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PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DE CHILE
ESCUELA DE INGENIERÍA
ESTUDIO DE BIODEGRADACIÓN
ANAERÓBICA DE PESTICIDA
CLORPIRIFOS EMPLEANDO UN
INÓCULO METANOGÉNICO DE LA
PLANTA DE TRATAMIENTO DE AGUAS
SERVIDAS LA FARFANA
ISABELLA KOUYOUMDJIAN CARVAJAL
Tesis para optar al grado de
Magíster en Ciencias de la Ingeniería
Profesor Supervisor:
CÉSAR ANTONIO SÁEZ NAVARRETE
Santiago de Chile, Julio, 2020
© 2020, Isabella Kouyoumdjian
ii
A mis padres, hermanos y Vicente,
quienes me acompañaron en todo
este proceso y me animaron a dar lo
mejor de mí.
iii
AGRADECIMIENTOS
Agradezco a César Sáez y Leonardo Rodríguez, quienes me guiaron y apoyaron durante
todo el proceso del Magíster, con mucho esfuerzo y dedicación, su ayuda fue
fundamental para el desarrollo de este trabajo. También quiero agradecer a Rodrigo
Labatut y Andrés Ortiz, por sus enseñanzas y su disposición tanto en el laboratorio como
en la sala de clases y muchas otras instancias.
ÍNDICE GENERAL
Pág.
DEDICATORIA .......................................................................................................... ii
AGRADECIMIENTOS .............................................................................................. iii
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................ vi
ÍNDICE DE FIGURAS .............................................................................................. vii
RESUMEN ................................................................................................................ viii
ABSTRACT ................................................................................................................. x
1. MARCO TEÓRICO ........................................................................................... 1
1.1 Clorpirifos .................................................................................................. 1
1.1.1 Usos del clorpirifos en el mundo ..................................................... 1
1.1.2 Características fisicoquímicas del clorpirifos .................................. 2
1.1.3 Riesgos del clorpirifos para la salud humana y el medio ambiente . 3
1.1.4 Tecnologías de biorremediación ...................................................... 4
1.1.5 Tratamientos de biorremediación de clorpirifos .............................. 6
1.2 Digestión anaeróbica .................................................................................. 9
1.2.1 Descripción de la digestión anaeróbica ........................................... 9
1.2.2 Biogás ............................................................................................ 10
1.2.3 Etapas de la digestión anaeróbica .................................................. 11
1.2.4 Método de ensayos BMP, Biochemical Methane Potential .......... 13
2. INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 15
2.1 Hipótesis ................................................................................................... 15
2.2 Objetivos .................................................................................................. 16
3. MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................... 17
3.1 Metodología de ensayos BMP ................................................................. 17
3.2 Clorpirifos: Fuente y definición de concentraciones ............................... 17
3.3 Inóculo: fuente, descripción, caracterización y composición .................. 18
3.4 Medio basal .............................................................................................. 19
3.5 Descripción del experimento realizado .................................................... 21
3.6 Cinética de producción de metano ........................................................... 24
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................... 25
4.1 Producción de biometano ......................................................................... 25
4.2 Cinética de producción de biometano ...................................................... 29
4.2.1 Modelo de Gompertz aplicado ....................................................... 31
5. CONCLUSIONES ............................................................................................ 35
BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................................... 38
vi
ÍNDICE DE TABLAS
Pág.
Tabla 1-1: Especies de bacterias, hongos y algas que biodegradan el clorpirifos. ...... 6
Tabla 1-2: Degradación total de clorpirifos con bacterias, vida media y constantes
cinéticas de degradación de primer orden en medio acuoso y suelo en condiciones
aeróbicas y anaeróbicas ...................................................................................... 8
Tabla 1-3: Vida media de clorpirifos y constantes cinéticas de degradación de primer
orden en sedimentos de Bonita Creek y San Diego Creek, California, en
condiciones aeróbicas y anaeróbicas .................................................................. 9
Tabla 3-1: Caracterización inóculo (lodos de la PTAS La Farfana) .......................... 18
Tabla 3-2: Medio basal añadido a los biorreactores de los ensayos BMP ................. 20
Tabla 3-3: Contenido de cada biorreactor batch al comienzo del experimento ......... 22
Tabla 4-1: Biometano acumulado total observado (ml) en cada biorreactor de 50 y 5
ppm de clorpirifos, controles negativos y biorreactores sin ningún sustrato con los
valores promedios y desviaciones estándar respectivos. . ................................ 25
Tabla 4-2: Tiempo crítico y tiempo medio obtenido para cada concentración de
clorpirifos en los biorreactores al inicio del experimento ................................ 34
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1-1: Etapas de la digestión anaeróbica donde se muestran las reacciones
secuenciales, los sustratos y productos formados. ............................................ 12
Figura 3-1: Biorreactores en preparación para el montaje del experimento ............. 23
Figura 4-1: Volumen de metano producido acumulado promedio por concentraciones
(triplicados) para un período de 38 días de estudio .......................................... 27
Figura 4-2: Producción de metano diaria promedio por concentración inicial de
clorpirifos en los biorreactores ......................................................................... 30
Figura 4-3: Aplicación del modelo de Gompertz modificado y desplazado en 5 días para
los resultados de producción de metano acumulada obtenidos para ................ 32
viii
RESUMEN
Ante la extensa y global utilización del insecticida clorpirifos (O, O-dietil O-3,5,6-
trichloropyridin-2-il fosforotioato), los riesgos que presenta para la salud humana y
la escasa investigación acerca de la degradación anaeróbica de este compuesto,
resulta necesario profundizar en la búsqueda de nuevos sistemas microbianos que
faciliten su biodegradación. En este proyecto de tesis se presenta un estudio de
biodegradación anaeróbica de clorpirifos empleando un inóculo proveniente de lodos
de un digestor anaeróbico de una planta de tratamiento de aguas servidas. Se
realizaron ensayos BMP de 38 días en once biorreactores batch a escala de
laboratorio con clorpirifos en dos concentraciones distintas, 5 y 50 ppm, como fuente
de carbono. Se cuantificó experimentalmente el metano producido en cada
biorreactor.
Los resultados obtenidos indican que la producción acumulada final de metano no
muestra diferencias significativas para las distintas concentraciones iniciales de
clorpirifos utilizadas. Se infiere entonces que la producción de metano a partir de
clorpirifos mediante biodigestión anaeróbica fue mínima, asociando el metano
generado a la biodegradación de otros sustratos presentes en los biorreactores
(caseína y glucosa). En efecto, las concentraciones de clorpirifos empleadas pudieron
presentar algún grado de toxicidad en la microbiología del sistema, lo que pudo
observarse en un retardo en el comienzo de la producción de metano de los
biorreactores suplementados con 50 ppm de clorpirifos. Pese a esto, los
microorganismos metanogénicos lograron tolerar las concentraciones del pesticida
empleadas, aunque no fue posible establecer algún grado de biodegradación.
