EFEK PEMBERIAN JUS SEMANGKA (Citrullus lanatus)

EFEK PEMBERIAN JUS SEMANGKA (Citrullus lanatus)

TERHADAP ANALISA SPERMA DAN HISTOLOGI

PADA TESTIS TIKUS WISTAR (Rattus norvegicus)

YANG DIPAPARI MONOSODIUM GLUTAMAT

TESIS

Oleh :

Tengku Muhammad Reza Syahputra

157008007

PROGRAM STUDI MAGISTER BIOMEDIK

FAKULTAS KEDOKTERAN

UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

MEDAN

2020


EFEK PEMBERIAN JUS SEMANGKA (Citrullus lanatus)

TERHADAP ANALISA SPERMA DAN HISTOLOGI PADA

TESTIS TIKUS WISTAR (Rattus norvegicus) YANG DIPAPARI

MONOSODIUM GLUTAMAT

Diajukan untuk melengkapi persyaratan memperoleh Gelar Magister Biomedik dalam

Program Studi Magister Ilmu Biomedik pada Fakultas Kedokteran Universitas Sumatera

Utara

Oleh


157008007

PROGRAM STUDI MAGISTER BIOMEDIK

FAKULTAS KEDOKTERAN


MEDAN

2020



KATA PENGANTAR

Puji dan syukur penulis panjatkan kehadirat Allah SWT karena atas limpahan rahmat

dan hidayah-Nya maka penulisan laporan hasil tesis yang berjudul “Efek Pemberian

Jus Semangka (Citrullus lanatus) Terhadap Analisa Sperma dan Histologi Pada Testis

Tikus Wistar (Rattus norvegicus) yang dipapari Monosodium Glutamat” ini dapat

terselesaikan.

Rasa terima kasih tulus tak terhingga penulis sampaikan kepada kedua orangtua

tercinta yaitu bapak dr.H.Tengku Kamajaya, M.Sc.,Sp.And. dan ibu Hj.Esther Novika,

kepada abang-abang yaitu Tengku Muhammad Fauzi, S.Si.,M.Kes., Tengku Muhammad

Fajar,S.T., dan dr.Tengku Larry Arthit, M.Ked(OG),Sp.OG., serta istri Febrina Farisyah

Lubis,S.E.,M.M. yang senantiasa selalu mendoakan dan mendukung penulis untuk dapat

menyelesaikan penulisan Tesis ini.

Selama melakukan penelitian dan penulisan tesis ini, penulis juga banyak

memperoleh bantuan moril dan materil dari berbagai pihak. Oleh karena itu, pada kesempatan

ini penulis menyampaikan ucapan terima kasih yang tulus kepada :

1. Prof.Dr.dr.Aldy Safruddin Rambe, Sp.S(K) selaku Dekan Fakultas Kedokteran

Universitas Sumatera Utara.

2. Dr.med.dr.Yahwardiah Siregar selaku Ketua Program Studi Magister Biomedik yang

telah banyak membantu penulis sejak kuliah sampai saat ini menyelesaikan tesis.

3. Dr.rer.medic.,dr.Muhammad Ichwan, M.Sc. selaku Sekretaris Program Studi Magister

Biomedik serta selaku dosen pembimbing yang telah menyediakan waktu, tenaga, dan

pikiran dalam membimbing dan mengarahkan penulis dalam menyelesaikan tesis ini.

4. dr.Sufitni, M.Kes.,Sp.PA selaku Kepala Laboratorium Terpadu Imunologi serta

selaku dosen pembimbing yang telah menyediakan waktu, tenaga, dan pikiran dalam

membimbing dan mengarahkan penulis dalam menyelesaikan tesis ini.

5. Prof.Dr.dr.Rozaimah Z.Hamid, MS,Sp.FK selaku dosen penguji yang turut

menyempurnakan penulisan tesis ini.

6. dr.Muhammad Rusda, M.Ked(OG),Sp.OG(K) selaku dosen penguji yang turut

menyempurnakan penulisan tesis ini.

i UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

7. dr.Tri Widyawati, M.Si, Ph.D selaku Kepala Departemen Farmakologi dan Terapeutik

Fakultas Kedokteran Universitas Sumatera Utara yang telah memberikan ijin

penggunaan Laboratorium Farmakologi dan Terapeutik serta seluruh staf

laboratorium yang telah banyak membantu dalam pelaksanaan penelitian hingga

selesai.

8. dr.T.Ibnu Alferally, M.Ked(PA),Sp.PA(K) selaku Kepala Departemen Patologi

Anatomi Fakultas Kedokteran Universitas Sumatera Utara yang telah memberikan ijin

penggunaan Laboratorium Patologi Anatomi serta seluruh staf laboratorium yang

telah banyak membantu dalam pelaksanaan penelitian hingga selesai.

9. Seluruh staf Laboratorium Terpadu yang telah banyak membantu dalam pelaksanaan

penelitian hingga selesai.

10. Teman-teman mahasiswa Magister Biomedik yang telah memberikan dukungan

semangat dan kerjasama dalam penyelesaian tesis ini.

Penulis menyadari bahwa dalam pembuatan laporan hasil ini masih jauh dari

sempurna, untuk itu saran dan kritik yang bersifat membangun sangat diharapkan demi

perbaikan kearah kesempurnaan. Akhir kata penulis sampaikan terima kasih.

