiert ist und entspricht derBeilsteinnomenklatur. Für literaturbekannte Substanzen wurden die in der Literaturverwandten Namen übernommen, diese entsprechen z. T. nicht der Beilstein- oderIUPAC-Nomenklatur. Die Nummerierung der Atome in den Strukturabbildungen desexperimentellen Teiles dient der Zuordnung der Signale in den NMR-Spektren undentspricht nicht immer der Nomenklatur.

85


7.2 Versuche zu Kapitel 3: Nitrosoverbindungen

4-Nitrobenzoesäure- tert.-butylester 1

NO2

O

O 1

23 4

5

678

9

10

11

3.97 g 4-Nitrobenzoesäurechlorid (21.4 mmol) wurden in 40 mlabs. THF gelöst und auf 0 ◦C abgekühlt. Hierzu wurden 32.2 ml ei-ner 1 M Lösung von Lithium-tert.-butylat (32.2 mmol, 1.50 Äquiv.)in THF über einen Zeitraum von 15 min getropft. Nach beende-

ter Zugabe wurde 1 h bei 0 ◦C gerührt, dann das Eisbad entfernt und bei RT überNacht gerührt. Nachdem die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigenUmsatz anzeigte (19 h), wurde das Reaktionsgemisch mit 40 ml Wasser versetzt. DasTHF wurde im Vakuum weitestgehend entfernt, bevor die verbleibende wäßrige Phasesiebenmal mit je 50 ml EE extrahiert wurde. Die vereinigten organischen Phasen wur-den mit ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittelwurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Nach Umkristallisationaus DCM wurden 4.09 g 4-Nitrobenzoesäure-tert.-butylester 1 (18.2 mmol, 86%) alshellgelber Feststoff erhalten.Fp 112 ◦C Lit.: 114-116 ◦C 157

R f = 0.55 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.27 (td, 3J = 8.80, 4J = 1.96, 2H; H-4/H-6), 8.14 (td, 3J =8.80, 4J = 1.96, 2H; H-3/H-7), 1.62 (s, 9H; tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 163.7 (C1), 150 (C5), 137.4 (C2), 130.5 (C4/C6), 123.3(C3/C7), 82.5 (C8), 28.0 (C9/C10/C11) ppm.IR (ATR, ν̃): 3120 (w), 2980 (w), 1714 (vs, CO2

tBu), 1608 (w), 1525 (s, NO2), 1372 (m),1366 (m), 1348 (s, NO2), 1324 (w), 1310 (m), 1251 (w), 1178 (w), 1161 (w), 1127 (w), 1105(m), 875 (m), 845 (m), 786 (w), 716 (s).m/z (EI, 50 ◦C): 223 (2, M+), 150 (70, C7H4NO3

+), 104 (14, C7H4O+), 57 (100, C4H9+).

HR-MS: C11H13NO4 (M+) ber.: 223.0845, gef.: 223.0844.

4-Nitrosobenzoesäure- tert.-butylester 2

NOO

O 1

23 4

5

678

9

10

11

Zu einer Lösung von 5.00 g 4-Nitrobenzoesäure-tert.-butylester1 (22.4 mmol) in 100 ml Ethylenglykolmonomethylether wurden3.36 g Zinkstaub (51.5 mmol, 2.30 Äquiv.) und 1.91 g Ammonium-chlorid (35.8 mmol, 1.60 Äquiv.) gegeben. Es wurde bei RT gerührt,

bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle zunehmende Reduktion zum Aminanzeigte (2.5 h). Das Reaktionsgemisch wurde im Eisbad auf 0 ◦C abgekühlt und miteiner ebenfalls auf 0 ◦C gekühlten Lösung von 53.7 g Eisen(III)chlorid Hexahydrat(67.1 mmol, 3.00 Äquiv.) in 63 ml H2O/EtOH 5:1 versetzt. Es wurde weiterhin bei 0 ◦Cgerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatz desHydroxylamines anzeigte (3.5 h). Der Ansatz wurde mit 100 ml EE versetzt, die Phasenwurden getrennt, und die wäßrige Phase wurde drei weitere Male mit je 100 ml EE ex-trahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden mit Wasser und ges. NaCl-Lösunggewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach Chromatographie (Kieselgel, EE/Pentan

86


200:1) wurden 3.25 g 4-Nitrosobenzoesäure-tert.-butylester 2 (15.7 mmol, 70%) als grü-ner Feststoff erhalten.Fp 154 ◦CR f = 0.48 (Pentan/EE 40:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.27 (td, 3J = 8.80, 4J = 1.96, 2H; H-3/H-7), 8.14 (td, 3J =8.80, 4J = 1.96, 2H; H-4/H-6), 1.62 (s, 9H; tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 163.9 (C1), 154.6 (C5), 134.1 (C2), 130.3 (C3/C7), 122.6(C4/C6), 82.3 (C8), 28.2 (C9/C10/C11) ppm.IR (ATR, ν̃): 2977 (m), 2933 (w), 1712 (s, CO2

tBu), 1602 (w), 1515 (w), 1463 (m), 1410 (w),1392 (m), 1368 (m), 1292 (s), 1159 (m), 1121 (m), 1012 (w), 866 (m), 850 (m), 775 (m).m/z (EI, 50 ◦C): 207 (22, M+), 151 (100, M+-C4H8), 134 (42, C7H4NO2

+), 121 (64,C6H3NO2

+), 104 (20, C7H4O+), 57 (28, C4H9+).

HR-MS: C11H13NO3 (M+) ber.: 207.0895, gef.: 207.0893.

Durchführung der katalytischen Oxidationen

Zu einer Lösung von 100 mg 4-Aminobenzoesäuremethylester (662 µmol) in dem ent-sprechenden Lösungsmittel (Tabelle 7.1) wurden nacheinander der Katalysator, gege-benenfalls die Additive und das Wasserstoffperoxid gegeben. Es wurde bei RT für diein Tabelle 7.1 angegebene Zeit gerührt. Das Reaktionsgemisch wurde in jeweils 10 mlWasser und DCM aufgenommen, die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wur-de zweimal mit je 10 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurdenmit ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach dem Abfiltrierendes Trockenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der Umsatz unddie Produktverteilung wurden per 1H-NMR-Spektroskopie durch Integration der un-ten aufgeführten Signale bestimmt. Die Ergebnisse sind der Tabelle 3.1 auf Seite 9 zuentnehmen.

Eintrag Katalysator Äquiv. Additive Lösungsmittel t Lit.(mol%) H2O2 (mol%) (ml) [h]

1 MTO (20) 5.00 - MeOH (1) 19 31

2 MTO (20) 5.00 - DCM (1) 193 Na2WO4 (2) 3.40 - DCM (1.5) 224 Na2WO4 (2) 3.40 - CHCl3 (1.5) 205 Na2WO4 (2) 3.40 - Pentan/DCM 1:1.7 (2.2) 206 Na2WO4 (10) 3.40 - DCM (1.5) 187 Na2WO4 (10) 3.40 TBAB (5) DCM (1.5) 188 Na2WO4 (10) 8.82 TBAB (6), Pentan/DCM 1:1 (6.6) 18 28

H3PO4 (100)9 SeO2 (5) 3.00 - MeOH (1) 19

10 SeO2 (10) 3.40 - DCM (5) 2211 SeO2 (10) 8.82 TBAB (6), Pentan/DCM 1:1 (6.6) 22

H3PO4 (100)

Tab. 7.1: Katalytische Oxidationen von 4-Aminobenzoesäuremethylester 3

87


Chemische Verschiebungen der Verbindungen im 1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ):4-Aminobenzoesäuremethylester 3: 7.84 (d, 3J = 8.80, 2H), 6.62 (d, 3J = 8.80, 2H), 3.94(s, br., 2H), 3.84 (s, 3H) ppm.4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4: 8.29 (d, 3J = 8.78, 2H), 7.94 (d, 3J = 8.78, 2H), 3.98(s, 3H) ppm.Bis(4-carbomethoxyphenyl)diazen-1-oxid 5: 8.39 (td, 3J = 8.80, 4J = 1.96, 2H), 8.20 (td,3J = 8.80, 4J = 1.96, 2H), 8.18 (s, 4H), 3.98 (s, 3H), 3.95 (s, 3H) ppm.4-Nitrobenzoesäuremethylester: 8.26 (s, 2H), 8.24 (s, 2H), 3.99 (s, 3H) ppm.

4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4

MeO2C NO1

2 34

56

5.00 g 4-Aminobenzoesäuremethylester (33.1 mmol) wurden in 100ml DCM gelöst. Hierzu wurde eine Lösung von 40.7 g Oxon (66.2mmol, 2.00 Äquiv.) in 400 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasenge-

misch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kon-trolle vollständigen Umsatz anzeigte (0.5 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrigePhase wurde zweimal mit je 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Pha-sen wurden jeweils einmal mit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges.NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach dem Abfiltrieren des Trok-kenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Durch Umkristallisation desRohproduktes (5.50 g, 94% Reinheit laut 1H-NMR) aus DCM wurden 4.89 g 4-Nitroso-benzoesäuremethylester 4 (29.6 mmol, 90%) als hellgelber, feinkristalliner Feststoff er-halten.Fp 126 ◦C Lit.: 128.5-129.5 ◦C 158

R f = 0.50 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.29 (d, 3J = 8.78, 2H; H-2/H-6), 7.94 (d, 3J = 8.78, 2H;H-3/H-5), 3.98 (s, 3H; CH3) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.9 (C4), 164.5 (CO2), 135.3 (C1), 131.2 (C2/C6), 120.5(C3/C5), 52.9 (CH3) ppm.IR (ATR, ν̃): 3103 (w), 3073 (w), 2965 (w), 1731 (s, CO2Me), 1602 (w), 1442 (m), 1415 (m),1283 (s), 1266 (vs), 1254 (vs, NO), 1189 (m), 1117 (m), 1111 (m), 1019 (w), 875 (m), 846(m), 766 (s), 693 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 165 (100, M+), 135 (96, M+-NO), 120 (46, C7H4O2

+), 104 (52, C7H4O+),92 (30), 76 (74, C6H4

+).HR-MS: C8H7NO3 (M+), ber.: 165.0426; gef.: 165.0423.

3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6

6

5 43

21MeO2C

NO

2.00 g 3-Aminobenzoesäuremethylester (13.2 mmol) wurden in 40 mlDCM gelöst. Hierzu wurde eine Lösung von 16.2 g Oxon (26.5 mmol,2.00 Äquiv.) in 160 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurdeintensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kon-

trolle vollständigen Umsatz anzeigte (3 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrigePhase wurde zweimal mit je 40 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Pha-sen wurden jeweils einmal mit 40 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und

88


ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach dem Abfiltrierendes Trockenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es wurden 2.19 g3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6 (13.2 mmol, quant., 92% Reinheit laut 1H-NMR)als hellbrauner Feststoff erhalten. Durch Wasserdampfdestillation von 100 mg des Roh-produktes (662 µmol) wurden 88.8 mg 3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6 (588 µmol,89%) als farbloser, feinkristalliner Feststoff erhalten.Fp 92 ◦C Lit.: 93 ◦C 159

R f = 0.68 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.59 (s, 1H; H-2), 8.38 (d, 3J = 7.80, 1H; H-6), 7.99 (d, 3J= 7.80, 1H; H-4), 7.70 (t, 3J = 7.82, 1H; H-5), 3.99 (s, 3H, CH3) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.8 (C3), 164.9 (CO2), 135.8 (C6), 131.8 (C1), 129.6(C5), 123.8 (C4), 122.6 (C2), 52.8 (CH3) ppm.IR (ATR, ν̃): 3103 (w), 3083 (w), 2955 (m), 1727 (vs, CO2Me), 1607 (w), 1534 (m), 1500(m), 1458 (m), 1437 (m), 1351 (m), 1320 (m), 1298 (s), 1287 (s), 1268 (s, NO), 1194 (m),1133 (s), 1071 (m), 979 (m), 756 (s), 721 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 165 (100, M+), 135 (74, M+-NO), 120 (30, C7H4O2

+), 104 (22, C7H4O+),76 (34, C6H4


4-Nitrosobenzoesäure 7

HO2C NO1

2 34

56

9.99 g 4-Aminobenzoesäure (72.8 mmol) wurden in 112 ml DCM sus-pendiert. Zu dieser Suspension wurde eine Lösung von 89.8 g Oxon(146 mmol, 2.00 Äquiv.) in 450 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasenge-

misch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrollevollständigen Umsatz anzeigte (1 h). Der Niederschlag wurde abfiltriert, gründlich mitWasser gewaschen, zuerst im Exsikkator über Sicacide getrocknet und danach gefrier-getrocknet. Es wurden 11.0 g 4-Nitrosobenzoesäure 7 (72.8 mmol, quant.,≥95% Reinheitlaut 1H-NMR) als gelber Feststoff erhalten.Fp >300 ◦C Lit.: >350 ◦C 160

R f = 0.56 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 13.5 (s, br., 1H, CO2H), 8.27 (d, 3J = 8.78, 2H; H-2/H-6), 7.08 (d, 3J = 8.78, 2H; H-3/H-5) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.2 (CO2H), 165.0 (C4), 136.6 (C1), 131.0 (C2/C6),120.6 (C3/C5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3110 (w), 3061 (w), 2988 (w), 2847 (w), 2675 (w), 2558 (w), 1689 (s, CO2H),1603 (m, CO2H), 1531 (m), 1431 (m), 1349 (m), 1310 (m), 1294 (s), 1265 (vs, NO), 1113(m), 931 (m), 871 (m), 763 (m), 718 (m).m/z (EI, 110 ◦C): 151 (100, M+), 121 (58, M+-NO), 75 (26), 65 (97, C5H5

+), 51 (29, C4H3+).

HR-MS: C7H5NO3 (M+), ber.: 151.0269; gef.: 151.0273.

89


3-Nitrosobenzoesäure 8

6

5 43

21HO2C

NO

5.00 g 3-Aminobenzoesäure (36.5 mmol) wurden in 100 ml DCM sus-pendiert. Zu dieser Suspension wurde eine Lösung von 44.9 g Oxon(73.0 mmol, 2.00 Äquiv.) in 400 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasen-gemisch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromato-

graphische Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (3.5 h). Der Niederschlag wurdeabfiltriert, gründlich mit Wasser gewaschen, zuerst im Exsikkator über Sicacide ge-trocknet und anschließend gefriergetrocknet. Es wurden 5.28 g 3-Nitrosobenzoesäure8 (34.9 mmol, 96%, ≥95% Reinheit laut 1H-NMR) als beiger Feststoff erhalten.Fp >300 ◦C Lit.: >230 ◦C 161

R f = 0.53 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 13.6 (s, br., 1H; CO2H), 8.50-8.20 (m, 2H; H-2, H-6),8.18 (d, 3J = 7.32, 1H; H-4), 7.90-7.60 (m, 1H; H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 166.1 (CO2H), 165.2 (C3), 136.3 (C6), 132.5 (C1),130.5 (C5), 124.2 (C4), 121.0 (C2) ppm.IR (ATR, ν̃): 3084 (w), 2816 (w), 2662 (w), 2553 (w), 1681 (s, CO2H), 1584 (m), 1448 (m),1419 (m), 1308 (s), 1251 (vs, NO), 1166 (m), 1082 (m), 1000 (m), 924 (m), 898 (m), 757 (s),687 (m), 669 (m).m/z (EI, 80 ◦C): 151 (100, M+), 121 (44, C7H4O2

+), 76 (16, C6H4+), 65 (82, C5H5


4-Nitrosobenzonitril 9

NC NO1

2 34

56

5.00 g 4-Aminobenzonitril (42.3 mmol) wurden in 125 ml DCM gelöst.Hierzu wurde eine Lösung von 52.0 g Oxon (84.6 mmol, 2.00 Äquiv.)in 500 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei

RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatzanzeigte (1.5 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mitje 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmalmit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschenund über MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels und Entfernen desLösungsmittels im Vakuum wurden 5.50 g 4-Nitrosobenzonitril 9 (41.6 mmol, 98%, 95%Reinheit laut 1H-NMR) als gelber Feststoff erhalten.Fp 128-129 ◦C Lit.: 136-137 ◦C 162

R f = 0.81 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.97 (s, 4H; H-2/H-6, H-3/H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 162.2 (C4), 134.1 (C2/C6), 120.9 (C3/C5), 118.5 (C1), 117.6(CN) ppm.IR (ATR, ν̃): 3098 (w), 3069 (w), 3046 (w), 2990 (w), 2239 (m, CN), 1601 (w), 1500 (m),1457 (w), 1408 (w), 1291 (w), 1253 (s, NO), 1201 (w), 1113 (w), 1024 (w), 868 (s), 831 (vs).m/z (EI, 100 ◦C): 132 (70, M+), 102 (100, M+-NO), 75 (30, C6H3

+).HR-MS: C7H4N2O (M+), ber.: 132.0324; gef.: 132.0320.

90


3-Nitrosobenzonitril 10

6

5 43

21NC

NO

5.00 g 3-Aminobenzonitril (42.3 mmol) wurden in 250 ml DCM gelöst.Hierzu wurde eine Lösung von 52.0 g Oxon (84.6 mmol, 2.00 Äquiv.) in500 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei RTgerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen

Umsatz anzeigte (3 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zwei-mal mit je 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweilseinmal mit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewa-schen und über MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels und Entfernendes Lösungsmittels im Vakuum wurden 5.48 g 3-Nitrosobenzonitril 10 (41.5 mmol, 96%,90% Reinheit laut 1H-NMR) als beiger Feststoff erhalten. Versuche, das Rohproduktdurch Chromatographie (Kieselgel, Pentan/EE 100:1) zu reinigen, führten zur partiel-len Zersetzung der Nitrosoverbindung.Fp 88-92 ◦C Lit.: 107-108 ◦C 163

R f = 0.77 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.18 (s, 1H; H-2), 8.13 (d, 3J = 7.80, 1H; H-4), 7.99 (d, 3J= 7.80, 1H; H-6), 7.80 (t, 3J = 7.82, 1H; H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 163.1 (C3), 137.9 (C6), 130.8 (C5), 124.6 (C2 o. C4), 124.3(C2 o. C4), 117.3 (CN), 114.1 (C1) ppm.IR (ATR, ν̃): 3070 (m), 3041 (m), 2920 (w), 2877 (w), 2237 (m, CN), 1535 (s, NO), 1494 (s),1481 (s), 1408 (m), 1386 (s), 1355 (s), 1263 (m), 1221 (m), 1204 (m), 1001 (m), 920 (m), 805(s), 797 (s), 789 (s), 735 (m), 669 (s).m/z (EI, RT): 132 (73, M+), 102 (100, M+-NO), 75 (28, C6H3

+).HR-MS: C7H4N2O (M+), ber.: 132.0324; gef.: 132.0321.

3-Nitrosonitrobenzol 11

6

5 43

21O2N

NO

10.0 g 3-Nitroanilin (72.4 mmol) wurden in 200 ml DCM gelöst. Hierzuwurde eine Lösung von 89.0 g Oxon (145 mmol, 2.00 Äquiv.) in 900 mlWasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei RT gerührt,bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatz

anzeigte (2 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mitje 200 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmalmit 300 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschenund über MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels und Entfernen desLösungsmittels im Vakuum wurden 10.9 g 3-Nitrosonitrobenzol 11 (71.7 mmol, 99%,≥95% Reinheit laut 1H-NMR) als gelber Feststoff erhalten. Durch Sublimation (50 ◦C,p = 2.70·10−1 mbar) von 100 mg des Rohproduktes (657 µmol) wurden 90.1 mg 3-Nitrosonitrobenzol 11 (592 µmol, 89%) als farbloser, kristalliner Feststoff erhalten.Fp 87-88 ◦C Lit.: 90 ◦C 28

R f = 0.77 (Pentan/EE 6:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.70-8.55 (m, 2H; H-2, H-6), 8.35 (td, 3J = 7.92, 4J = 1.52,1H; H-4), 7.90 (t, 3J = 7.92, 1H; H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 163.4 (C3), 149.1 (C1), 130.9 (C5), 128.8 (C6), 126.1 (C4),

91


114.6 (C2) ppm.IR (ATR, ν̃): 3098 (w), 3067 (m), 3041 (w), 1610 (w), 1530 (s, NO2), 1470 (m), 1413 (m),1390 (s), 1352 (s, NO2), 1268 (m, NO), 1200 (m), 1084 (m), 991 (m), 921 (m), 859 (m), 716(s).m/z (EI, RT): 152 (100, M+), 122 (46, M+-NO), 92 (28), 76 (86, C6H4

+).HR-MS: C6H4N2O3 (M+), ber.: 152.0222; gef.: 152.0223.

Brom-4-nitrosobenzol 12

NO1

2 34

56

Br

2.50 g 4-Bromanilin (14.9 mmol) wurden in 45 ml DCM gelöst. Hier-zu wurde eine Lösung von 17.9 g Oxon (29.8 mmol, 2.00 Äquiv.) in180 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei

RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatzanzeigte (3.5 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mit je100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmal mit100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen undüber MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmit-tel im Vakuum entfernt. Es wurden 2.75 g 12 (14.9 mmol, quant.) als grüner Feststoffmit einer Reinheit von 80% laut 1H-NMR erhalten. Durch Sublimation von 200 mg desRohproduktes (1.16 mmol) bei RT (p = 9·10−3 mbar) wurden 141 mg (758 µmol, 70%)Brom-4-nitrosobenzol 12 als farblose Kristalle erhalten.Fp 96 ◦C Lit.: 94 ◦C 160

R f = 0.88 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.77 (s, br., 4H; H-2/H-6, H-3/H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 163.9 (C4), 132.8 (C2/C6), 131.8 (C1), 122.3 (C3/C5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3096 (w), 2925 (w), 1718 (w), 1601 (w), 1576 (w), 1517 (m), 1489 (m), 1480(m), 1473 (m), 1453 (m), 1399 (m), 1355 (m), 1117 (m), 1111 (m), 1063 (m), 738 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 185 (78, M+), 155 (100, M+-NO), 75 (46, C6H4

+).HR-MS: C6H4NOBr (M+), ber.: 184.9477; gef.: 184.9476.

Ethyl-4-nitrosobenzol 13

NO1

2 34

567

8 488 mg 4-Ethylanilin (4.03 mmol) wurden in 12.5 ml DCM gelöst. Hier-zu wurde eine Lösung von 4.95 g Oxon (8.05 mmol, 2.00 Äquiv.) in50 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei RT

gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatz an-zeigte (12 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mit je100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmal mit100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen undüber MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmittelim Vakuum entfernt. Durch Vakuumdestillation (p= 7·10−3 mbar) bei RT, wobei die Vor-lage mit flüssigem Stickstoff gekühlt wurde, wurden 482 mg Ethyl-4-nitrosobenzol 13

(2.59 mmol, 65%) als grüne Flüssigkeit erhalten.R f = 0.77 (DCM)

92


1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.83 (d, 3J = 8.30, 2H; H-3/H-5), 7.42 (d, 3J = 7.82, 2H;H-2/H-6), 2.74 (q, 3J = 7.49, 2H; CH2), 1.29 (t, 3J = 7.80, 3H; CH3) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.8 (C4), 153.3 (C1), 128.7 (C2/C6), 121.5 (C3/C5), 29.3(C7), 14.9 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3051 (w), 2970 (m), 2936 (w), 2876 (w), 1729 (m), 1600 (m), 1510 (s), 1454 (s),1415 (m), 1346 (s), 1268 (m), 1185 (m), 1119 (s), 1052 (w), 856 (m), 841 (m).m/z (EI, RT): 135 (30, M+), 105 (100, M+-NO), 77 (32, C6H5

+).HR-MS: C8H9NO (M+), ber.: 135.0684; gef.: 135.0681.

4-Methyl-3-nitrosobenzoesäuremethylester 14

6

5 43

21O2N

NO

3.00 g 3-Amino-4-methylbenzoesäuremethylester (18.2 mmol) wurdenin 60 ml DCM gelöst. Hierzu wurde eine Lösung von 22.3 g Oxon(36.3 mmol, 2.00 Äquiv.) in 240 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasenge-misch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatogra-

phische Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (3.5 h). Die Phasen wurden getrennt,die wäßrige Phase wurde zweimal mit je 40 ml DCM extrahiert. Die vereinigten or-ganischen Phasen wurden jeweils einmal mit 40 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung,Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach Abfil-trieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Es wurden3.15 g 4-Methyl-3-nitrosobenzoesäuremethylester 14 (17.6 mmol, 96%, ≥95% Reinheitlaut 1H-NMR) als hellbrauner Feststoff erhalten. Die Reinheit ließ sich durch Sublima-tion im Hochvakuum nicht verbessern.Fp 85 ◦CR f = 0.36 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.26 (dd, 3J = 7.82, 4J = 1.96, 1H; H-6), 7.64 (d, 3J = 7.82,1H; H-5), 6.88 (d, 4J = 1.96, 1H; H-2), 3.90 (s, 3H; OCH3), 3.41 (s, 3H; CH3) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 166.0 (C3), 163.6 (CO2), 146.6 (C4), 135.7 (C6), 133.2(C5), 128.0 (C1), 108.4 (C2), 52.4 (OCH3), 17.5 (CH3) ppm.IR (ATR, ν̃): 2954 (m), 1722 (s, CO), 1491 (m), 1435 (m), 1290 (s), 1256 (s, NO), 1117 (m),757 (m).m/z (EI, 120 ◦C): 179 (100, M+), 149 (63, M+-NO), 134 (27, M+-NO -CH3), 121 (49, M+-C2H2O2), 89 (98), 63 (48).HR-MS: C9H9NO3 (M+), ber.: 179.0582; gef.: 179.0589.

4-Aminobenzyl- tert .-butylcarbamat 15

NH21

2 34

56

NHO

O Zu einer Lösung von 5.00 g 4-Aminobenzylamin (40.9 mmol) in100 ml abs. THF wurde eine Lösung von 9.81 g Di-tert.-butyldi-carbonat (45.0 mmol, 1.10 Äquiv.) in 20 ml abs. THF über einen

Zeitraum von 10 min hinzugetropft. Das Reaktionsgemisch wurde 12 h bei RT gerührt.Die Lösung wurde im Vakuum auf ca. 15 ml konzentriert und in 100 ml EE aufgenom-men. Es wurde zweimal mit je 100 ml Wasser gewaschen. Die vereinigten wäßrigenPhasen wurden viermal mit je 70 ml EE reextrahiert. Die vereinigten org. Phasen wur-den mit ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittel

93


wurde abfiltriert und das Lösungmittel im Vakuum entfernt. Nach Umkristallisationaus EE/Pentan wurden 8.69 g 4-Aminobenzyl-tert.-butylcarbamat 15 (39.1 mmol, 96%)als hellgelber Feststoff erhalten.Fp 75-76 ◦C Lit.: 73-74 ◦C 76

R f = 0.66 (EE/MeOH 1:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.06 (d, 3J = 8.30, 2H; H-2/H-6), 6.63 (dd, 3J = 8.78, 4J= 2.20, 2H; H-3/H-5), 4.78 (s, br., 1H; NH), 4.17 (d, 3J = 6.06, 2H; CH2), 3.66 (s, br., 2H;NH2), 1.45 (s, 9H, tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 155.9 (CO), 145.8 (C4), 128.9 (C2/C6), 128.8 (C1), 115.2(C3/C5), 79.3 (C(CH3)3), 44.4 (CH2), 28.5 (CH3) ppm.IR (ATR, ν̃): 3411 (m), 3356 (m, NH2), 3232 (w), 3004 (m), 2977 (m), 2930 (m), 2871 (w),1695 (s, CO), 1624 (m, NH2), 1518 (s, NH), 1456 (m), 1392 (m), 1366 (m), 1269 (s), 1251(s), 1167 (s, CO), 1047 (m), 828 (m).m/z (EI, 70 ◦C): 222 (12, M+), 165 (100, M+-tBu), 121 (17, M+-Boc), 106 (60, M+-NHBoc),57 (15, tBu).HR-MS: C12H18N2O2 (M+), ber.: 222.1368; gef.: 222.1371.

4-Nitrosobenzyl- tert .-butylcarbamat 16

NO1

2 34

56

NHO

O 500 mg 4-Aminobenzyl-tert.-butylcarbamat (2.25 mmol) wurdenin 20 ml DCM gelöst. Hierzu wurde eine Lösung von 2.07 g Oxon(3.38 mmol, 1.50 Äquiv.) in 20 ml Wasser gegeben. Das Zweipha-

sengemisch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographischeKontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (9.5 h). Die Phasen wurden getrennt, diewäßrige Phase wurde zweimal mit je 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten orga-nischen Phasen wurden jeweils einmal mit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung,Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach Abfil-trieren des Trockenmittels und Entfernen des Lösungsmittels wurde das Rohproduktdurch Unterdruckchromatographie nach Harwood155 an Florisil gereinigt. Durch an-schließende Umkristallisation aus EE/Pentan wurden 318 mg 4-Nitrosobenzyl-tert.-butylcarbamat 16 (1.35 mmol, 60%) als grüner Feststoff erhalten.Fp 80 ◦CR f = 0.44 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.84 (d, 3J = 8.30, 2H; H-3/H-5), 7.50 (d, 3J = 8.30, 2H;H-2/H-6), 5.07 (s, br., 1H; NH), 4.38 (d, 3J = 5.86, 2H; CH2), 1.45 (s, 9H; tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.5 (C4), 155.9 (CO), 147.3 (C1), 127.7 (C2/C6), 121.3(C3/C5), 80.0 (C(CH3)3), 44.2 (CH2), 28.3 (CH3) ppm.IR (ATR, ν̃): 3342 (m, NH), 2978 (m), 1692 (s, CO), 1511 (s), 1456 (m), 1366 (m), 1274 (m),1251 (m), 1168 (s), 1117 (m), 1049 (w), 865 (w), 784 (w).m/z (EI, 70 ◦C): 236 (2, M+), 197 (23), 180 (81, M+-C4H8), 136 (20, M+-C4H8 -CO2), 89(30), 57 (100, C4H9

+).HR-MS: C12H16N2O3 (M+), ber.: 236.1161; gef.: 236.1167.