Al aplicar el modelo de Gompertz modificado a la producción acumulada de metano,
se obtuvo un tiempo crítico (lag time) de 12,22 días para la concentración inicial de
50 ppm de clorpirifos, que es un 30,4 % y 27 % mayor que el de concentración
inicial de 5 ppm y controles negativos, respectivamente, evidenciando efectos
biotóxicos del pesticida para la microbiología empleada en etapas tempranas.
ix
Palabras Claves: Clorpirifos, degradación, digestión anaeróbica, BMP,
biorremediación
x
ABSTRACT
Given the extensive and global use of the insecticide chlorpyrifos (O, O-diethyl O-
3,5,6-trichloropyridin-2-yl phosphorothioate), the risks it presents for human health
and the limited research on anaerobic degradation of this compound, it is necessary
to deepen the search for new microbial systems that facilitate its biodegradation. In
this thesis project, an anaerobic biodegradation study of chlorpyrifos is presented
using an inoculum of sludge from an anaerobic digester from a wastewater treatment
plant. 38-day BMP tests were performed on eleven laboratory-scale batch bioreactors
with chlorpyrifos in two different concentrations, 5 and 50 ppm, as a carbon source.
Methane produced in each bioreactor was experimentally quantified.
Results obtained indicate that final accumulated methane production does not show
significant differences for the different initial chlorpyrifos concentrations used. It is
then inferred that methane production from chlorpyrifos by anaerobic biodigestion
was minimal, associating the methane generated with biodegradation of other
substrates present in the bioreactors (casein and glucose). Indeed, chlorpyrifos
concentrations used could present some degree of toxicity in the microbiology of the
system, which could be observed in a delay in the start of methane production from
the bioreactors supplemented with 50 ppm of chlorpyrifos. Despite this,
methanogenic microorganisms were able to tolerate the concentrations of the
pesticide used, although it was not possible to establish any degree of
biodegradation.
By applying the modified Gompertz Model to accumulated production of methane, a
lag time of 12.22 days was obtained for an initial concentration of 50 ppm of
chlorpyrifos, which is 30.4% and 27% greater than the one for an initial
concentration of 5 ppm and the one for negative controls, respectively, evidencing
biotoxic effects of the pesticide for the microbiology used in early stages.
Keywords: Chlorpyrifos, degradation, anaerobic digestion, BMP, bioremediation
1
1. MARCO TEÓRICO
1.1 Clorpirifos
1.1.1 Usos del clorpirifos en el mundo
El uso de insecticidas organofosfatados para la agricultura ha ido aumentando
debido a su elevada eficiencia biológica (Karpouzas y Singh, 2006). El clorpirifos
(O, O-dietil O-3,5,6-trichloropyridin-2-il fosforotioato) es un insecticida
organofosfatado de amplio espectro, extensamente utilizado a nivel mundial desde
1965 para tratar plagas de diversos artrópodos en distintos cultivos agrícolas y
hortícolas, así como para el control de pestes urbanas (Racke, 1993; Singh et al.,
2004; Van Emon et al., 2018).
Se estima que se utilizan dos millones de toneladas de pesticidas al año. En India,
un 80 % de los pesticidas aplicados a los cultivos agrícolas son insecticidas
(Agarwal et al., 2015). Asimismo, para el año 2013, en Estados Unidos se
utilizaban más de 500 millones de kg de pesticidas al año, de los cuales, 18
millones de kg equivalen a insecticidas organofosfatados (Karpouzas y Singh,
2006). El clorpirifos es el insecticida más usado tanto en India como en el mundo
(Tiwari y Guha, 2013) y en 2007 fue el insecticida organofosfatado más vendido
en Estados Unidos (USEPA, 2011). A pesar de que en las últimas décadas una gran
cantidad de agricultores ha exigido la prohibición del uso de clorpirifos en Estados
Unidos debido a su toxicidad, en 2017 la EPA (Environmental Protection Agency)
2
oficialmente autorizó su uso al negar la petición de revocar todas las tolerancias de
clorpirifos efectuada en 2007 por los organismos Pesticide Action Network North
America (PANNA) y Natural Resources Defense Council (NRDC) (USEPA, 2019).
En 2019, el Departamento de Justicia de Estados Unidos aprobó la decisión de la
EPA (USEPA, 2019), por lo que el insecticida continúa siendo utilizado
masivamente en este país.
1.1.2 Características fisicoquímicas del clorpirifos
El clorpirifos es un insecticida, acaricida y nematicida (USEPA, 2006)
organofosfatado de fórmula química C9H11Cl3NO3PS (Yaday et al., 2015). Es un
compuesto incoloro a blanco cristalino en estado sólido (Tomlin, 2006; USEPA,
2006) y tiene un ligero olor a mercaptano, parecido al del ácido sulfídrico (Lewis,
1998; Tomlin, 2006). El clorpirifos tiene un peso molecular de 350,6 g/mol
(USEPA, 2006) y una solubilidad en agua de 1,4 mg/L a 25 °C (Tomlin, 2006).
Debido a la naturaleza apolar del clorpirifos, su solubilidad es mucho mayor en
disolventes apolares como benceno (790 g/ 100 g), acetona (650 g/ 100 g),
cloroformo (630 g/ 100g) y dietil éter (510 g/ 100 g) (Christensen et al., 2009;
Yaday et al., 2015).
3
1.1.3 Riesgos del clorpirifos para la salud humana y el medio ambiente
El clorpirifos es considerado moderadamente tóxico para la salud humana (OMS,
2010), ya que puede provocar daños neurológicos, cardiovasculares y respiratorios
por su efecto inhibitorio sobre la enzima acetilcolinesterasa (Atabila et al., 2018;
Colombo et al., 2005; Costa, 2006; Liu et al., 2016; Occupational Health Services
Inc., 1986; Sinha et al., 2006; Yang and Deng, 2007). También se ha comprobado
que el clorpirifos produce irritación sobre la piel y los ojos (Occupational Health
Services Inc., 1991). Por otra parte, se ha reportado que el clorpirifos interfiere en
el desarrollo cerebral, lo que se puede atribuir a numerosas alteraciones en la
actividad de factores de transcripción que participan en el proceso de replicación y
diferenciación celular (Crumpton et al., 2000).