Medan, April 2020


ii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

DAFTAR ISI

Kata Pengantar……………………………………………………………………. i

Daftar Isi…………...………………………………………………………............ iii

Daftar Gambar…………...………………………………………………………... vi

Daftar Tabel…………...………………………………………………………....... viii

Daftar Lampiran…………...……………………………………………………… x

Daftar Singkatan…………...……………………………………………………… xi

Abstrak…………………………………………………………………………….. xii

Abstract……………………………………………………………………………. xiii

BAB 1. PENDAHULUAN

1.1 Latar Belakang……………………………………………………….... 1

1.2 Rumusan Masalah.......................................................................... 4

1.3 Tujuan Penelitian…………………………………………….............. 4

1.3.1 Tujuan Umum……………………………………………........... 4

1.3.2 Tujuan Khusus…………………………………………….......... 4

1.4 Hipotesis………………………………………………………………. 4

1.5 Manfaat Penelitian……………………………………………………... 5

BAB 2. TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Monosodium Glutamate (MSG)............................................................. 6

2.2 Radikal Bebas......................................................................................... 12

2.3 Malondialdehid (MDA).......................................................................... 13

2.4 Efek MSG Terhadap Testis.............................................................. 15

2.5 Potensi Semangka sebagai Nutraceutical............................................. 20

2.5.1 Klasifikasi…………………………………………….................. 20

2.5.2 Kandungan Semangka……………………………………………. 21

2.5.3 Manfaat Semangka bagi Kesehatan……………………………..... 22

2.6 Likopen sebagai Bahan Aktif dalam Buah Semangka .......................... . 23

2.6.1 Pengertian……………………………………………................... 23

2.6.2 Penyerapan Likopen……………………………………………..... 24

2.6.3 Mekanisme Kerja……………………………………………......... 25

iii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

2.7 Sistem Reproduksi Jantan dan Spermatogenesis.................................... .. 27

2.7.1 Organ Testis……………………………………………................. 27

2.7.2 Sistem Duktus ……………………………………………............. 29

2.7.3 Histologi Testis……………………………………………............ 30

2.7.4 Proses Spermatogenesis………………………………….............. 32

2.8 Kerangka Teori.................................... ………………………………... 34

2.9 Kerangka Konsep................................... ………………………………... 34

BAB 3. METODE PENELITIAN

3.1 Desain Penelitian...................................................................................... 35

3.2 Waktu dan Tempat Penelitian.................................................................. 35

3.2.1 Waktu Penelitian............................................................................. 35

3.2.2 Tempat Penelitian............................................................................ 35

3.3 Sampel Penelitian dan Besar Sampel ..................................................... 36

3.4 Identifikasi Variabel Penelitian................................................................ 37

3.4.1 Variabel Bebas (Independen).......................................................... 37

3.4.2 Variabel Terikat (Dependen).......................................................... 37

3.5 Defenisi Operasional............................................................................... 37

3.6 Alat, Bahan, dan Cara Kerja.................................................................... 39

3.6.1 Alat-alat yang Dibutuhkan dalam Penelitian.................................. 39

3.6.2 Bahan-bahan yang Dibutuhkan dalam Penelitian........................... 39

3.6.3 Cara Kerja....................................................................................... 40

3.6.3.1 Pemeliharaan dan Pengelompokkan Hewan Coba.............. 40

3.6.3.2 Perlakuan Hewan Coba....................................................... 42

3.6.3.3 Pembuatan Jus Semangka................................................... 44

3.6.3.4 Prosedur Pengambilan Jaringan Tikus................................ 45

3.6.3.5 Prosedur Pengambilan Sampel Darah Tikus...................... 46

3.6.3.6 Prosedur Pengambilan Sampel Sperma Tikus.................... 47

3.6.3.7 Pengamatan Analisa Sperma............................................... 48

3.6.3.8 Pemeriksaan Kadar MDA di dalam Darah.......................... 49

3.6.3.9 Prosedur Pembuatan Preparat Histologi Testis Tikus.......... 51

3.7 Kerangka Operasional.............................................................................. 53

3.8 Analisis Data............................................................................................ 54

iv UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

BAB 4. HASIL DAN PEMBAHASAN

4.1 Hasil Penelitian...................................................................................... .. 55

4.1.1 Berat Badan..................................................................................... 55

4.1.2 Hasil Pemeriksaan MDA................................................................. 56

4.1.3 Analisa Spermatozoa....................................................................... 56

4.1.4 Berat Testis...................................................................................... 58

4.1.5 Diameter Tubulus Seminiferus........................................................ 59

4.1.6 Lebar Celah Antara Tubulus Seminiferus dengan Sel Spermatogenik 62

4.1.7 Jumlah Sel Leydig........................................................................... 64

4.2 Pembahasan.............................................................................................. 66

BAB 5. KESIMPULAN DAN SARAN

5.1 Kesimpulan............................................................................................... 73

5.2 Saran......................................................................................................... 73

DAFTAR PUSTAKA................................................................................... ............. 74

v UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

DAFTAR GAMBAR

Gambar 1. Diagram penggunaan MSG di dunia .................................................……. 6

Gambar 2. Struktur kimia MSG, Glutamate, dan Glutamic Acid ............................ 8

Gambar 3. Gangguan yang disebabkan toksisitas MSG ......................................... 11

Gambar 4. MDA sebagai produk akhir peroksidasi lipid (atas). Reaksi TBA dengan

MDA membentuk warna merah muda (bawah) ....................................... 15

Gambar 5. Ilustrasi buah semangka dan bagian-bagiannya .................................... 21

Gambar 6. Struktur kimia likopen ...................................................................... …… 23

Gambar 7. Proses penyerapan likopen ................................................................. 25

Gambar 8. Mekanisme likopen dalam menghambat ROS ...................................... 26

Gambar 9. Histologi Testis dengan pembesaran 100x (A) dan 400x (B). Tampak

Tubulus Seminiferus (ST), Sel Sertoli (SC), Spermatid (SD), Spermatosit

Primer (PS), Spermatogonia (SG), Sel Leydig (LC) ……………………. 29

Gambar 10. Proses spermatogenesis ..................................................................... …… 33

Gambar 11. Kandang pemeliharaan tikus .............................................................. 40

Gambar 12. Metal gavage needle / sonde lambung 20-24 G (Kiri). Pengukuran sonde

lambung pada tikus (kanan) ..................................................................... 42

Gambar 13. Cara memegang tikus saat pemberian perlakuan menggunakan sonde .... 43

Gambar 14. Cara memasukkan / mendorong sonde lambung .................................. 43

Gambar 15. Pemberian MSG dengan menggunakan sonde ..................................... 44

Gambar 16. Proses pembuatan jus semangka ........................................................ 45

Gambar 17. Pembedahan tikus untuk pengambilan sampel darah dan organ testis….. 46

Gambar 18. Anatomi dan saluran reproduksi testis tikus wistar jantan. Testis (a),

Caput epididimis (b), Cauda epididimis (c), dan Vas deferens (d). Tanda

panah menunjukkan bagian yang dipotong untuk mengisolasi cauda

epididimis. Pembesaran 40x …………………………………………..... 47

Gambar 19. Testis yang akan dipisahkan dari vas deferens (A). Testis kanan-kiri (B).