94


4-Nitrosobenzylalkohol 17

NO1

2 34

56HO

100 mg 4-(Hydroxymethyl)anilin (812 µmol) wurden in 10 ml CHCl3/

EtOH 2:1 gelöst und im Eisbad auf 0 ◦C abgekühlt. Hierzu wurde ei-ne ebenfalls auf 0 ◦C gekühlte Lösung von 499 mg Oxon (812 µmol,

1.00 Äquiv.) in 10 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei0 ◦C gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle keinen weiteren Um-satz anzeigte (1.5 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimalmit je 10 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden über MgSO4getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels und Entfernen des Lösungsmittels imVakuum wurden 50 mg 4-Nitrosobenzylalkohol 17 (365 µmol, 45%) als grünes Öl (Rein-heit 75% laut 1H-NMR) erhalten. Versuche, das Rohprodukt durch Chromatographiean Kieselgel und Florisil zu reinigen (DCM), führten zur Zersetzung des Produktes.R f = 0.73 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.89 (d, 3J = 8.30, 2H; H-3/H-5), 7.58 (d, 3J = 7.82, 2H;H-2/H-6), 4.79 (s, 2H; CH2), 2.41 (s, br., 1H; OH) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.6 (C4), 148.8 (C1), 126.9 (C2/C6), 121.3 (C3/C5), 64.3(CH2) ppm.IR (ATR, ν̃): 3311 (m, OH), 2923 (m), 1677 (m), 1602 (m), 1344 (s), 1047 (m), 1012 (m),837 (m).m/z (EI, RT): 136 (22, M+-H), 107 (46, M+-NO), 89 (50), 77 (100, C6H5

+).HR-MS: C7H6NO2 (M+-H), ber.: 136.0399; gef.: 136.0398.

4-Nitrophenylessigsäure 18

NO23

4 56

78HO2C1

2Zu einer Lösung von 500 mg 4-Aminophenylessigsäure (3.31 mmol)in 10 ml DCM wurde eine Lösung von 4.07 g Oxon (6.62 mmol,2.00 Äquiv.) in 40 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wur-

de intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollstän-digen Umsatz anzeigte (3.5 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurdezweimal mit je 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden je-weils einmal mit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösunggewaschen und über MgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels undEntfernen des Lösungsmittels im Vakuum wurden 450 mg 4-Nitrophenylessigsäure 18

(2.48 mmol, 75%) als gelber Feststoff erhalten.Fp 151 ◦C Lit.: 151-152 ◦C 164

R f = 0.35 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.20 (d, 3J = 8.80, 2H; H-5/H-7), 7.46 (d, 3J = 8.78, 2H;H-4/H-8), 3.78 (s, 2H; H-2) ppm.IR (ATR, ν̃): 3113 (m), 3086 (m), 3019 (m), 2959 (m), 2918 (m), 2639 (w), 1690 (vs, CO2H),1631 (m), 1601 (m), 1539 (s, NO2), 1521 (m), 1406 (m), 1351 (vs, NO2), 1223 (m), 1198(m), 1110 (m), 854 (m), 821 (m), 751 (m), 708 (s).m/z (EI, 90 ◦C): 181 (100, M+), 136 (34, M+-CO2H), 91 (45, M+-CO2H -NO2), 89 (32), 77(26, C6H5


95


Tetrabutylammoniumsulfanilat 19

O3S NH21

2 34

56

N4

1'3'

2'4'

Zu einer Lösung von 1.39 g Tetrabutylammoniumhydroxid-(1.73 mmol) in 12.5 ml H2O wurden 300 mg Sulfanilsäure(1.73 mmol, 1.00 Äquiv.) gegeben. Die Suspension wurde im

Ultraschallbad behandelt, bis sich eine klare Lösung ergab. Entfernen des Lösungsmit-tels im Vakuum und anschließende Gefriertrocknung ergaben 717 mg Tetrabutylam-moniumsulfanilat 19 (1.73 mmol, quant.) als hellgelben Feststoff.Fp 86 ◦CR f = 0.32 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.66 (d, 3J = 8.80, 2H; H-2/H-6), 6.57 (d, 3J = 8.80, 2H;H-3/H-5), 3.89 (s, br., 2H; NH2), 3.20-3.00 (m, 8H; H-1’), 1.70-1.20 (m, 16H; H-2’, H-3’),0.95 (t, 3J = 7.32, 12H; H-4’) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 147.4 (C4), 137.3 (C1), 127.3 (C2/C6), 113.4 (C3/C5), 58.2(C1′), 23.7 (C2′), 19.4 (C3′), 13.5 (C4′) ppm.IR (ATR, ν̃): 3435 (m, NH2), 3366 (m), 3221 (m), 2961 (m), 2935 (m), 2875 (m), 1600 (m,NH2), 1206 (s), 1189 (s, SO3), 1118 (s), 1029 (s), 1006 (m), 691 (s).

Tetrabutylammonium-4-nitrosophenylsulfonat 20

O3S NO1

2 34

56

N4

1'3'

2'4'

Zu einer Lösung von 717 mg Tetrabutylammoniumsulfani-lat 19 (1.73 mmol) in 20 ml DCM wurde eine Lösung von2.16 g Oxon (3.51 mmol, 2.00 Äquiv.) in 20 ml Wasser gege-

ben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei RT gerührt, bis die dünnschichtchro-matographische Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (0.5 h). Die Phasen wurdengetrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mit je 100 ml DCM extrahiert. Die verei-nigten organischen Phasen wurden jeweils einmal mit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. NachAbfiltrieren des Trockenmittels und Entfernen des Lösungsmittels wurden 720 mgTetrabutylammonium-4-nitrosophenylsulfonat 20 (1.68 mmol, 97%) als dunkelgrüneFlüssigkeit erhalten (Reinheit 85% laut 1H-NMR). Versuche, das Rohprodukt durchChromatographie an Kieselgel und Florisil zu reinigen (DCM/MeOH 15:1), führten zueiner partiellen Zersetzung des Produktes.R f = 0.77 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.06 (d, 3J = 8.28, 2H; H-2/H-6), 7.77 (d, 3J = 8.28, 2H;H-3/H-5), 3.30-3.10 (m, 8H; H-1’), 1.67-1.45 (m, 8H; H-2’), 1.43-1.18 (m, 8H; H-3’) 0.88 (t,3J = 7.32, 12H; H-4’) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.1 (C4), 153.3 (C1), 127.2 (C2/C6), 120.6 (C3/C5), 58.5(C1′), 23.8 (C2′), 19.5 (C3′), 13.4 (C4′) ppm.IR (ATR, ν̃): 3533 (m), 3477 (m), 2962 (m), 2936 (m), 2875 (m), 1522 (m), 1348 (m), 1226(s), 1174 (m, SO3), 1120 (s), 1031 (s), 1008 (m), 738 (s).

96


4-Nitrophenol 21

NO21

2 34

56

HO

Zu einer Lösung von 2.00 g 4-Aminophenol (18.3 mmol) in 50 mlDCM wurde eine Lösung von 22.5 g Oxon (36.7 mmol, 2.00 Äquiv.)in 200 ml Wasser gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde intensiv bei

RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatzanzeigte (17 h). Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mitje 100 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmalmit 100 ml 1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschenund über MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungs-mittel im Vakuum entfernt. Nach Chromatographie (Kieselgel, DCM) wurden 1.49 g4-Nitrophenol 21 (10.7 mmol, 59%) als gelber, kristalliner Feststoff erhalten.Fp 111 ◦C Lit.: 112-113 ◦C 165

R f = 0.24 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.18 (ddd, 3J = 9.28, 4J = 3.40, 5J = 1.94, 2H; H-3/H-5),7.77 (ddd, 3J = 9.26, 4J = 3.40, 5J = 1.94, 2H; H-2/H-6), 6.03 (s, br., 1H; OH) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 161.4 (C1), 141.8 (C4), 126.4 (C3/C5), 115.8 (C2/C6) ppm.IR (ATR, ν̃): 3363 (s, OH), 3079 (w), 2925 (w), 2712 (w), 2438 (w), 1613 (m), 1595 (m),1508 (m), 1500 (s), 1339 (vs, NO2), 1297 (m), 1206 (m), 1115 (m), 857 (m), 844 (s), 753 (m),693 (m).m/z (EI, 90 ◦C): 139 (100, M+), 109 (50, M+-NO), 93 (20, M+-NO2), 81 (20, M+-NO, -OH),65 (C5H5


4-(2-Oxa-3-aza-bicyclo[2.2.2]oct-5-en-3-yl)benzoesäuremet hylester 22

NO

HH

H

H1'

2'

3'4'5'

6'

7'exo

8'exo

4 5

6

12

3

7'endo

8'endo

OMeO

Zu einer Lösung von 182 mg 4-Aminobenzoesäuremethylester (1.20mmol) in 1.5 ml DCM wurden 114 µl Cyclohexadien (96.0 mg, 1.20mmol, 1.00 Äquiv.) gegeben. Eine Lösung von 738 mg Oxon (1.20mmol, 1.00 Äquiv.) in 6 ml Wasser wurde hinzugegeben und dasresultierende Zweiphasengemisch bei RT kräftig gerührt, bis diedünnschichtchromatographische Kontrolle keinen weiteren Umsatzanzeigte (18 h). Der Ansatz wurde mit 20 ml Dichlormethan ver-

dünnt, die Phasen wurden getrennt und die wäßrige Phase wurde zweimal mit je 20 mlDCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmal mit 50 ml1N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und überMgSO4 getrocknet. Nach Abfiltrieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmittel imVakuum entfernt und das Produkt im Hochvakuum getrocknet. Nach Umkristallisati-on aus EE wurden 147 mg des Cycloadduktes 22 (600 µmol, 50%) als beiger kristallinerFeststoff erhalten.Fp 132 ◦CR f = 0.54 (Pentan/EE 5:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 7.89 (td, 3J = 8.88, 4J = 2.16, 2H; H-2/H-6), 7.01 (td, 3J= 8.88, 4J = 2.16, 2H; H-3/H-5), 6.56 (ddd, 3J = 7.92, 3J = 5.88, 4J = 1.68, 1H; H-6’), 6.19

97


(ddd, 3J = 7.74, 3J = 5.90, 4J = 1.40, 1H; H-5’), 4.75-4.65 (m, 1H; H-1’), 4.60-4.45 (m, 1H;H-4’), 3.86 (s, 3H; OCH3), 2.38-2.18 (m, 2H; Hexo-7’, Hexo-8’), 1.63-1.53 (m, 1H; Hendo-8’),1.47-1.32 (m, 1H; Hendo-7’) ppm.Die Zuordnung der exo- und endo-Protonen erfolgte durch Vergleich der Signallagenmit literaturbekannten Daten.44

13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 167.1 (CO2Me), 156.5 (C4), 131.7 (C6′), 130.5 (C2/C6),130.3 (C5′), 123.1 (C1), 116.2 (C3/C5), 69.8 (C1′), 55.7 (C4′), 51.9 (OCH3), 24.0 (C7′), 21.1(C8′) ppm.IR (ATR, ν̃): 3058 (w), 2971 (w), 2940 (w), 2860 (w), 1712 (s, CO2Me), 1600 (s), 1504 (w),1434 (m), 1280 (s), 1249 (m), 1229 (m), 1174 (m), 1107 (m), 1067 (m), 945 (m), 878 (m),848 (m), 733 (m), 701 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 245 (14, M+), 167 (22, C8H9NO3

+), 80 (100, C6H8+), 77 (24, C6H5


2-(4-Chlorphenyl)-3-oxa-2-aza-bicyclo[2.2.2]oct-5-en 23

NO

HH

H

H

Cl

12

345

6

7exo

8exo

1' 2'

3'

4'5'

6'

7endo

8endo

Zu einer Lösung von 1.00 g 4-Chloranilin (7.84 mmol) und 822 µl 1,3-Cyclohexadien (691 mg, 8.62 mmol, 1.10 Äquiv.) in 12.5 ml DCM wurdeeine Lösung von 9.64 g Oxon (15.7 mmol, 2.00 Äquiv.) in 50 ml Wassergegeben. Das Zweiphasengemisch wurde 27 h bei RT kräftig gerührt.Zum Reaktionsansatz wurden weitere 20 ml DCM gegeben, die Pha-sen wurden getrennt und die wäßrige Phase wurde zweimal mit je

20 ml DCM extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden mit 1N HCl, ges.NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrock-net. Das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt.Das Rohprodukt wurde in EE gelöst, auf Kieselgel aufgezogen und mittels Unterdruck-chromatographie nach Harwood155 (sukzessive Pentan/EE 200:1 und 40:1) gereinigt. Eswurden 869 mg des Cycloadduktes 23 (4.23 mmol, 54 %) als beiger Feststoff erhalten.Fp 101 ◦CR f = 0.33 (Pentan/EE 10:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 7.16 (d, 3J = 9.00, 2H; H-3’/H-5’), 6.93 (d, 3J = 9.00, 2H;H-2’/H-6’), 6.62-6.52 (m, 1H; H-6), 6.18-6.04 (m, 1H; H-5), 4.75-4.65 (m, 1H; H-1), 4.45-4.30 (m, 1H; H-4), 2.35-2.15 (m, 2H; Hexo-7/Hexo-8), 1.65-1.50 (m, 1H; Hendo-8), 1.45-1.40(m, 1H; Hendo-7) ppm.Die Zuordnung der exo- und endo-Protonen erfolgte durch Vergleich der Signallagenmit literaturbekannten Daten.44

13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 151.1 (C1′), 131.7 (C6), 129.9 (C5), 128.4 (C3′ /C5′), 127.0(C4′), 118.8 (C2′ /C6′), 69.4 (C1), 56.7 (C4), 23.9 (C7), 21.4 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3056 (w), 2970 (m), 2936 (m), 2895 (w), 2856 (w), 1884 (w), 1588 (m), 1484(s), 1403 (m), 1369 (m), 1280 (m), 1243 (m), 1161 (m), 1107 (m), 1089 (m), 954 (m), 946(m), 876 (m), 825 (s), 811 (m), 737 (m), 716 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 221 (27, M+), 143 (20, C6H6ClNO+), 111 (20, C6H4Cl+), 80 (100, C6H8

+).HR-MS: C12H12NOCl (M+), ber.: 221.0607; gef.: 221.0601.

98

7.3 Versuche zu Kapitel 4: Azobenzole


7.3.1 Azobenzole als molekulare Schalter an Oberflächen

Allgemeine Arbeitsvorschrift I zur Darstellung von Azobenzolen

Zwei Äquivalente der Nitrosoverbindung wurden in Eisessig suspendiert und im Ul-traschallbad behandelt, bis sich eine klare grüne Lösung ergab. Zu dieser wurde einÄquivalent des Anilines als Feststoff hinzugegeben. Das Reaktionsgemisch wurde beiRT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatzanzeigte. Der ausgefallene Niederschlag wurde abfiltriert und mit Wasser gewaschen,woraufhin aus der Mutterlauge weiterer Niederschlag ausfiel, der separat bearbeitetwurde, da er z. T. stärker verunreinigt war. Die Niederschläge wurden im Exsikkatorüber Sicacide getrocknet. Die Reinigung ist bei der jeweiligen Substanz vermerkt.

4,4’-Azodi(benzoesäuremethylester) 24

NN

7 6 5

43

43

2

76

5

MeO2C

CO2Me

28

8

1

1

4.00 g 4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4 (24.2 mmol, 2.00Äquiv.) wurden mit 1.83 g 4-Aminobenzoesäuremethyl-ester (12.1 mmol) gemäß der Allgemeinen Arbeitsvorschrift Iin 300 ml Eisessig umgesetzt (48 h). Nach Umkristallisationaus DCM wurden 3.45 g 4,4’-Azodi(benzoesäuremethyl-

ester) 24 (11.6 mmol, 96%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 231-232 ◦C Lit.: 230-232 ◦C 166

R f = 0.72 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.21 (d, 3J = 8.30, 4H; H-3/H-7), 7.99 (d, 3J = 8.30, 4H;H-4/H-6), 3.97 (s, 6H; H-8) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 166.4 (C1), 154.9 (C5), 132.4 (C2), 130.7 (C3/C7), 122.9(C4/C6), 52.4 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3017 (w), 2962 (w), 2923 (w), 2853 (w), 1950 (w), 1728 (vs, CO), 1604 (w),1579 (w), 1495 (w), 1440 (m), 1411 (m), 1304 (m), 1283 (vs), 1217 (w), 1198 (m), 1115 (s),1107 (s), 1011 (m), 958 (m), 877 (m), 865 (s), 777 (s), 697 (s).m/z (EI, 180 ◦C): 298 (80, M+), 267 (20, M+-OMe), 163 (18, C8H7N2O2

+), 135 (100,C8H7O2

+).HR-MS: C16H14N2O4 (M+) ber.: 298.0954, gef.: 298.0951.

3,3’-Azodi(benzoesäuremethylester) 25

NN1

23

4

56

MeO2CCO2Me

7

8

56

7

82

34

1

2.14 g 3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6 (12.9 mmol, 2.00Äquiv.) wurden mit 974 mg 3-Aminobenzoesäuremethyl-ester (6.44 mmol) gemäß der Allgemeinen Arbeitsvorschrift Iin 120 ml Eisessig umgesetzt (20.5 h). Nach Umkristallisa-tion aus EE wurden 1.79 g 3,3’-Azodi(benzoesäuremethyl-

ester) 25 (6.00 mmol, 93%) als helloranger Feststoff erhalten.Fp 162 ◦C Lit.: 160-161 ◦C 167

99


R f = 0.28 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.63-8.52 (m, 2H; H-3), 8.25-8.05 (m, 4H; H-5, H-7), 7.59(t, 3J = 7.80, 2H; H-6), 3.96 (s, 6H; H-8) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 166.5 (C1), 152.4 (C4), 132.1 (C7), 131.4 (C2), 129.3 (C6),127.1 (C5), 124.2 (C3), 52.4 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 2964 (w), 2924 (w), 2854 (w), 1729 (s, CO), 1477 (w), 1438 (w), 1430 (w),1317 (m), 1298 (s), 1271 (s), 1208 (m), 1152 (m), 1098 (m), 1072 (m), 972 (m), 914 (m), 816(w), 757 (s), 681 (s).m/z (EI, 140 ◦C): 298 (30, M+), 267 (8, M+-OMe), 163 (12, C8H7N2O2

+), 135 (100,C8H7O2


3,3’-Azodi(4-methylbenzoesäuremethylester) 26

NN1

23

4

56

MeO2CCO2Me

7

9

8

8

1 9

56

7

23

4

3.10 g 4-Methyl-3-nitrosobenzoesäuremethylester 14 (17.2mmol, 2.00 Äquiv.) wurden mit 1.42 g 3-Amino-4-methyl-benzoesäuremethylester (8.61 mmol) gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift I in 150 ml Eisessig umgesetzt (10 d).Nach Umkristallisation aus EE wurden 2.62 g 3,3’-Azodi(4-

methylbenzoesäuremethylester) 26 (8.01 mmol, 93%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 178 ◦CR f = 0.20 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.23 (d, 4J = 1.46, 2H; H-3), 8.04 (dd, 3J = 8.78, 4J = 1.96,2H; H-7), 7.43 (d, 3J = 7.80, 2H; H-6), 3.94 (s, 6H; H-9), 2.81 (s, 6H; H-8) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 166.9 (C1), 150.8 (C4), 143.5 (C5), 131.6 (C7), 131.5 (C6),128.8 (C2), 117.2 (C3), 52.4 (C9), 18.1 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 2994 (w), 2949 (m), 2884 (w), 1706 (vs, CO), 1605 (m), 1574 (w), 1494 (w),1434 (m), 1322 (m), 1288 (s), 1261 (s), 1204 (s), 1193 (m), 1181 (m), 1140 (m), 1092 (m),1007 (m), 994 (m), 929 (m), 903 (w), 845 (w), 802 (w), 763 (m), 758 (s).m/z (EI, 150 ◦C): 326 (50, M+), 295 (8, M+-OMe), 149 (100, C9H9O2

+).HR-MS: C18H18N2O4 (M+) ber.: 326.1267, gef.: 326.1271.Elementaranalyse (C18H18N2O4): ber.: C 66.25, H 5.56, N 8.58;

gef.: C 66.26, H 5.60, N 8.35.

4,4’-Azodibenzonitril 27

NN

1

65

4

32

32

1

65

4

NC

CN

5.52 g 4-Nitrosobenzonitril 9 (41.8 mmol, 2.00 Äquiv.) wurdenmit 2.47 g 4-Aminobenzonitril (20.9 mmol) gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift I in 650 ml Eisessig umgesetzt (5 d). NachUmkristallisation aus DCM wurden 4.50 g 4,4’-Azodibenzoni-tril 27 (19.4 mmol, 90%) als tiefrote Nadeln erhalten.

Fp 266 ◦C Lit.: 263-267 ◦C 168

R f = 0.60 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.03 (d, 3J = 8.30, 2H; H-3/H-5), 7.84 (d, 3J = 8.30, 2H;

100


H-2/H-6) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 154.0 (C4), 133.4 (C2/C6), 123.7 (C3/C5), 118.1 (CN),115.1 (C1) ppm.IR (ATR, ν̃): 3091 (w), 3044 (w), 2923 (w), 2854 (w), 2228 (s, CN), 1930 (w), 1801 (w),1598 (m), 1491 (m), 1465 (m), 1409 (m), 1306 (m), 1296 (m), 1219 (w), 1163 (w), 1099 (w),1011 (m), 851 (s), 840 (m), 832 (m).m/z (EI, 170 ◦C): 232 (30, M+), 130 (16, C7H4N3

+), 102 (100, C7H4N+).HR-MS: C14H8N4 (M+) ber.: 232.0749, gef.: 232.0742.

3,3’-Azodibenzonitril 28

NN1

23

45

NCCN

6

45

6

12

3

5.48 g 3-Nitrosobenzonitril 10 (41.5 mmol, 2.00 Äquiv.) wurdenmit 2.45 g 3-Aminobenzonitril (20.7 mmol) gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift I in 350 ml Eisessig umgesetzt (5 d). NachUmkristallisation aus EE wurden 4.48 g 3,3’-Azodibenzonitril28 (19.3 mmol, 93%) als oranger Feststoff erhalten.

Fp 160-161 ◦C Lit.: 163-164 ◦C 169

R f = 0.70 (DCM)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 8.34 (s, 2H; H-2), 8.22 (d, 3J = 8.30, 2H; H-4), 8.09 (d,3J = 7.82, 2H; H-6), 7.84 (t, 3J = 7.81, 2H; H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 151.5 (C3), 135.4 (C6), 131.1 (C5), 127.2 (C4), 126.5(C2), 118.0 (CN), 112.7 (C1) ppm.IR (ATR, ν̃): 3088 (w), 3063 (w), 2924 (w), 2233 (m, CN), 1825 (w), 1710 (w), 1573 (w),1476 (m), 1429 (m), 1304 (w), 1135 (m), 1000 (m), 915 (m), 799 (s), 682 (s).m/z (EI, 100 ◦C): 232 (31, M+), 130 (18, C7H4N3

+), 102 (100, C7H4N+).HR-MS: C14H8N4 (M+) ber.: 232.0749, gef.: 232.0747.

4-(4’-Hydroxymethylphenylazo)benzonitril 29

NN

10

98

7

1211

56

1

23

4HO

CN

13 Zu einer Lösung von 4.10 g 4-Nitrosobenzonitril 9 (31.0 mmol,1.85 Äquiv.) in 350 ml Eisessig wurde eine Lösung von 2.07 g4-Aminophenylmethanol (16.8 mmol) gegeben. Die Lösungwurde bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographi-sche Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (24 h). Der aus-

gefallene Feststoffwurde abfiltriert, mit Wasser gewaschen und im Exsikkator getrock-net. Nach Umkristallisation aus EE wurden 3.12 g 4-(4’-Hydroxymethylphenylazo)-benzonitril 29 (13.2 mmol, 78%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 201 ◦CR f = 0.44 (Pentan/EE 1:1)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 8.08 (d, 3J = 8.78, 2H; H-3/H-5), 8.00 (d, 3J = 8.78, 2H;H-2/H-6), 7.92 (d, 3J = 8.28, 2H; H-8/H-12), 7.57 (d, 3J = 8.28, 2H; H-9/H-11), 5.43 (t, 3J =5.61, 1H; OH), 4.62 (d, 3J = 5.36, 2H; H-13) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 154.0 (C4), 150.7 (C7), 147.8 (C10), 133.8 (C2/C6),127.2 (C9/C11), 123.1 (C3/C5 o. C8/C12), 123.0 (C3/C5 o. C8/C12), 118.4 (CN), 113.1 (C1),

101


62.4 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3503 (m, OH), 3058 (w), 2921 (w), 2853 (w), 2232 (m, CN), 1929 (w), 1705(w), 1599 (m), 1492 (m), 1456 (m), 1409 (m), 1292 (w), 1141 (w), 1056 (m), 847 (s), 828(m).m/z (EI, 150 ◦C): 237 (53, M+), 135 (18, M+-C7H4N), 107 (100, C7H7O+), 102 (55, C7H4N+),89 (48), 77 (30, C6H5

+).HR-MS: C14H11N3O (M+) ber.: 237.0902, gef.: 237.0901.Elementaranalyse (C14H11N3O·0.2H2O): ber.: C 69.81, H 4.60, N 17.45;

gef.: C 69.83, H 4.68, N 17.56.

[4-(4’-Hydroxymethylphenyl)azophenyl]methanol 30

NN

1

65

4

32

32

1

65

4

HO

OH7

7 Zu einer Suspension von 158 mg LAH (4.16 mmol, 6.21Äquiv.) in 5.00 ml abs. THF wurde eine Lösung von 200 mg4,4’-Azodi(benzoesäuremethylester) 24 (670 µmol) in 60 mlTHF über einen Zeitraum von 20 min gegeben. Nach beende-ter Zugabe wurde das Reaktionsgemisch 15 h zum Rückfluß

erhitzt. Nach dem Abkühlen wurde überschüssiges LAH bei 0 ◦C mit Eiswasser hydro-lysiert. Durch Zugabe von 1N HCl wurde der ausgefallene Niederschlag aufgelöst, unddie wäßrige Phase wurde dreimal mit je 50 ml EE extrahiert. Die vereinigten organischenPhasen wurden mit ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. NachAbfiltrieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. NachUmkristallisation aus DCM wurden 55 mg [4-(4’-(Hydroxymethyl)phenyl]azophenyl]-methanol 30 (230 µmol, 34%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 230 ◦C Lit.: 233-235 ◦C 170

R f = 0.40 (Pentan/EE 2:3)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 7.86 (td, 3J = 8.44, 4J = 1.84, 4H; H-3/H-5), 7.53 (d, 3J= 8.64, 4H; H-2/H-6), 5.37 (d, 3J = 5.70, 2H; OH), 4.60 (d, 3J = 5.60, 4H; H-7) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 150.9 (C4), 146.3 (C1), 127.1 (C2/C6), 122.4 (C3/C5),62.5 (C7) ppm.IR (ATR, ν̃): 3307 (m, OH), 3214 (m), 2953 (w), 2922 (m), 2856 (m), 1931 (w), 1601 (w),1582 (w), 1499 (w), 1441 (m), 1412 (m), 1283 (s), 1219 (m), 1200 (m), 1114 (m), 1031 (m),1008 (m), 850 (m), 788 (m), 698 (m).m/z (EI, 130 ◦C): 242 (M+, 52), 135 (100, C7H7N2O+), 107 (98, C7H7O+), 89 (40), 77 (28,C6H5


102


7.3.2 Photoschaltbare ω-Aminosäuren

(9-Fluorenyl)methyl-4-aminobenzylcarbamat 31

13N

H

O

O

64

2

5

9101112

13

14 1515'

14'

13' 12'

11'10'

NH2

8 7Zu einer Lösung von 10.0 g 4-Aminobenzylamin (81.9mmol) in 160 ml H2O und 60 ml THF wurden im Ar-gongegenstrom 8.60 g NaHCO3 (102 mmol, 1.25 Äquiv.)gegeben. Unter Rühren wurde eine Lösung von 27.6 g N-(9-Fluorenylmethoxycarbonyloxy)succinimid (81.9 mmol,

1.00 Äquiv.) in 100 ml THF über einen Zeitraum von 1.5 h hinzugetropft. Es wurde 24 hunter Argonatmosphäre bei RT gerührt. Durch Zugabe von H2O wurde das Rohpro-dukt ausgefällt, abgesaugt und im Exsikkator über Sicacide getrocknet. Durch Umkris-tallisation aus Aceton wurden 27.7 g (9-Fluorenyl)methyl-4-aminobenzylcarbamat 31

(80.3 mmol, 98%) als farbloses Pulver erhalten.Fp 200 ◦CR f = 0.75 (Pentan/EE 1:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 7.77 (d, 3J = 7.76, 2H; H-14/H-14’), 7.59 (d, 3J = 7.40,2H; H-11/H-11’), 7.41 (dt, 3J = 7.36, 4J = 0.68, 2H; H-13/H-13’), 7.31 (t, 3J = 7.40, 2H;H-12/H-12’), 7.07 (d, 3J = 8.10, 2H; H-2/H-6), 6.63 (d, 3J = 8.32, 2H; H-3/H-5), 5.02 (t, 3J =5.52, 1H; NH), 4.44 (d, 3J = 6.84, 2H; H-8), 4.26 (d, 3J = 5.76, 2H; H-7), 4.30-4.10 (m, 1H;H-9), 3.65 (s, br., 2H; NH2) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 156.4 (CO), 145.9 (C4), 144.1 (C10/C10′), 141.4 (C15/C15′),129.0 (C2/C6), 128.3 (C1), 127.7 (C11/C11′), 127.2 (C14/C14′), 125.1 (C13/C13′), 120.1(C12/C12′), 115.3 (C3/C5), 66.7 (C8), 47.4 (C9), 44.8 (C7) ppm.IR (ATR, ν̃): 3318 (m, NH2), 3064 (w), 3039 (w), 2945 (w), 2888 (m), 1695 (vs, CO), 1596(m), 1529 (s), 1450 (m), 1315 (m), 1268 (m), 1247 (m), 1230 (m), 1142 (m), 1089 (m), 987(m), 757 (m), 738 (s).m/z (EI, 380 ◦C): 344 (3, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 165 (26, M+-C14H11), 106 (24,C7H8N+).HR-MS: C22H20N2O2 (M+) ber.: 344.1525, gef.: 344.1530.