Algunos estudios en ratas demuestran la toxicidad del clorpirifos en mamíferos
(Carr et al., 2014). Se observó toxicidad en fetos y efectos teratogénicos para una
dosis materna diaria de 25 mg/kg, así como también toxicidad materna para la
misma dosis (Farag et al., 2003). Aunque la transferencia del clorpirifos a través de
la leche materna es muy baja en ratas recién nacidas cuando se les administra una
alta dosis a las madres, cuando la exposición de las ratas recién nacidas al
clorpirifos es de forma oral directa, se observa una inhibición persistente de la
enzima acetilcolinesterasa presente en el cerebro y una reducción transitoria de la
densidad del receptor muscarínico, lo que puede retrasar o interrumpir el desarrollo
del sistema nervioso y causar efectos permanentes (Tang et al., 1999).
4
La prolongada utilización de pesticidas organofosfatados ha provocado
importantes daños ecológicos a variados ecosistemas y a su diversidad en suelos y
aguas agrícolas (Liu et al., 2016; Thengodkar y Sivakami, 2010). El clorpirifos,
junto a algunos de sus productos derivados de la degradación presentan una alta
toxicidad para los peces (Tilak et al., 2001), crustáceos (Palma et al., 2008) y
abejas (Zhu et al., 2014), entre otros animales (Cole et al., 2005), lo que provoca un
alto impacto ambiental y riesgo ecológico.
1.1.4 Tecnologías de biorremediación
En el planeta existen zonas extensas y puntuales contaminadas, producto de la
actividad antropogénica (Vidali, 2001). Actualmente, pese a un sistema normativo
más riguroso, el ser humano continúa contaminando los entornos naturales de
diversas formas y por diversos contaminantes, lo que provoca riesgos para la salud
de las personas y el medioambiente. La amenaza se desarrolla a nivel global y el
número de sitios contaminados sigue incrementando de forma significativa
(Cairney, 1993).
Una alternativa para disminuir la contaminación es la biorremediación, que
consiste en destruir o degradar parcialmente los contaminantes hasta compuestos
menos peligrosos empleando mecanismos biológicos naturales (Vidali, 2001).
Específicamente, la biorremediación se define como el proceso donde desechos
orgánicos son biodegradados bajo condiciones controladas hasta lograr su
5
inocuidad o una concentración menor al límite establecido como dañino por las
autoridades reguladoras (Mueller et al., 1996).
Para los tratamientos de biorremediación suelen emplearse microorganismos como
bacterias y hongos ubicuos o específicos, que atacan enzimáticamente los
contaminantes para transformarlos en formas menos tóxicas o hasta carbono
inorgánico o CO2. Sin embargo, algunos contaminantes son difíciles o imposibles
de degradar a través de la actividad de microorganismos, como los compuestos
clorados o los hidrocarburos de elevada aromaticidad (Vidali, 2001). Estos
compuestos se conocen como compuestos xenobióticos ya que no existen en la
naturaleza rutas bioquímicas establecidas para su uso como fuentes de carbono y
energía celular.
La mayoría de los procesos de biorremediación implementados tecnológicamente
se realizan en condiciones aeróbicas, empleando oxígeno como aceptor terminal de
electrones. Sin embargo, en las últimas décadas se han estudiado tratamientos
anaeróbicos, que utilizan otras moléculas como aceptores terminales de electrones
para los sistemas redox de biorremediación. Estos desarrollos obedecen a la
necesidad de evitar el uso de sistemas de biodegradación aeróbica debido a la
formación de compuestos intermedios oxidados de igual o mayor peligrosidad que
el contaminante original. Encima, sistemas de biodegradación anaeróbica con
microorganismos permiten tratar diversos contaminantes que son recalcitrantes en
condiciones aeróbicas (Coates y Anderson, 2000; Colberg y Young, 1995).
6
1.1.5 Tratamientos de biorremediación de clorpirifos
Existen diversos estudios de métodos de biodegradación de clorpirifos como
alternativas para la biorremediación de suelos y aguas contaminadas con este
pesticida. Entre ellos se encuentran tratamientos con hongos, algas, cianobacterias
y bacterias (Bootharaju and Pradeep, 2012; Liu et al., 2016; Thengodkar y
Sivakami, 2010; Yadav et al., 2015), los que persiguen el desarrollo de alternativas
tecnológicas capaces de biodegradar clorpirifos para poder disminuir su
concentración en suelos y aguas, de tal forma de reducir el daño a la salud de las
personas y el impacto ambiental. En la Tabla 1-1 se presentan algunos de los
microorganismos estudiados que biodegradan clorpirifos.
Tabla 1-1: Especies de bacterias, hongos y algas que biodegradan clorpirifos.
Fuente: Supreeth y Raju, 2017; Yadav et al., 2015; Zhao et al., 2014.
Microorganismo Bacteria Hongo Microalga
Especies
Agrobacterium sp.
Alcaligenes faecalis
Enterobacter sp.
Arthrobacter sp.
Bacillus pumilus
Pseudomonas sp.
Acetinobacter calcoaceticus
Stenotrophomonas sp.
Trichoderma viridae
Aspergillus niger
Verticillium sp.
Acremonium sp.
Cladosporium
cladosporiodes
Chlorella vulgaris
Spirulina
platensis
Synechocystis sp.
7
La mayoría de las bacterias utilizadas para la biorremediación de clorpirifos, lo
degradan mediante procesos aeróbicos; es decir, requieren de la presencia de
oxígeno como aceptor terminal de electrones (Kumar et al., 2007; Yadav et al.,
2015), lo que puede conducir a un producto de biodegradación más tóxico y
peligroso que el pesticida original, denominado oxón clorpirifos, que se produce
debido a la biooxidación del clorpirifos (Duirk and Collette, 2006). Se evidencia
entonces la necesidad de realizar estudios de degradación anaeróbica de clorpirifos,
tanto para evitar la generación de oxón clorpirifos, como para proporcionar
alternativas para el tratamiento biológico del pesticida presente en ambientes
anaeróbicos.
Se ha registrado una mayor persistencia del clorpirifos en corrientes superficiales y
sedimentos anaeróbicos que en ambientes aeróbicos (Bondarenko y Gan, 2004;
EC, 2005; Lu et al., 2006), así como una menor degradación total del clorpirifos
con bacterias en condiciones anaeróbicas que aeróbicas en aguas y suelos (Tiwari y
Guha, 2014). Se hace relevante entonces establecer las cinéticas de biodegradación
de clorpirifos en condiciones anaeróbicas con inóculos de elevada reproducibilidad
con miras al desarrollo de un sistema de tratamiento biológico para su
biodegradación efectiva y ambientalmente adecuada. Tiwari y Guha (2014) realiza
un estudio de biodegradabilidad y cinética de degradación de clorpirifos
empleando inóculos de culturas mezcladas de bacterias aeróbicas y anaeróbicas
que degradan clorpirifos. Estas bacterias fueron tratadas y proliferadas con
clorpirifos como única fuente de carbono y una solución media basal antes de
8
realizar los ensayos de degradación de clorpirifos en medio acuoso y suelo. Los
resultados obtenidos de los experimentos se pueden observar en la Tabla 1-2.