Pemisahan testis dan vas deferens menggunakan kaca pembesar (C) ….. 48

Gambar 20. Hemositometer Improved Neubauer .................................................. 48

Gambar 21. Bahan-bahan pembuatan reagen TBA ............................................... 50

vi UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

Gambar 22. Potongan organ yang dimasukkan kedalam cassette (A). Proses dehidrasi

dan clearing yang dilakukan secara otomatis (B) ......................……… 52

Gambar 23. Gambaran mikroskopik histologi testis tikus Wistar kelompok KN (A),

KP (B), P1 (C), P2 (D), dan P3 (E). Tampak tubulus seminiferus

(panah merah) dan sel leydig (panah hijau). Pembesaran 100x .............. 61

Gambar 24. Celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik. Diameter

tubulus seminiferus ditandai dengan garis kuning dan diameter sel

spermatogenik ditandai dengan garis merah .......................................... 62

Gambar 25. Gambaran mikroskopik sel Leydig tikus wistar kelompok KN(A), KP(B),

P1(C), P2(D), dan P3(E). Pembesaran 400x............................................ 64

vii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

DAFTAR TABEL

Tabel 1. Kandungan nutrisi semangka (Citrullus lanatus) segar, per 100 g ....... 22

Tabel 2. Distribusi likopen dalam jaringan ......................................................... 25

Tabel 3. Dosis pemberian MSG dan jus semangka pada kelompok perlakuan ... 41

Tabel 4. Persiapan standar MDA untuk spektrofotometer ................................. 50

Tabel 5. Rata-rata kenaikan berat badan tikus setelah pemberian MSG ............ 55

Tabel 6. Rata-rata kenaikan berat badan tikus setelah pemberian MSG dan jus

semangka .............................................................................................. 55

Tabel 7. Kadar MDA pada serum darah tikus setelah pemberian MSG ............ 56

Tabel 8. Kadar MDA pada serum darah tikus setelah pemberian MSG dan jus

semangka .............................................................................................. 56

Tabel 9. Rata-rata jumlah sel spermatozoa tikus setelah pemberian MSG ........ 57

Tabel 10. Rata-rata jumlah sel spermatozoa tikus setelah pemberian MSG dan jus

semangka .............................................................................................. 57

Tabel 11. Rata-rata motilitas spermatozoa tikus setelah pemberian MSG ........... 58

Tabel 12. Rata-rata motilitas spermatozoa tikus setelah pemberian MSG dan jus

semangka ............................................................................................... 58

Tabel 13. Rata-rata berat testis tikus setelah pemberian MSG …………………… 59

Tabel 14. Rata-rata berat testis tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka .. 59

Tabel 15. Rata-rata diameter tubulus seminiferus setelah pemberian MSG .......... 60

Tabel 16. Rata-rata diameter tubulus seminiferus setelah pemberian MSG dan jus

semangka ............................................................................................... 60

Tabel 17. Rata-rata lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik

setelah pemberian MSG ………………………………………………… 63

viii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA


setelah pemberian MSG dan jus semangka …………………………….. 63

Tabel 19. Rata-rata jumlah sel leydig setelah pemberian MSG ............................. 65

Tabel 20. Rata-rata jumlah sel leydig setelah pemberian MSG dan jus semangka… 65

ix UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

DAFTAR LAMPIRAN

1. Persetujuan Komisi Etik ………………………………………………………… 81

2. Surat Ijin Penelitian Laboratorium Farmakologi dan Terapeutik FK USU ……. 81

3. Surat Ijin Penelitian Laboratorium Terpadu FK USU ………………………….. 81

4. Surat Ijin Penelitian Laboratorium Patologi Anatomi FK USU ………………… 81

5. Hasil Uji Statistik ……………………………………………………………….. 81

x UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

DAFTAR SINGKATAN

MSG = Monosodium Glutamate

ROS = Reactive Oxygen Species

DNA = Deoxyribo Nucleic Acid

MDA = Malondialdehyde

TBA = Thiobarbituric Acid

TEAC = Trolox Equivalent Antioksidan Capacity

FDA = Food Drug Administration

SSP = Susunan Syaraf Pusat

GABA = Gamma Amino Butyric Acid

GAD = Glutamic Acid Decarboxylase

NOS = Nitric Oxide Synthase

BBB = Blood-Brain Barrier

iGluR = ionotropic Glutamate Receptors

mGluR = metabotropic Glutamate Receptors

H2O2 = Hidrogen Peroksida

SOD = Superoxide Dismutase

4-HNE = 4-hydroxynoneal

TBARS = Thiobarbituric Acid Reactive Substance

ATP = Adenosine Tri Phosphat

PUFA = Poly Unsaturated Fatty Acids

DPPH = 1,1-diphenypieryl-hydrozyl

PARP-1 = Poli ADP-ribosa Polimerase 1

MAPK = Mitogen Activated Protein Kinase

GPx = Gluthation Peroxidase

FSH = Follicle Stimulating Hormone

LH = Luteinizing Hormone

GnRH = Gonadotropin Releasing Hormone

xi UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

EFEK PEMBERIAN JUS SEMANGKATERHADAP ANALISA SPERMA

DAN HISTOLOGI TESTISTIKUS WISTARYANG DIPAPARI

MONOSODIUM GLUTAMAT

ABSTRAK

Latar Belakang: MSG merupakan garam dari asam glutamat yang digunakan sebagai

penyedap makanan terutama makanan olahan. Asupan dari MSG dapat melebihi ambang

yang dibenarkan oleh karena kadarnya tidak tercantum pada label kemasan. Penelitian

melaporkan efek MSG pada banyak organ terutama testis yang menyebabkan

oligozoospermia dan histologi testis yang abnormal yang akan berdampak pada kesuburan.