(9-Fluorenyl)methyl-3-aminobenzylcarbamat 32

1 3NH

O

ONH2

6 4

2

5

910

1112

13

141515'

14'

13'12'

11'10'

78Zu einer Lösung von 10.0 g 3-Aminobenzylamin (81.9mmol) und 8.60 g NaHCO3 (102 mmol, 1.25 Äquiv.) in320 ml THF/H2O 1:1 wurden 27.6 g N-(9-Fluorenylmeth-oxycarbonyloxy)succinimid (81.9 mmol, 1.00 Äquiv.) imStickstoffgegenstrom portionsweise über einen Zeitraum

von 2 h als Feststoff gegeben. Es wurde 30 h bei RT gerührt. Durch Zugabe von H2Owurde das Rohprodukt ausgefällt, im Exsikkator über Sicacide getrocknet und aus Ace-ton umkristallisiert. Es wurden 27.0 g (9-Fluorenyl)methyl-3-aminobenzylcarbamat 32

(78.4 mmol, 96%) als farbloses Pulver erhalten.Fp 136-137 ◦CR f = 0.68 (Pentan/EE 2:3)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 7.77 (d, 3J = 7.52, 2H; H-14/H-14’), 7.60 (d, 3J = 7.40, 2H;

103


H-11/H-11’), 7.41 (t, 3J = 7.40, 2H; H-13/H-13’), 7.32 (t, 3J = 7.40, 2H; H-12/H-12’), 7.11(dd, 3J = 7.80, 3J = 7.64, 1H; H-5), 6.65 (d, 3J = 7.36, 1H; H-6), 6.64-6.56 (m, 2H; H-2, H-4),5.06 (t, 3J = 5.92, 1H; NH), 4.45 (d, 3J = 6.84, 2H; H-8), 4.29 (d, 3J = 5.92, 2H; H-7), 4.24(d, 3J = 6.96, 1H; H-9), 3.67 (s, br., 2H; NH2) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 156.5 (CO), 146.9 (C3), 144.0 (C10/C10′), 141.4 (C15/C15′),139.7 (C1), 129.8 (C5), 127.8 (C11/C11′), 127.2 (C14/C14′), 125.1 (C12′ /C12′), 120.1 (C13/C13′),117.7 (C6), 114.3 (C2 o. C4), 114.2 (C2 o. C4), 66.8 (C8), 47.4 (C9), 45.2 (C7) ppm.IR (ATR, ν̃): 3409 (m, NH), 3354 (m, NH2), 3065 (w), 3040 (w), 3017 (w), 2948 (w), 2890(w), 1704 (vs, CO), 1617 (m), 1608 (m), 1521 (m), 1494 (m), 1464 (m), 1450 (s), 1317 (m),1247 (s), 1172 (m), 1135 (m), 1042 (m), 995 (m), 776 (m), 759 (s), 741 (s), 695 (m).m/z (EI, 150 ◦C): 344 (8, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 168 (73, M+-Dibenzofulven),106 (22, C7H8N+).HR-MS: C22H20N2O2 (M+) ber.: 344.1525, gef.: 344.1520.

Allgemeine Arbeitsvorschrift II zur Darstellung der Aminosäuren 33 - 36

Zwei Äquivalente der Nitrosoverbindung wurden in Eisessig/DMSO 1:1 suspendiertund im Ultraschallbad behandelt, bis sich eine klare grüne Lösung ergab. Zu dieserwurde ein Äquivalent des Anilines als Feststoff hinzugegeben. Das Reaktionsgemischwurde bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle vollständi-gen Umsatz anzeigte. Der ausgefallene Niederschlag wurde abfiltriert und mit Wassergewaschen, woraufhin aus der Mutterlauge weiterer Niederschlag ausfiel, der separatbearbeitet wurde, da er teilweise stärker verunreinigt war. Die Niederschläge wurdenim Exsikkator über Sicacide getrocknet. Die Reinigung ist bei der jeweiligen Substanzvermerkt.

[4-(4’-(9-Fluorenylmethoxycarbonylamino)methyl)phenylazo]b enzoesäure 33

NH

O

O5

4

3

12

7

2

6

1

10

9

11

8

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

CO2H

NN

10.0 g 4-Nitrosobenzoesäure 7 (67.2 mmol, 2.00Äquiv.) wurden gemäß der Allgemeinen Arbeits-vorschrift II mit 11.1 g (9-Fluorenyl)methyl-4-aminobenzylcarbamat 31 (33.6 mmol) in 900 mlAcOH/DMSO 1:1 umgesetzt (36 h). Nach Um-

fällen des Rohproduktes aus Aceton/H2O wurden 14.5 g 4,4’-Fmoc-AMPB 33 (33.6mmol, quant.) als roter Feststoff erhalten.Fp 240 ◦C (Zersetzung)R f = 0.47 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.15 (d, 3J = 8.44, 2H; H-2/H-6), 8.05-7.80 (m, 6H;H-3/H-5, H-8/H-12, H-20/H-20’), 7.72 (d, 3J = 7.44, 2H; H-17/H-17’), 7.50-7.35 (m, 4H;H-9/H-11, H-19/H-19’), 7.34 (t, 3J = 7.40, 2H; H-18/H-18’), 4.40 (d, 3J = 6.72, 2H; H-14),4.30 (d, 3J = 5.96, 2H; H-13), 4.25 (t, 3J = 6.56, 1H; H-15) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.7 (CO2H), 156.4 (CONH), 154.3 (C4), 150.9 (C7),144.3 (C10), 143.9 (C16/C16′), 140.8 (C21/C21′), 132.9 (C1), 130.8 (C2/C6), 128.1 (C9/C11),127.7 (C19/C19′), 127.2 (C18/C18′), 125.2 (C17/C17′), 123.0 (C8/C12), 122.6 (C3/C5), 120.2(C20/C20′), 65.4 (C14), 46.8 (C15), 43.5 (C13) ppm.

104


IR (ATR, ν̃): 3308 (m, NH), 3064 (m), 3018 (m), 2950 (m), 2547 (m), 1689 (vs, CONH),1604 (m), 1533 (s, CO2H), 1426 (m), 1292 (m), 1258 (s), 1143 (m), 1047 (m), 867 (m), 757(m), 740 (m).m/z (EI, 60 ◦C): 477 (<1, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 165 (54, C13H9



NH

O

O2

3

4

12

7

5

1

6

10

9

11

8

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

NN CO2H

899 mg 3-Nitrosobenzoesäure 8 (5.95 mmol, 2.00Äquiv.) wurden gemäß derAllgemeinen Arbeits-vorschrift II mit 1.02 g (9-Fluorenyl)methyl-4-aminobenzylcarbamat 31 (2.97 mmol) in 110 mlAcOH/DMSO 1:1 umgesetzt (52 h). Nach Um-

kristallisation des Rohproduktes aus Aceton wurden 1.38 g 3,4’-Fmoc-AMPB 34 (2.89mmol, 97%) als helloranger Feststoff erhalten.Fp 212-215 ◦C (Zersetzung)R f = 0.64 (EE)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.39 (s, 1H; H-2), 8.20-8.05 (m, 2H; H-4, H-6), 7.97 (t,3J = 6.18, 1H; NH), 7.90 (d, 3J = 8.28, 2H; H-9/H-11), 7.89 (d, 3J = 7.32, 2H; H-20/H-20’),7.78-7.60 (m, 3H; H-5, H-17/H-17’), 7.50-7.37 (m, 4H; H-8/H-12, H-19/H-19’), 7.34 (t, 3J =6.84, 2H; H-18/H-18’), 4.40 (d, 3J = 6.68, 2H; H-14), 4.30 (d, 3J = 6.00, 2H; H-13), 4.25 (t,3J = 6.68, 1H; H-15) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.8 (CO2H), 156.4 (CONH), 151.9 (C3), 150.8(C7), 144.0 (C10), 143.9 (C16/C16′), 140.8 (C21/C21′), 132.4 (C1), 131.7 (C6), 129.9 (C5), 127.9(C8/C12), 127.6 (C19/C19′), 127.3 (C4), 127.0 (C18/C18′), 125.1 (C17/C17′), 122.8 (C9/C11),122.2 (C2), 120.1 (C20/C20′), 65.3 (C14), 46.8 (C15), 43.5 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3312 (m, NH), 3065 (m), 2971 (m), 2635 (m), 1700 (vs, CONH), 1604 (m),1533 (m, CO2H), 1450 (m), 1289 (m), 1252 (s), 1220 (m), 1140 (m), 1046 (m), 758 (s),741 (s).m/z (EI, 200 ◦C): 477 (<1, M+), 196 (C14H12O+, 21), 178 (100, Dibenzofulven), 165 (67,C13H9


gef.: C 72.45, H 4.70, N 8.47.


NN

NH

O

O

CO2H2

3

47

12

5

1

69

10

8

11

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

878 mg 4-Nitrosobenzoesäure 7 (5.81 mmol, 2.00Äquiv.) wurden gemäß der Allgemeinen Arbeits-vorschrift II mit 1.00 g (9-Fluorenyl)methyl-3-aminobenzylcarbamat 32 (2.90 mmol) in 130 mlAcOH/DMSO 1:1 umgesetzt (63 h). Nach Um-

fällen des Rohproduktes aus Aceton/H2O wurden 1.39 g 4,3’-Fmoc-AMPB 35 (2.89mmol, quant.) als brauner Feststoff erhalten.

105


Fp 193-194 ◦C (Zersetzung)R f = 0.44 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.15 (d, 3J = 8.60, 2H; H-2/H-6), 8.02 (t, 3J = 6.12, 1H;NH), 7.94 (d, 3J = 8.52, 2H; H-3/H-5), 7.89 (d, 3J = 7.44, 2H; H-20/H-20’), 7.87-7.80 (m, 2H;H-8, H-12), 7.71 (d, 3J = 7.40, 2H; H-17/H-17’), 7.58 (t, 3J = 7.96, 1H; H-11), 7.47 (d, 3J =7.60, 1H; H-10), 7.40 (t, 3J = 7.46, 2H; H-19/H-19’), 7.31 (t, 3J = 6.72, 2H; H-18/H-18’), 4.37(d, 3J = 6.88, 2H; H-14), 4.32 (d, 3J = 7.40, 2H; H-13), 4.25 (t, 3J = 6.68, 1H; H-15) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 166.7 (CO2), 156.4 (CONH), 154.3 (C4), 152.0 (C7),143.9 (C16/C16′), 141.6 (C9), 140.8 (C21/C21′), 132.9 (C1), 130.8 (C10), 130.7 (C2/C6), 129.5(C11), 127.6 (C19/C19′), 127.1 (C18/C18′), 125.1 (C17/C17′), 122.5 (C20/C20′), 122.0 (C8), 120.7(C12), 120.1 (C3/C5), 65.4 (C14), 46.8 (C15), 43.5 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3317 (m, NH), 3064 (w), 2951 (w), 2549 (m), 1692 (vs, CONH), 1541 (m,CO2H), 1427 (m), 1292 (m), 1272 (m), 1149 (w), 1128 (w), 1044 (w), 866 (w), 757 (m), 741(m), 732 (m), 696 (m).m/z (EI, 240 ◦C): 477 (>1, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 165 (28, C13H9


gef.: C 72.89, H 4.88, N 8.75.


NN

NH

O

O

54

37

12

2

6

19

10

8

11

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

CO2H

878 mg 3-Nitrosobenzoesäure 8 (5.81 mmol, 2.00Äquiv.) wurden gemäß der Allgemeinen Arbeits-vorschrift II mit 1.00 g (9-Fluorenyl)methyl-3-aminobenzylcarbamat 32 (2.90 mmol) in 130 mlAcOH/DMSO 1:1 umgesetzt (10 d). Nach Um-

fällen des Rohproduktes aus Aceton/H2O wurden 1.39 g 3,3’-Fmoc-AMPB 36 (2.89mmol, quant.) als beiger Feststoff erhalten.Fp 171-173 ◦C (Zersetzung)R f = 0.45 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.39 (t, 4J = 1.76, 1H; H-2), 8.15-8.07 (m, 2H; H-4,H-6), 8.00 (t, 3J = 6.04, 1H; NH), 7.89 (d, 3J = 7.52, 2H; H-20/H-20’), 7.86-7.78 (m, 2H;H-8, H-12), 7.74 (t, 3J = 7.84, 1H; H-11), 7.71 (d, 3J = 7.32, 2H; H-17/H-17’), 7.57 (t, 3J =8.20, 1H; H-5), 7.45 (d, 3J = 7.60, 1H; H-10), 7.40 (t, 3J = 7.40, 2H; H-19/H-19’), 7.31 (t, 3J= 7.40, 2H; H-18/H-18’), 4.38 (d, 3J = 6.88, 2H; H-14), 4.32 (d, 3J = 6.04, 2H; H-13), 4.25(t, 3J = 6.84, 1H; H-15) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 166.7 (CO2H), 156.4 (CONH), 151.9 (C3, C7), 143.9(C16/C16′), 141.5 (C9), 140.8 (C21/C21′), 132.2 (C1), 131.9 (C6), 130.6 (C10), 130.0 (C5), 129.5(C11), 127.6 (C19/C19′), 127.4 (C4), 127.1 (C18/C18′), 125.1 (C17/C17′), 122.3 (C2), 121.8 (C8),120.8 (C12), 120.1 (C20/C20′), 65.4 (C14), 46.8 (C15), 43.5 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3406 (w, NH), 3320 (m, NH), 3066 (m), 2667 (w), 1699 (vs, CONH), 1600(w), 1527 (m, CO2H), 1450 (m), 1289 (m), 1249 (m), 1152 (m), 919 (w), 759 (m), 741 (m),694 (m).m/z (EI, 240 ◦C): 477 (1, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 165 (22, C13H9

+).

106


HR-MS: C29H23N3O4 (M+) ber.: 477.1689, gef.: 477.1697.Elementaranalyse (C29H23N3O4): ber.: C 72.94, H 4.85, N 8.80;

gef.: C 72.52, H 4.76, N 8.55.

4-(4’-Aminomethylphenylazo)benzoesäure 37

H2N5

4

3

12

7

2

6

1

10

9

11

8

13

CO2H

NN

Zu einer Lösung von 250 mg der Fmoc-geschützten Ami-nosäure 33 (524 µmol) in 30 ml THF wurden 30 ml 10%igeNatronlauge gegeben. Das Zweiphasengemisch wurde beiRT gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kon-trolle vollständigen Umsatz anzeigte (60 h). Die organische

Phase wurde abgetrennt und die wäßrige Phase mit 1N HCl angesäuert (pH 1). DerNiederschlag wurde abgesaugt, mit wenig Eiswasser und THF gewaschen und im Va-kuum getrocknet. Es wurden 126 mg 4-[4’-(Aminomethyl)phenylazo]benzoesäure 37

(494 µmol, 94%) als orangegelber Feststoff erhalten.Fp >300 ◦CR f = 0.16 (DCM/MeOH/AcOH 50:48:2)1H-NMR(400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.51 (s, 2H; NH2), 8.04 (td, 3J = 8.60, 4J = 1.88, 2H;H-2/H-6), 7.84 (d, 3J = 8.32, 2H; H-8/H-12), 7.79 (td, 3J = 8.60, 4J = 1.88, 2H; H-3/H-5),7.55 (d, 3J = 8.56, 2H; H-9/H-11), 3.81 (s, 2H; H-13) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 168.9 (CO2H), 166.3 (C4), 152.1 (C7), 150.7 (C1),148.0 (C10), 129.9 (C2/C6), 127.9 (C9/C11), 122.4 (C8/C12), 121.4 (C3/C5), 45.3 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3098 (m, NH3

+), 3067 (m), 3041 (m), 2871 (w), 2793 (w), 2748 (w), 1700 (w,CO2H), 1610 (m, CO2

−), 1530 (vs, NH3+), 1470 (m), 1446 (m), 1390 (s), 1352 (vs), 1268

(m), 1200 (m), 1156 (m), 1098 (m), 1084 (m), 991 (m), 921 (m), 859 (m), 809 (m), 756 (m),743 (m), 737 (m), 716 (s), 680 (m).m/z (EI, 300 ◦C): 255 (50, M+), 121 (32, C7H5O2

+), 106 (49, C7H8N+), 89 (100).HR-MS: C14H13N3O2 (M+) ber.: 255.1008, gef.: 255.1003.


H2N2

3

4

12

7

5

1

6

10

9

11

8

13

NN CO2H


Phase wurde abgetrennt und die wäßrige Phase mit 1N HCl angesäuert (pH 1). DerNiederschlag wurde abgesaugt, mit wenig Eiswasser und THF gewaschen und im Va-kuum getrocknet. Es wurden 52.3 mg 3-[4’-(Aminomethyl)phenylazo]benzoesäure 38

(205 µmol, 99%) als orangegelber Feststoff erhalten.Fp >253 ◦C (Zersetzung)R f = 0.12 (DCM/MeOH/AcOH 50:48:2)1H-NMR(400 MHz, d6-DMSO, δ): 13.2 (s, br., 1H; CO2H), 8.59 (s, br., 2H; NH2), 8.39 (t, 4J= 1.70, 1H; H-2), 8.23-8.07 (m, 2H; H-4, H-6), 7.98 (d, 3J = 8.40, 2H; H-8/H-12), 7.82-7.67

107


(m, 1H; H-5), 7.75 (dd, 3J = 8.48, 4J = 2.12, 2H; H-9/H-11), 4.14 (s, 2H; H-13) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.7 (CO2H), 151.8 (C7), 151.6 (C3), 138.0 (C10),132.3 (C1), 132.0 (C6), 130.1 (C9/C11), 130.0 (C5), 127.5 (C4), 122.8 (C8/C12), 122.2 (C2),41.7 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3411 (w, NH2), 3074 (w, NH3

+), 2920 (m, NH3+), 2906 (m), 2856 (m), 2671

(m), 2627 (m), 2184 (w), 1710 (w), 1691 (m, CO2H), 1626 (m), 1592 (m), 1529 (vs, NH3+),

1466 (m), 1417 (m), 1388 (s), 1369 (m), 1215 (m), 1100 (m), 1080 (m), 1034 (m), 845 (m),835 (m), 777 (s), 685 (m), 681 (m).m/z (EI, 250 ◦C): 255 (50, M+), 121 (22, C7H5O2

+), 106 (58, C7H8N+), 89 (100), 65 (22).HR-MS: C14H13N3O2 (M+) ber.: 255.1008, gef.: 255.1007.


NN

H2N

CO2H2

3

47

12

5

1

69

10

8

11

13


Phase wurde abgetrennt und die wäßrige Phase mit 1N HCl angesäuert (pH 1). DerNiederschlag wurde abgesaugt, mit THF gewaschen und im Vakuum getrocknet. Eswurden 51.1 mg 4-[3’-(Aminomethyl)phenylazo]benzoesäure 39 (200 µmol, 96%) alsoranger Feststoff erhalten.Fp 266-268 ◦CR f = 0.18 (DCM/MeOH/AcOH 50:48:2)1H-NMR(400 MHz, d6-DMSO, δ): 13.2 (s, br., 1H; CO2H), 8.61 (s, br., 2H; NH2), 8.17(td, 3J = 8.68, 4J = 1.90, 2H; H-2/H-6), 8.09 (s, 1H; H-8), 7.98 (td, 3J = 8.64, 4J = 1.32, 2H;H-3/H-5), 8.00-7.80 (m, 1H; H-12), 7.76 (d, 3J = 7.68, 1H; H-10), 7.67 (t, 3J = 7.76, 1H;H-11), 4.17 (s, 2H; H-13) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.6 (CO2), 154.2 (C4), 151.9 (C7), 135.8 (C9), 133.1(C1), 132.7 (C10), 130.7 (C3/C5), 129.8 (C11), 123.1 (C8, C12), 122.6 (C2/C6), 41.8 (C13) ppm.Die Überlagerung der Signale für C8 und C12 bei δ = 123.1 ppm wurde anhand einesHSQC-Spektrums überprüft.IR (ATR, ν̃): 3404 (w), 2952 (m, NH3

+), 2912 (m), 2660 (m), 2459 (w), 2189 (w), 1703 (m,CO2H), 1681 (m, CO2H), 1626 (m, CO2

−), 1589 (m), 1525 (vs, NH3+), 1496 (m), 1390 (s),

1371 (s), 1311 (m), 1290 (m), 1096 (m), 870 (m), 805 (m), 792 (m), 702 (m), 696 (s), 693 (s).m/z (EI, 230 ◦C): 255 (92, M+), 121 (50, C7H5O2

+), 106 (100, C7H8N+), 104 (22, C6H4N2+),

89 (24), 77 (50, C6H5+), 65 (26, C5H5


108



NN

H2N

54

37

12

2

6

19

10

8

11

13

CO2H


Phase wurde abgetrennt und die wäßrige Phase mit 1N HCl angesäuert (pH 1). DerNiederschlag wurde abgesaugt, mit THF gewaschen und im Vakuum getrocknet. Eswurden 49.0 mg 3-[3’-(Aminomethyl)phenylazo]benzoesäure 40 (192 µmol, 92%) alsgelber Feststoff erhalten.Fp 253 ◦CR f = 0.17 (DCM/MeOH/AcOH 50:48:2)1H-NMR(400 MHz, d6-DMSO, δ): 13.3 (s, br., 1H; CO2H), 8.57 (s, br., 2H; NH2), 8.40 (t,4J = 1.72, 1H; H-2), 8.25-8.15 (m, 2H; H-4, H-6), 8.10 (s, 1H; H-8), 7.96 (td, 3J = 7.92, 4J= 1.32, 1H; H-12), 7.85-7.70 (m, 2H; H-5, H-10), 7.67 (t, 3J = 7.70, 1H; H-11), 4.17 (s, 2H;H-13) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.6 (CO2H), 151.8 (C3), 151.8 (C7), 135.7 (C9),132.5 (C1), 132.4 (C10), 132.1 (C6), 130.1 (C5), 129.8 (C11), 127.3 (C4), 123.1 (C8 o. C12),123.0 (C8 o. C12), 122.3 (C2), 41.8 (C13) ppm.IR (ATR, ν̃): 3100 (m, NH3

+), 3081 (m, NH3+), 2863 (w), 2826 (w), 2674 (w), 2566 (w),

1687 (s, CO2H), 1611 (m), 1600 (m), 1587 (m), 1530 (vs, NH3+), 1484 (m), 1446 (m), 1422

(m), 1352 (s), 1306 (m), 1212 (m), 1161 (m), 1074 (m), 920 (m), 912 (m), 840 (m), 819 (m),806 (m), 789 (m), 759 (s), 738 (m), 681 (s), 670 (m).m/z (EI, 330 ◦C): 255 (92, M+), 121 (46, C7H5O2

+), 106 (100, C7H8N+), 89 (22), 77 (55,C6H5


Tetrabutylammonium-4-[4’-(9-Fluorenylmethoxycarbonylaminom ethyl)phenyl-azo]phenylsulfonat 41

NH

O

O5

4

3

12

7

2

6

1

10

9

11

8

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

SO3

NN

N 4

1' 3'

2' 4'

Eine Lösung von 4.85 g (9-Fluorenyl)-methyl-4-aminobenzylcarbamat 31 (14.5mmol) in 250 ml Eisessig wurde zu ei-ner Lösung von 12.4 g Tetrabutylammo-nium-4-nitrosophenylsulfonat 20 (29.0

mmol, 2.00 Äquiv.) in 250 ml Eisessig gegeben. Es wurde 7 d bei RT und 2 d bei50 ◦C gerührt. Die Lösung wurde im Vakuum konzentriert, der ausgefallene Feststoffwurde abfiltriert und verworfen. Das Filtrat wurde mit wenig eiskaltem Wasser ver-setzt, der Niederschlag wurde abfiltriert, mit wenig kaltem Wasser gewaschen und imExsikkator über Sicacide getrocknet. Zur Reinigung wurde das Rohprodukt in DCMaufgenommen und mit Diethylether ausgefällt. Es wurden 4.61 g des Sulfonsäuresal-zes 41 (6.47 mmol, 43%) als brauner Feststoff erhalten.Fp 67 ◦CR f = 0.38 (DCM/MeOH 9:1)

109


1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.00 (d, 3J = 8.30, 2H; Harom), 7.87-7.65 (m, 6H; Harom),7.61 (d, 3J = 7.32, 2H; Harom), 7.45-7.10 (m, 6H; Harom), 5.93 (t, 3J = 5.84, 1H; NH), 4.39 (d,3J = 7.32, 4H; H-13, H-14), 4.19 (t, 3J = 6.34, 1H; H-15), 3.30-3.00 (m, 8H; H-1’), 1.70-1.40(m, 8H; H-2’), 1.40-1.20 (m, 8H; H-3’), 0.90 (t, 3J = 7.32, 12H; H-4’) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 156.7 (CO), 152.6 (C4), 151.7 (C7), 149.4 (C1), 143.9(C16/C16′), 142.2 (C10), 141.2 (C21/C21′), 127.9 (C2/C6), 127.6 (C19/C19′), 127.0 (C9/C11,C18/C18′), 125.1 (C17/C17′), 123.1 (C3/C5), 122.4 (C8/C12), 119.9 (C20/C20′), 66.7 (C14), 58.5(C1′), 47.2 (C15), 44.5 (C13), 23.8 (C2′), 19.6 (C3′), 13.6 (C4′) ppm.IR (ATR, ν̃): 3283 (m, NH), 3064 (w), 2962 (s), 2935 (m), 2875 (m), 1713 (s, CO), 1537 (m),1451 (m), 1254 (s), 1222 (vs), 1198 (vs, SO3), 1030 (vs), 1009 (s), 848 (m), 761 (m), 742 (m),703 (m).Elementaranalyse (C44H58N4O5S): ber.: C 70.0, H 7.74, N 7.42;

gef.: C 68.8, H 7.62, N 7.49.