Asimismo, Bondarenko y Gan (2004) investiga la degradación de clorpirifos en
condiciones aeróbicas y anaeróbicas para sedimentos de Bonita Creek y San Diego
Creek, ambos ubicados en California, Estados Unidos. En este estudio se utilizaron
muestras de suelo que contenían clorpirifos y microorganismos degradadores y se
estudió su degradación en el tiempo en condiciones aeróbicas y anaeróbicas. Los
resultados, presentes en la Tabla 1-3, demuestran que la persistencia del clorpirifos
es considerablemente mayor en condiciones anaeróbicas.
Tabla 1-2: Degradación total de clorpirifos con bacterias, vida media y constantes
cinéticas de degradación de primer orden en medio acuoso y suelo en condiciones
aeróbicas y anaeróbicas. Fuente: Tiwari y Guha, 2014.
Condiciones Aeróbicas Anaeróbicas
Medio Acuoso Suelo Acuoso Suelo
Degradación total (%) 82 48 66 31
Vida media (d) 6,1 ± 0,2 38,1 ± 1,2 17,9 ± 0,6 128 ± 3,4
Constante cinética de
degradación de primer
orden (10 -2 d -1)
11,4 ± 0,4 3,9 ± 0,1 1,8 ± 0,1 0,5 ± 0,0
9
Tabla 1-3: Vida media de clorpirifos y constantes cinéticas de degradación de primer
orden en sedimentos de Bonita Creek y San Diego Creek, California, en condiciones
aeróbicas y anaeróbicas. Fuente: Bondarenko y Gan, 2004.
Condiciones Aeróbicas Anaeróbicas
Zona de extracción de
sedimento
Bonita
Creek
San Diego
Creek
Bonita
Creek
San Diego
Creek
Vida media (d) 23.7 20.3 57.6 223
Constante cinética de
degradación de
primer orden (10 -2 d -1)
2,9 ± 0,9 3,4 ± 1 1,2 ±
0,6 0,3 ± 0,2
1.2 Digestión anaeróbica
1.2.1 Descripción de la digestión anaeróbica
La digestión anaeróbica consiste en un proceso biológico donde mediante
oxidaciones y reducciones secuenciales el carbono orgánico es convertido a su
forma más oxidada, CO2 (dióxido de carbono), y a su forma más reducida, CH4
(metano) de forma simultánea (Angelidaki y Sanders, 2004). Las reacciones son
llevadas a cabo por microorganismos degradadores de biopolímeros complejos,
microorganismos acidogénicos y bacterias acetogénicas y metanogénicas, que
10
finalmente transforman un sustrato orgánico en biogás y productos derivados del
sustrato como productos finales (McCarty, 1964; McInerney et al., 1980). Este
proceso debe ocurrir en condiciones anaeróbicas, es decir, requiere que no haya
oxígeno, porque este gas inhibe en particular a los grupos metanógenos a muy
bajas concentraciones (< 0,01 ppm).
1.2.2 Biogás
El biogás es la mezcla de gases que se genera en la digestión anaeróbica. Está
compuesto principalmente por metano (entre un 40 y 70 %), dióxido de carbono,
vapor de agua, nitrógeno, azufre (en distintas formas químicas), siloxanos y
amoníaco (Ryckebosch et al., 2011; Abassi et al., 2012). La cantidad y
composición del biogás varía según la naturaleza del sustrato utilizado en la
digestión anaeróbica y de ciertas características de éste como su demanda química
de oxígeno (DQO), que da cuenta de todo el material oxidable químicamente
presente en él [sustrato]; además del porcentaje de sólidos volátiles (SV) que se
asocia con la fracción biodegradable (Angelidaki y Sanders, 2004).
El biogás producido puede ser cuantificado de distintas formas, un método para
biorreactores cerrados es la volumetría y para medir su composición gaseosa se
puede utilizar un cromatógrafo de gases para una cuantificación más precisa
(Angelidaki y Sanders, 2004; Dolfing y Bloemen, 1985).
11
1.2.3 Etapas de la digestión anaeróbica
Las principales etapas de la digestión anaeróbica son la hidrólisis, la acidogénesis
o fermentación, la acetogénesis y la metanogénesis.
En la hidrólisis se degradan biopolímeros complejos, entre ellos carbohidratos,
proteínas y lípidos a productos de menor tamaño y más simples (monómeros)
(McCarty, 1964). Durante este proceso algunos microorganismos hidrolíticos que
contienen las enzimas indicadas rompen los enlaces entre los monómeros,
generando compuestos de menor complejidad como azúcares simples
(monosacáridos y disacáridos), aminoácidos y ácidos grasos (Gujer y Zhender,
1983).
La acidogénesis consiste en un proceso donde azúcares y aminoácidos son
fermentados a ácidos grasos de cadena corta como butirato y propionato, mediante
la acción de enzimas presentes en microorganismos fermentadores (Gujer y
Zhender, 1983; McCarty, 1964).
Luego, en la etapa de acetogénesis se forma acetato a partir de la oxidación de
ácidos grasos de cadena corta (McCarty, 1964). El proceso es realizado por
bacterias acetogénicas y también genera otros productos como CO2 y H2 (Gujer y
Zhender, 1983).
Finalmente, en la metanogénesis existen dos principales rutas de producción de
metano, la acetoclástica y la hidrogenotrófica. En la vía acetoclástica, las bacterias
metanogénicas acetotróficas transforman el acetato a metano mediante
12
descarboxilación. Esta es la principal forma de producción de metano, lo que
representa cerca de un 70 % de la producción total de metano en la digestión
anaeróbica (Gujer y Zhender, 1983). En la ruta hidrogenotrófica, el metano es
producido a partir de CO2 y H2, donde bacterias metanogénicas hidrogenotróficas
consumen hidrógeno para generar metano (Novaes, 1986).
Figura 1-1: Etapas de la digestión anaeróbica donde se muestran las reacciones
secuenciales, los sustratos y productos formados. Junto a las flechas se indican los
13
porcentajes estimados de DQO (COD en inglés) que se traspasan en cada reacción
metabólica. Fuente: Gujer y Zhender, 1983.
1.2.4 Método de ensayos BMP, Biochemical Methane Potential
Existen dos principales metodologías para calcular la biodegradabilidad de un
sustrato orgánico a través de la digestión anaeróbica, por agotamiento del sustrato
y por formación de productos finales como biogás, metano o productos
intermediarios como ácidos grasos volátiles (Angelidaki y Sanders, 2004). El
método de ensayos BMP (sigla en inglés para Metano Bioquímico Potencial)
utiliza la producción de biometano como indicador de biodegradabilidad de un
sustrato, mediante la comparación del metano teórico que se podría generar y el
metano producido observado (Labatut et al., 2011).