Konsumsi MSG yang berlebihan menyebabkan kerusakan testis akibat stres oksidatif

sehingga terjadinya peroksidasi lipid, dapat ditentukan dengan mengukur kadar MDA dalam

darah. Semangka merupakan buah lokal yang memiliki kandungan antioksidan likopen yang

dapat mencegah kerusakan oksidatif.

Tujuan: Mengetahui efek jus semangka terhadap analisa sperma dan histologi testis tikus

Wistar yang dipapari MSG.

Metode: Pada penelitian eksperimental dengan desain post test only control group ini, 35

ekor tikus Wistar secara acak dibagi menjadi lima kelompok: KN (pellet+aquadest),

KP(MSG 10mg/grBB + aquadest), P1 (MSG 10mg/grBB + jus semangka 25%),

P2 (MSG 10mg/grBB+jus semangka 50%), P3 (MSG 10mg/grBB+jus semangka 100%).

Berat badan tikus ditimbang sebelum dan setelah diberi perlakuan, tikus diberi perlakuan

selama 30 hari lalu dilakukan pengambilan sampel darah untuk pemeriksaan kadar MDA,

testis dan kauda epididimis untuk pemeriksaan analisa sperma dan histologi testis.

Hasil: Kenaikan berat badan kelompok KP lebih rendah dibanding KN sedangkan kelompok

P1, P2, dan P3 lebih rendah kenaikannya dibanding KP, namun masing-masing kelompok

tersebut secara statistik tidak bermakna. Kadar MDA kelompok KP lebih rendah

dibandingkan kelompok lainnya, namun secara statistik terdapat perbedaan yang bermakna

pada kelompok KP dibanding KN. Jumlah dan motilitas sperma kelompok KP menunjukkan

penurunan yang bermakna (sekitar 50%) dibanding KN, pada jumlah sel sperma kelompok

P1, P2, dan P3 tidak berbeda bermakna dibanding KP, pada motilitas sperma kelompok P3

terjadi peningkatan yang bermakna dibanding KP. Berat testis kelompok KP lebih kecil

dibandingkan kelompok lainnya, namun secara statistik berbeda bermakna dibanding KN.

Diameter tubulus seminiferus kelompok KP lebih kecil dibandingkan kelompok lainnya,

namun secara statistik tidak bermakna. Jumlah sel Leydig kelompok KP lebih sedikit

dibandingkan kelompok lainnya dan secara statistik berbeda bermakna.

Kesimpulan: Pemberian MSG secara bermakna menurunkan jumlah dan motilitas sperma,

kadar MDA, berat testis, dan jumlah sel Leydig. Jus semangka dapat mengatasi efek negatif

MSG terhadap jumlah, motilitas sperma dan sel Leydig secara bermakna.

Kata Kunci: Jus semangka, Jumlah dan motilitas sperma, Monosodium glutamat.

xii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

THE EFFECT OF WATERMELON JUICE ON SPERM ANALYSIS AND

TESTICULAR HISTOLOGY OF WISTAR RATS EXPOSED TO

MONOSODIUM GLUTAMATE

ABSTRACT

Background: MSG is a salt of glutamic acid which is used as a food flavoring, especially

processed foods. Intake of MSG can exceed the justified threshold because the levels are not

listed on the packaging label. Research reports the effects of MSG on many organs,

especially the testes which cause oligozoospermia and abnormal testicular histology which

will have an impact on fertility. Excessive consumption of MSG causes testicular damage due

to oxidative stress so that lipid peroxidation, can be determined by measuring MDA levels in

the blood. Watermelon is a local fruit that contains the antioxidant lycopene which can

prevent oxidative damage.

Aim: to find out the effect of watermelon juice on sperm analysis and testicular histology of

Wistar rats exposed to MSG.

Method: Experimental research design of post test only control group, 35 Wistar rats were

randomly divided into five groups: KN(pellet+aquadest), KP(MSG 10mg/grBB+aquadest),

P1 (MSG 10mg/grBB+watermelon juice 25%), P2 (MSG 10mg/grBB+watermelon juice

50%), P3 (MSG 10mg/grBB+watermelon juice 100%). The body weight of rats was weighed

before and after being treated, rats were treated for 30 days and then blood samples were

taken for examinations of MDA levels, testis and cauda epididymis levels for examination of

sperm analysis and testicular histology.

Result: The weight gain of the KP group was lower than KN while the P1, P2, and P3 groups

had a lower increase than the KP, but each of the groups was statistically not significant.

MDA levels in the KP group were lower than other groups, but statistically there were

significant differences in the KP group compared to KN. The sperm count and motility of the

KP group showed a significant decrease (about 50%) compared to KN, the sperm cell counts

in the P1, P2, and P3 groups were not significantly different from the KP, the sperm motility

of the P3 group had a significant increase compared to the KP. The testicular weight of the

KP group was smaller than that of the other groups, but it was statistically significantly

different from the KN. The seminiferous tubule diameter of the KP group was smaller than

the other groups, but it was not statistically significant. The number of Leydig cells in the KP

group was less than in the other groups and was statistically significantly different.

Conclusion: The administration of MSG significantly reduces sperm count and motility of

sperm, MDA levels, testicular weight, and Leydig cells count. Watermelon juice can

significantly overcome the negative effects of MSG on sperm count, motility and Leydig cells.