4-(4’-Aminophenylazo)benzoesäure/APB 42

NN

10

9 87

1211

32

1

65

4

H2N

CO2H

Zu einer Lösung von 1.67 g 4-Nitrobenzoesäure (10.0 mmol)in 20 ml 3%iger Natronlauge wurde eine Lösung von 2.00 gpara-Phenylendiamin (19.0 mmol, 1.90 Äquiv.) in 30 ml 3%igerNatronlauge gegeben. Die Lösung wurde 12 h zum Rückflußerhitzt. Nach dem Abkühlen wurde der entstandene Nieder-

schlag abfiltriert, mit wenig Wasser gewaschen und im Exsikkator getrocknet. 1.66 g4,4’-APB 42 (6.88 mmol, 69%) wurden als rotbrauner Feststoff erhalten.Fp >250 ◦C Lit.: 232 ◦C 171

R f = 0.53 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 8.03 (d, 3J = 7.80, 2H; H-2/H-6), 7.67 (d, 3J = 7.80, 4H;H-3/H-5, H-8/H-12), 6.68 (d, 3J = 7.80, 2H; H-9/H-11), 6.17 (s, 2H; NH2) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 169.8 (CO2H), 152.9 (C4), 152.8 (C7), 143.0 (C10),140.9 (C1), 130.0 (C2/C6), 125.1 (C8/C12), 120.7 (C3/C5), 113.4 (C9/C11) ppm.IR (ATR, ν̃): 3375 (m, NH2), 3216 (m), 2925 (w), 1679 (w), 1592 (s, CO), 1539 (vs, CO),1507 (m), 1458 (m), 1413 (m), 1313 (m), 1150 (w), 1097 (w), 881 (w), 839 (m), 789 (m),696 (m).m/z (EI, 300 ◦C): 241 (28, M+), 105 (100, C6H5N2

+), 92 (60, C6H6N+), 91 (60, C6H5N+),77 (22, C6H5


3-(3’-Acetylaminophenylazo)benzoesäuremethylester 43

NN

10

98

7

1211

45

6

12

3NH

O

OMe

O

1314

1615

Methode A: Zu einer Lösung von 11.0 g 3-Nitrosobenzoe-säuremethylester 6 (66.6 mmol, 2.00 Äquiv.) in 500 mlEisessig wurden 5.00 g N-(3-Aminophenyl)acetamid (33.3mmol) als Feststoff hinzugegeben. Das Reaktionsgemischwurde bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatogra-

phische Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (4 d). Zu dem Reaktionsgemisch

110


wurden 300 ml Wasser gegeben, der ausgefallene Niederschlag wurde abfiltriert, mitWasser gewaschen und im Exsikkator getrocknet. Das Rohprodukt wurde auf Kiesel-gel aufgezogen und mittels Unterdruckchromatographie nach Harwood155 (sukzessivePentan/EE 3:1 zu 1:1, EE) gereinigt. Es wurden 5.25 g 3-(3’-Acetylaminophenylazo)-benzoesäuremethylester 43 (17.6 mmol, 53%) als gelb-oranger Feststoff erhalten.Methode B: Zu einer Lösung von 5.00 g 3-Nitrosobenzoesäuremethylester 6 (30.3 mmol)in 300 ml Eisessig wurden 9.09 g N-(3-Aminophenyl)acetamid (60.6 mmol, 2.00 Äquiv.)als Feststoff hinzugegeben. Das Reaktionsgemisch wurde bei RT gerührt, bis die dünn-schichtchromatographische Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (11 d). Zu demReaktionsgemisch wurden 300 ml Wasser gegeben, der Niederschlag wurde abfiltriert,mit Wasser gewaschen und im Exsikkator getrocknet. Der schwarz-braune Feststoffwurde in EE aufgenommen, der unlösliche Rückstand wurde abfiltriert und verwor-fen. Das Filtrat wurde im Vakuum konzentriert und der Rückstand aus DCM umkris-tallisiert. Es wurden 4.80 g 3-(3’-Acetylaminophenylazo)benzoesäuremethylester 43

(16.1 mmol, 53%) als gelb-oranger Feststoff erhalten.Fp 143 ◦CR f = 0.67 (EE)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.53 (t, 4J = 1.68, 1H; H-2), 8.14 (td, 3J = 7.76, 4J = 1.36,1H; H-6), 8.06 (ddd, 3J = 7.96, 4J = 1.80, 4J = 1.20, 1H; H-4), 8.03 (t, 4J = 1.92, 1H; H-8),7.74 (dd, 3J = 8.00, 4J = 1.02, 1H; H-10), 7.72-7.65 (m, 2H; H-12, NH), 7.58 (t, 3J = 7.84,1H; H-5), 7.46 (t, 3J = 7.96, 1H; H-11), 3.97 (s, 3H; H-14), 2.23 (s, 3H; H-16) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 168.7 (C15), 166.7 (C13), 153.0 (C7), 152.5 (C3), 138.9(C9), 131.8 (C6), 131.3 (C1), 129.8 (C11), 129.3 (C5), 127.2 (C4), 124.2 (C2), 122.8 (C10), 119.8(C12), 113.5 (C8), 52.5 (C14), 24.7 (C16) ppm.IR (ATR, ν̃): 3484 (w), 3304 (m, NH), 3198 (w), 3137 (w), 3077 (m), 2951 (m), 2846 (w),1724 (s, CO2Me), 1672 (s, CONH), 1598 (s), 1547 (s, CONH), 1492 (m), 1481 (m), 1435(m), 1371 (m), 1320 (m), 1298 (s), 1286 (s), 1264 (s), 1198 (m), 1154 (m), 1076 (m), 999 (m),793 (m), 757 (s), 689 (m).m/z (EI, 190 ◦C): 297 (80, M+), 134 (100, C8H8NO+), 120 (21, C7H6NO+), 92 (44, C6H6N+),76 (30, C6H4

+), 65 (32, C5H5+), 57 (22).

HR-MS: C16H15N3O3 (M+) ber.: 297.1113, gef.: 297.1111.Elementaranalyse (C16H15N3O3): ber.: C 64.64, H 5.09, N 14.13;

gef.: C 64.31, H 5.16, N 13.68.

3-(3’-Aminophenylazo)benzoesäure/3,3’-APB 44

NN

10

98

7

1211

45

6

12

3H2N OH

O2.00 g 3-(3’-Acetylaminophenylazo)benzoesäuremethylester 43

(6.72 mmol) wurden in 250 ml 3N HCl suspendiert und bei80 ◦C gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kon-trolle vollständigen Umsatz anzeigte (48 h). Nach dem Abküh-

len wurden 200 ml Wasser hinzugegeben, der Niederschlag wurde abfiltriert, mit wenigkaltem Wasser gewaschen und im Exsikkator getrocknet. Nach Umkristallisation ausEE/MeOH wurden 1.74 g 3,3’-APB 44 (6.72 mmol, quant.) als oranger Feststoff erhalten.Fp 205 ◦C (Zersetzung)

111


R f = 0.46 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 8.37 (s, 1H; H-2), 8.25-8.05 (m, 2H; H-4, H-6), 7.85-7.70 (m, 2H; H-5, H-12), 7.70-7.53 (m, 2H; H-8, H-11), 7.35 (d, 3J = 7.80, 1H; H-10), 4.70(s, br., 2H; NH2) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 166.6 (CO2H), 152.4 (C7), 151.7 (C3), 137.1 (C9),132.3 (C6), 132.2 (C1), 130.7 (C11), 130.1 (C5), 127.5 (C4), 124.5 (C10), 122.4 (C2), 121.3(C12), 113.7 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3445 (w), 3362 (m, NH2), 3062 (m), 2969 (m), 2930 (m), 2600 (m), 1701 (s,CO), 1624 (m), 1601 (m), 1492 (m), 1380 (m), 1285 (m), 1260 (m), 1246 (m), 1189 (m), 1155(m), 1075 (m), 787 (m), 761 (m), 691 (s), 653 (m).m/z (EI, 200 ◦C): 241 (53, M+), 121 (24, C7H5O2

+), 92 (100, C6H6N+), 65 (58, C5H5+).

HR-MS: C13H11N3O2 (M+) ber.: 241.0851, gef.: 241.0853.

3-(3’-Fmoc-Aminophenylazo)benzoesäure 45

NN

10

98

7

1211

45

6

12

3NH

OH

O

O

O

13

14

15

16

1718

19

2021 16'

17'

18'19'

20'

21'

Methode A: Zu einer Lösung von 900 mg 3-(3’-Aminophenylazo)benzoesäure 44 (3.73 mmol) in60 ml Dioxan/H2O 1:1 wurden 782 mg NaHCO3(9.32 mmol, 2.50 Äquiv.) gegeben. Über einenZeitraum von 10 min wurde eine Lösung von1.45 g N-(9-Fluorenylmethoxycarbonyloxy)suc-

cinimid (4.29 mmol, 1.15 Äquiv.) in 12 ml Dioxan hinzugegeben. Die Lösung wurde36 h bei RT gerührt. Nach Abdestillieren des Dioxanes unter reduziertem Druck wurdeder entstandene Feststoff abgesaugt und zuerst mit Wasser und dann mit Hexan/EE 3:1gewaschen. Es wurden 1.50 g 3,3-Fmoc-APB 45 (3.23 mmol, 87%) als leuchtend orangerFeststoff erhalten.

Methode B: Zu einer Suspension von 521 mg 3-(3’-Aminophenylazo)benzoesäure 44

(2.16 mmol) in 40 ml THF/ H2O 1:1 wurden 227 mg NaHCO3 (2.70 mmol, 1.25 Äquiv.)gegeben. Über einen Zeitraum von 15 min wurden im Stickstoffgegenstrom 765 mgN-(9-Fluorenylmethoxycarbonyloxy)succinimid (2.27 mmol, 1.05 Äquiv.) hinzugege-ben. Die Suspension wurde 11 d bei RT gerührt. Nach Abdestillieren des THF unterreduziertem Druck wurde der Rückstand in 150 ml EE aufgenommen und mit 50 mlH2O gewaschen. Die Phasen wurden getrennt, die wäßrige Phase wurde zweimal mitje 100 ml EE reextrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden dreimal mit je50 ml 1N HCl und einmal mit je 50 ml H2O und ges. NaCl-Lösung gewaschen undüber MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel imVakuum entfernt. Nach Umkristallisation aus EE wurden 931 mg 3,3-Fmoc-AMPB 45

(2.01 mmol, 93%) als leuchtend oranger Feststoff erhalten.Fp 214-216 ◦CR f = 0.75 (EE)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 10.0 (s, 1H; NH), 8.36 (t, 3J = 1.72, 1H; H-2), 8.20-8.05(m, 3H; H-4, H-6, H-8), 7.91 (d, 3J= 7.40, 2H; H-20/H-20’), 7.77 (d, 3J = 7.56, 2H; H-17/17’),7.80-7.68 (m, 1H; H-5), 7.61 (d, 3J = 8.24, 1H; H-10), 7.52 (t, 3J = 7.92, 1H; H-11), 7.47-7.38(m, 3H; H-12, H-19/H-19’), 7.36 (dt, 3J = 7.44, 4J = 1.12, 2H; H-18/H-18’), 4.54 (d, 3J =

112


6.68, 2H; H-14), 4.34 (t, 3J = 6.68, 1H; H-15) ppm.Eine 1H-NMR-Messung bei 200 MHz dieser Substanz zeigte das Signal des Säurepro-tons bei δ = 13.4 ppm.13C-NMR (100.6 MHz, d6-DMSO, δ): 167.4 (CO2H), 153.5 (C13), 152.4 (C7), 151.7 (C3),145.2 (C1), 143.7 (C21/C21′), 140.8 (C16/C16′), 140.2 (C9), 131.9 (C6), 129.8 (C11), 129.3 (C5),127.7 (C19/C19′), 127.2 (C18/C18′), 126.8 (C4), 125.9 (C10), 125.2 (C20/C20′), 122.3 (C2), 120.2(C17/C17′), 118.1 (C12), 111.0 (C8), 65.7 (C14), 46.6 (C15) ppm.IR (ATR, ν̃): 3309 (w, NH2), 3135 (w), 3067 (w), 3040 (w), 3018 (w), 2973 (w), 2890 (w),2661 (w), 2551 (w), 1700 (s, CONH), 1600 (s), 1544 (m, CO2H), 1450 (m), 1440 (m), 1366(m), 1301 (m), 1222 (s), 1155 (m), 1075 (m), 758 (m), 740 (m), 691 (m).FAB: C28H22N3O4 (M+H)+ ber.: 464, gef.: 464.Elementaranalyse (C28H21N3O4): ber.: C 72.56, H 4.57, N 9.07;

gef.: C 71.89, H 4.83, N 8.62.

3,3’-APB-Val(O tBu) 46

NN

H2N

NHO

O

O13

4

5

2

1'2'3'

4' 5'

6'

11' 12'

8'7'

9'

10'

67

8

9

10

Zu einer Lösung von 392 mg Valin-tert.-butylester Hy-drochlorid (1.87 mmol, 1.50 Äquiv.) in 25 ml DMF wur-den bei 0 ◦C nacheinander 357 mg EDC (1.87 mmol, 1.50Äquiv.), 252 mg HOBt (1.87 mmol, 1.50 Äquiv.), 326 µlDIEA (241 mg, 1.24 mmol, 1.00 Äquiv.) und 300 mg 3-(3’-Aminophenylazo)benzoesäure 44 (1.24 mmol) gegeben.

Nach beendeter Zugabe ließ man das Reaktionsgemisch auf RT erwärmen und rührteanschließend 36 h bei RT. Der Ansatz wurde in 50 ml DCM aufgenommen, zweimalmit je 50 ml 0.5 N HCl und jeweils einmal mit 50 ml ges. NaHCO3-Lösung, Wasser undges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase wurde über MgSO4 getrocknet,das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. ZumEntfernen restlichen DMFs wurde der ölige Rückstand mit Wasser versetzt, woraufhinein roter Niederschlag ausfiel. Nach dem Abdekantieren der überstehenden Lösungwurde der Rückstand noch zweimal in wenig MeOH aufgelöst und erneut mit Wasserausgefällt. Durch Gefriertrocknung des verbleibenden Rückstandes wurden 402 mg3,3’-APB-Val(OtBu) 46 (1.01 mmol, 82%) als orangeroter Feststoff erhalten.Fp 55 ◦CR f = 0.69 (EE/Pentan 3:2)[α]20

D = +61.2◦ (c = 0.49, CHCl3)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.29 (d, 4J = 1.40, 1H; H-2’), 8.02 (dd, 3J = 7.88, 4J = 1.04,1H; H-4’), 7.95 (dd, 3J = 7.64, 4J = 1.08, 1H; H-6’), 7.59 (t, 3J = 7.78, 1H; H-5’), 7.38 (dd,3J = 7.80, 4J = 1.12, 1H; H-12’), 7.31 (t, 3J = 7.80, 1H; H-11’), 7.27-7.20 (m, 1H; H-10’),6.86-6.75 (m, 2H; H-8’, NH), 4.77-4.68 (m, 1H; H-2), 3.87 (s, br., 2H; NH2), 2.80-2.60 (m,1H; H-3), 1.50 (s, 9H; tBu), 1.03 (d, 3J = 8.56, 3H; H-4 o. H-5), 1.01 (d, 3J = 8.56, 3H; H-4o. H-5) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 171.4 (C1), 166.6 (C10), 153.6 (C7′), 152.7 (C3′), 147.4(C9′), 135.5 (C1′), 130.0 (C11′), 129.6 (C5′ , C6′), 125.6 (C4′), 121.5 (C2′), 118.4 (C10′), 115.4(C12′), 107.6 (C8′), 82.4 (C6), 57.9 (C2), 32.0 (C3), 28.2 (C7/C8/C9), 19.1 (C4 o. C5), 18.0 (C4

113


o. C5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3432 (w, CONH), 3359 (m, NH2), 3242 (w), 2970 (m), 2932 (m), 2874 (w),1719 (s, CO2

tBu), 1653 (s, CONH), 1602 (s), 1526 (s), 1479 (m), 1369 (s), 1314 (m), 1276(m), 1150 (s), 955 (m), 845 (m), 782 (m), 694 (s), 691 (s).m/z (EI, 190 ◦C): 396 (15, M+), 295 (24, M+-CO2

tBu), 224 (100, M+-HNValOtBu), 92 (48,C6H6N+), 57 (24, tBu+).HR-MS: C22H28N4O3 (M+) ber.: 396.2161, gef.: 396.2162.

Boc-Gly-(3,3’-APB)-Val(O tBu) 47

NN

NH

NHO

O

O13

45

2

1'2'3'

4' 5'

6'

11' 12'

8'

7'

9'

10'

HN

O

OO

13'

14'15'

16'17'

18'19'

20'

112 mg TCTU (315 µmol, 2.50 Äquiv.), 43.0 mgHOBt (315 µmol, 2.50 Äquiv.), 55.0 µl DIEA(41.0 mg, 315 µmol, 2.50 Äquiv.) und 50.0 mg3,3’-APB-Val(OtBu) 46 (1.26 µmol) wurden bei0 ◦C nacheinander zu einer Lösung von 55.0 mgBoc-Glycin (315 µmol, 2.50 Äquiv.) in 2.50 ml

DMF gegeben. Nach beendeter Zugabe ließ man das Reaktionsgemisch auf RT erwär-men und rührte anschließend 26 h bei RT. Der Ansatz wurde in 10 ml DCM aufgenom-men, zweimal mit je 10 ml 0.5 N HCl und jeweils einmal mit 10 ml ges. NaHCO3-Lösung,Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen. Die organische Phase wurde über MgSO4getrocknet, das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum ent-fernt. Zum Entfernen restlichen DMFs wurde der ölige Rückstand mit Wasser versetzt,woraufhin ein orangeroter Niederschlag ausfiel. Nach dem Abdekantieren der über-stehenden Lösung wurde dieser noch zweimal in wenig MeOH aufgelöst und erneutmit Wasser ausgefällt. Durch Gefriertrocknung des verbleibenden Rückstandes wurden66 mg des Tripeptides 47 (116 µmol, 92%) als orangeroter amorpher Feststoff erhalten.R f = 0.76 (Pentan/EE 2:3)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 9.04 (s, br., 1H; NH), 8.32 (s, 1H; H-2’), 7.95 (dt, 2H; H-4’,H-6’), 7.86 (s, 1H; H-8’), 7.80 (d, 3J = 7.16, 1H; NH), 7.62 (d, 3J = 7.88, 1H; H-10’), 7.53(t, 3J = 7.82, 1H; H-5’), 7.40 (t, 3J = 7.96, 1H; H-11’), 7.29 (d, 3J = 8.48, 1H; H-12’), 5.70 (t,3J = 5.56, 1H; NHBoc), 4.72 (dd, 3J = 8.70, 3J = 4.80, 1H; H-2), 4.15-3.90 (m, 2H; H-14’),2.40-2.25 (m, 1H; H-3), 1.45 (s, 9H; tBu), 1.44 (s, 9H; tBu), 1.02 (d, 3J = 6.84, 3H; H-4 o.H-5), 1.00 (d, 3J = 6.64, 3H; H-4 o. H-5) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 171.5 (C1), 168.4 (C13′), 166.9 (C20′), 156.7 (C15′), 152.7(C7′), 152.2 (C3′), 138.7 (C9′), 135.3 (C1′), 130.0 (C6′), 129.7 (C11′), 129.5 (C5′), 124.9 (C4′),122.8 (C10′), 122.4 (C2′), 120.3 (C12′), 112.9 (C8′), 82.5 (C18′), 80.5 (C16′), 58.1 (C2), 51.2(C14′), 31.9 (C3), 28.4 (C(CH3)3), 28.1 (C(CH3)3), 19.1 (C4 o. C5), 18.1 (C4 o. C5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3322 (m, NH), 3208 (w), 3070 (w), 2975 (m), 2933 (m), 2876 (w), 1715 (s,CO), 1690 (s, CO), 1648 (s, CO), 1600 (m), 1530 (s), 1479 (s), 1431 (m), 1392 (m), 1367 (s),1316 (m), 1298 (m), 1252 (s), 1160 (vs), 1052 (m), 791 (m), 691 (m).m/z (EI, 380 ◦C): 553 (3, M+), 352 (30, M+-Boc, -C4H8, -CO2), 325 (34), 281 (32, M+-Boc,-N-Val-OtBu), 224 (26, C13H10N3O+), 136 (38), 120 (100, C6H6N3

+), 92 (86, C6H6N+), 57(23, C4H9


114


3-Aminophenylcarbamatsäure-fluorenyl-9-ylmethylester 48

6 4

NH

O

O 3

5

2

891011

12

13 1414'

13'

12'11'

10'9'

NH21

7

Zu einer Lösung von 4.86 g NaHCO3 (57.8 mmol, 1.25Äquiv.) und 5.00 g meta-Phenylendiamin (46.2 mmol) in150 ml Wasser wurde eine Lösung von 15.6 g N-(9-Fluore-nylmethoxycarbonyloxy)succinimid (46.2 mmol, 1.00Äquiv.) in 150 ml THF über einen Zeitraum von 2 h hinzu-getropft. Nach beendeter Zugabe wurde der Reaktionsan-

satz bei RT gerührt, bis die dünnchichtchromatographische Kontrolle keinen weiterenUmsatz anzeigte (4 d). Das THF wurde im Vakuum abdestilliert, die wäßrige Phasewurde dreimal mit je 100 ml EE extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurdennacheinander mit je 100 ml 0.1 N HCl, ges. NaHCO3-Lösung, Wasser und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittel wurde abfiltriertund das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Nach Umkristallisation aus Pentan/EE,anschließender Unterdruckchromatographie nach Harwood155 und erneuter Umkris-tallisation der Produktfraktion aus Diethylether wurden 9.40 g 3-Aminophenylcarba-matsäure-fluorenyl-9-ylmethylester 48 (28.5 mmol, 62%) als farbloser Feststoff erhalten,der allerdings noch Verunreinigungen enthielt (Reinheit ca. 90% nach 1H-NMR).Fp 125-130 ◦CR f = 0.78 (Pentan/EE 2:3)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 7.78 (d, 3J = 7.52, 2H; H-13/H-13’), 7.62 (d, 3J = 7.44,2H; H-10/H-10’), 7.41 (t, 3J = 7.40, 2H; H-12/H-12’), 7.33 (dt, 3J = 7.48, 4J = 1.12, 2H;H-11/H-11’), 7.05 (t, 3J = 8.00, 1H; H-5), 6.63-6.50 (m, 2H; H-2, H-6), 6.38 (ddd, 3J = 8.00,4J = 2.24, 4J = 0.84, 1H; H-4), 4.60 (s, br., 1H; NH), 4.54 (d, 3J = 6.44, 2H; H-7), 4.27 (t, 3J= 6.44, 1H; H-8), 3.67 (s, br., 2H; NH2) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 153.3 (CONH), 149.1 (C3), 143.9 (C9/C9′), 140.8(C14/C14′), 139.6 (C1), 128.9 (C5), 127.7 (C11/C11′), 127.1 (C13/C13′), 125.2 (C10/C10′), 120.2(C12/C12′), 108.7 (C4), 106.4 (C6), 104.0 (C2), 65.4 (C7), 46.7 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3468 (w), 3369 (m, NH), 3328 (m, NH2), 3066 (w), 3041 (w), 2972 (w), 1708(s, CO), 1609 (s), 1544 (s), 1499 (m), 1451 (s), 1309 (m), 1226 (s), 1082 (m), 758 (m), 740(s).m/z (EI, 200 ◦C): 330 (28, M+), 178 (100, Dibenzofulven), 152 (68, M+-Dibenzofulven),69 (33, C4H7N+).HR-MS: C21H18N2O2 (M+) ber.: 330.1368, gef.: 330.1372.Elementaranalyse (C21H18N2O2): ber.: C 76.34, H 5.49, N 8.48;

gef.: C 76.65, H 5.50, N 7.85.

3-(3’-Nitrophenylazo)benzoesäure 49

NN

10

98

7

1211

45

6

123O2N OH

O4.80 g 3-Nitrosonitrobenzol 11 (31.6 mmol, 2.00 Äquiv.) wur-den der Allgemeinen Arbeitsvorschrift I gemäß mit 2.12 g 3-Ami-nobenzoesäure (15.8 mmol) in 350 ml Eisessig umgesetzt(12 h). Der erhaltene Feststoff wurde aus MeOH umkristal-lisiert und zur Entfernung verbleibender Verunreinigungen

anschließend in Diethylether suspendiert und 10 min im Ultraschallbad behandelt.

115


Nach dem Abfiltrieren der Waschlösung wurden 4.00 g 3-(3’-Nitrophenylazo)benzoe-säure 49 (14.7 mmol, 93%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 223 ◦CR f = 0.48 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (400 MHz, d6-DMSO, δ): 8.57 (t, 4J = 2.04, 1H; H-8), 8.47-8.33 (m, 3H; H-2,H-10, H-12), 8.11 (td, 3J = 7.56, 4J = 1.32, 1H; H-6), 8.00-7.90 (m, 1H; H-4), 7.92 (t, 3J =8.08, 1H; H-11), 7.54 (t, 3J = 7.68, 1H; H-5) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 166.5 (CO2H), 152.0 (C7), 151.5 (C3), 148.7 (C9), 132.7(C6), 132.3 (C1), 131.2 (C5), 130.1 (C11), 130.0 (C12), 127.9 (C4), 125.8 (C10), 122.5 (C2),115.8 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3100 (m), 3081 (m), 2863 (m), 2826 (m), 2674 (m), 2566 (m), 1687 (s, CO),1530 (s, NO2), 1484 (m), 1422 (m), 1352 (s, NO2), 1306 (m), 1212 (m), 1074 (m), 920 (m),759 (s), 738 (m), 681 (s).m/z (EI, 180 ◦C): 271 (26, M+), 149 (22, C7H5N2O2

+), 121 (94, C7H5O2+), 76 (70, C6H4

+),65 (100, C5H5


gef.: C 56.43, H 3.37, N 15.52.

7.3.3 Ullmann-Kupplungen

N-Phenylvalin 50

6

7 8

9

1011

HNHO2C

12

3

45

Zu einer Suspension von 100 mg Brombenzol (637 µmol), 112 mg (L)-Valin (956 µmol, 1.50 Äquiv.) und 270 mg K3PO4 (1.27 mmol, 2.00Äquivalente) in 640 µmol DMAE wurden unter Stickstoffatmosphäre12.1 mg CuI (63.7 µmol, 0.10 Äquivalente) gegeben. Das Reaktionsge-

misch wurde auf 80 ◦C erhitzt, wodurch der verbliebene Feststoff in Lösung ging, undbei dieser Temperatur gerührt, bis die dünnschichtchromatographische Kontrolle voll-ständigen Umsatz anzeigte (72 h). Das Reaktionsgemisch wurde mit je 15 ml Wasserund EE versetzt, die Phasen wurden getrennt, und die wäßrige Phase wurde viermalmit je 15 ml EE extrahiert. Die wäßrige Phase wurde bei 0 ◦C durch Zusatz von 1N HClangesäuert (pH 3) und erneut fünfmal mit je 15 ml EE extrahiert. Die vereinigten orga-nischen Phasen wurden mit ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet.Nach dem Abfiltrieren des Trockenmittels wurde das Lösungsmittel im Vakuum ent-fernt. 110 mg N-Phenylvalin 50 (567 µmol, 89%) wurden als beiger Feststoff erhalten,der keiner weiteren Reinigung bedurfte.Fp 90 ◦C (Zersetzung)R f = 0.57 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.53 (s, br., 1H; NH), 7.19 (t, 3J = 8.00, 2H; H-8/H-10),6.77 (t, 3J = 7.40, 1H; H-9), 6.65 (d, 3J = 7.80, 2H; H-7/H-11), 3.87 (d, 3J = 5.40, 1H; H-2),2.35-2.05 (m, 1H; H-3), 1.07 (d, 3J = 6.80, 6H; H-4/H-5) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 178.1 (C1), 147.2 (C6), 129.2 (C8/C10), 118.8 (C9), 113.7(C7/C11), 62.6 (C2), 31.5 (C3), 19.3 (C4), 18.5 (C5) ppm.Die chemische Verschiebung des Kohlenstoffatomes C1 wurde aufgrund der geringen

116


Signalintensität im 13C-NMR-Spektrum über HMBC-Messungen bestimmt.IR (ATR, ν̃): 3261 (s, NH), 2990 (w), 2964 (m), 2934 (m), 2876 (w), 2699 (w), 2566 (m),2502 (m), 1932 (w), 1690 (s, CO), 1606 (m), 1499 (m), 1471 (m), 1436 (m), 1340 (m), 1305(m), 1218 (s), 1171 (m), 930 (m), 922 (m), 889 (m), 846 (m), 784 (s), 751 (m), 710 (m),691 (s).m/z (EI, 60 ◦C): 193 (34, M+), 148 (100, C10H14N+), 104 (74, C7H6N+), 77 (34, C6H5

+).HR-MS: C11H15NO2 (M+) ber.: 193.1103, gef.: 193.1103.

[4-(4’-Bromphenylazo)benzyl]carbamatsäure-9-fluorenylmet hylester 53

NH

O

O5

4

3

12

7

2

6

1

10

9

11

8

1314

15

16

1718

19

20 2121'

20'

19' 18'

17'16'

Br

NN

Gemäß der Allgemeinen Arbeitsvorschrift I wurden4.05 g Brom-4-nitrosobenzol 12 (21.5 mmol, 2.00Äquiv.) mit 3.70 g (9-Fluorenyl)methyl-4-amino-benzylcarbamat 31 (10.8 mmol) in 200 ml Eises-sig umgesetzt (46 h). Mittels Unterdruckchroma-

tographie nach Harwood155 (Kieselgel, DCM) wurden 3.66 g [4-(4’-Bromphenylazo)-benzyl]carbamatsäure-9-fluorenylmethylester 53 (7.14 mmol, 66%) als helloranger Fest-stoff erhalten.Fp 187 ◦CR f = 0.48 (DCM)1H-NMR (500 MHz, d6-DMSO, δ): 7.95 (t, 3J = 5.80 Hz, 1H; NH), 7.92-7.77 (m, 8H;H-2/H-6, H-3/H-5, H-8/H-12, H-20/H-20’), 7.71 (d, 3J = 7.05 Hz, 2H; H-17/H-17’), 7.48-7.39 (m, 4H; H-9/H-11,H-19/H-19’), 7.34 (t, 3J = 7.30 Hz, 2H; H-18/H-18’), 4.39 (d, 3J =6.60 Hz, 2H; H-14), 4.33-4.18 (m, 3H; H-13, H-15) ppm.13C-NMR (d6-DMSO, δ): 156.4 (CO), 150.8 (C4), 150.7 (C7), 143.9 (C10), 143.8 (C16/C16′),140.8 (C21/C21′), 132.5 (C2/C6), 127.9 (C9/C11), 127.6 (C19/C19′), 127.0 (C18/C18′), 125.1(C17/C17′), 124.9 (C1), 123.9 (C3/C5), 122.8 (C8/C12), 120.1 (C20/C20′), 65.3 (C15), 46.8 (C14),43.5 (C13) ppm.Die chemischen Verschiebungen wurden aufgrund der geringen Löslichkeit des Pro-duktes in CDCl3, d6-DMSO und d4-MeOD über HMBC-Messungen bestimmt.IR (ATR, ν̃): 3308 (m, NH), 3064 (w), 2959 (w), 2875 (w), 1690 (s, CO), 1573 (w), 1540(m), 1261 (m), 837 (m), 757 (m), 735 (m).m/z (EI, 230 ◦C): 511 (<1, M+), 178 (100, Dibenzofulven).HR-MS: C28H22N3O2Br (M+) ber.: 511.0895, gef.: 511.0891.Elementaranalyse (C28H22N3O2Br): ber.: C 65.63, H 4.33, N 8.20;

gef.: C 65.32, H 4.51, N 7.99.