La metanogénesis es la última etapa de la digestión anaeróbica, por lo que la
producción de metano es un indicador del funcionamiento del proceso de digestión
anaeróbica, lo que significa que un sustrato orgánico está siendo biodegradado por
microorganismos anaeróbicos y transformado a metano como producto final, entre
otros.
Es posible realizar una estimación del metano que se puede generar a partir de la
digestión anaeróbica de un sustrato específico en una cantidad o concentración
determinada. Por lo general, los métodos de estimación de metano lo hacen a partir
de la DQO y/o SV del sustrato (Angelidaki y Sanders, 2004; Labatut et al., 2011) y
14
cuantifican el metano teórico que se puede producir según la estequiometría de la
reacción (Labatut et al., 2011). Algunas de las metodologías para estimar el
metano que se produce en la digestión anaeróbica son la ecuación de Symon y
Buswell (Symon y Buswell, 1933) y la ecuación de McCarty (McCarty, 1964). La
primera depende de los coeficientes e índices estequiométricos del sustrato y la
segunda de la DQO del sustrato.
a) Ecuación de Symon y Buswell, 1933:
b) Ecuación de McCarty, 1964:
1 lb de DQO de sustrato estabilizado = 5,62 ft3 de CH4 producido
1 g de DQO de sustrato estabilizado = 350 ml de CH4 producido (al transformar las
unidades de medida)
Los ensayos BMP se realizan en biorreactores batch a escala de laboratorio en
condiciones anaeróbicas y contienen un inóculo de microorganismos anaeróbicos,
un medio basal necesario para estos microorganismos, un sustrato orgánico
biodegradable y un espacio libre de solución (headspace) que permite la formación
de biogás y su almacenamiento (Angelidaki et al., 2009). El metano producido
forma parte del biogás, y al igual que este, se puede cuantificar a través de
volumetría y cromatografía de gases, entre otros métodos (Angelidaki y Sanders,
2004; Dolfing y Bloemen, 1985).
15
2. INTRODUCCIÓN
En el presente trabajo, se estudia una alternativa de tratamiento de degradación
anaeróbica de clorpirifos, la digestión anaeróbica empleando inóculos de plantas de
tratamiento de aguas servidas a través del método de ensayos BMP. En el caso de esta
investigación, los microorganismos para estudiar la digestión anaeróbica de clorpirifos
fueron obtenidos de los lodos de la Planta de Tratamiento de Aguas Servidas (PTAS) La
Farfana, de la empresa Aguas Andinas, ubicada en Santiago de Chile. Los lodos
contienen microorganismos que degradan material orgánico complejo a través de
distintas reacciones secuenciales, finalmente transformándolo a biogás (principalmente
metano y dióxido de carbono), por lo que el clorpirifos, al tener una naturaleza orgánica,
podría ser empleado como fuente de carbono y energía por este conjunto de
microorganismos (Tiwari y Guha, 2014).
2.1 Hipótesis
La hipótesis de este trabajo es que el insecticida clorpirifos puede ser biodegradado
por la microecología anaeróbica proveniente de un sistema anaeróbico de
tratamiento de lodos empleado en la PTAS de La Farfana (Aguas Andinas), de
modo que, a mayor concentración del pesticida, mayor producción de biogás; para
concentraciones ensayadas de clorpirifos de 5 y 50 ppm.
16
2.2 Objetivos
El objetivo principal de este trabajo es estudiar la biodegradación de clorpirifos
mediante la acción de microorganismos anaeróbicos provenientes de sistemas de
tratamiento anaeróbico de lodos de PTAS, con miras a proponer una alternativa
tecnológica para el biotratamiento de suelos y aguas contaminadas con este
pesticida.
Como objetivos específicos, se propone (1) estudiar experimentalmente la
viabilidad de un inóculo microbiano anaeróbico heterotrófico, que permita la
producción de biogás y el seguimiento de la biodegradación a través de este
parámetro; (2) analizar de forma experimental la viabilidad de este inóculo
microbiano anaeróbico en presencia de clorpirifos en concentraciones de 5 y 50
ppm; (3) estudiar experimentalmente la producción de metano como indicador
tanto de la viabilidad como de la biodegradabilidad de clorpirifos en
concentraciones de 5 y 50 ppm; (4) cuantificar las cinéticas de producción de
metano a través de la aplicación de un modelo ajustado a los resultados y con ello
establecer una cinética de biodegradación anaeróbica de clorpirifos hasta biogás.
17
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Metodología de ensayos BMP
Para calcular la biodegradabilidad de clorpirifos en condiciones anaeróbicas con el
inóculo empleado, se utiliza el método de ensayos de BMP (Biochemical Methane
Potential), que consiste en calcular el metano producido por los microorganismos
metanogénicos presentes en un inóculo específico a partir de un sustrato orgánico
que actúa como fuente de carbono (Angelidaki et al., 2004; Labatut et al., 2011).
Los ensayos BMP se realizan en biorreactores batch a escala de laboratorio. El
metano generado se compara con el potencial de biometano que puede ser
estimado a través del método estequiométrico de McCarty (Labatut et al., 2011;
McCarty, 1972), donde se estima que una fracción del sustrato es utilizada para
procesos energéticos y otra para síntesis celular, que en general representa entre un
5 y 10 % del material orgánico degradado (Angelidaki et al., 2004; Labatut et al.,
2011). Según el modelo de McCarty, se forman 350 ml de metano por cada gramo
de DQO de sustrato (McCarty, 1972).
3.2 Clorpirifos: Fuente y definición de concentraciones
Para la realización de los experimentos se utilizó clorpirifos directamente extraído
de su envase de fábrica marca Troya, de concentración 480 g/L (Troya 4 EC). Esta
18
sustancia fue diluida dos veces en agua ultra pura antes de ser añadida a los
biorreactores de cada ensayo BMP en concentraciones de 5 y 50 ppm.
3.3 Inóculo: fuente, descripción, caracterización y composición
El inóculo consiste en un lodo proveniente de un sistema anaeróbico de tratamiento
de lodos de un digestor anaeróbico de la Planta de Tratamiento de Aguas Servidas
La Farfana, que pertenece a la empresa chilena Aguas Andinas. Esta planta se
ubica en la comuna de Maipú, en la ciudad de Santiago de Chile. El lodo extraído
es utilizado en la planta para producir biogás en condiciones anaeróbicas a partir de
los lodos generados en el proceso de lodos activados al que se somete a las aguas
servidas como tratamiento para reducir su carga orgánica, por lo que contiene una
extensa variedad de microorganismos. La caracterización del inóculo se presenta
en la Tabla 3-1.