Keywords: Watermelon juice, Sperm count and motility, Monosodium glutamate.

xiii UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

BAB 1

PENDAHULUAN

1.1. Latar Belakang

Monosodium Glutamat (MSG) merupakan garam natrium dari asam glutamat dengan

rumus molekul C5H8NO4Na yang terdiri dari 78% asam glutamat, 22% natrium dan air

(Yonata et al., 2016). Asam glutamat adalah asam amino non-esensial yang berperan penting

dalam metabolisme manusia dan merupakan salah satu asam amino yang banyak ditemukan

di alam. Asam glutamat merupakan komponen utama dari banyak produk makanan

tinggi protein dari hewan seperti daging, ikan, susu, dan keju, terdapat juga pada protein dari

tanaman seperti jamur dan tomat (Ghosh, 2017; Sharma and Deshmukh, 2015;

Tawfik and Al-Badr, 2012).

Monosodium Glutamat merupakan salah satu bahan aditif makanan yang paling banyak

digunakan untuk menambah kenikmatan rasa makanan, terutama pada produk

makanan olahan (Albrahim, 2018). Kandungan MSG dijumpai dalam keripik, agar-agar,

mayones, kue, permen, biskuit, roti, coklat, selai, burger, kentang goreng, pizza, mie dan

di hampir setiap makanan yang disajikan di setiap restoran cepat saji (Abdel et al, 2018;

Ghosh, 2017; Sharma and Deshmukh, 2015). Jumlah kandungan MSG dalam makanan dapat

melebihi kadar yang diperkirakan oleh karena pada sebagian makanan olahan kadar MSG

tidak dicantumkan pada label kemasan dan MSG juga seringkali tersembunyi dengan nama

bahan makanan lain (Calderone, 2016; Erb and Erb, 2003; Ito, 2009). Jumlah asupan MSG

harian rata-rata diperkirakan mencapai hingga 10 gr/hari. Pada kenyataannya jumlah asupan

MSG kemungkinan lebih besar lagi karena pada penelitian tersebut belum memperkirakan

jumlah MSG yang tersembunyi dalam bahan makanan itu sendiri (He et al., 2011).

1 UNIVERSITAS SUMATERA UTARA

Beberapa penelitian menjelaskan adanya efek MSG terhadap organ tubuh manusia

seperti otak, ovarium, testis, hepar dan ginjal. Pada dosis rendah MSG menyebabkan

peningkatan berat badan yang signifikan, penurunan fungsi kognitif, tetapi tanpa perubahan

serum atau tingkat serotonin di otak atau perubahan patologis di otak, juga dapat

menyebabkan perubahan degeneratif di otak pada tikus jantan (Abdel et al., 2018). Penelitian

terhadap ovarium mencit yang sedang hamil dengan pemberian MSG 4 mg/grBB didapati

gangguan pada ovarium bahwa berkurangnya praimplantasi sekitar 56,43% (Sufitni et al.,

2019). Pemberian MSG dosis tinggi pada hewan coba membuktikan bahwa MSG dapat

menyebabkan nekrosis pada neuron hipotalamus, nukleus arkuata hipotalamus, kemandulan

pada jantan dan betina, berkurangnya berat hipofisis, anterior, adrenal, tiroid, uterus,

ovarium, dan testis, kerusakan fungsi reproduksi, dan berkurangnya jumlah anak

(Wakidi, 2012).

Konsumsi MSG dalam waktu lama dapat menyebabkan ketidakseimbangan antara

antioksidan dan reactive oxygen species (ROS) yang menyebabkan kerusakan sel akibat

stress oksidatif. Peningkatan produksi radikal bebas dan terjadinya peroksidasi lipid pada

tingkat jaringan menyebabkan perubahan morfologi spermatozoa yang disertai peningkatan

kolesterol testis yang menyebabkan degenerasi sel gonad. Hal ini akan mempengaruhi

motilitas spermatozoa sehingga dengan penurunan motilitas spermatozoa yang juga akan

mempengaruhi terjadinya proses pembuahan (Sharma and Deshmukh, 2015).

Meningkatnya kadar peroksidasi lipid menyebabkan kerusakan jaringan testis, hal ini

paralel dengan penelitian Aitken et al. yang mendapatkan bahwa peningkatan peroksidasi

lipid menyebabkan kerusakan oksidatif pada DNA sperma, mengubah fungsi membran,

merusak motilitas, dan memiliki efek yang signifikan pada perkembangan spermatozoa. Efek

toksik MSG pada parameter fisiologis dan biokimia spermatozoa terkait dengan peningkatan

produksi radikal bebas di organ reproduksi (Hamza and Al-Harbi, 2014).


Peroksidasi lipid dapat ditentukan dengan mengukur molekul malondialdehyde (MDA)

mengikuti tes standar thiobarbituric acid (TBA) (Acharya et al, 2003). Pengukuran MDA

banyak dilakukan sebagai parameter terjadinya peroksidasi lipid (Gupta et al, 2005).

Antioksidan memainkan peran penting dalam perlindungan terhadap peroksidasi lipid.

Antioksidan memiliki efek perlindungan dengan mengurangi atau mencegah

kerusakan oksidatif. Antioksidan mencegah reaksi berantai peroksidasi lipid dalam membran

seluler dengan mengganggu penyebaran radikal lipid. Antioksidan berperan penting dalam

banyak proses biologis yang dapat mengurangi kelainan sel sperma dan motilitas yang

disebabkan oleh bahan-bahan kimia (Hamza and Al-Harbi, 2014).

Di Indonesia banyak sekali bahan-bahan alami yang mempunyai kandungan antioksidan

cukup tinggi. Salah satu bahan alami yang banyak dikenal oleh masyarakat adalah semangka

(Citrullus lanatus). Semangka mengandung lemak, protein dan kalori dalam jumlah rendah,

dan juga mengandung banyak vitamin dan mineral, alkaloid, flavonoid, tannin, dan likopen

(Sharma and Deshmukh, 2015).

Semangka merupakan salah satu sumber makanan yang kaya akan antioksidan likopen.