4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäuremethylester 54

N1

2 34

56

O N Br7

8 910

1112O

577 mg 4-Nitrosobenzoesäuremethylester 4 (3.49 mmol, 1.20Äquiv.) wurden mit 501 mg 4-Bromanilin (2.91 mmol) gemäßder Allgemeinen Arbeitsvorschrift I in 25 ml Eisessig umgesetzt(24 h). Mittels Chromatographie nach Harwood155 (Kieselgel,

DCM/Pentan 4:1) wurden 922 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäuremethylester 54

117


(2.88 mmol, 98%) als oranger Feststoff erhalten.Fp 176 ◦C Lit.: 180-181 ◦C 172

R f = 0.73 (DCM/Pentan 4:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.19 (d, 3J = 8.78, 2H; H-2/H-6), 7.94 (d, 3J = 8.78, 2H;H-3/H-5), 7.83 (d, 3J = 8.78, 2H; H-8/H-12), 7.66 (d, 3J = 8.78, 2H; H-9/H-11), 3.96 (s, 3H;CH3).13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 166.4 (CO2Me), 154.9 (C7), 151.8 (C4), 132.4 (C9/C11),132.0 (C1), 130.6 (C2/C6), 126.2 (C10), 124.6 (C8/C12), 122.7 (C3/C5), 52.4 (CH3).IR (ATR, ν̃): 2952 (w), 1722 (s, CO), 1440 (w), 1407 (w), 1298 (m), 1283 (s), 1195 (w),1112 (m), 1099 (m), 1011 (w), 1099 (w), 865 (m), 832 (m), 773 (m), 708 (m).m/z (EI, 110 ◦C): 318 (44, M+), 183 (28, C6H4N2Br+), 155 (74, C6H4Br+), 135 (100,C8H7O2

+), 103 (22, C6H3N2+), 76 (57, C6H4

+).HR-MS: C14H11N2O2Br (M+) ber.: 318.0004, gef.: 318.0000.

4-(4’-Bromphenylazo)benzonitril 55

N1

2 34

56

N Br7

8 910

1112NC

1.73 g 4-Nitrosobenzonitril 9 (13.1 mmol, 1.50 Äquiv.) wurdenmit 1.50 g 4-Bromanilin (8.72 mmol) gemäß der Allgemeinen Ar-beitsvorschrift I in 100 ml Eisessig umgesetzt (121 h). Es wurden2.32 g 4-(4’-Bromphenylazo)benzonitril 55 (8.12 mmol, 93%) als

oranger Feststoff erhalten, der keiner weiteren Reinigung bedurfte.Fp 198 ◦C (Zersetzung)R f = 0.71 (DCM)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.99 (td, 3J = 8.60, 4J = 1.80, 2H; H-3/H-5), 7.90-7.76 (m,4H; H-2/H-6, H-8/H-12), 7.68 (td, 3J = 8.78, 4J = 2.20, 2H; H-9/H-11) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 154.2 (C4), 151.0 (C7), 133.2 (C2/C6), 132.5 (C9/C11),126.9 (C10), 124.7 (C8/C12), 123.4 (C3/C5), 118.4 (CN), 114.2 (C1) ppm.IR (ATR, ν̃): 3077 (w), 2922 (w), 2225 (m, CN), 1571 (m), 1479 (m), 1395 (m), 1068 (m),1009 (m), 847 (vs), 829 (m).m/z (EI, 90 ◦C): 285 (63, M+), 183 (36, C6H4N2Br+), 155 (100, C6H4Br+), 102 (85, C7H4

+),76 (73, C6H4

+), 75 (73, C6H3+).

HR-MS: C13H8N3Br (M+) ber.: 284.9902, gef.: 284.9910.Elementaranalyse (C13H8N3Br): ber.: C 54.57, H 2.82, N 14.69;

gef.: C 54.60, H 3.17, N 14.46.

4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure- tert. -butylester 56

N1

2 34

56

O N Br7

8 910

1112O 13

15

16

17

14

Gemäß der Allgemeinen Arbeitsvorschrift I wurden 5.90 gBrom-4-nitrosobenzol 12 (32.3 mmol, 2.00 Äquiv.) mit3.12 g 4-Aminobenzoesäure-tert.-butylester (16.2 mmol)in 300 ml Eisessig umgesetzt (24 h). Nach Umkristalli-sation aus Pentan wurden 5.16 g 4-(4’-Bromphenylazo)-

benzoesäure-tert.-butylester 56 (14.4 mmol, 89%) als oranger Feststoff erhalten.

118


Fp 96 ◦CR f = 0.75 (DCM/Pentan 1:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.14 (d, 3J = 8.78, 2H; H-2/H-6), 7.92 (d, 3J = 8.78, 2H;H-3/H-5), 7.83 (d, 3J = 8.78, 2H; H-8/H-12), 7.67 (d, 3J = 8.78, 2H; H-9/H-11), 1.63 (s, 9H;tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ) 165.1 (C13), 154.6 (C7), 151.2 (C4), 134.0 (C1), 132.4(C9/C11), 130.4 (C2/C6), 126.1 (C10), 124.6 (C8/C12), 122.6 (C3/C5), 81.5 (C14), 28.2 (C15/

C16/C17) ppm.IR (ATR, ν̃): 2977 (w), 1710 (s, CO), 1572 (w), 1477 (m), 1460 (m), 1367 (m), 1097 (m),1007 (m), 866 (m), 834 (m), 755 (m), 710 (m).m/z (EI, 110 ◦C): 360 (52, M+), 183 (50, C6H4N2Br+), 155 (95, C6H4Br+), 121 (100, C7H5O2),76 (73, C6H4

+), 75 (73, C6H3+), 57 (37, C4H9

+).HR-MS: C17H17N2O2Br (M+) ber.: 360.0474, gef.: 360.0471.

[4-(4’-Bromphenylazo)benzyl]carbamatsäure- tert .-butylester 57

N1

2 34

56

NHO

ON Br

78 9

10

111213

1415

16

17

183.01 g Brom-4-nitrosobenzol 12 (16.1 mmol, 2.39 Äquiv.)wurden mit 1.50 g 4-Aminobenzyl-tert.-butylcarbamat15 (6.75 mmol) gemäß der Allgemeinen ArbeitsvorschriftI in 250 ml AcOH umgesetzt (72 h). Nach Umkristalli-

sation des Rohproduktes aus EE/Pentan wurden 2.39 g [4-(4’-Bromphenylazo)benzyl]-carbamatsäure-tert.-butylester 57 (6.12 mmol, 91%) als roter Feststoff erhalten.Fp 161 ◦CR f = 0.32 (Pentan/EE 10:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.88 (d, 3J = 8.30, 2H; H-3/H-5), 7.79 (d, 3J = 8.78, 2H;H-9/H-11), 7.64 (d, 3J = 8.78, 2H; H-8/H-12), 7.43 (d, 3J = 8.78, 2H; H-2/H-6), 4.93 (s, br.,1H; NH), 4.40 (d, 3J = 5.86, 2H; H-13), 1.48 (s, 9H; tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 156.0 (C14), 151.8 (C7), 151.4 (C4), 142.6 (C1), 132.4(C9/C11), 128.1 (C2/C6), 125.4 (C10), 124.4 (C8/C12), 123.3 (C3/C5), 79.9 (C15), 44.4 (C13),28.5 (C16/C17/C18) ppm.IR (ATR, ν̃): 3450 (w), 3337 (m, NH), 3080 (w), 2969 (w), 2924 (w), 1678 (vs, CO), 1571(m), 1513 (m), 1468 (m), 1453 (m), 1391 (m), 1249 (m), 1170 (m), 1106 (m), 1064 (m), 1003(m), 879 (w), 842 (m).m/z (EI, 180 ◦C): 389 (4, M+), 332 (24, M+-C4H9), 178 (22, C8H8N3O2

+), 155 (38, C6H4Br+),150 (82, C8H8NO2

+), 105 (44, C7H7N+), 89 (58), 77 (22, C6H5+), 69 (28), 57 (100, C4H9

+).HR-MS: C18H20BrN3O2 (M+) ber.: 389.0739, gef.: 389.0732.Elementaranalyse (C18H20BrN3O2·

1/2H2O): ber.: C 54.15, H 5.30, N 10.52;gef.: C 54.07, H 5.30, N 10.53.

Allgemeine Arbeitsvorschrift III zur Ullmann-Kupplung von Azobenzole n

Die Reaktionen wurden in HPLC-Vials aus Braunglas durchgeführt, um eine Photo-isomerisierung zu vermeiden. Zu einer Suspension des Bromazobenzols, der Amino-säure (1.50 Äquivalente) und K3PO4 (2.00 Äquivalente) in DMAE wurde unter Stick-stoffatmosphäre CuI (0.10 Äquivalente) gegeben. Das Vial wurde verschlossen und die

119


Reaktionsmischung für die jeweils angegebene Zeit bei 80 ◦C gerührt. In der Hitze gin-gen die Substanzen in Lösung. Nachdem die dünnschichtchromatographische Kontrol-le keinen weiteren Umsatz anzeigte, wurde das Reaktionsgemisch mit je 15 ml Wasserund EE versetzt. Die Phasen wurden getrennt, und die wäßrige Phase dreimal mit je25 ml EE extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden mit ges. NaCl-Lösunggewaschen und über MgSO4 getrocknet. Das Trockenmittel wurde abfiltriert und dasLösungsmittel im Vakuum entfernt. Die Reinigung der Produkte erfolgte mittels Un-terdruckchromatographie nach Harwood155 an Kieselgel.

N-[4-(4’-(2-Dimethylaminoethoxycarbonyl)phenylazo)phenyl]va lin 58

6

7 89

1011

NN

HN

OHO2C

O12

13 1415

1617

12

3

45 18

19N

20

21

100 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäuremethyl-ester 54 (313 µmol) wurden gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift III mit 55.1 mg (L)-Valin (469µmol), 6.00 mg CuI (31.5 µmol) und 133 mg K3PO4

(627 µmol) in 640 µl DMAE umgesetzt (23 h). Nach chromatographischer Reinigung(DCM/MeOH 15:1) wurden 62.1 mg N-[4-(4’-(2-Dimethylaminoethyloxycarbonyl)phe-nylazo)phenyl]valin 58 (151µmol, 48%) mit einer per 1H-NMR ermittelten Reinheit von90% erhalten. Aus der wäßrigen Phase wurden durch Extraktion mit DCM bei pH 3(1N HCl) weitere 6.00 mg des Esters 58 (14.5 µmol, 5%) erhalten.Fp 159 ◦CR f = 0.20 (DCM/MeOH 15:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.07 (d, 3J = 8.60, 2H; H-14/H-16), 7.58 (d, 3J = 8.20, 4H;H-8/H-10, H-13/H-17), 6.32 (d, 3J = 8.80, 2H; H-7/H-11), 4.99 (s, br. 1H; NH), 4.70-4.40(m, 2H; H-18), 3.75-3.50 (m, 1H; H-2), 3.35-3.00 (m, 2H; H-19), 2.65 (s, 6H; H-20/H-21),2.20-1.90 (m, 1H; H-3), 1.03 (d, 3J = 7.00, 3H; H-4), 0.86 (d, 3J = 6.60, 3H; H-5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3332 (w), 2957 (w), 2925 (w), 2869 (w), 1713 (s, CO2R), 1600 (s, CO2H), 1389(m), 1270 (s), 1139 (s), 1118 (s), 1097 (m), 860 (m), 835 (m), 826 (m), 771 (m), 695 (m).m/z (EI, 190 ◦C): 412 (<1, M+), 71 (28), 58 (100, C2H2O2


N-[4-(4’-Cyanophenylazo)phenyl]valin 59

6

7 89

1011

NN

HNCNHO2C

12

13 1415

1617

12

3

45

18

Gemäß der Allgemeinen Arbeitsvorschrift III wurden 119 mg4-(4’-Bromphenylazo)benzonitril 55 (416µmol) mit 73.0 mg(L)-Valin (623 µmol), 8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mgK3PO4 (829 µmol) in 620 µl DMAE umgesetzt (158 h). Die

chromatographische Reinigung (sukzessive EE/PE 5:1, EE, EE/MeOH 9:1 zu 1:1, MeOH)ergab 40 mg N-[4-(4’-Cyanophenylazo)phenyl]valin 59 (120 µmol, 30%) als roten Fest-stoff sowie 30 mg (72.9 µmol, 18%) des Imidsäureesters 60 als roten Feststoff. BeideFraktionen waren nach der chromatographischen Reinigung noch durch die jeweilsandere Fraktion verunreinigt.Fp 148 ◦CR f 0.47 (EE/MeOH 9:1)

120


1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.10-7.60 (m, 6H; H-8/H-10, H-13/H-17, H-14/H-16), 6.69(d, 3J = 8.28 Hz, 2H; H-7/H-11), 3.50-3.25 (m, 1H; H-2), 2.40-1.90 (m, 1H; H-3), 1.5-0.95(m, 6H; H-4/H-5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3363 (w, NH), 2962 (w), 2926 (m), 2854 (w), 2225 (w, CN), 1705 (w),1603 (s, CO), 1597 (s, CO), 1519 (m), 1418 (m), 1391 (m), 1335 (m), 1309 (m), 1249 (m),1156 (m), 1135 (s), 847 (m).m/z (EI, 190 ◦C): 322 (42, M+), 277 (56, C17H17N4

+), 233 (40, C14H9N4+), 192 (20,

C11H14NO2+), 146 (43), 118 (48, C7H6N2

+), 102 (36, C7H4N+), 91 (49, C6H5N+), 81(27), 69 (47, C3H5N2

+), 58 (100, C2H2O2+).


N-[4-(4’-(2-Dimethylaminoethoxycarboimidoyl)phenylazo)phenyl] valin 60

6

7 89

1011

NN

HN

OHO2C

NH12

13 1415

1617

12

3

45 18

19N

20

21

Fp 77 ◦CR f = 0.18 (EE/MeOH 1:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.15-7.55 (m, 6H;H-8/H-10, H-13/H-17, H-14/H-16), 7.05 (d, 3J = 8.80,

2H; H7-/H-11), 4.18 (t, 3J = 5.37, 2H; H-18), 3.70-3.35 (m, 1H; H-2), 2.82 (t, 3J = 5.61, 2H;H-19), 2.65-2.10 (m, 1H; H-3), 2.39 (s, 6H; H-20/H-21), 1.25 (s, 6H; H-4/H-5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3352 (w, N-H), 2957 (m), 2926 (m), 2854 (m), 2774 (w), 1669 (m, C=NH),1599 (s, CO), 1501 (m), 1390 (m), 1308 (m), 1253 (s), 1138 (s), 1031 (m), 961 (w), 847 (m).m/z (EI, 190 ◦C): 410 (<1, M+-H), 367 (<1, C19H21N5O3

+), 294 (<1, C17H18N4O+), 206 (1,C11H14N2O2

+), 102 (16, C7H4N+), 81 (4), 69 (10, C3H5N2+), 58 (100, C2H2O2

+).HR-MS: C22H28N5O3 (M+-H) ber.: 410.2192, gef.: 410.1954.

N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]valin 61

6

7 89

1011

NN

HN

OHO2C

O12

13 1415

1617

12

34

5 19

20

21

22

18

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-bu-tylester 56 (415 µmol) wurden gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift III mit 73.0 mg (L)-Valin (623µmol), 8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4

(829 µmol) in 640 µl DMAE umgesetzt (70 h). Nach chromatographischer Reinigung(sukzessive DCM/MeOH 40:1 zu 9:1, MeOH) wurden 110 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxy-carbonylphenylazo)phenyl]valin 61 (277 µmol, 67%) als roter Feststoff erhalten.Fp 66 ◦CR f = 0.45 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.07 (d, 3J = 8.30, 2H; H-14/H-16), 7.81 (d, 3J = 8.28, 4H;H-8/H-10, H-13/H-17), 6.68 (d, 3J = 8.28, 2H; H-7/H-11), 4.80-4.35 (m, 1H; NH), 4.00-3.80(m, 1H; H-2), 2.35-2.05 (m, 1H; H-3), 1.61 (s, 9H; tBu), 1.15-0.95 (m, 6H; H-4/H-5) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 176.4 (C1), 165.5 (C18), 155.4 (C12), 150.2 (C6), 145.4(C9), 132.5 (C15), 130.4 (C14/C16), 125.7 (C8/C10), 122.0 (C13/C17), 113.0 (C7/C11), 81.3 (C19),61.4 (C2), 31.4 (C3), 28.2 (C20/C21/C22), 19.2 (C4), 18.6 (C5) ppm.Die Signallagen der Kohlenstoffe C1 und C2 wurden mit Hilfe eines HMBC-Spektrums

121


ermittelt.IR (ATR, ν̃): 3369 (w, NH), 2974 (w), 2929 (w), 2872 (w), 1710 (m, CO2

tBu), 1599 (s,CO2H), 1517 (m), 1393 (m), 1369 (m), 1291 (s), 1256 (m), 1171 (m), 1136 (s), 1117 (m),1096 (m), 865 (w), 847 (w), 775 (w), 696 (w).m/z (EI, 180 ◦C): 397 (49, M+), 351 (62, C21H25N3O2

+), 297 (80, C17H19N3O2+), 216 (24),

193 (28, C11H15NO2+), 162 (39), 146 (29), 137 (70), 120 (100, C6H6N3

+), 92 (81, C6H6N+),65 (29, C5H5

+), 58 (26, C4H10+).


N-[4-(4’-( tert.-Butyloxycarbonylaminomethyl)phenylazo)phenyl]valin 62

6

7 89

1011

NN

HNHO2C

12

13 1418

1617

12

3

45

HNO

O19

2021

22

23

24

150 mg [4-(4’-Bromphenylazo)benzyl]carbamat-säure-tert.-butylester 57 (384 µmol) wurden gemäßder Allgemeinen Arbeitsvorschrift III mit 65.5 mg (L)-Valin (576 µmol), 7.30 mg CuI (38.0 µmol) und

163 mg K3PO4 (768 µmol) in 500 µl DMAE umgesetzt (168 h). Nach chromatogra-phischer Reinigung (sukzessive DCM, DCM/MeOH 20:1 zu 10:1) wurden 71.2 mg N-[4-(4’-(tert.-Butyloxycarbonylaminomethyl)phenylazo)phenyl]valin 62 (167µmol, 43%)als roter amorpher Feststoff erhalten.Fp 72 ◦CR f = 0.41 (DCM/MeOH 2:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.90-7.70 (m, 4H; H-8/H-10, H-13/H-17), 7.34 (d, 3J =7.32, 2H; H-14/H-16), 6.70 (d, 3J = 8.80, 2H; H-7/H-11), 4.35 (s, 2H; H-19), 4.00 (d, 3J =5.36, 1H; H-2), 2.35-2.10 (m, 1H; H-3), 1.47 (s, 9H; tBu), 1.18-1.00 (m, 6H; H-4/H-5) ppm.13C-NMR (CDCl3, δ): 176.1 (C1), 155.7 (C20), 151.8 (C12), 149.7 (C6), 145.0 (C9), 127.7(C14), 125.0 (C8/C10), 122.4 (C13/C17), 112.9 (C7/C11), 79.6 (C21), 61.5 (C2), 44.1 (C19), 31.1(C3), 28.2 (C20/C21/C22), 18.5 (C4/C5) ppm.IR (ATR, ν̃): 3344 (m, NH), 2966 (m), 2928 (m), 2873 (w), 1698 (s, CONH), 1601 (vs,CO2H), 1516 (s), 1403 (m), 1392 (m), 1366 (m), 1250 (m), 1157 (s), 1139 (s), 1028 (m), 935(m), 833 (m).m/z (EI, 200 ◦C): 426 (43, M+), 380 (38, C22H28N4O2

+), 369 (43, M+-C4H9), 326 (50, M+-CO2, -C4H8), 289 (46), 269 (46), 264 (42), 254 (26), 219 (31), 210 (50), 192 (43, C11H14NO2

+),178 (22), 165 (100), 146 (56), 120 (54, C6H6N3

+), 106 (66, C7H8N+), 92 (67, C6H6N+), 65(21, C5H5

+), 57 (29, C4H9+).


N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]phenylalanin 63

10

11 1213

1415

NN

HN

OHO2C

O16

17 1819

2021

123

23

24

25

268 9

4

22

7

6 5

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-bu-tylester 56 (415 µmol) wurden gemäß der AllgemeinenArbeitsvorschrift III mit 103 mg (L)-Phenylalanin (624µmol), 8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4(829 µmol) in 420 µl DMAE umgesetzt (136 h). Nachchromatographischer Reinigung (sukzessive EE, EE/

122


MeOH 9:1 zu 1:1) wurden 125 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]-phenylalanin 63 (280 µmol, 68%) als roter amorpher Feststoff erhalten.Fp 78 ◦CR f = 0.33 (EE/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.06 (d, 3J= 8.30, 2H; H-18/H-20), 7.80 (m, 4H; H-12/H-14,H-17/H-21), 7.30-7.00 (m, 5H; H-4/H-8, H-5/H-7, H-6), 6.70 (m, 2H; H-11/H-15), 5.80 (s,br., 1H; NH), 4.42 (s, br., 1H; H-2), 3.40-2.90 (m, 2H; H-3), 1.61 (s, 9H; tBu) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.4 (C22), 155.3 (C16), 150.0 (C10), 145.0 (C13), 136.5(C9), 132.3 (C19), 130.3 (C18/C20), 129.4 (C4/C8), 128.5 (C5/C7), 126.9 (C6), 125.5 (C12/C14),121.9 (C17/C21), 112.9 (C11/C15), 81.2 (C23), 63.2 (C2), 38.1 (C3), 28.2 (C24/C25/C26) ppm.Aufgrund der geringen Signalintensität des Kohlenstoffatomes C1 konnte dessen che-mische Verschiebung nicht aus dem 13C-NMR-Spektrum ermittelt werden.IR (ATR, ν̃): 3376 (w, NH), 2976 (w), 2927 (w), 2854 (w), 1708 (m, CO2

tBu), 1599 (s, CO2H),1517 (m), 1419 (m), 1393 (m), 1368 (m), 1292 (s), 1255 (m), 1168 (m), 1135 (s), 1117 (m),1096 (m), 1011 (w), 865 (w), 847 (w), 832 (w), 775 (w), 698 (m).m/z (EI, 180 ◦C): 445 (<1, M+), 297 (23, C17H19N3O2

+), 231 (20), 137 (100), 120 (86,C6H6N3

+), 92 (52, C6H6N+), 65 (24, C5H5+), 58 (53, C4H10

+).HR-MS: C26H27N3O4 (M+) ber.: 445.2002, gef.: 445.2005.[α]20

D = + 44.4◦ (c = 2.25·10−3, CHCl3).

N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenyazo)phenyl]prolin 64

6

7 89

1011

NN

N

O

O12

13 1415

16171

23

45

1820

21

22

CO2H 19

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-butylest-er 56 (415 µmol) wurden gemäß der Allgemeinen Arbeits-vorschrift III mit 72.0 mg (L)-Prolin (625 µmol), 8.00 mgCuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4 (829 µmol) in 420

µl DMAE umgesetzt (136 h). Nach chromatographischer Reinigung (sukzessive EE,EE/MeOH 85:15 zu 1:1, MeOH) wurden 108 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxycarbonylphenyl-azo)phenyl]prolin 64 (273 µmol, 66%) als roter Feststoff erhalten.Fp 168 ◦CR f = 0.17 (EE/MeOH 5:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.08 (td, 3J = 8.44 Hz, 4J = 1.86 Hz, 2H; H-14/H-16), 7.90(d, 3J = 8.96 Hz, 2H; H-8/H-10), 7.84 td, 3J = 8.44 Hz, 4J = 1.86 Hz, 2H; H-13/H-17), 6.64(d, 3J = 9.04 Hz, 2H; H-7/H-11), 4.40 (dd, 3J = 8.56 Hz, 4J = 2.38 Hz, 1H; H-2), 3.66 (td, 3J= 8.64 Hz, 4J = 3.07 Hz, 1H; H-5), 3.48 (q, 3J = 8.33 Hz, 1H; H-5’), 2.50-2.05 (m, 4H; H-3,H-4), 1.62 (s, 9H; H-20/H-21/H-22) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 178.7 (C1), 165.5 (C18), 155.4 (C12), 149.4 (C6), 144.4 (C9),132.3 (C15), 130.3 (C14/C16), 125.6 (C8/C10), 121.9 (C13/C17), 112.1 (C7/C11), 81.2 (C19), 60.6(C2), 48.6 (C5), 30.9 (C3), 28.2 (C20/C21/C22), 23.7 (C4) ppm.IR (ATR, ν̃): 3365 (w, NH), 2955 (w), 2925 (m), 2854 (w), 1709 (m, CO2

tBu), 1598 (s, CO2H),1514 (m), 1369 (s), 1290 (s), 1248 (m), 1172 (m), 1135 (s), 1115 (m), 1095 (m), 1010 (w),865 (w), 849 (w), 822 (w), 776 (w), 696 (w).m/z (EI, 200 ◦C): 395 (10, M+), 294 (26, -CO2, -tBu), 144 (56), 137 (36), 120 (30, C7H4O2

+),95 (31), 81 (34), 69 (72, C3H5N2

+), 57 (80, C4H9+), 55 (100, C4H7

+).

123



N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]alanin 65

4

5 67

89

NN

HN

OHO2C

O10

11 1213

1415

12

3 17

18

19

20

16

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-butyl-ester 56 (415 µmol) wurden gemäß der AllgemeinenArbeitsvorschrift III mit 56.0 mg (L)-Alanin (626 µmol),8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4 (829 µmol)

in 420 µl DMAE umgesetzt (139 h). Nach chromatographischer Reinigung (sukzessiveEE, EE/MeOH 19:1 zu 1:1) wurden 99.0 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)-phenyl]alanin 65 (270 µmol, 65%) als rotbrauner Feststoff erhalten.Fp 63 ◦C (Zersetzung)R f = 0.59 (EE/MeOH 1:1)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.09 (td, 3J = 8.68, 4J = 1.90, 2H; H-12/H-14), 7.87 (d, 3J= 8.88, 2H; H-6/H-8), 7.84 (d, 3J = 8.60, 2H; H-11/H-15), 6.68 (d, 3J = 8.88, 2H; H-5/H-9),5.57 (s, br., 1H; NH), 4.29 (q, 3J = 6.96, 1H; H-2), 1.62 (s, 9H; tBu), 1.59 (d, 3J = 7.00, 3H;H-3) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 178.6 (C1), 165.5 (C16), 155.3 (C10), 149.4 (C4), 145.5 (C7),132.5 (C13), 130.3 (C12/C14), 125.7 (C6/C8), 122.0 (C11/C15), 112.9 (C5/C9), 81.3 (C17),51.4 (C2), 28.2 (C18/C19/C20), 18.7 (C3) ppm.IR (ATR, ν̃): 3375 (m, NH), 2977 (m), 2932 (w), 1709 (s, CO2

tBu), 1599 (vs, CO2H),1517 (m), 1458 (m), 1420 (m), 1394 (s), 1368 (m), 1292 (s), 1255 (m), 1171 (m), 1135 (vs),1116 (s), 1096 (m), 865 (m), 848 (m), 832 (m), 776 (m), 697 (m).m/z (EI, 170 ◦C): 369 (22, M+), 297 (41, C17H19N3O2

+), 137 (21), 120 (67, C6H6N3+),

92 (100, C6H6N+), 72 (40), 65 (34, C5H5+), 59 (77), 57 (75, C4H9


N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]leucin 66

7

8 910

1112

NN

HN

OHO2C

O13

14 1516

1718

12

320

21

22

236 4

5

19

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-bu-tylester 56 (415 µmol) wurden gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift III mit 82.0 mg (L)-Leucin (625µmol), 8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4(829 µmol) in 420 µl DMAE umgesetzt (161 h). Nach

chromatographischer Reinigung (sukzessive Pentan/EE 3:1 zu 1:1, EE und EE/MeOH20:1 zu 1:1) wurden 104 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]leucin 66

(250 µmol, 61%) als roter amorpher Feststoff erhalten.Fp 61-64 ◦CR f = 0.60 (EE/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.07 (d, 3J = 8.78, 2H; H-15/H-17), 7.81 (d, 3J = 8.30, 4H;H-9/H-11, H-14/H-18), 6.68 (d, 3J = 7.32, 2H; H-8/H-12), 4.14 (s, br. 1H; H-2), 2.00-1.40(m, 3H; H-3, H-4), 1.61 (s, 9H; tBu), 1.10-0.70 (m, 6H; H-5/H-6) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 165.4 (C19), 155.3 (C13), 150.5 (C7), 145.1 (C10), 132.3(C16), 130.3 (C15/C17), 125.6 (C9/C11), 121.9 (C14/C18), 112.7 (C8/C12), 81.2 (C20), 63.1 (C2),

124


41.9 (C3), 28.2 (C21/C22/C23), 24.9 (C4), 22.8 (C5), 22.1 (C6) ppm.Aufgrund der geringen Signalintensität des Kohlenstoffatomes C1 konnte dessen che-mische Verschiebung nicht aus dem 13C-NMR-Spektrum ermittelt werden.IR (ATR, ν̃): 3369 (w, NH), 2958 (m), 2930 (m), 2870 (w), 1711 (s, CO2

tBu), 1600 (vs,CO2H), 1518 (m), 1419 (m), 1394 (m), 1368 (m), 1291 (s), 1256 (m), 1171 (m), 1136 (vs),1117 (s), 1096 (m), 1011 (w), 865 (w), 848 (w), 832 (m), 776 (m), 696 (w).m/z (EI, 200 ◦C): 411 (8, M+), 297 (44, C17H19N3O2

+), 137 (81), 120 (100, C6H6N3+),

92 (57, C6H6N+), 69 (48, C3H5N2+), 57 (71, C4H9


N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]glycin 67

3

4 56

78

NN

HN

OHO2C

O9

10 1112

1314

1

216

17

18

19

15

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-bu-tylester 56 (415 µmol) wurden gemäß der Allgemei-nen Arbeitsvorschrift III mit 47.0 mg (L)-Glycin (626µmol), 8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4

(829 µmol) in 420 µl DMAE umgesetzt (139 h). Nach chromatographischer Reinigung(sukzessive DCM, DCM/MeOH 9:1, MeOH) wurden 67.1 mg N-[4-(4’-tert.-Butyloxy-carbonylphenylazo)phenyl]glycin 67 (190 µmol, 46%) rotbrauner Feststoff erhalten.Fp 88 ◦C (Zersetzung)R f = 0.40 (DCM)1H-NMR (500 MHz, CDCl3, δ): 8.10 (d, 3J = 8.30, 2H; H-11/H-13), 7.95-7.72 (m, 4H;H-5/H-7, H-10/H-14), 6.62 (d, 3J = 8.10, 2H; H-4/H-8), 4.12 (s, br., 2H; H-2), 1.62 (s, 9H;tBu) ppm.Aufgrund der in Kapitel 4.4.2 beschriebenen decarboxylativen Zersetzung des Produk-tes wurde kein 13C-NMR-Spektrum des reinen Kupplungsproduktes erhalten.IR (ATR, ν̃): 3353 (w, NH), 2974 (m), 2926 (m), 2854 (m), 1712 (s, CO2

tBu), 1599 (s, CO2H),1501 (m), 1393 (m), 1368 (m), 1291 (s), 1253 (s), 1172 (m), 1138 (s), 1116 (s), 838 (m),775 (m).m/z (EI, 150 ◦C): 355 (10, M+), 227 (20), 149 (62, C8H7NO2

+), 95 (33), 81 (52), 71 (98),69 (100, C3H5N2

+), 57 (70, C4H9+).