Tabla 3-1: Caracterización inóculo (lodos de la PTAS La Farfana). Fuente: Elaboración
propia a partir de mediciones en laboratorio.
Parámetro Sólidos totales
(g/L)
Sólidos volátiles
(g/L)
DQO experimental
(mg O2/ g inóculo)
Valor 29.50 18,95 5.65
19
El inóculo fue incubado con una dosis de 1,3 g/L de glucosa y 1,3 g/L de celulosa
a una temperatura de 37 ± 1 °C por 19 días antes de ser añadido a los biorreactores
de los experimentos, con el fin de lograr una proliferación de las bacterias que se
utilizarían en los experimentos. Durante este período se midió la actividad
bacteriana mediante la producción de biogás a través de volumetría con una jeringa
cromatográfica y la composición de los gases generados con un cromatógrafo de
gases.
Dentro de las bacterias dominantes en el lodo de La Farfana, se encuentran
bacterias de los géneros Pedobacter sp.y Flavobacterium sp., así como también del
phylum Synergistetes y la bacteria Acetomicrobium flavidum. Asimismo, el
inóculo utilizado, proveniente de la planta de tratamiento de aguas servidas, tiene
microorganismos comunes de la digestión anaeróbica que participan en las
distintas etapas de este proceso: hidrolíticos, fermentadores o acidogénicos,
bacterias acetogénicas y metanogénicas (acetoclásticas e hidrogenotróficas) (Gujer
y Zhender, 1983).
3.4 Medio basal
El medio basal consiste en una solución de nutrientes y vitaminas que fue añadido
a los biorreactores batch, necesario para el funcionamiento óptimo de los
microorganismos presentes en el inóculo (Angelidaki et al., 2009). El medio basal
se compone por las sustancias presentes en la Tabla 3-2.
20
Tabla 3-2: Medio basal añadido a los biorreactores de los ensayos BMP. De la siguiente
solución de 1 L se añadieron 10 ml a cada biorreactor. Fuente: Angelidaki y Ahring,
1992; ASTM, 1992; Owen et al., 1979; Speece, 1983; Zhu et al., 1998.
Medio basal Concentración (mg/L) Cantidad en g añadida a 1 L de solución
NH4Cl 200 1
KCl 100 0,5
MgCl2 6H2O 600 3
KH2PO4 138 0,69
K2HPO4 176 0,88
Vitaminas
Extracto de
levadura
100 0,5
Elementos traza
FeCl3 6H2O 200 1
MnCl2 4H2O 4 0,02
CoCl2 6H2O 10 0,05
NiCl2 6H2O 10 0,05
ZnCl2 2H2O 0,5 0,0025
Na2SeO3 0,1 0,0005
Na2MoO4 2H2O 0,5 0,0025
21
CaCl2 2H2O 100 0,5
CuCl2 2H2O 0,5 0,0025
KI 10 0,05
H3BO3 0,5 0,0025
Na2S 9H2O 100 0,5
Otro
NaHCO3 4200 21
3.5 Descripción del experimento realizado
Se realizaron ensayos BMP en bioreactores batch de 250 ml con una solución
acuosa de clorpirifos en dos concentraciones distintas (50 ppm y 5 ppm) y
bioreactores batch sin clorpirifos, en ensayos en triplicado. A los bioreactores se
les agregó 13,18 ml de inóculo proveniente de un sistema anaeróbico de
tratamiento de lodos de la PTAS La Farfana previamente incubado y caracterizado
que contenía bacterias metanogénicas (Angelidaki et al., 2009).
El medio de soporte celular incluía 10 ml de una solución estándar de nutrientes,
además de 17 mg de caseína y 17 mg de glucosa en bajas dosis para incrementar la
densidad celular con fuentes de carbono lábiles (Angelidaki et al., 2009). Los
nutrientes añadidos y las dosis aplicadas fueron seleccionados según el protocolo
de ensayos BMP establecido por Angelidaki et al., 2009, así como también la dosis
de inóculo agregada a cada biorreactor. Uno de los grupos de biorreactores no
22
contenía clorpirifos y se empleó como control negativo del sistema. Asimismo, se
dispusieron dos biorreactores sin caseína ni glucosa, para efectuar comparaciones
de producción de metano sin ningún sustrato y revisar que no existiera inhibición
celular. Los biorreactores fueron aforados a 50 ml efectivos, para dejar espacio
para la producción y almacenamiento del biogás generado, por lo que se agregó
agua destilada para completar los 50 ml (Angelidaki et al., 2009). La composición
de cada biorreactor al comienzo del experimento se encuentra en la Tabla 3-3.
Tabla 3-3: Contenido de cada biorreactor batch al comienzo del experimento. Fuente:
Elaboración propia.
Biorreactor
batch Clorpirifos
(ppm) Inóculo
(ml) Medio
basal
(ml)
Caseína
(mg) Glucosa
(mg) Agua
destilada
(ml)
A1 50 13,18 10 17 17 25,82
A2 50 13,18 10 17 17 25,82
A3 50 13,18 10 17 17 25,82
B1 5 13,18 10 17 17 26,72
B2 5 13,18 10 17 17 26,72
B3 5 13,18 10 17 17 26,72
C1 0 13,18 10 17 17 26,82
C2 0 13,18 10 17 17 26,82
C3 0 13,18 10 17 17 26,82
D1 0 13,18 10 0 0 26,82
D2 0 13,18 10 0 0 26,82
23
Figura 3-1: Biorreactores en preparación para el montaje del experimento. Fotografía
tomada en el laboratorio que contiene algunas botellas con el medio basal y agua
destilada, además de otra botella vacía. Fuente: Elaboración propia.
Una vez realizado el montaje de los biorreactores, el oxígeno fue desplazado
empleando N2. Luego, estos fueron sellados para generar un ambiente anaeróbico y
fueron incubados por un período de 38 días. La temperatura de operación se
controló a 37±1 ºC. El metano producido se cuantificó por volumetría con una
jeringa de 30 ml (DWK Life Sciences Dosys 155 Luer Lock Glass Syringe) y se
caracterizó por cromatografía de gases, a través de un cromatógrafo de gases
(Agilent 7820A Gas Chromatograph equipped with a thermal conductivity detector
and a Carbosphere 1010 capillary column).
24
3.6 Cinética de producción de metano
Para evaluar la cinética de producción de biometano de las bacterias se aplicó el
modelo de Gompertz modificado publicado por Posmanik et al. (2020). Al modelo
se le agregó una nueva modificación para trasladar la curva hacia la izquierda en el
tiempo en 5 días y conseguir un mejor ajuste debido a un retraso en la producción
de metano o un alto lag time en comparación a los reportados por Posmanik et al.
(2020).