Asupan satu hingga tiga irisan semangka akan menyediakan antara 6-18 mg likopen dan

0,18-0,54 mmol TEAC (Trolox Equivalent Antioksidan Capacity), yang diduga dapat

melindungi dari penyakit-penyakit terkait stress oksidatif (Pinto et al, 2011).

Likopen merupakan hidrokarbon karotenoid alifatik yang sangat dibutuhkan oleh tubuh

dan salah satu antioksidan yang sangat kuat kemarnpuannya mengendalikan radikal bebas,

dan likopen lebih efisien daripada vitamin E. Konsumsi likopen diyakini dapat meningkatkan

kualitas seks, meningkatkan jumlah sperma, memperbaiki struktur sperma dan meningkatkan

motilitas sperma sehingga dapat meningkatkan fertilitas pria (Anas and Asterina, 2011).


Berdasarkan kajian literatur belum pernah ada penelitian tentang pemberian

jus semangka dan perannya dalam perbaikan toksisitas testis pada tikus yang dipapari oleh

MSG, sehingga penulis tertarik melakukan penelitian ini.

1.2. Rumusan Masalah

Apakah jus semangka dapat mengatasi gangguan terhadap analisa sperma dan

mempengaruhi diameter tubulus seminiferus dan sel Leydig pada histologi testis tikus wistar

(Rattus norvegicus) yang dipapari Monosodium Glutamat (MSG) ?

1.3. Tujuan Penelitian

1.3.1. Tujuan Umum

Mengetahui efek jus semangka terhadap analisa sperma dan histologi testis tikus wistar

(Rattus norvegicus) yang dipapari Monosodium Glutamat (MSG).

1.3.2. Tujuan Khusus

1. Untuk mengetahui tingkat stres oksidatif yang terjadi pada tikus setelah dipapari

dengan MSG.

2. Mengetahui efek pemberian jus semangka terhadap jumlah dan motilitas

spermatozoa tikus yang dipapari MSG.

3. Mengetahui efek pemberian jus semangka terhadap diameter tubulus seminiferus

dan jumlah sel Leydig pada testis tikus yang dipapari MSG.

1.4. Hipotesis

Pemberian jus semangka dapat mencegah penurunan jumlah dan motilitas spermatozoa

serta diameter tubulus seminiferus dan sel Leydig pada histologi testis tikus

yang dipapari MSG.


1.5. Manfaat Penelitian

Manfaat yang diperoleh dari penelitian ini adalah sebagai berikut:

1. Manfaat ilmiah.

Memberikan informasi tentang potensi buah semangka dalam mengurangi ataupun

mencegah kerusakan testis tikus akibat efek konsumsi MSG yang berlebihan.

2. Manfaat praktis.

Hasil penelitian dapat memberikan informasi ilmiah kepada masyarakat sehingga

dapat menjadi acuan dalam memahami manfaat buah semangka dalam mengurangi

efek mengonsumsi MSG yang berlebihan.

Meningkatkan ekonomi petani semangka dikarenakan semangka memiliki efek

nutraceutical atau sebagai nutrisi dan bahan pengobatan.


BAB 2

TINJAUAN PUSTAKA

2.1. Monosodium Glutamate (MSG)

Monosodium glutamat adalah garam natrium yang mengandung 78% asam glutamat

serta 22 % natrium dan air. MSG diproduksi dengan cara fermentasi pati, gula bit, gula tebu

atau sirup gula. Glutamat memberikan cita rasa umami yang merupakan rasa dasar dari

rasa manis, asin, asam dan pahit (Tawfik and Al-badr, 2012).

Di Asia MSG diproduksi sekitar 95% dari total produksi MSG dunia pada tahun 2014.

Cina salah satu produsen terbesar (65%), konsumen (55%), dan eksportir (44%) dari MSG di

seluruh dunia. Indonesia urutan kedua (16%) eksportir MSG (IHS, 2018).

Gambar 1. Diagram penggunaan MSG di dunia (IHS, 2018)

Rata-rata konsumsi MSG di Indonesia sekitar 0,6 gr/hari, adapun batas konsumsi aman

tidak melebihi 0,12 gr/kgBB/hari. Sekitar empat dari lima penduduk mengonsumsi penyedap

≥ 1 kali dalam sehari (77,3%), tertinggi di Bangka Belitung (87,4%) terendah di Aceh

(37,9%). Kecenderungan penduduk umur ≥ 10 tahun mengkonsumsi bumbu penyedap (MSG)

lebih tinggi dibandingkan konsumsi makanan beresiko tinggi lainnya seperti makanan manis,

asin, dan makanan berlemak (Balitbang Kemenkes RI, 2013; Prawirohardjono et al., 2000).


Taiwan adalah negara yang paling tinggi konsumsi MSG per kapita mencapai 3 g/hari,

di Jepang dan Korea konsumsi MSG sekitar 1,2 - 1,7 g/hari, sedangkan Amerika Serikat

adalah negara yang paling rendah konsumsi MSG per kapita, hanya 0,2 - 0,5 g per hari.

Namun kenyataannya tanpa disadari asupan MSG mencapai hingga rata-rata 10 g/hari

dikarenakan kadar MSG di dalam makanan olahan tidak dicantumkan pada label

(Geha et al., 2000; He et al., 2011).

Batas aman dalam mengonsumsi MSG menurut FDA (Food Drug Administration)

diperkirakan 3 gr/hari (FDA, 2012). Di Amerika Serikat, FDA telah mengkategorikan MSG

sebagai bahan yang aman untuk dikonsumsi, tetapi ada laporan yang menyatakan bahwa

asupan MSG dalam jumlah besar menimbulkan beberapa gejala sementara pada orang yang

sensitif seperti mati rasa pada bagian belakang leher yang secara bertahap menjalar pada

kedua lengan dan punggung, badan lemah, palpitasi dan jantung berdebar, gejala-gejala ini

dikenal dengan Chinese Restaurant Syndrome (Geha et al., 2000; Obayashi and Nagamura,

2016).