N-[4-(4’- tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]methionin 68

6

7 89

1011

NN

HN

OHO2C

O12

12 1415

1617

12

3 19

20

21

22S

4

5

18

150 mg 4-(4’-Bromphenylazo)benzoesäure-tert.-butyl-ester 56 (415 µmol) wurden gemäß der Allgemeinen Ar-beitsvorschrift III mit 93.0 mg (L)-Methionin (623 µmol),8.00 mg CuI (42.0 µmol) und 176 mg K3PO4 (829 µmol)in 420 µl DMAE umgesetzt (161 h). Nach chromato-

graphischer Reinigung (sukzessive Pentan:EE 1:1, EE/ MeOH 20:1 zu 1:1) wurden18 mg verunreinigtes N-[4-(4’-tert.-Butyloxycarbonylphenylazo)phenyl]methionin 68

(42.0 µmol, 10%) als orangeroter amorpher Feststoff erhalten sowie 118 mg des Eduk-tes 56.

125


Fp 50-52 ◦CR f = 0.26 (EE/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 8.30-8.00 (m, 2H; H-14/H-16), 7.95-7.40 (m, 4H; H-8/10,H-12/H-17), 6.85-6.40 (m, 2H; H-7/H-11), 4.40-3.90 (m, 1H; H-2), 2.90-2.40 (m, 4H; H-3,H-4), 2.08 (s, 3H; H-5), 1.61 (s, 9H; H-20/H-21/H-22) ppm.IR (ATR, ν̃): 3363 (w, NH), 2958 (m), 2926 (m), 2855 (w), 1712 (s, CO2

tBu), 1599 (s, CO2H),1515 (m), 1419 (m), 1393 (m), 1368 (m), 1290 (s), 1272 (s), 1172 (m), 1135 (s), 1116 (s),1096 (m), 1008 (m), 865 (m), 849 (m), 834 (m), 775 (m), 697 (m).m/z (EI, 200 ◦C): 429 (<1, M+), 137 (51), 120 (60, C6H6N3

+), 97 (32), 92 (48, C6H6N+), 81(36), 69 (64, C3H5N2

+), 57 (100, C4H9+).

HR-MS: C22H27N3O4S (M+) ber.: 429.1722, gef.: 429.1730.

4-(4’-Aminophenylazo)benzoesäure- tert. -butylester 69

10

11 127

89

NN

H2N

O

O4

5 61

23 14

15

16

17

13

Während der Lagerung bei RT trat eine partielle Zerset-zung der gereinigten Substanzen 65 und 67 auf. Nachchromatographischer Reinigung (Kieselgel, EE/Hexan1:1 + 0.5% AcOH) konnte das Zersetzungsprodukt alsAmin 69 identifiziert werden.115

Fp 103 ◦CR f = 0.71 (EE/Hexan 1:1 + 0.5% AcOH)1H-NMR (400 MHz, CDCl3, δ): 8.09 (d, 3J= 8.48, 2H; H-2/H-6), 7.94-7.80 (m, 4H; H-3/H-5,H-8/H-12), 6.75 (d, 3J = 8.72, 2H; H-9/H-11), 1.62 (s, 9H; H-15/H-16/H-17) ppm.13C-NMR (100.6 MHz, CDCl3, δ): 165.4 (C13), 155.3 (C4), 150.2 (C10), 145.6 (C7), 132.5(C1), 130.3 (C2/C6), 125.6 (C8/C12), 122.0 (C3/C5), 114.6 (C9/C11), 81.2 (C14), 28.2 (C15/C16/

C17) ppm.IR (ATR, ν̃): 3372 (m, NH), 2976 (w), 2930 (w), 1698 (s, CO), 1599 (s), 1507 (m), 1425(m), 1394 (s), 1369 (m), 1292 (s), 1256 (m), 1171 (m), 1136 (vs), 1118 (s), 856 (m), 844 (m),775 (m).m/z (EI, 140 ◦C): 297 (47, M+), 120 (57, C6H6N3

+), 92 (100, C6H6N+), 69 (26), 65 (21,C5H5


4-(4’-Aminophenylazo)benzylcarbamatsäure- tert. -butylester 70

10

11 127

89

NN

H2N4

5 61

23

HNO

O1314

15

16

17

18

Während der Lagerung bei RT trat eine partielle Zer-setzung des gereinigten Kupplungsproduktes 62 auf.Nach Reinigung mittels präparativer RP-HPLC konn-te das Zersetzungsprodukt als Amin 70 identifiziert

werden.115

Fp 121 ◦CRt = 14.2 min (System I)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.90-7.70 (m, 4H; H-3/H-5, H-8/H-12), 7.36 (d, 3J = 8.28,2H; H-2/H-6), 6.76 (d, 3J = 8.30, 2H; H-9/H-11), 5.10 (s, br., 2H; NH2), 4.36 (s, 2H; H-13),

126


1.47 (s, 9H; H-16/H-17/H-18) ppm.13C-NMR (CDCl3, δ): 155.9 (C14), 150.7 (C4), 149.8 (C10), 144.7 (C7), 140.4 (C1), 127.8(C2/C6), 125.8 (C8/C12), 122.1 (C3/C5), 115.2 (C9/C11), 79.8 (C15), 44.4 (C13), 28.4(C16/C17/C18) ppm.Die chemischen Verschiebungen wurden aufgrund der geringen Signalintensitäten im13C-NMR-Spektrum über HSQC- und HMBC-Messungen bestimmt.IR (ATR, ν̃): 3356 (m, NH), 2975 (w), 2927 (w), 1687 (s, CO), 1600 (s), 1507 (m), 1393 (s),1367 (m), 1299 (m), 1205 (m), 1169 (m), 1139 (s), 839 (m), 723 (w).m/z (EI, 180 ◦C): 326 (45, M+), 269 (M+ -tBu), 120 (47, C6H6N3

+), 92 (100, C6H6N+), 65(21, C5H5


127


7.4 Versuche zu Kapitel 5: Photoschaltbare peptidische Grb2 -SH2Antagonisten

(L )-N-Acetyl-4-(chlormethyl)phenylalaninethylester 71

HNClH2C

O

O

O

12

3

4

56

78

9

10

11

1213 14

Eine Lösung von 10.0 g (L)-Ac-Phe-OEt (43.5 mmol) und 25 gZinkchlorid (180 mmol, 4.12 Äquiv.) wurden in 75 ml frischdestilliertem Chlormethylmethylether (79.5 g, 987 mmol, 22.7Äquiv.) bei 6 ◦C gerührt. Nachdem die dünnschichtchroma-

tographische Kontrolle vollständigen Umsatz zeigte (8 h), wurde das Lösungsmittel imVakuum abdestilliert und der Rückstand sorgfältig im Hochvakuum getrocknet, bevorer in 50 ml Eiswasser aufgenommen und die wäßrige Phase viermal mit je 50 ml EEextrahiert wurde. Die vereinigten organischen Phasen wurden zweimal mit je 50 mlges. NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet.Das Trockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. NachUmkristallisation aus Et2O/EE (5:1) wurden 8.89 g (L)-N-Acetyl-4-(chlormethyl)phenyl-alaninethylester 71 (31.3 mmol, 72%) als farbloser Feststoff erhalten.Fp 92-93 ◦C Lit.: 92-94 ◦C 129

R f = 0.77 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.30 (d, 3J = 7.32, 2H; H-6/H-8), 7.10 (d, 3J = 7.80, 2H;H-5/H-9), 6.15 (d, br., 3J = 6.84, 1H; NH), 5.00-4.80 (m, 1H; H-2), 4.55 (s, 2H; H-10), 4.16(q, 3J = 6.84, 2H; H-11), 3.30-2.90 (m, 2H; H-3), 1.98 (s, 3H; H-14), 1.23 (t, 3J = 6.84, 3H;H-12) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 171.6 (C1), 169.9 (C13), 136.4 (C7), 136.3 (C4), 129.7(C6/C8), 128.8 (C5/C9), 61.6 (C11), 53.2 (C2), 46.0 (C10), 37.6 (C3), 23.1 (C14), 14.2 (C12) ppm.IR (ATR, ν̃): 3281 (m, NH), 3058 (w), 2982 (m), 2936 (w), 2909 (w), 1738 (vs, CO2Et), 1656(vs, CONH), 1561 (s), 1541 (s), 1465 (m), 1445 (m), 1375 (s), 1345 (m), 1295 (m), 1268 (s),1212 (s), 1198 (s), 1129 (m), 1096 (w), 1025 (m), 856 (w), 733 (m), 677 (m), 673 (m).m/z (EI, 100 ◦C): 283 (3, M+), 248 (6, M+-Cl), 224 (100, C12H13O2Cl), 189 (34, C12H13O2),179 (18, C10H8OCl), 168 (36, C9H11NCl), 102 (76).HR-MS: C14H18NO3Cl (M+) ber.: 283.0975, gef.: 283.0971.[α]20

D = +20◦ (c = 1.0, EtOH) Lit.: [α]15D = +18.6◦ (c = 1.0, EtOH)129

(L )-N-Acetyl-4-[(diethoxyphosphinyl)methyl]phenylalaninethylester 72

HN

O

O

O

12

3

4

56

7 89

10

11

12

13 14PO

OO

15

16

1718

5.00 g (L)-N-Acetyl-4-(chlormethyl)phenylalaninethyl-ester 71 (17.6 mmol) wurden in 30 ml frisch destilliertemTriethylphosphit (29.1 g, 175 mmol, 10.0 Äquiv.) gelöstund 5 h unter Rückfluß gekocht. Nach Entfernen des Trie-thylphosphites im Vakuum wurde das Rohprodukt aus

EE umkristallisiert. Es wurden 3.22 g (L)-N-Acetyl-4-[(diethoxyphosphinyl)methyl]-phenylalaninethylester 72 (8.37 mmol, 47%) als farbloser Feststoff erhalten.Fp 92-93 ◦C Lit.: 94.5-96 ◦C 129

R f = 0.55 (DCM/MeOH 9:1)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 7.20 (dd, 3J = 7.82, 4J = 2.44, 2H; Haromat.), 7.03 (d, 3J =

128

7.4 Versuche zu Kapitel 5: Photoschaltbare Peptide

7.82, 2H; Haromat.), 6.04 (d, br., 3J = 7.32, 1H; NH), 4.81 (q, 3J = 5.84, 1H; H-2), 4.13 (q, 3J =7.00, 2H; H-11), 4.10-3.80 (m, 4H; H-15/H-17), 3.20-2.90 (m, 4H; H-3, H-10), 1.95 (s, 3H;H-14), 1.23 (t, 3J = 6.84, 9H; H-12, H-16/H-18) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 171.6 (C1), 169.6 (C13), 134.6 (d, 5J(C,P) = 3.80; C4),130.5 (d, 2J(C,P) = 9.15; C7), 130.0 (d, 3J(C,P) = 6.86; C6/C8), 129.5 (d, 4J(C,P) = 3.05;C5/C9), 62.2 (d, 2J(C,P) = 6.86; C15/C17), 61.5 (C11), 53.2 (d, 7J(C,P) = 2.28; C2), 37.6 (C3),33.4 (d, 1J(C,P) = 138; C10), 23.2 (C14), 16.4 (d, 3J(C,P) = 6.10; C16/C18), 14.2 (C12) ppm.IR (ATR, ν̃): 3272 (m, NH), 3059 (w), 2983 (m), 2932 (w), 1741 (s, CO2Et), 1678 (s, CONH),1662 (s, CONH), 1545 (m), 1515 (m), 1444 (m), 1374 (m), 1232 (s, P=O), 1187 (m), 1053(vs), 1025 (vs, POEt), 966 (s), 857 (m).m/z (EI, 180 ◦C): 385 (6, M+), 326 (100, M+ -C2H5NO), 242 (52, C12H19O3P), 104 (27,C8H8).HR-MS: C18H28NO6P (M+) ber.: 385.1654, gef.: 385.1661.[α]20

D = +68.3◦ (c = 1.03, CHCl3)

(L )-4-(Phosphonomethyl)phenylalanin 73

NH2

OH

O

12

3

4

56

78

910

PHO

OHO

3.22 g (L)-N-Acetyl-4-[(diethoxyphosphinyl)methyl]phenylala-ninethylester 72 (8.37 mmol) wurden in 146 ml 9N HCl gelöstund 16 h unter Rückfluß gekocht. Das Lösungsmittel wurde imVakuum entfernt, der Rückstand wurde zweimal in je 50 ml

Wasser aufgenommen, und das Wasser wurde im Vakuum entfernt. Das Rohproduktwurde aus EtOH/Propylenoxid umgefällt und mit wenig kaltem Ethanol gewaschen. Eswurden 2.06 g (L)-4-(Phosphonomethyl)phenylalanin 73 (7.95 mmol, 95%) als farbloserFeststoff erhalten.Fp >250 ◦C (Zersetzung) Lit.: 260 ◦C (Zersetzung)129

1H-NMR (400 MHz, D2O, δ): 7.30 (dd, 3J = 7.30, 4J = 2.22, 2H; H-5/H-9), 7.24 (d; 3J =8.00, 2H; H-6/H-8), 4.25-4.15 (m, 1H; H-2), 3.40-3.35 (m, 1H; H-3A), 3.20-3.05 (m, 1H;H-3B), 3.07 (d, 2J(H,P) = 20.8, 2H; H-10) ppm.Aufgrund der geringen Löslichkeit der Verbindung in D2O und d6-DMSO konnte kein13C-NMR-Spektrum erhalten werden.IR (ATR, ν̃): 3386 (m, NH2), 2931 (s), 2856 (m), 2388 (w), 1734 (s), 1714 (s), 1629 (m,CO2H), 1513 (m, CO2

−), 1444 (m), 1411 (m), 1378 (m), 1284 (m), 1210 (s, P=O), 1161 (s),1120 (s), 1071 (s, PCH2), 995 (s), 962 (m), 912 (m), 655 (m).FAB: C10H15NO5P (M+H)+ ber.: 260, gef.: 260.[α]20

D = -10.3◦ (c = 0.97, 3N HCl) Lit.: [α]15D = -7.0◦ (c = 1.0, 3N HCl)129

129


(L )-N-Fmoc-4-(Phosphonomethyl)phenylalanin 74

1

23

4

5 6

789

10

OO

HN

CO2H

PO(OH)2

121314

15

1617

1819

14'

15'

16'17'

18'19'

11

Eine Lösung von 382 mg N-(9-Fluorenylmethoxy-carbonyloxy)succinimid (1.12 mmol, 1.00 Äquiv.) in2.80 ml Aceton wurde über einen Zeitraum von 5 minzu einer Lösung von 300 mg (L)-4-(Phosphonome-thyl)phenylalanin 73 (1.12 mmol) in 13.8 ml ges.NaHCO3-Lsg./Aceton 1:1 hinzugetropft. Nach been-

deter Zugabe wurde die Lösung bei RT gerührt, bis die dünnschichtchromatographi-sche Kontrolle vollständigen Umsatz anzeigte (12 h). Das Aceton wurde im Vakuumabdestilliert, und die verbleibende wäßrige Phase wurde jeweils dreimal mit 10 mlCH3Cl und Et2O gewaschen. Nach Ansäuern der wäßrigen Phase mit 6N HCl (pH 1)wurde diese dreimal mit je 15 ml EE extrahiert. Die vereinigten organischen Phasenwurden dreimal mit je 20 ml 1N HCl gewaschen und über MgSO4 getrocknet. NachAbfiltrieren des Trockenmittels und Entfernen des Lösungsmittels im Vakuum wurden490 mg (L)-N-Fmoc-4-(Phosphonomethyl)phenylalanin 74 (1.02 mmol, 91%) als farblo-ser Feststoff erhalten.Fp 178 ◦C Lit.: 163-164 ◦C129

1H-NMR (200 MHz, d6-DMSO, δ): 9.01 (s, br., 2H; PO(OH)2), 7.88 (d, 3J = 7.32, 2H;H-18/H-18’), 7.80-7.60 (m, 2H; H-15/H-15’), 7.48-7.23 (m, 4H; H-16/H-16’, H-17/H-17’),7.17 (s, 4H; H-5/H-9, H-6/H-8), 4.35-4.10 (m, 5H; H-2, H-12, H-13, NH), 3.20-2.75 (m, 4H;H-3, H-10) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, d6-DMSO, δ): 173.5 (C1), 156.1 (C11), 143.9 (C14/C14′), 140.8(C19/C19′), 135.7 (d, 5J(C,P) = 3.04; C4), 132.2 (d, 2J(C,P) = 8.39; C7), 129.7 (d, 3J(C,P)= 6.10; C6/C8), 128.8 (d, 4J(C,P) = 3.05; C5/C9), 127.7 (C17/C17′), 127.2 (C16/C16′), 125.4(C15/C15′), 120.2 (C18/C18′), 65.5 (C12), 55.4 (C2), 46.4 (C13), 35.8 (C3), 35.2 (d, 1J(C,P) =89.2; C10) ppm.IR (ATR, ν̃): 3306 (m, NH), 3065 (m), 3040 (m), 2972 (m), 2933 (m), 2320 (m), 1700(CONH, vs), 1583 (m), 1528 (vs, CO2

−), 1478 (m), 1450 (s), 1422 (m), 1350 (vs), 1251 (s),1215 (s), 1104 (m), 1046 (s), 955 (s), 942 (s), 802 (m), 760 (s), 740 (s).FAB: C25H25NO7P (M+H)+ ber.: 482, gef.: 482.[α]20

D = -20.0◦ (c = 1.0, DMF) Lit.: [α]15D = -14.7◦ (c = 1.0, DMF)129

(L,L )-Fmoc-Asn-Val-OH 75

HN

HN

OH

O

OOO

H2N

O

123

45

67 8

910

11

12

1314

15

16

17 18 13'14'

15'16'

17'18'

Eine Lösung von 3.75 g (L)-Fmoc-Asn-OH (10.6 mmol) in22.5 ml DMF wurde auf -30 ◦C gekühlt. Zu dieser Lösungwurden im Stickstoffgegenstrom 1.72 g HOBt (12.7 mmol,1.20 Äquiv.) und 1.66 ml DIC (10.6 mmol, 1.00 Äquiv.) ge-geben. Unter Rühren ließ man die Lösung über einen Zeit-raum von 90 min auf 5 ◦C erwärmen, dann wurden 3.30 g(L)-H2N-Val-OtBu (15.7 mmol, 1.50 Äquiv.) und 3.75 ml

DIEA (21.5 mmol, 2.00 Äquiv.) hinzugefügt. Nach beendeter Zugabe wurde das Kälte-bad entfernt, und die Lösung wurde 6 h bei RT gerührt. Das Reaktionsgemisch wur-

130


de in 100 ml EE/iPrOH 3:1 aufgenommen, jeweils einmal mit 60 ml 0.5N HCl, ges.NaHCO3-Lösung und ges. NaCl-Lösung gewaschen und über MgSO4 getrocknet. DasTrockenmittel wurde abfiltriert und das Lösungsmittel im Vakuum entfernt. Der erhal-tene farblose Feststoffwurde mit iPrOH gewaschen und anschließend im Hochvakuumgetrocknet. Der Rückstand wurde in 12 ml TFA/H2O 4:1 gelöst und 20 min bei RT ge-rührt. Das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt, und der Rückstand wurde erneutmit 12 ml TFA/H2O 4:1 versetzt und 20 min bei RT gerührt. Das Lösungsmittel wurde imVakuum entfernt. Der ölige Rückstand wurde mit THF versetzt, bis ein farbloser Fest-stoff ausfiel. Dieser wurde abfiltriert, mit THF gewaschen und im Vakuum getrocknet.Es wurden 3.56 g des Dipeptides 75 (7.84 mmol, 74%) als farbloser Feststoff erhalten.Fp 230-231 ◦CR f = 0.56 (DCM/MeOH/AcOH 50:48:2)1H-NMR (200 MHz, CDCl3, δ): 12.7 (s, br., 1H; CO2H), 7.88 (d, 3J = 6.84, 2H; H-17/H-17’), 7.71 (d, 3J = 6.84, 2H; H-14/H-14’), 7.63 (d, 3J = 8.30, 1H; NH), 7.50-7.20 (m, 5H;H-15/H-15’, H-16/H-16’, NH), 6.98 (s, br., 2H; NH2), 4.80-4.40 (m, 1H; H-4), 4.40-4.05 (m,4H; H-2, H-11, H-12), 2.65-2.30 (m, 2H; H-9), 2.20-1.90 (m, 1H; H-6), 0.87 (d, 3J = 6.34,6H; H7/H8) ppm.13C-NMR (50.3 MHz, CDCl3, δ): 172.9 (C1), 171.7 (C3 o. C10), 171.5 (C3 o. C10), 155.9(C5), 143.9 (C13/C13′), 140.8 (C18/C18′), 127.7 (C16/C16′), 127.2 (C15/C15′), 125.4 (C14/C14′),120.2 (C17/C17′), 65.9 (C11), 57.2 (C2), 51.5 (C4), 46.7 (C12), 37.3 (C9), 30.0 (C6), 19.1 (C7),17.8 (C8) ppm.IR (ATR, ν̃): 3417 (w), 3298 (m, NH2), 3208 (w), 2967 (w), 1718 (m, CO), 1698 (s, CO),1650 (vs, CO), 1582 (m), 1536 (s, CO2H), 1446 (m), 1319 (m), 1259 (s), 1223 (m), 1149 (m),1042 (m), 760 (m), 740 (s).FAB: C24H28N3O6P (M+H)+ ber.: 454 gef.: 454.[α]20

D = +9.52◦ (c = 1.05, DMF)

Ac-Lys(NH 2)-pTyr-Val-Asn-Val-Pro-OH ·TFA 77

TFA*H2N

NH

O

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

H2N

O

OP

O OHOH

O OH

77

Das Hexapeptid 77 wurde in einer au-tomatisierten Festphasensynthese an1.00 g H-Pro-(2-Cl-Trt)-Harz (Beladung0.57 mmol/g, 570 µmol) unter Verwen-dung der nachfolgend aufgeführtenArbeitsschritte aufgebaut. Aufgrunddes begrenzten Volumens der Reakto-

ren des Synthesizers wurden fünf Reaktoren mit je 200 mg Harz beladen. Die Volumen-angaben in den Arbeitsschritten beziehen sich jeweils auf einen Reaktor.

1. Quellen

2. Einfachkupplung Fmoc-Val-OH

3. Fmoc-Abspaltung

131


4. Einfachkupplung Fmoc-Asn(Trt)-OH

5. Fmoc-Abspaltung


7. Fmoc-Abspaltung

8. Einfachkupplung Fmoc-Tyr(PO(NMe2)2)-OH

9. Fmoc-Abspaltung

10. Doppelkupplung Fmoc-Lys(Boc)-OH

11. Fmoc-Abspaltung

12. Acetylierung

• Quellen: Vor Beginn der Synthese wurden in jeden Reaktor 2 ml NMP pipettiert,das Harz wurde über einen Zeitraum von 5 min abwechselnd 15 s geschütteltund 1 min stehen gelassen. Anschließend wurde das Lösungsmittel für 1 minabgesaugt. Dieser Quellzyklus wurde zweimal durchgeführt.

• Fmoc-Abspaltung: 2.50 ml einer Lösung von Piperidin in NMP (40%, v/v) wur-den zu dem Harz pipettiert, das Harz wurde über einen Zeitraum von 5 minabwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Die Lösung wurde füreine Minute abgesaugt. Es wurden erneut 2.50 ml der Lösung von Piperidin inNMP (40%, v/v) zu dem Harz pipettiert, das Harz wurde über einen Zeitraum von10 min abwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Die Lösung wur-de für eine Minute abgesaugt. Abschließend wurde das Harz gewaschen, indemes mit 3.00 ml NMP versetzt wurde und abwechselnd 15 s geschüttelt und 1 minstehen gelassen wurde. Nach 2 min wurde die Waschlösung 1 min abgesaugt.Dieser Waschzyklus wurde insgesamt dreimal durchgeführt.

• Einfachkupplung: 4.00 Äquivalente einer 0.6 M Lösung der entsprechenden Ami-nosäure in NMP, 4.00 Äquivalente einer 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und8.00 Äquivalente einer 2 M Lösung von DIEA in NMP wurden nacheinanderzu dem Harz pipettiert. Über die Reaktionszeit von 1 h wurde das Harz abwech-selnd je 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassen. Nach Ablauf der Reaktionszeitwurde die Kupplungslösung für 1 min abgesaugt. Abschließend wurde das Harzgewaschen, indem es mit 3.00 ml NMP versetzt wurde und abwechselnd 15 s ge-schüttelt und 1 min stehen gelassen wurde. Nach 2 min wurde die Waschlösung1 min abgesaugt. Dieser Waschzyklus wurde insgesamt dreimal durchgeführt.

• Doppelkupplung: 4.00 Äquivalente einer 0.6 M Lösung der entsprechenden Ami-nosäure in NMP, 4.00 Äquivalente einer 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und8.00 Äquivalente einer 2 M Lösung von DIEA in NMP wurden nacheinander zudem Harz pipettiert. Über die Reaktionszeit von 1 h wurde das Harz abwechselnd

132


je 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassen. Nach Ablauf der Reaktionszeit wur-de die Kupplungslösung für 1 min abgesaugt. Es wurden erneut 4.00 Äquivalenteeiner 0.6 M Lösung der entsprechenden Aminosäure in NMP, 4.00 Äquivalenteeiner 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und 8.00 Äquivalente einer 2 M Lösungvon DIEA in NMP zu dem Harz pipettiert. Die Reaktionszeit betrug 2 h, in denendas Harz abwechselnd je 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassen wurde. NachAblauf der Reaktionszeit wurde die Kupplungslösung für 1 min abgesaugt. Ab-schließend wurde das Harz gewaschen, indem es mit 3.00 ml NMP versetzt wurdeund abwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen wurde. Nach 2 minwurde die Waschlösung 1 min abgesaugt. Dieser Waschzyklus wurde insgesamtdreimal durchgeführt.

• Acetylierung: 3.00 ml einer Lösung von Essigsäureanhydrid in Pyridin 3:1 (v/v)wurden zu dem Harz pipettiert. Über die Reaktionszeit von 15 min wurde dasHarz abwechselnd je 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Nach Ablauf derReaktionszeit wurde die Reaktionslösung für 1 min abgesaugt. Es wurden erneut3.00 ml einer Lösung von Essigsäureanhydrid in Pyridin 3:1 (v/v) zu dem Harzpipettiert, und über die Reaktionszeit von 15 min wurde das Harz abwechselndje 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Die Reaktionslösung wurde für1 min abgesaugt. Abschließend wurde das Harz gewaschen, indem es mit 3.00 mlNMP versetzt wurde und abwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassenwurde. Nach 2 min wurde die Waschlösung 1 min abgesaugt. Dieser Waschzykluswurde insgesamt sechsmal durchgeführt.