El modelo de Gompertz modificado aplicado es:
Donde y(t) es el metano producido acumulado para un tiempo t (ml CH4 /g COD),
B0 es el biometano potencial observado (ml CH4 /g COD), μ es la máxima tasa de
producción de metano diaria (ml CH4 /g COD /d), t50 es el tiempo que toma a las
bacterias producir la mitad de la producción total de metano acumulado (d) y t es
la variable tiempo acumulado de producción de metano (d).
Asimismo, el lag time o tiempo crítico (tc) se calculó como el máximo valor de la
segunda derivada de y(t), es decir, la mayor diferencia en la tasa de producción.
25
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Producción de biometano
Los resultados obtenidos para la producción de biometano acumulado total
observado fueron muy similares para los biorreactores con concentración inicial de
clorpirifos de 50 ppm, 5 ppm y los controles negativos, sin diferencias
significativas entre las medias de cada una de las concentraciones (se realizó una
prueba estadística ANOVA con p < 0,05) y desviaciones estándar bajas para la
producción de metano entre cada grupo de biorreactores triplicados. Asimismo, la
producción de metano acumulado en los biorreactores que no contenían ningún
sustrato, ni caseína ni glucosa, fue significativamente menor que la de los otros
biorreactores (Ver Tabla 4-1).
Tabla 4-1: Biometano acumulado total observado (ml) en cada biorreactor de 50 y 5
ppm de clorpirifos, controles negativos y biorreactores sin ningún sustrato con los
valores promedios y desviaciones estándar respectivos. Fuente: Elaboración propia a
partir de mediciones por volumetría y cromatografía de gases.
Biorreactor Biometano acumulado total observado (ml
CH4 /g DQO)
50 ppm (1) 58,470
26
50 ppm (2) 70,846
50 ppm (3) 57,489
Promedio 50 ppm 62,268
Desv. estándar 50 ppm 7,444
5 ppm (1) 62,506
5 ppm (2) 59,450
5 ppm (3) 63,840
Promedio 5 ppm 61,932
Desv. estándar 5 ppm 2,251
Control negativo (1) 57,381
Control negativo (2) 73,220
Control negativo (3) 59,149
Promedio control negativo 63,250
Desv. estándar control negativo 8,680
Sin sustrato (1) 13,151
27
Sin sustrato (2) 14,261
Promedio sin sustrato 13,706
Desv. estándar sin sustrato 0,785
Figura 4-1: Volumen de metano producido acumulado promedio por concentraciones
(triplicados) para un período de 38 días de estudio. Fuente: Elaboración propia a partir
de mediciones por volumetría y cromatografía de gases.
28
Por lo tanto, se puede asumir que las bacterias metanógenas del inóculo no
degradan el clorpirifos, ya que una mayor concentración del pesticida no implica
una mayor producción de metano. Esto significa que el inóculo de bacterias
utilizado sin adaptación previa al pesticida no es una alternativa para un
tratamiento anaeróbico de clorpirifos efectivo, porque una o más etapas de la
digestión anaeróbica del clorpirifos no está ocurriendo. No es posible determinar a
partir de los resultados obtenidos qué etapas de la digestión anaeróbica del
clorpirifos no se realizan además de la metanogénica, si hidrolítica, acidogénica o
acetogénica, ya que todas ocurren previas a la metanogénesis. Entonces, solo se
tiene información para determinar que el proceso de digestión anaeróbica del
clorpirifos fue interrumpido en alguna de sus etapas, por lo que no se logró llegar a
la etapa final de producción de metano.
Debido a la contingencia mundial por Covid-19, los laboratorios han permanecido
cerrados y no fue posible medir la concentración final del clorpirifos y sus
productos derivados en cada biorreactor. Por lo tanto, no se pudo determinar si
hubo una hidrólisis del clorpirifos en los biorreactores, ni qué etapa de la digestión
anaeróbica del clorpirifos fue interrumpida por una posible ausencia de ciertas
enzimas necesarias para esa etapa. Aun así, se logra producir metano a partir de
caseína y glucosa, lo que significa que el clorpirifos y sus derivados no son
evidentemente tóxicos para los microorganismos que realizan la digestión
anaeróbica. Sin embargo, sí se presenta una inhibición parcial en uno o más
microorganismos en los primeros días del experimento, lo que provoca un retraso
29
en la producción de metano. Se observa que a mayor concentración de clorpirifos
en el biorreactor, mayor es el retraso en la producción de metano, lo que significa
que mayor es la inhibición temprana de microorganismos.
Respecto al metano producido por las bacterias en los biorreactores, se estima que
se genera principalmente a partir de los 17 mg de caseína y 17 mg de glucosa
añadidos a cada biorreactor al comienzo del experimento. La DQO de estas
sustancias es de 1,39 g DQO/ g sustrato para la caseína y de 1,07 g DQO/ g
sustrato para la glucosa (Amy et al., 2017), por lo que cada biorreactor tenía una
DQO inicial total de 0,04182 g.
Como se infiere que el metano se produce por la digestión anaeróbica de bajas
dosis de caseína y glucosa, no de clorpirifos, no es posible aplicar el método de
BMP para establecer la biodegradabilidad de clorpirifos. Lo anterior se debe a que
no se puede establecer una relación entre el metano producido observado en los
biorreactores y el metano que se espera obtener a partir de clorpirifos, porque el
metano se produce a partir de otros sustratos.
4.2 Cinética de producción de biometano
Por otra parte, se puede observar una cinética de producción de metano muy
parecida entre el clorpirifos en una concentración inicial de 5 ppm y los controles
negativos, donde la tasa de producción de metano diaria aumenta
considerablemente el día 10 del experimento y se presenta un peak en la
producción de metano el día 13, con valores cercanos para los biorreactores con
30
una concentración inicial de clorpirifos de 5 ppm y los controles negativos. En
cambio, las bacterias de los biorreactores con 50 ppm de clorpirifos tienen un
desfase de 4 días en la producción de metano con respecto a los con 5 ppm de
clorpirifos y los controles negativos, ya que el aumento significativo en la tasa de
producción se presenta el día 14 del experimento y la mayor producción de metano
se observa 3 días más tarde que en los otros grupos de biorreactores, el día 16 (Ver
Figura 4-2).
Figura 4-2: Producción de metano diaria promedio por concentración inicial de
clorpirifos en los biorreactores (ml CH4/g DQO). Fuente: Elaboración propia a partir de
mediciones en laboratorio.