Gejala kompleks MSG dimulai dalam waktu 1 jam setelah menelan bolus oral MSG

yang lebih besar dari 3 g tanpa adanya makanan. Konsumsi MSG juga telah dilaporkan

menyebabkan atau memperburuk berbagai kondisi, seperti asma yang tidak stabil,

dermatitis atopik yang parah, dan dalam laporan kasus anekdotal, kemungkinan atrial fibrilasi

dan ventrikel takikardia. Sakit kepala, wajah terbakar, dan sakit perut dilaporkan setelah

tantangan double-blind. Namun, ada perdebatan yang sedang berlangsung tentang prevalensi

reaksi terhadap MSG dan bahkan tentang apakah MSG memang menyebabkan reaksi

tersebut (Geha et al., 2000; Tawfik and Al-Badr, 2012).

Monosodium L-glutamat juga dikenal dengan nama kimia 2-amin pentanedioc atau

2-amino glutamic acid (asam glutamat). Perbedaan struktur asam amino glutamat dan

monosodium glutamat terletak pada gugus karboksil yang mengandung hidrogen pada


asam amino glutamat yang digantikan oleh natrium pada MSG. MSG memiliki

rumus molekul C5H8NO4Na dengan berat molekul 169,111 g/mol dan titik lebur pada 2250C

serta kelarutan dalam air 74 g/100 ml (Zulkarnain, 2017).

Gambar 2. Struktur Kimia MSG, Glutamate, dan Glutamic Acid (Monti, 2017)

Ionisasi gugus karboksil menimbulkan rangsangan rasa pada papila lidah.

Glutamat tersusun atas 5 atom karbon dan 2 gugus karboksil. Asam amino glutamat dan

MSG mempunyai sifat yang sama yaitu berbentuk tepung kristal berwarna putih yang tidak

berbau dan mudah larut dalam air (Brillianti, 2012). Glutamat dan sodium 5’-monosoisinate

(IMP) adalah 2 asam amino yang diakui sebagai stimulator oral dari nafsu makan dan

metabolisme. Penambahan glutamat dan IMP pada makanan meningkatkan kualitas

rasa umami (Jinap and Hajeb, 2010).

Asam amino glutamat dan glutamin diubah menjadi glutamat di dalam tubuh.

Asam amino yang tadinya berikatan dengan protein makanan, perlahan-lahan dipecahkan dan

diabsorbsi. Proses ini menyebabkan glutamat dihasilkan secara bertahap, hanya glutamat

dalam bentuk bebas yang dapat membangkitkan rasa lezat (Freeman, 2006). Pada MSG,

glutamat tidak berikatan dengan protein tetapi sudah dalam bentuk bebas. Beberapa

percobaan menunjukkan bahwa mengkonsumsi glutamat bebas akan meningkatkan kadar

glutamat di dalam plasma darah secara signifikan (Machrina, 2009).


Dalam tubuh manusia asam glutamat hampir selalu dalam bentuk glutamat, karena

kondisi di dalam tubuh akibat hilangnya atom hidrogen dari asam glutamat, sehingga lebih

sering disebut sebagai glutamat. Glutamat juga diproduksi oleh tubuh manusia dan berikatan

dengan asam amino lainnya membentuk struktur protein (Garret and Grisham, 2007).

Glutamat yang diproduksi oleh neuron dalam tubuh manusia berperan sebagai

neurotransmitter eksitatorik utama yang terdapat di SSP dan terlibat dalam berbagai fungsi

dari otak seperti fungsi kognisi, pembelajaran dan memori (Danbolt, 2001; Smith, 2000).

Sebagaimana halnya neurotransmitter, glutamat juga memiliki mekanisme eliminasi

untuk menyerapnya dari cairan ekstraseluler yang merupakan kerja dari protein transporter

glutamat, termasuk salah satu peranannya untuk keperluan sintesis GABA (Gamma Amino

Butyric Acid) oleh kerja enzim Glutamic Acid Decarboxylase (GAD). GABA merupakan

neurotransmitter inhibitorik utama di sistem saraf pusat. Disamping kerja protein transporter

glutamat, terdapat pula enzim glutamine sintetase yang bekerja mengubah amonia dan

glutamat menjadi glutamin yang tidak berbahaya dan dapat dikeluarkan dari otak. Meskipun

glutamat terakumulasi di otak diusahakan untuk tetap dipertahankan dalam kadar rendah dan

non-toksik. Akumulasi glutamat dalam jumlah yang sangat melimpah di celah sinaps

(celah antara sel saraf) dapat bersifat eksitotoksik bagi otak. Akumulasi glutamat ini

menyebabkan terjadinya overstimulasi reseptor glutamat, neuron dan otak secara

keseluruhan. Stimulasi neuron dalam jangka waktu yang lama oleh asam amino /

neurotransmitter eksitatorik akan menyebabkan kerusakan bahkan kematian neuron. Efek

inilah yang disebut dengan eksitotoksisitas (Ardyanto and Dwi, 2004).

Toksisitas glutamat terbagi menjadi dua yaitu toksisitas glutamat endogen dan eksogen.

Toksisitas glutamat endogen terjadi akibat stimulasi yang berlebihan dari reseptor glutamat

yang menyebabkan neuro degenerative dan kerusakan neuron melalui proses yang disebut

eksitotoksisitas. Reseptor glutamat yang sama, terlalu aktif khususnya NMDA


menyebabkan ion kalsium meningkat masuk kedalam sel pascasinap (Dubinsky, 1993).

Konsentrasi Ca2+ tinggi mengaktifkan kaskade proses degradasi sel yang melibatkan

protease, lipase, sintase nitrat oksida dan sejumlah enzim struktur selnya menjadi rusak

sehingga menyebabkan kematian sel. Konsumsi atau paparan terhadap eksitotoksin yang

bekerja pada reseptor glutamat dapat menyebabkan eksitotoksisitas dan menyebabkan efek

toksik pada sistem saraf pusat, hal ini akan menjadi masalah bagi sel saraf karena masuk ke

siklus positif feedback kematian sel (Meldrum, 2000). Selain itu peningkatan Ca2+

mengaktifkan sintesa nitric oxide (NOS) dan sintesa yang berlebihan dari NO.