Alle Aminosäuren wurden als 0.60 M Lösungen in NMP eingesetzt. Unter Berück-sichtigung der Totvolumina des Gerätes ergaben sich die in Tabelle 7.2 aufgeführtenMengen. Als Kupplungsreagenz wurde HCTU als 0.50 M Lösung (10.4 g, 25.1 mmolin 41.0 ml NMP), als Base DIEA als 2 M Lösung (5.40 g, 7.10 ml, 41.7 mmol in 12.8 mlNMP) verwendet. Die Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppen erfolgte mit einer 40%igenLösung von Piperidin in NMP (v/v).

Aminosäure Einwaage Stoffmenge VNMP VLoesung

[g] [mmol] [ml] [ml]Fmoc-Val-OH 2.04 6.00 8.11 9.91

Fmoc-Asn(Trt)-OH 2.20 3.68 4.39 6.11Fmoc-Tyr(PO(NMe2)2)-OH 1.98 3.68 4.69 6.11

Fmoc-Lys(Boc)-OH 2.81 6.00 7.37 9.91

Tab. 7.2: Lösungen der Aminosäuren für die Festphasensynthese des Peptides 77

Nach Beendigung der Festphasensynthese wurde das Harz für drei Minuten dreimalmit je 3.00 ml DCM und anschließend dreimal mit je 3.00 ml MeOH gewaschen, für6 h im Hochvakuum getrocknet und zur Abspaltung in silanisierte Glasreaktoren zurmanuellen Festphasensynthese überführt. Zu dem Harz wurden 8 ml 90%iger wäß-riger TFA (v/v) gegeben, und das Harz wurde 1 h bei RT geschüttelt. Die Lösungwurde abgesaugt und das Harz wurde zweimal mit je 2 ml der Abspaltlösung ge-waschen. Die Lösungen wurden vereinigt und weitere 18 h bei RT gerührt, um die

133


Phosphoamidbindungen vollständig zu hydrolysieren. Das Rohprodukt wurde durchZugabe von kaltem Diethylether im Eisbad ausgefällt. Die Suspension wurde zentri-fugiert, das Lösungsmittel wurde abdekantiert und der Niederschlag dreimal mit jekaltem 60 ml Diethylether gewaschen. Anschließend wurde der Niederschlag in Was-ser gelöst und gefriergetrocknet. Es wurden 610 mg eines farblosen Feststoffes erhalten.22.9 mg des Rohproduktes (27.2 µmol) wurden per semipräparativer RP-HPLC (Gradi-ent H2O/MeCN 90:10 + 0.1% TFA zu H2O/MeCN 85:15 + 0.1% TFA in 120 min, Flußrate1.5 ml/min) gereinigt. Es wurden 5.65 mg des Peptides 77 als farbloser, flockiger Fest-stoff (6.02 µmol) erhalten. Bezogen auf die Beladung des Chlortritylharzes entsprichtdies einer Gesamtausbeute der Peptidsynthese von 28% über 12 Stufen.Rt = 20.2 min (System II, Gradient H2O/MeCN 90:10 + 0.1% TFA zu H2O/MeCN 85:15+ 0.1% TFA in 120 min, Flußrate 1.5 ml/min).ESI-MS (positive mode, 30 psi DGP, 10 l/min DGF, 250 ◦C DGT, 90% CS, 100% TDL):C36H57N8O13P (M+H)+ ber.: 841.4, gef.: 841.1.

Automatisierte Festphasensynthese der Oktapeptide 79-81

Die Oktapeptide 79-81 wurden in einer automatisierten parallelen Festphasensynthe-se an jeweils 400 mg H-Pro-(2-Cl-Trt)-Harz (Beladung 0.50 mmol/g, 200 µmol) unterVerwendung der nachfolgend aufgeführten Arbeitsschritte aufgebaut. Aufgrund desbegrenzten Volumens der Reaktoren des Synthesizers wurden pro Peptid zwei Reakto-ren mit je 200 mg Harz beladen. Die Volumenangaben in den Arbeitsschritten beziehensich jeweils auf einen Reaktor.

1. Quellen


3. Fmoc-Abspaltung

4. Einfachkupplung Fmoc-Asn(Trt)-OH

5. Fmoc-Abspaltung


7. Fmoc-Abspaltung

8. Einfachkupplung Fmoc-Tyr(PO(NMe2)2)-OH

9. Fmoc-Abspaltung

10. Doppelkupplung Fmoc-Gly-OH

11. Fmoc-Abspaltung

12. Doppelkupplung Fmoc-AzoAS-OH

13. spezielle Fmoc-Abspaltung

134


14. Doppelkupplung Fmoc-Gly-OH

15. Fmoc-Abspaltung

• Quellen: Vor Beginn der Synthese wurden 2 ml NMP zu dem Harz pipettiert,das Harz wurde über einen Zeitraum von 5 min abwechselnd 15 s geschütteltund 1 min stehen gelassen. Anschließend wurde das Lösungsmittel für 1 minabgesaugt. Dieser Quellzyklus wurde zweimal durchgeführt.

• Fmoc-Abspaltung: 1.50 ml einer 40%igen Lösung von Piperidin in NMP (v/v)wurden zu dem Harz pipettiert, das Harz wurde über einen Zeitraum von 5 minabwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Die Lösung wurde füreine Minute abgesaugt. Es wurden erneut 1.50 ml der Lösung von Piperidin inNMP zu dem Harz pipettiert, das Harz wurde über einen Zeitraum von 10 minabwechselnd 15 s geschüttelt und 1 min stehen gelassen. Die Lösung wurde füreine Minute abgesaugt. Abschließend wurde das Harz gewaschen, indem es mit2.00 ml NMP versetzt wurde und 15 s geschüttelt wurde. Nach 1 min wurdedie Waschlösung 1 min abgesaugt. Dieser Waschzyklus wurde insgesamt dreimaldurchgeführt.

• Einfachkupplung: 4.00 Äquivalente einer 0.6 M Lösung der entsprechenden Ami-nosäure in NMP, 4.00 Äquivalente einer 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und8.00 Äquivalente einer 2 M Lösung von DIEA in NMP wurden nacheinanderzu dem Harz pipettiert. Über die Reaktionszeit von 1 h wurde das Harz abwech-selnd je 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassen. Nach Ablauf der Reaktionszeitwurde die Kupplungslösung für 1 min abgesaugt. Abschließend wurde das Harzgewaschen, indem es mit 3.00 ml NMP versetzt wurde und 15 s geschüttelt wur-de. Nach 1 min wurde die Waschlösung 1 min abgesaugt. Dieser Waschzykluswurde insgesamt dreimal durchgeführt.

• Doppelkupplung: 4.00 Äquivalente einer 0.6 M Lösung der entsprechenden Ami-nosäure in NMP, 4.00 Äquivalente einer 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und8.00 Äquivalente einer 2 M Lösung von DIEA in NMP wurden nacheinander zudem Harz pipettiert. Über die Reaktionszeit von 2 h wurde das Harz abwechselndje 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassen. Nach Ablauf der Reaktionszeit wur-de die Kupplungslösung für 1 min abgesaugt. Es wurden erneut 4.00 Äquivalenteeiner 0.6 M Lösung der entsprechenden Aminosäure in NMP, 4.00 Äquivalenteeiner 0.5 M Lösung von HCTU in NMP und 8.00 Äquivalente einer 2 M Lösungvon DIEA in NMP zu dem Harz pipettiert. Die Reaktionszeit betrug wiederum2 h, in denen das Harz abwechselnd je 15 s geschüttelt und 3 min stehen gelassenwurde. Nach Ablauf der Reaktionszeit wurde die Kupplungslösung für 1 minabgesaugt. Abschließend wurde das Harz gewaschen, indem es mit 3.00 ml NMPversetzt wurde und 15 s geschüttelt wurde. Nach 1 min wurde die Waschlösung1 min abgesaugt. Dieser Waschzyklus wurde insgesamt dreimal durchgeführt.

• spezielle Fmoc-Abspaltung: Um die vollständige Abspaltung der Fmoc-Schutz-gruppe an den Photoschaltern zu gewährleisten, wurde das Harz zweimal für

135


5 min und anschließend einmal für 10 min mit einer 40%igen Lösung von Pipe-ridin in NMP (v/v) behandelt. Die Durchführung und das Waschen des Harzeserfolgte wie unter dem Punkt Fmoc-Abspaltung beschrieben.

Alle Aminosäuren wurden als 0.60 M Lösungen in NMP eingesetzt. Unter Berück-sichtigung der Totvolumina des Gerätes ergaben sich die in Tabelle 7.3 aufgeführtenMengen. Als Kupplungsreagenz wurde HCTU als 0.50 M Lösung (14.2 g, 34.3 mmolin 56.1 ml NMP), als Base DIEA als 2 M Lösung (7.89 g, 10.4 ml, 61.0 mmol in 18.7 mlNMP) verwendet. Die Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppen erfolgte mit 40% Piperidinin NMP (v/v).

Aminosäure Einwaage Stoffmenge VNMP VLoesung

[g] [mmol] [ml] [ml]Fmoc-Val-OH 2.06 6.07 8.48 10.1

Fmoc-Asn(Trt)-OH 2.17 3.63 4.55 6.05Fmoc-Tyr(PO(NMe2)2)-OH 1.95 3.63 4.69 6.05

Fmoc-Gly-OH 3.25 10.9 16.0 18.2Fmoc-4,4’-AMPB-OH 1.37 2.86 3.81 4.77Fmoc-3,3’-AMPB-OH 1.37 2.86 3.81 4.77Fmoc-3,3’-APB-OH 1.33 2.86 3.81 4.77

Tab. 7.3: Lösungen der Aminosäuren für die Festphasensynthese der Peptide 79-81

Nach Beendigung der Festphasensynthese wurden die Harze für jeweils drei Minutensechsmal mit je 3.00 ml NMP, fünfmal mit je 3.00 ml DCM und anschließend dreimalmit je 3.00 ml MeOH gewaschen, für 7.5 h im Hochvakuum getrocknet und für dieAbspaltung in silanisierte Glasreaktoren zur manuellen Festphasensynthese überführt.Hierbei wurden die Harze, die dieselbe Sequenz trugen, vereinigt. Zu den Harzenwurden je 8 ml der Abspaltlösung (AcOH/TFE/DCM 2:2:6) gegeben, und die Harzewurden 2 h bei RT geschüttelt. Die Lösung wurde abgesaugt, und die Harze wurdendreimal mit je 2 ml der Abspaltlösung gewaschen. Die vereinigten Lösungen wurdenzuerst mit 240 ml und danach mit 40 ml Cyclohexan kodestilliert. Um eine vollständigeAbspaltung des Produktes vom Harz zu gewährleisten, wurde eine weitere Abspaltungmit 4 ml Abspaltlösung für 1 h vorgenommen. Es wurde erneut dreimal mit je 2 ml derAbspaltlösung gewaschen. Die vereinigten Lösungen der zweiten Abspaltung wurdenseparat mit 180 ml Cyclohexan kodestilliert. Die hierbei isolierte Menge betrug jeweilsweniger als 1.00 mg.

136


H2N-Gly-(4,4’-AMPB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn-Val-Pro-OH 79

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

O

CO2HN

NHN

OH2N

79

Der Rückstand wurdein 5 ml DMF aufge-nommen und im Eis-bad mit 60 ml eiskal-tem Wasser versetzt.Die Suspension wurde

zentrifugiert, das Lösungsmittel abdekantiert und der Niederschlag dreimal mit je 50 mlWasser gewaschen. Der verbleibende Niederschlag wurde in 50 ml Wasser suspendiertund gefriergetrocknet. Es wurden 270 mg eines orangen Feststoffes (quant.) erhalten.Rt = 17.4 min (System I)ESI-MS (negative mode, 5 psi DGP, 12 l/min DGF, 300 ◦C DGT, 30% CS, 100% TDL):C69H83N13O12P (M-H)− ber.: 1316.6, gef.: 1316.4.

H2N-Gly-(3,3’-AMPB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn-Val-Pro-OH 80

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

ON

N

HN

OH2N

CO2H

80

Der Rückstand wurdein 5 ml DMF aufgenom-men und im Eisbad mit60 ml eiskaltem Wasserversetzt. Der ausgefal-lene Niederschlag war

so fein, daß er nicht durch Zentrifugieren von der Mutterlauge abgetrennt werdenkonnte. Daher wurde die Suspension über eine Glasfritte der Porosität 4 filtriert, derNiederschlag wurde mit 100 ml Wasser gewaschen. Der verbliebene Feststoff wurdemit MeOH von der Fritte gespült, das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt. DerRückstand wurde im Ultraschallbad in 75 ml Wasser suspendiert und gefriergetrock-net. Es wurden 247 mg eines orangen Feststoffes (94%) erhalten.Rt = 18.1 min (System I)ESI-MS (negative mode, 5 psi DGP, 12 l/min DGF, 200 ◦C DGT, 65% CS, 100% TDL):C69H84N13O12P (M)− ber.: 1317.6, gef.: 1317.3.

H2N-Gly-(3,3’-APB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn-Val-Pro-OH 81

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

ON

NNH

H2N

CO2H

O

81

Der Rückstand wurde in5 ml DMF aufgenommenund im Eisbad mit Was-ser versetzt. Der ausge-fallene Niederschlag warso fein, daß er nicht durch

Zentrifugieren von der Mutterlauge abgetrennt werden konnte. Daher wurde die Sus-pension über eine Glasfritte der Porosität 4 filtriert, der Niederschlag wurde mit 100 mlWasser gewaschen. Der verbliebene Feststoffwurde mit MeOH von der Fritte gespült,das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt. Der Rückstand wurde im Ultraschallbad

137


in 75 ml Wasser suspendiert und gefriergetrocknet. Es wurden 199 mg eines helloran-gen Feststoffes (76%) erhalten.Rt = 18.3 min (System I)ESI-MS (negative mode, 4 psi DGP, 10 l/min DGF, 250 ◦C DGT, 110% CS, 140% TDL):C68H81N13O12P (M-H)− ber.: 1302.6, gef.: 1302.7.

cyclo (Gly-(4,4’-AMPB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn(Trt)-Val-Pro) 82

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

O

NN

HN

ONH

O *

*

82

Zu einer Lösung von 80mg des linearen Pepti-des 79 (60.7µmol) in 152ml DCM + 5% NMP(v/v) wurden 126 mgPyBOP (243 µmol, 4.00

Äquiv.), 32.8 mg HOBt (243 µmol, 4.00 Äquiv.) und 85 µl DIEA (62.7 mg, 485 µmol,8.00 Äquiv.) gegeben. Nach beendeter Zugabe wurde die Lösung 7 h bei RT gerührt(Reaktionskontrolle per HPLC). Das DCM wurde im Vakuum entfernt. Aus der verblie-benen Lösung wurde das Rohprodukt im Eisbad durch Zugabe von Wasser ausgefällt.Die Suspension wurde zentrifugiert, das Lösungsmittel wurde abdekantiert und derNiederschlag dreimal mit je 25 ml Wasser gewaschen. Der Niederschlag wurde in 50 mlWasser suspendiert und gefriergetrocknet. Es wurden 71.9 mg eines orangen Feststoffes(95%) erhalten.Rt = 23.5 min (System I)ESI-MS (negative mode, 5 psi DGP, 4 l/min DGF, 250 ◦C DGT, 80% CS, 100% TDL):C69H81N13O11P (M-H)− ber.: 1298.6, gef.: 1298.3.

cyclo (Gly-(3,3’-AMPB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn(Trt)-Val-Pro) 83

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

ON

N

HN

ONH

O *

*

83

Zu einer Lösung von 80mg des linearen Peptides80 (58.1 µmol) in 146 mlDCM + 3% NMP (v/v)wurden 121 mg PyBOP(232 µmol, 4.00 Äquiv.),

31.4 mg HOBt (232 µmol, 4.00 Äquiv.) und 81 µl DIEA (60.0 mg, 465 µmol, 8.00 Äquiv.)gegeben. Nach beendeter Zugabe wurde die Lösung 9 h bei RT gerührt (Reaktionskon-trolle per HPLC). Das DCM wurde im Vakuum entfernt. Aus der verbliebenen Lösungwurde das Rohprodukt im Eisbad durch Zugabe von Wasser ausgefällt. Die Suspensi-on wurde zentrifugiert, das Lösungsmittel wurde abdekantiert und der Niederschlagdreimal mit je 25 ml Wasser gewaschen. Der Niederschlag wurde in 50 ml Wasser sus-pendiert und gefriergetrocknet. Es wurden 71.7 mg eines gelborangen Feststoffes (95%)erhalten.Rt = 24.3 min (System I)ESI-MS (negative mode, 5 psi DGP, 10 l/min DGF, 200 ◦C DGT, 65% CS, 100% TDL):C69H81N13O11P (M-H)− ber.: 1298.6, gef.: 1298.5.

138


cyclo (Gly-(3,3’-APB)-Gly-Tyr(PO(NMe 2)2)-Val-Asn(Trt)-Val-Pro) 84

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NHTrtO

OP

O NMe2

NMe2

NH

ON

NNH

HN

O

*

O *

84

Zu einer Lösung von 80 mgdes linearen Peptides 81

(61.3 µmol) in 153 ml DCM+ 3% NMP (v/v) wurden128 mg PyBOP (245 µmol,4.00 Äquiv.), 33.1 mg HOBt

(245 µmol, 4.00 Äquiv.) und 86 µl DIEA (63.4 mg, 491 µmol, 8.00 Äquiv.) gegeben.Nach beendeter Zugabe wurde die Lösung 1 h bei RT gerührt (Reaktionskontrolle perHPLC). Das DCM wurde im Vakuum entfernt. Aus der verbliebenen Lösung wurdedas Rohprodukt im Eisbad durch Zugabe von Wasser ausgefällt. Die Suspension wurdezentrifugiert, das Lösungsmittel wurde abdekantiert und der Niederschlag dreimal mitje 100 ml Wasser gewaschen. Der Niederschlag wurde in 75 ml Wasser suspendiert undgefriergetrocknet. Es wurden 71.7 mg eines hellorangen Feststoffes (91%) erhalten.Rt = 24.5 min (System I)ESI-MS (negative mode, 15 psi DGP, 8 l/min DGF, 230 ◦C DGT, 80% CS, 100% TDL):C68H79N13O11P (M-H)− ber.: 1284.6, gef.: 1284.7.

cyclo (Gly-(4,4’-AMPB)-Gly-Tyr(PO 3H2)-Val-Asn-Val-Pro) 85

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

O

NN

HN

ONH

O *

*

85

77.0 mg des geschütztenzyklischen Peptides 82

(59.2 µmol) wurden in 6ml 90%iger wäßrigerTFA (v/v) gelöst. Die Lö-sung wurde 20 h bei RT

gerührt (Umsatzkontrolle per RP-HPLC). Durch Zugabe von kaltem Diethylether wur-de das Produkt im Eisbad ausgefällt. Die Suspension wurde zentrifugiert, das Lösungs-mittel wurde abdekantiert und der Niederschlag dreimal mit je 50 ml Diethylethergewaschen. Der Feststoffwurde in 50 ml Wasser aufgenommen und gefriergetrocknet.Es wurden 51.3 mg eines orangen flockigen Feststoffes erhalten. Versuche, das Produktmittels RP-HPLC zu reinigen, schlugen fehl. Mögliche Ursachen hierfür sind in Kapi-tel 5.4.3 auf Seite 64 diskutiert.ESI-MS (positive mode, 5 psi DGP, 12 l/min DGF, 200 ◦C DGT, 85% CS, 150% TDL):C46H59N11O13P (M+H)+ ber.: 1004.4, gef.: 1004.4.

139


cyclo (Gly-(3,3’-AMPB)-Gly-Tyr(PO 3H2)-Val-Asn-Val-Pro) 86

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

ON

N

HN

ONH

O *

*

86

65.0 mg des geschütz-ten zyklischen Peptides83 (50.0 µmol) wurdenin 5 ml 90%iger wäßri-ger TFA (v/v) gelöst. DieLösung wurde 22 h beiRT gerührt (Umsatz-

kontrolle per RP-HPLC). Durch Zugabe von kaltem Diethylether wurde das Produktim Eisbad ausgefällt. Die Suspension wurde zentrifugiert, das Lösungsmittel wur-de abdekantiert und der Niederschlag dreimal mit je 50 ml Diethylether gewaschen.Der Feststoff wurde in 50 ml Wasser aufgenommen und gefriergetrocknet. Es wurden46.3 mg eines gelborangen flockigen Feststoffes (92%) erhalten. 8.15 mg (8.12 µmol) desFeststoffes wurden mittels semipräparativer HPLC gereinigt (Gradient H2O/MeCN20:80 + 0.1% TFA zu H2O/MeCN 27:73 + 0.1% TFA in 90 min, Flußrate 5 ml/min).0.85 mg (847 nmol) des Peptides 86 wurden als hellgelber, flockiger Feststoff erhalten.Bezogen auf die Beladung des Chlortritylharzes entspricht dies einer Gesamtausbeuteder Peptidsynthese von 8.6%.Rt = 14.6 min (System I)ESI-MS (negative mode, 10 psi DGP, 7 l/min DGF, 270 ◦C DGT, 80% CS, 80% TDL):C46H57N11O13P (M-H)− ber.: 1002.4, gef.: 1002.6.

cyclo (Gly-(3,3’-APB)-Gly-Tyr(PO 3H2)-Val-Asn-Val-Pro) 87

HN

ONH

OHN

O

O

NH

O

N

NH2

OOP

O OHOH

NH

ON

NNH

HN

O

*

O *

1

23

45

76 8

ProVal1Val2 AsnpTyrGly1Gly2 3,3'-APB

87

69 mg des geschützten zy-klischen Peptides 84 (53.6µmol) wurden in 6 ml 90%-iger wäßriger TFA (v/v) ge-löst. Die Lösung wurde 23h bei RT gerührt (Umsatz-kontrolle per RP-HPLC).

Durch Zugabe von kaltem Diethylether wurde das Produkt im Eisbad ausgefällt. DieSuspension wurde zentrifugiert, das Lösungsmittel wurde abdekantiert und der Nie-derschlag dreimal mit je 50 ml Diethylether gewaschen. Der Feststoff wurde in 40 mlWasser aufgenommen und gefriergetrocknet. Es wurden 50.0 mg eines gelben flockigenFeststoffes (94%) erhalten. 14.5 mg (14.6 µmol) des Feststoffes wurden mittels semiprä-parativer HPLC gereinigt (Gradient H2O/MeCN 20:80+ 0.1% TFA zu H2O/MeCN 27:73+ 0.1% TFA in 90 min, Flußrate 5 ml/min). 4.1 mg (4.14µmol) des Peptides 87 wurden alshellgelber, flockiger Feststoff erhalten. Bezogen auf die Beladung des Chlortritylharzesentspricht dies einer Gesamtausbeute der Peptidsynthese von 18.5% über 17 Stufen.Rt = 13.6 min (System I)1H-NMR (750 MHz, d-6-DMSO, δ): 10.1 (s, br., 1H; APB-NH), 9.28 (s, br., 1H; Gly1-NH),8.57 (s, 1H; H-5), 8.54 (s, 1H; H-1), 8.48 (s, br., 1H; Asn-NH), 8.39 (s, br., 1H; Gly2-NH),8.33 (s, br., 1H; pTyr-NH), 8.12 (d, 3J = 7.13, 1H; H-2), 8.06 (d, 3J = 7.73, 1H; H-4), 7.72

140


(t, 3J = 7.69, 1H; H-3), 7.64 (d, 3J = 7.58, 1H; H-8), 7.59 (d, 3J = 7.05, 1H; H-6), 7.55 (t, 3J= 7.80, 1H; H-7), 7.46 (s, br., 1H; Val2-NH), 7.28 (d, 3J = 6.98, 1H; Val1-NH), 7.05 (s, 2H;pTyr-Hδ), 7.02 (s, 2H; pTyr-Hǫ), 6.89 (s, br. 2H; Asn-NH2), 4.54 (q, 3J = 6.90, 1H; Asn-Hα),4.46-4.38 (m, 3H; Pro-Hα, Val1-Hα, pTyr-Hα), 4.24 (t, 3J = 6.60, 1H; Val2-Hα), 4.10 (dd, 2J= 16.7, 3J = 7.04, 1H; Gly2-Hα), 4.10 (dd, 2J = 16.6, 3J = 5.56, 1H; Gly1-Hα), 3.80-3.72 (m,2H; Gly1-H’α, Gly2-H’α), 3.64-3.58 (m, 1H; Pro-Hδ), 3.58- 3.53 (m, 1H; Pro-H’δ), 3.06 (d,2J = 12.2, 1H; pTyr-Hβ), 2.81 (t, 2J = 12.6, 1H; pTyr-H’β), 2.63 (dd, 2J = 15.9, 3J = 7.50, 1H;Asn-Hβ), 2.38 (dd, 2J = 16.5, 3J = 6.68, 1H; Asn-H’β), 2.15-2.05 (m, 1H; Pro-Hβ), 2.05-1.80(m, 2H; Val1-Hβ, Val2-Hβ), 1.95-1.80 (m, 3H; Pro-H’β, Pro-Hγ), 0.86 (d, 3J = 6.75, 3H;Val2-Hγ), 0.85-0.78 (m, 6H; Val2-H’γ, Val1-Hγ), 0.76 (d, 3J = 6.23, 1H; Val1-H’γ) ppm.ESI-MS (positive mode, 5 psi DGP, 10 l/min DGF, 250 ◦C DGT, 100% CS, 100% TDL):C45H57N11O13P (M+H)+ ber.: 990.4, gef.: 990.3.

141


7.5 Untersuchung der photochromen Eigenschaften

Die photochromen Eigenschaften der im folgenden beschriebenen Azobenzole wur-den in Lösung untersucht. Zur Bestrahlung der Lösungen wurde eine optische Bank(1) (Abbildung 7.1) mit 5 cm-Wasserfilter (3), Suprasil-Sammellinse (Brennweite 10 cm)(4) und Interferenzfilter zur Selektion der Wellenlänge (5) verwendet. Zum Ausschlußvon Streulicht wurde eine Probenkammer mit NMR-Röhrchenhalter (6) oder Küvet-tenhalter (8) verwendet. Optional konnten die Proben mittels eines Magnetrührers (7)während der Bestrahlung durchmischt werden. Als Lichtquelle (2) für Wellenlängen imUV-Bereich diente eine Quecksilberdampf-Kurzbogenlampe HBO (200 W, Osram, Mün-chen), für Wellenlängen im sichtbaren Bereich wurde eine Xenon-HochdrucklampeXBO (1000 W, Osram, München) verwendet. Die Wellenlänge wurde durch Verwendungvon Interferenzfiltern mit einem Durchmesser von 25 mm der Firma Amko (Transmissi-on ≥ 40%) eingestellt: 326 ± 2 nm, 340 ± 2 nm, 365 ± 2 nm, 405 ± 2 nm, 415 ± 2 nm. DieIntensitäten des eingestrahlten Lichtes in Abhängigkeit von der Wellenlänge betrugen111 µW/cm2 (326 nm, HBO), 177 µW/cm2 (340 nm, HBO), 1.41 mW/cm2 (365 nm, HBO),2.67 mW/cm2 (405 nm, XBO) und 28.5 mW/cm2 (415 nm, XBO).

Abb. 7.1: Schematischer Aufbau der verwendeten optischen Bank

Zur Untersuchung der photochromen Eigenschaften per UV/Vis-Spektroskopie wur-den im Ultraschallbad entgaste Lösungsmittel der Qualität Uvasol bzw. HPLC-Gradeverwendet. Die Proben wurden in Quarzküvetten der Firma Starna (1·1·4 cm3) an einemUV/Vis-Spektrophotometer UV-1601 der Firma Shimadzu vermessen. Von Lösungen derPhotoschalter mit einer Konzentration cUV/Vis von etwa 1·10−4 mol·l−1, die im Dunkelnangesetzt worden waren, wurde das Absorptionsspektrum des trans-Isomers aufge-nommen.

Der Extinktionskoeffizient ǫ des π-π∗-Überganges wurde aus der Absorption imMaximum der Absorptionsbande Amax und der Konzentration c der Proben gemäß demLambert-Beerschen-Gesetz, Gleichung 7.1, mit der Schichtdicke d= 1 cm errechnet undsind in M−1·cm−1 angegeben.