31
4.2.1 Modelo de Gompertz aplicado
El Modelo de Gompertz modificado y trasladado en 5 días presenta un pseudo
ajuste a los datos obtenidos para la producción de metano para cada concentración
en promedio. Los datos obtenidos de los biorreactores 50 ppm (2) y Control
negativo (2) se consideraron como outlayers, debido a sus diferencias
significativas con los otros valores y fueron eliminados para la implementación del
modelo. Tal como se observa en la Figura 4-3, el ajuste es mejor los primeros días
del período de evaluación del experimento que en los últimos días. Además, fue
necesario desplazar la curva del modelo hacia la izquierda en 5 días porque el
tiempo crítico (tc) era muy alto para la producción de metano obtenida para las
distintas concentraciones, especialmente el tc para la concentración de clorpirifos
de 50 ppm. Esto se puede deber a una posible inhibición temprana de algún
microorganismo que forma parte de la cadena de la digestión anaeróbica dentro de
los biorreactores, lo que retrasa su acción y, a su vez, retrasa la acción de los
microorganismos que participan en las etapas posteriores de la digestión
anaeróbica.
32
33
Figura 4-3: Aplicación del modelo de Gompertz modificado y desplazado en 5 días para
los resultados de producción de metano acumulada obtenidos. Las líneas y puntos azules
representan la producción de metano observada para cada día de medición para la
concentración inicial de clorpirifos indicada: (a) 50 ppm, (b) 5 ppm y (c) Controles
negativos. La línea roja continua representa la curva del modelo de Gompertz
modificado y desplazado asociada a los resultados respectivos. Fuente: Elaboración
propia a partir de mediciones en el laboratorio y la aplicación del modelo de Gompertz
modificado (Posmanik et al., 2020).
El tiempo crítico (tc) o lag time y tiempo medio (t50) obtenido para cada una de las
concentraciones iniciales de clorpirifos se presenta en la Tabla 4-2.
34
Tabla 4-2: Tiempo crítico y tiempo medio obtenido para cada concentración de
clorpirifos en los biorreactores al inicio del experimento. Fuente: Elaboración propia a
partir de mediciones en laboratorio y la aplicación del modelo de Gompertz modificado
(Posmanik et al., 2020).
Concentración inicial de clorpirifos (ppm) Tiempo crítico (d) Tiempo medio (d)
50 12,22 18,46
5 8,51 14,45
Control negativo 8,86 14,75
Los tiempos críticos y tiempos medios presentados son considerablemente más
altos que los reportados por Posmanik et al. (2020) para la producción de metano
en biorreactores a partir de estiércol y lodos activados de desechos orgánicos, con
inóculos suspendidos y granulares provenientes de cuatro distintos sistemas de
digestión anaeróbica, donde el máximo valor de tc y t50 observado fue de 4,8 d y
10,6 d, respectivamente, para el estiércol como sustrato y un inóculo granular
obtenido de una planta de digestión anaeróbica de desechos de cervecería. Estos
valores son un 43,6 % y un 26,6 % menor que los mínimos tc y t50 obtenidos en
este estudio para una concentración inicial de clorpirifos de 5 ppm, lo que denota
una gran diferencia entre los tiempos críticos y tiempos medios obtenidos en
ambos estudios.
35
El mayor valor de tiempo crítico en este experimento es de 12,22 d para una
concentración inicial de 50 ppm de clorpirifos, con una diferencia del 30,4 %
respecto al tc observado para una concentración inicial de clorpirifos de 5 ppm y
una diferencia del 27,5 % respecto a los controles negativos. Por lo tanto, las
diferencias sugieren un retraso en la producción de metano para una alta
concentración inicial de clorpirifos (50 ppm), lo que puede ser explicado por una
inhibición temprana de algunos microorganismos participantes de la digestión
anaeróbica.
5. CONCLUSIONES
Según los resultados de producción de metano en biorreactores batch obtenidos en este
estudio para el tratamiento anaeróbico del pesticida organofosfatado clorpirifos, se
puede establecer que no existe una producción de metano por parte de bacterias
metanógenas a partir de clorpirifos, debido a que no hay cambios significativos en la
producción final acumulada de metano para distintas concentraciones iniciales de
clorpirifos. Esto se podría explicar por una interrupción de alguna de las etapas de la
digestión anaeróbica de clorpirifos (hidrólisis, acidogénesis, acetogénesis o
metanogénesis), probablemente por la ausencia de enzimas necesarias en los
microorganismos del inóculo utilizado para realizar una de estas etapas y porque podría
haber faltado tiempo de adaptación de los microorganismos al insecticida clorpirifos.
Debido a que el inóculo aplicado en los experimentos de digestión anaeróbica proviene
de los lodos de una planta de tratamiento de aguas servidas que trata principalmente
36
desechos orgánicos urbanos de la ciudad de Santiago de Chile, es posible que los
microorganismos presentes en él no tengan las enzimas necesarias para degradar
completamente de forma anaeróbica un pesticida organofosfatado como el clorpirifos.
Sin embargo, dado que sí se presentó una producción de metano a partir de caseína y
glucosa en todos los biorreactores con clorpirifos y sin diferencias significativas con
respecto a los controles negativos, se observa que la digestión anaeróbica de otros
sustratos orgánicos como carbohidratos y proteínas sí es factible ante la presencia de
clorpirifos. Esto sugiere que el clorpirifos no es altamente tóxico para los
microorganismos presentes en el inóculo, solo retrasa la acción de estos en la digestión
anaeróbica. Entonces, se recomienda buscar nuevos inóculos para estudiar el tratamiento
de clorpirifos a través de la digestión anaeróbica que provengan de sistemas que traten
desechos agrícolas principalmente, ya que en ese caso es más probable que existan
microorganismos que presenten las enzimas requeridas para degradar el clorpirifos a
través de la digestión anaeróbica en todas sus etapas. De esta forma, se podrían
encontrar inóculos que se puedan utilizar para la biorremediación de clorpirifos en
suelos y aguas contaminadas en corrientes superficiales y sedimentos anaeróbicos.
Finalmente, es importante mencionar que no se pudo estimar la biodegradabilidad de
clorpirifos a través del método de BMP, ya que la cantidad de metano producida a partir
de clorpirifos fue considerablemente mínima. Asimismo, debido a la crisis mundial
provocada por Covid-19 no fue posible la medición de las concentraciones finales de
clorpirifos y sus productos derivados de la degradación en los biorreactores, lo que no
permite cuantificar la biodegradación del clorpirifos en caso de haberse producido
37
degradación en otras etapas de la digestión anaeróbica previa a la metanogénesis. Esta
situación no permite probar la hipótesis de la investigación ni cumplir con todos los
objetivos, pero permite demostrar que el clorpirifos no es evidentemente tóxico para los
microorganismos de la digestión anaeróbica, lo que sugiere que podría ser factible su
tratamiento mediante este método. Para ello podría ser requerida una aclimatación de los
microorganismos del sistema de digestión anaeróbica empleado, para que estos puedan
utilizar el clorpirifos como fuente de carbono y energía.
38
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