Zur photochemischen trans→cis-Isomerisierung wurden die Proben mit Licht derWellenlänge λ = 340 nm für Azobenzole vom Azobenzol-Typ bzw. λ = 405 nm fürAzobenzole vom Pseudostilbentyp bestrahlt, bis der photostationäre Zustand erreicht

142


war; dies wurde anhand der Änderungen der Absorption im UV/Vis-Spektrum über-prüft. Aufgrund des apparativen Aufbaus lagen zwischen dem Ende der Bestrahlungund der Aufnahme des Absorptionsspektrums etwa 10 s; die Aufnahme des Spektrumsim Wellenlängenbereich zwischen 200 und 600 nm dauerte etwa 30 s, so daß für sehrkurzlebige Verbindungen kein Spektrum des PSS ermittelt werden konnte. Der größt-mögliche Anteil des cis-Isomers läßt sich durch Bestrahlung bei einer Wellenlänge errei-chen, bei der das trans-Isomer eine hohe Absorption zeigt und zugleich das cis-Isomermöglichst wenig angeregt wird und demzufolge auch nur eine geringe Absorptionzeigt. Diese optimale Bestrahlungswellenlänge λtrans→cis wurde über die Ermittlungdes lokalen Maximums des Quotientenspektrums Atrans/APSS im Bereich der π-π∗-Bande bestimmt. Das Quotientenspektrum kann nach Aufnahme der UV-Vis-Spektrenbeider Zustände in der Software des UV/Vis-Spektrophotometers UVPC SpektroskopieVersion 3.9 berechnet werden. Hierzu wird in dem Menue Manipulation das Unterme-nue Datei/Kanal Kalkulation ausgewählt. Durch Auswahl der entsprechenden Kanäle, indenen das Spektrum des reinen trans-Isomers bzw. des PSS gemessen wurden, kanndurch die Vektoroperation Division das Quotientenspektrum in einem weiteren Kanalausgegeben werden. Unter Maßgabe der vorhanden Filter zur Wellenlängenselektionwurde die Probe gegebenfalls nach einem Filterwechsel weiterbestrahlt, falls die ausdem Quotientenspektrum ermittelte Wellenlänge von der zuerst verwendeten abwich.Hierdurch kann ein höherer Anteil des cis-Isomers im PSS erzielt werden.

Die Bestimmung der Halbwertszeit aus der Änderung der Absorption wurde perUV/Vis-Spektroskopie ermittelt. Nach Bestrahlung der Probe in den photostationärenZustand ließ man die Probe unter Lichtausschluß bei 30 ◦C im UV-Spektrometer relaxie-ren; in geeigneten Zeitabständen wurden Absorptionsspektren aufgenommen. Gemäßdem Geschwindigkeitsgesetz für Reaktionen erster Ordnung (Gleichung 7.2) kann dieGeschwindigkeitskonstante k dieser Reaktionen aus der Steigung der Auftragung nachGleichung 7.3 ermittelt werden. Die Änderung des Absorptionsverhaltens ist propor-tional zur Konzentrationsänderung der Isomeren, somit konnte aus der Auftragungder logarithmischen Änderung der Absorption der π-π∗-Bande bei λmax (trans) überdie Relaxationszeit t gemäß Gleichung 7.4 durch lineare Regression die Steigung derGeraden ermittelt werden, die der Geschwindigkeitskonstante k entspricht (Atrans: Ab-sorption des reinen trans-Isomers, APSS: Absorption im PSStrans→cis, At: Absorption zumZeitpunkt t).68 Das Bestimmtheitsmaß R der Regressionsgeraden ist ebenfalls in dennachfolgenden Diagrammen angegeben. Aus der Geschwindigkeitskonstanten k wur-de die thermische Halbwertszeit τ1/2 der cis-Isomere nach Gleichung 7.5 bestimmt.Die Lage der isosbestischen Punkte λiso in nm wurden aus den Schnittpunkten derAbsorptionsspektren bei unterschiedlichen Relaxationszeiten bestimmt.

ǫ = Amax/(cd) (7.1)

v = −d[X]/dt = k[X] (7.2)

−ln[X]t/[X]0 = kt (7.3)

ln(Atrans − APSS)/(Atrans − At) = kt (7.4)

τ1/2 = ln(2)/k (7.5)

143


Zur Untersuchung der photochromen Eigenschaften per 1H-NMR-Spektroskopiewurden im Ultraschallbad entgaste deuterierte Lösungsmittel der Firma Deutero GmbHverwendet. Die Lösungen der Photoschalter wurden im Dunkeln bzw. unter Rotlichtangesetzt, um eine Isomerisierung durch Tageslicht zu vermeiden. Zur Bestimmungdes Anteiles an cis-Isomer CZ im photostationären Zustand PSStrans→cis wurden Probender Konzentration cNMR von etwa 5.80 mol·l−1 mit der per UV/Vis-Spektroskopie ermit-telten Wellenlänge bestrahlt, bis sich keine Veränderung der Isomerenverhältnisse mehrim 1H-NMR-Spektrum erkennen ließ. Die Integrale geeigneter Signale beider Isomerewurden ins Verhältnis gesetzt. Die hierzu verwendeten Signale sind in den nachfolgendabgebildeten 1H-NMR-Spektren blau (trans-Isomer) und rot (cis-Isomer) markiert; dieschwarz markierten Bereiche wurden aufgrund der Überlagerung von Signalen beiderIsomere nicht verwendet. Zur Ermittlung des Anteiles an trans-Isomer CE im photosta-tionären Zustand PSScis→trans der photochemischen cis→trans-Isomerisierung wurdenProben, die zuvor bis zum Erreichen des photostationären Zustandes PSStrans→cis be-strahlt worden waren, mit Licht der geeigneten Wellenlänge λcis→trans bestrahlt, bissich keine Veränderung der Isomerenverhältnisse mehr im 1H-NMR-Spektrum erken-nen ließ. Die optimale Wellenlänge λcis→trans wurde aus dem lokalen Maximum derQuotientenspektren APSS/Atrans im Bereich der n-π∗-Bande ermittelt. Durch Integrationgeeigneter Signale beider Isomere wurde das Verhältnis der Isomeren bestimmt.

Die Halbwertszeit wurde für einige Substanzen auch per 1H-NMR-Spektroskopie er-mittelt: Hierzu ließ man die Proben, die zuvor bis zum Erreichen des photostationärenZustandes PSStrans→cis bestrahlt worden waren, unter Lichtausschluß bei Raumtempe-ratur (23 ◦C) relaxieren. In geeigneten Zeitabständen wurden 1H-NMR-Spektren derProben aufgenommen, aus denen durch Integration geeigneter Signale die Verhältnissebeider Isomeren zum jeweiligen Zeitpunkt ermittelt wurden. Durch lineare Regressionder Auftragung der logarithmischen Abnahme der Konzentration an cis-Isomer überdie Relaxationszeit t gemäß Gleichung 7.6 konnte die Geschwindigkeitskonstante k fürdie thermische Relaxation ermittelt werden (Ct: Anteil an cis-Isomer zum Zeitpunkt t,CZ: Anteil an cis-Isomer im PSS).

−ln(Ct/(CZ) = kt (7.6)

Die verwendeten Lösungsmittel, Konzentrationen und Wellenlängen sind im fol-genden unter den jeweiligen Substanzen vermerkt. Zur Unterscheidung der durch1H-NMR- und UV/Vis-Spektroskopie bestimmten Halbwertszeiten werden diese mitτNMR bzw. τAbs bezeichnet.

144


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

MeO2CCO2Me

MeO2C CO2Metrans-24 cis-24

LM λmaxE λmaxZ λiso ǫ CZ CE τAbs τNMR

[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 330, 462 439 241, 287, 380 2.39 53 - 28 120

Bestimmung der Halbwertszeit per 1H-NMR (c = 5.81 ·10−2 M)

Absorptionsspektroskopische Bestimmung der Halbwertszeit bei λ = 330 nm (c = 8.88 ·10−5 M)

145


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

CO2MeMeO2C

CO2Me

MeO2Ctrans-25 cis-25


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 320, 447 439 257, 273, 370 1.67 94 88 109 318



146


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

MeO2C

CO2Me

MeO2C MeO2C

trans-26 cis-26


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 326, 462 431 265, 278, 386 1.54 93 93 125 230



147


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN CN

NC CN

NC

trans-27 cis-27


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 329, 468 439 240, 282, 380 1.85 50 98 20 68



148


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

CNNC

CN

NCtrans-28 cis-28


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 315, 446 431 252, 271, 370 1.24 93 92 73 189



149


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

NC

NC

OH

OH

trans-29 cis-29

LM λmaxE λmaxZ λiso ǫ τAbs

[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 338, 451 436 290, 398 2.54 19

Absorptionsspektroskopische Bestimmung der Halbwertszeitbei λ = 338 nm (c = 9.44 ·10−5 M)

150


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN CO2H

CO2H

FmocHN

FmocHNtrans-33 cis-33


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DMSO 337, 450 436 289, 396 2.31 98 92 40 74



151


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

FmocHN

FmocHN

CO2HCO2H

trans-34 cis-34


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DMSO 331, 443 433 387 1.27 92 86 85 241



152


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

FmocHN

FmocHN

CO2H

CO2Htrans-35 cis-35


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DMSO 331, 437 430 394 1.45 86 86 55 96



153


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

CO2HCO2H

FmocHN

FmocHN

trans-36 cis-36


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DMSO 326, 444 432 387 1.67 92 86 135 218



154


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN CO2H

CO2H

H2N

H2Ntrans-37 cis-37


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 346, 453 434 290, 406 1.74 37


155


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

H2N

H2N

CO2HCO2H

trans-38 cis-38


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 327, 445 432 273, 390 1.02 160


156


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

H2N

H2N

CO2H

CO2Htrans-39 cis-39


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 330, 452 434 283, 387 1.35 59


157


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN

CO2HCO2H

H2N

H2N

trans-40 cis-40


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 324, 446 434 274, 384 1.64 152


158


340 nm

405 nm, ∆

N N

NN SO3NBu4

SO3NBu4

FmocHN

FmocHNtrans-41 cis-41


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 336, 441 435 393 2.01 42


159


340 nm

405 nm, ∆

N N

CO2MeAcHNNN

CO2Me

AcHNtrans-43 cis-43


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DCM 319, 444 433 276, 397 1.70 88 86 - 246



160


340 nm

405 nm, ∆

N N

CO2HH2NNN

CO2H

H2Ntrans-44 cis-44


[nm] [nm] [nm] [104] [%] [%] [h] [h]DMSO 325, 426 432 265 1:28 79 74 42 49



161


340 nm

405 nm, ∆

N N

CO2HO2NNN

CO2H

O2Ntrans-49 cis-49


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 316, 446 428 269, 391 2.07 266


162


NN

ValAsn

N N

Val

PropTyr

Gly GlyGly

pTyrVal

Asn Val

Pro

340 nm

427 nm1, ∆NH

O

HN

OGlyHN

OHNO

1 optimale Bestrahlungswellenlänge

trans-87

cis-87


[nm] [nm] [nm] [104] [h]DMSO 323, 437 427 406 1.02 92


163


7.6 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung fü r trans -25

N1

C1

C2

C3C4

C5

C6

O1

O2

C8

C7

Summenformel C16H14N2O4Molekulargewicht 298.29Meßtemperatur 293 (2) KWellenlänge λ 71.073 nmKristallsystem monoklinRaumgruppe P21/nMoleküle pro Zelle 2Gitterkonstanten a: 3.8940 (13) Å

b: 32.1805 (87) Åc: 5.7509 (16) Åα: 90◦

β: 91.372 (11)◦

γ: 90◦

Zellvolumen 720.44 Å3

Berechnete Dichte ρ 1.375 mg/m3

Beugungswinkelbereich 2.53 ≤ θ ≤ 27.47Indexbereich -5 ≤ h ≤ 4

-41 ≤ k ≤ 36-7 ≤ l ≤ 7

Absorptionskoeffizient 0.100 mm−1

F(000) 312Anzahl der gemessenen Reflexe 6639Unabhängige Reflexe 1636 (Rint : 0.2768)Verfeinerte Parameter 119Gütefaktoren R1: 0.0946, wR2: 0.2362Goodness-of-Fit an F2 0.935Restelektronendichte (max./min.) 230/-250 e/nm3

164

7.6 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung für trans-25

Atome Bindungs- Atome Bindungs- Atome Bindungs-länge [Å] länge [Å] länge [Å]

C1 C6 1.382 C4 H4 0.991 C8 H8a 0.960C1 C2 1.386 C4 C5 1.394 C8 H8b 0.960C1 N1 1.433 C5 C7 1.477 C8 H8c 0.961C2 H2 0.989 C6 H6 0.869 C8 O2 1.454C2 C3 1.390 C6 C5 1.387 N1 N1 1.256C3 H3 1.059 C7 O1 1.204C3 C4 1.390 C7 O2 1.345

Tab. 7.4: Bindungslängen für trans-25

Atome Winkel [◦] Atome Winkel [◦] Atome Winkel [◦]C6 C1 C2 119.24 C6 C5 C4 118.35 H3 C3 C2 117.89C6 C1 N1 115.56 C6 C5 C7 123.02 C4 C3 C2 118.84C2 C1 N1 125.20 C4 C5 C7 118.63 H4 C4 C3 116.39H6 C6 C1 124.31 O1 C7 O2 123.09 H4 C4 C5 122.35H6 C6 C5’ 114.21 O1 C7 C5 125.00 C3 C4 C5 121.25C1 C6 C5 121.47 O2 C7 C5 111.82 H8b C8 O2 109.44H2 C2 C1 123.25 H8a C8 H8b 109.47 H8c C8 O2 109.43H2 C2 C3 115.42 H8a C8 H8c 109.50 N1 N1 C1 112.50C1 C2 C3 120.84 H8a C8 O2 109.51 C7 O2 C8 116.00H3 C3 C4 122.85 H8b C8 H8c 109.48

Tab. 7.5: Bindungswinkel für trans-25

Atom x y z U(eq)C1 1.0837(15) 0.0494(1) 1.1248(9) 0.0334(15)C2 1.2443(16) 0.0419(2) 1.3383(10) 0.0456(17)C3 1.3457(17) 0.0745(2) 1.4826(12) 0.0516(19)C4 1.2833(18) 0.1150(2) 1.4092(12) 0.0505(19)C5 1.1208(17) 0.1233(1) 1.1956(10) 0.0411(17)C6 1.0249(17) 0.0900(2) 1.0555(12) 0.0407(16)C7 1.0554(20) 0.1670(2) 1.1299(12) 0.0624(22)C8 0.8341(23) 0.2120(2) 0.8355(16) 0.0768(26)O1 1.1331(16) 0.1967(1) 1.2468(8) 0.0920(20)O2 0.9128(14) 0.1701(1) 0.9152(7) 0.0652(16)N1 0.9670(12) 0.0181(1) 0.9645(7) 0.0385(14)

Tab. 7.6: Atomkoordinaten und äquivalente isotrope Auslenkungsparameter für trans-25. U(eq) wirdberechnet als ein Drittel der Spur des orthogonalen Uij-Tensors.

165


7.7 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung fü r trans -26

C9

C7

C8

N1

C1

C6

C5

C4

C3C2

O2

O1

Summenformel C18H18N2O4Molekulargewicht 326.34Meßtemperatur 293 (2) KWellenlänge λ 71.073 nmKristallsystem monoklinRaumgruppe P1Moleküle pro Zelle 1Gitterkonstanten a: 5.9584 (4) Å

b: 8.2338 (6) Åc: 8.4976 (5) Åα: 97.118 (3)◦

β: 93.941 (2)◦

γ: 96.848 (2)◦

Zellvolumen 409.25 (5) Å3

Berechnete Dichte ρ 1.324 mg/m3

Beugungswinkelbereich 2.42◦ ≤ θ ≤ 24.99◦

Indexbereich -7 ≤ h ≤ 6-7 ≤ k ≤ 9-10 ≤ l ≤ 9

Absorptionskoeffizient 0.095 mm−1

F(000) 172Anzahl der gemessenen Reflexe 2470Unabhängige Reflexe 1366 (Rint : 0.1177)Verfeinerte Parameter 109Gütefaktoren R1: 0.0956, wR2: 0.1766Goodness-of-Fit an F2 0.999Restelektronendichte (max./min.) 190/-235 e/nm3

166

7.7 Kristallographische Daten und Strukturverfeinerung für trans-26

Atome Bindungs- Atome Bindungs- Atome Bindungs-länge [Å] länge [Å] länge [Å]

C1 C6 1.390 C4 C5 1.398 C8 H8b 0.960C1 C2 1.402 C5 C6 1.382 C8 H8c 0.959C1 N1 1.423 C5 C7 1.479 C9 H9a 0.960C2 C3 1.383 C6 H6 0.930 C9 H9b 0.960C2 C9 1.509 C7 O2 1.195 C9 H9c 0.960C3 H3 0.930 C7 O1 1.336 N1 N1 1.239C3 C4 1.379 C8 H8a 0.960 C4 H4 0.930C8 H8b 0.960

Tab. 7.7: Bindungslängen für trans-26

Atome Winkel [◦] Atome Winkel [◦] Atome Winkel [◦]C6 C1 C2 120.30 C5 C6 C1 120.70 C6 C5 C4 119.17C6 C1 N1 123.17 H9a C9 H9b 109.45 C6 C5 C7 118.32C2 C1 N1 116.52 H9a C9 H9c 109.44 C4 C5 C7 122.52C3 C2 C1 118.23 H9a C9 C2 109.49 H6 C6 C5 119.64C3 C2 C9 120.95 H9b C9 H9c 109.47 H6 C6 C1 119.66C1 C2 C9 120.82 H9b C9 C2 109.51 H8c C8 O1 109.47H3 C3 C4 119.0 H9c C9 C2 109.46 H8a C8 H8b 109.44H3 C3 C2 119.14 O2 C7 O1 122.67 H8a C8 O1 109.46C4 C3 C2 121.77 O2 C7 C5 124.34 C7 O1 C8 115.81H4 C4 C3 120.04 O1 C7 C5 112.99 H8c C8 H8a 109.51H4 C4 C5 120.13 C3 C4 C5 119.83 H8c C8 H8b 109.52N1 N1 C1 114.92

Tab. 7.8: Bindungswinkel für trans-26

Atom x y z U(eq)C1 0.2215(4) 0.0737(3) 0.8874(3) 0.0375(6)C2 0.3094(5) 0.2291(3) 0.8513(3) 0.0421(7)C3 0.4944(5) 0.2390(3) 0.7615(4) 0.0489(8)C4 0.5914(5) 0.1011(3) 0.7070(3) 0.0453(7)C5 0.5013(5) -0.0540(3) 0.7414(3) 0.0397(7)C6 0.3176(5) -0.0660(3) 0.8320(3) 0.0389(7)C7 0.2052(6) 0.3815(4) 0.9094(4) 0.0594(9)C8 0.5957(5) -0.2069(4) 0.6850(3) 0.0451(7)C9 0.8920(6) -0.3223(4) 0.5609(5) 0.0659(10)O1 0.7906(4) -0.1782(3) 0.6183(3) 0.0553(6)O2 0.5093(4) -0.3429(3) 0.6972(3) 0.0744(8)N1 0.0358(4) 0.0694(3) 0.9842(3) 0.0430(6)

Tab. 7.9: Atomkoordinaten und äquivalente isotrope Auslenkungsparameter für trans-26. U(eq) wirdberechnet als ein Drittel der Spur des orthogonalen Uij-Tensors.

167


168

Spektrenanhang

NH

O

O

NN CO2H

34

169

Spektrenanhang

NN

NH

O

O

CO2H

35

170

Spektrenanhang

NN

NH

O

O CO2H

36

171

Spektrenanhang

H2N

CO2H

NN

37

172

Spektrenanhang

H2N

NN CO2H

38

173

Spektrenanhang

NN

H2N

CO2H

39

174

Spektrenanhang

NN

H2N CO2H

40

175

Spektrenanhang

NN

H2N OH

O

44

176

Spektrenanhang

NN

NH

OH

O

O

O

45

177

Spektrenanhang

NN

H2N

NHO

O

O

46

178

Spektrenanhang

NN

NH

NHO

O

O

HN

O

OO

47

179

Spektrenanhang

180

Abbildungsverzeichnis


1.1 Lichtinduzierte Isomerisierung des 11-cis-Retinals . . . . . . . . . . . . . 2

2.1 Lichtinduzierte Isomerisierung und Retrosynthese der photochromenAminosäure AMPB . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

2.2 Modell der photoschaltbaren Grb2-SH2 Antagonisten . . . . . . . . . . . 4

3.1 Nitrosoverbindungen in der organischen Synthese (nach Adam et al.14) . 63.2 Redoxreaktionen aromatischer Nitrosoverbindungen . . . . . . . . . . . 63.3 Literaturbekannte Synthesen der Aminosäure Fmoc-AMPB-OH nach

Chmielewski22 und Moroder24 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73.4 Katalysezyklus der SeO2-katalysierten Aminoxidation nach Murahashi35 113.5 Bildung der Bandrowski-Base aus para-Phenylendiamin . . . . . . . . . . 133.6 Gleichgewicht zwischen dimeren und monomeren Nitrosoverbindungen 143.7 1H-NMR-Spektrum des Oxazines 22 vor der Reinigung . . . . . . . . . . 16

4.1 Isomerisierung des Azobenzoles . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 194.2 MO-Diagramm der Azobenzole59 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 204.3 Absorption verschiedener Azobenzole10 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 204.4 Übersicht der synthetisierten Azobenzole . . . . . . . . . . . . . . . . . . 224.5 RTM-Aufnahme des Dimethyldiesters 25 auf einer Gold(111)-Oberfläche.

Die Abbildung ist der Diplomarbeit von Nils Henningsen entnommen.67 224.6 Kristallstruktur des 3,3’-Azodi(benzoesäuremethylesters) 25 . . . . . . . 264.7 Kristallstruktur des 3,3’-Azodi(4-methylbenzoesäuremethylesters) 26 . . 264.8 Photochrome Aminosäuren auf Azobenzolbasis . . . . . . . . . . . . . . 274.9 Grenzstrukturen der Aminosäure APB . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 324.10 Monomer-Dimer-Gleichgewicht . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 364.11 Protonentransfer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 374.12 Optimierte Strukturen der photochromen Aminosäure 37 . . . . . . . . . 384.13 Optimierte Strukturen der photochromen Aminosäuren 40 und 44 . . . . 394.14 Absorptionsspektren der konstitutionsisomeren ω-Aminosäuren 42 und

44 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 414.15 Zusammenhang zwischen Halbwertszeit und Absorptionswellenlänge . 434.16 Mechanismus der kupferkatalysierten N-Arylierung von Aminosäuren

nach Ma108 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 444.17 Zielstrukturen der kupferkatalysierten N-Arylierung . . . . . . . . . . . 444.18 Mechanismus der Decarboxylierung der N-arylierten Aminosäuren . . . 49

5.1 SH2-Domänen enthaltende Proteine116 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51

181


5.2 Intrazelluläre Domänen des PDGF-Rezeptors. Die Abbildung ist in leichtveränderter Form einer Publikation von G. Müller entnommen.116 . . . . 52

5.3 Aktivierung der Ras-Signaltransduktionskaskade . . . . . . . . . . . . . 535.4 Grb2-SH2 Domäne. Die Abbildung ist in leicht veränderter Form einer

Publikation von N. J. DeMol et al. entnommen.122 . . . . . . . . . . . . . 545.5 Wechselwirkungen der Grb2-SH2 Domäne mit einem Liganden. Die Ab-

bildung ist in leicht veränderter Form einer Publikation von G. Müllerentnommen.116 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54

5.6 Generelle Strategien zur Festphasensynthese von Phosphopeptiden . . . 565.7 Auswirkung der Ringschlußposition auf die Zyklisierungseffizienz135 . 585.8 C-terminale Racemisierung via Oxazolonbildung . . . . . . . . . . . . . . 595.9 Kupplungsreagenzien und Acyltransferkatalysatoren in der Peptidsyn-

these . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 605.10 Schematische Darstellung der Anordnung des linearen Peptides 79 in DMF 665.11 HPLC-Chromatogramme der Rohprodukte 81, 84 und 87 . . . . . . . . . 695.12 Ausschnitt der 1H-NMR-Spektren des Peptides 87 im Bereich der aro-

matischen und amidischen Protonen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 715.13 Ausschnitt der 1H-NMR-Spektren des Peptides 87 im Bereich der α- und

Seitenkettenprotonen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 725.14 Ausschnitt der NOESY-Spektren des Peptides 87 . . . . . . . . . . . . . . 73

6.1 Azobenzole zur Untersuchung von Schaltprozessen auf Oberflächen . . 776.2 Lichtinduzierte Isomerisierung des zyklischen Phosphopeptides 87 . . . 80

7.1 Schematischer Aufbau der verwendeten optischen Bank . . . . . . . . . 142

182

Tabellenverzeichnis

Tabellenverzeichnis

3.1 Oxidationen von 4-Aminobenzoesäuremethylester 3 mit Wasserstoffper-oxid . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9

3.2 Oxidation substituierter Aniline mit Oxon im zweiphasigen System . . . 12

4.1 Synthese der Azobenzole zur Untersuchung von Prozessen an Oberflächen 234.2 Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 24 - 29 . . . . . . . . . . . . 244.3 Ausgewählte Bindungslängen und -winkel für trans-25 und trans-26 . . 264.4 Photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 33 - 36 . . . . . . . . . . . 294.5 Abspaltung der Fmoc-Schutzgruppe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 304.6 Photochrome Eigenschaften der Aminosäuren 37 - 40 . . . . . . . . . . . 304.7 Photochrome Eigenschaften der Azobenzole 43, 44 & 49 . . . . . . . . . . 374.8 Geometrische und energetische Parameter der berechneten Strukturen

trans-37 – cis-44d . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 404.9 Literaturbekannte Synthesen des N-Phenylvalins 50 . . . . . . . . . . . . 454.10 Optimierung der Kupferkupplung am Modellsystem N-Phenylvalin 50 . 454.11 Ullmann-Kupplung des tert.-Butylesters 56 mit Aminosäuren . . . . . . 48

7.1 Katalytische Oxidationen von 4-Aminobenzoesäuremethylester 3 . . . . 877.2 Lösungen der Aminosäuren für die Festphasensynthese des Peptides 77 1337.3 Lösungen der Aminosäuren für die Festphasensynthese der Peptide 79-811367.4 Bindungslängen für trans-25 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1657.5 Bindungswinkel für trans-25 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1657.6 Atomkoordinaten und Auslenkungsparameter für trans-25 . . . . . . . . 1657.7 Bindungslängen für trans-26 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1677.8 Bindungswinkel für trans-26 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1677.9 Atomkoordinaten und Auslenkungsparameter für trans-26 . . . . . . . . 167

183

Tabellenverzeichnis

184

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Danksagung

Frau Prof. Dr. Karola Rück-Braun möchte ich ganz herzlich für die interessante The-menstellung, ihre stete Diskussionsbereitschaft und Unterstützung sowie die Freiheitbei der Gestaltung dieser Arbeit danken. Auch für ihre großzügige finanzielle Unter-stützung bei der Teilnahme an nationalen und internationalen Konferenzen möchte ichmich bedanken.Herrn Prof. Dr. Siegfried Blechert danke ich für die Übernahme des zweiten Gutach-tens, Herrn Prof. Dr. Thorsten Ressler für die Übernahme des Prüfungsvorsitzes.Den Mitarbeitern des Institutes für Chemie möchte ich für ihre Hilfsbereitschaft undUnterstützung danken. Herrn Dr. Peter Schmieder danke ich für die Durchführung derNMR-Messungen des photochromen Peptides.Für das Korrekturlesen danke ich Markku, Silke und Stefan ganz herzlich.Ein großes Dankeschön verdienen auch meine ehemaligen und derzeitigen Laborkol-legen, allen voran Markku, Wencke, Stefan, Sebastian und Torsten. Auch Silke zähltnach diversen Rechnungen ja schon fast dazu. Es hat viel Spaß gemacht, mit Euch zuarbeiten!Stefan gebührt noch ein besonderer Dank für die sicher nicht leichte Aufgabe, mirLATEX beizubringen und das heilige Dokument zu retten, wenn ich mal wieder eigenekreative Ideen zur Erstellung neuer Befehle hatte.Bei meinen Freunden, die nicht schon oben erwähnt sind, möchte ich mich für ihreFreundschaft und ihr Verständnis bedanken, vor allem bei Tatjana und Nathalie.Mein ganz besonderer Dank gilt meinen Eltern, die mich jederzeit bedingungslos un-terstützt haben, und natürlich Marcus für seine große Liebe und Geduld.

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Curriculum Vitae

Persönliche Angaben

Name Beate PriewischGeburtsdatum 09. Dezember 1976Geburtsort BerlinFamilienstand ledigStaatsangehörigkeit deutsch

Ausbildung

07/2002–09/2006 Wissenschaftliche Mitarbeiterin und Promotion unterder Anleitung von Prof. Dr. K. Rück-Braun zum Thema„Photoschaltbare Aminosäuren – Synthese, photochro-me Eigenschaften und Einbau in peptidische Grb2-SH2Antagonisten“

03/2002 Diplom09/2001–03/2002 Diplomarbeit an der Technischen Universität Berlin un-

ter der Anleitung von Prof. Dr. K. Rück-Braun „[3+2]-dipolare Cycloadditionen zyklischer Nitrone – Untersu-chungen zur N-O-Bindungsspaltung“

09/1998–02/1999 Studium der Chemie an der Universidad Complutensede Madrid, Spanien

10/1996–03/2002 Studium der Chemie an der Technischen UniversitätBerlin

05/1996 Abitur09/1987–05/1996 Besuch des Goethe-Gymnasiums Berlin-Wilmersdorf09/1983–07/1987 Besuch der Evangelischen Grundschule Berlin-Charlot-

tenburg

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Photoschaltbare Aminosäuren · 2018-12-17 · Photoschaltbare Aminosäuren Synthese, photochrome Eigenschaften und Einbau in peptidische Grb2-SH2 Antagonisten vorgelegt von Diplom-Chemikerin