Konsentrasi NO yang meningkat dapat merusak mitokondria, yang menyebabkan

berkurangnya energi dan menambah tekanan oksidatif pada neuron karena NO adalah ROS

(Nicholls, 2009).

Toksisitas glutamat eksogen terjadi dikarenakan glutamat yang terdapat dalam

makanan akan diserap seluruhnya melalui usus dengan transpor aktif spesifik. Selama proses

tersebut, banyak dari glutamat di transaminase serta diubah menjadi komponen lain dengan

pembentukan α-ketoglutarat. Pada saat glutamat dikonsumsi dalam jumlah yang banyak,

konsentrasi di vena portal meningkat sehingga menyebabkan peningkatan metabolisme

glutamat di hati serta dilepasnya glukosa, laktat, glutamin dan asam amino lainnya ke dalam

sirkulasi darah. Pada orang dewasa yang sehat memiliki blood-brain barrier (BBB) yang

efektif untuk mencegah influx pasif dari glutamat dalam plasma. Perubahan kadar dalam

plasma, seperti penyerapan glutamat eksogen yang banyak, hanya menyebabkan sedikit

perubahan konsentrasi dalam otak. Jika terjadi gangguan sistem saraf pusat yang parah, maka

fungsi dari BBB sebagai barrier terganggu (Eisenbrand, 2006).


Gambar 3. Gangguan yang disebabkan toksisitas MSG (dimodifikasi dari Niaz et al, 2018)

Metabolisme tubuh terhadap monosodium glutamat yang di tambahkan dalam makanan

dan glutamat alami dalam makanan di metabolisme dengan cara yang sama (Jinap and Hajeb,

2010). Batasan metabolisme MSG adalah 30 mg/kgBB/hari yang berarti penambahan

maksimal dalam sehari 2,5 – 3,5 gram MSG (berat badan 50 – 70 kg) (Ardyanto and Dwi,

2004). Makanan di restoran cina mengandung MSG antara 10 dan 1500 mg per 100 g.

Dosis oral yang mematikan bagi 50% subjek (LD50) pada tikus dan mencit adalah 15.000 –

18.000 mg/kgBB (Sharma and Deshmukh, 2015).

Asam glutamat berfungsi sebagai neurotransmitter rangsangan penting dalam

sistem saraf pusat tetapi juga berfungsi sebagai sumber energi untuk jaringan tertentu dan

seperti yang sebelumnya ditinjau sebagai substrat untuk sintesis glutathionesharma.

Asam glutamat memiliki beberapa jenis reseptor, yaitu ionotropicglutamate receptors

Hipotalamus menyebabkan perubahan

kaskade, mengganggu aksi leptin,

meningkatkan palatabilitas, ↑ insulin,

↑ IL-6, ↑ TNF-α, mengganggu

toleransi glukosa.

Rasa seperti terbakar dileher,

kedua lengan dan dada, pusing,

wajah terasa panas dan seperti

ditekan

Gangguan sel stroma dan membran,

hipertrofi sel teka di ovarium, stres

oksidatif, kerusakan DNA,

modifikasi protein

Penyakit Alzheimer, tumor otak,

skizofrenia, demensia, cemas, penyakit

Huntington, multiple sclerosis, penyakit

Parkinson dan epilepsi

Reseptor glutamat

Obesitas

Neurotoksin

Gangguan reproduksi Chinese restaurant syndrome


(iGluR) dan metabotropic glutamate receptors (mGluR). iGluR secara farmakologi

didefinisikan sebagai NMDA, AMPA dan reseptor kainate, sementara mGluR terdiri dari

delapan reseptor yang berbeda. Semua reseptor ada di seluruh sistem syaraf pusat, terutama

banyak di hipotalamus, hippocampus dan amigdala, dimana syaraf tersebut mengendalikan

aktivitas otonom dan metabolisme. Reseptor glutamat hadir di sistem saraf pusat, mulut,

paru-paru, usus, otot dan lokasi "perifer" lainnya (Meldrum, 2000; Zhu and Gouaux, 2017).

2.2. Radikal Bebas

Reaksi radikal bebas sebenarnya adalah suatu mekanisme biokimia yang normal terjadi

dalam tubuh. Radikal bebas biasanya hanya bersifat intermediat (perantara), kemudian

cepat diubah menjadi substansi lain yang tidak lagi membahayakan tubuh. Misalnya,

hormon prostaglandin dibentuk melalui suatu seri reaksi radikal bebas atau reaksi

detoksifikasi racun yang masuk ke dalam tubuh yang juga mengikutsertakan radikal bebas.

Jika pada kesempatan yang berumur sangat pendek ini, radikal bebas bertemu DNA atau

enzim atau asam lemak majemuk tak jenuh (polyunsaturated fats), maka suatu permulaan

kerusakan sel dapat terjadi (Husaini, 2001).

Senyawa maupun reaksi-reaksi kimia yang cenderung menghasilkan spesies oksigen

reaktif (spesies oksigen yang potensial toksik) disebut pro-oksidan. Radikal bebas adalah

atom/molekul yang pada kulit terluarnya mengandung satu/lebih elektron tak berpasangan.

Tidak semua spesies oksigen reaktif adalah radikal bebas, umpamanya H2O2 (Hidrogen

peroksida) dan singlet oksigen bukan radikal bebas, tetapi termasuk spesies oksigen reaktif.

Dikarenakan adanya kecenderungan mengambil sebuah elektron dan senyawa-senyawa lain

maka spesies oksigen ini sangat reaktif (Lautan, 1997).


Kemampuan menetralisir senyawa oksidan sebenarnya sudah dimiliki oleh tubuh/sel itu

sendiri. Enzim glutation peroksidase, uric acid dan enzim katalase bekerja menetralisir

oksidan hidrogen peroksida. Hidrogen peroksida (H2O2) merupakan salah satu molekul

Reactive Oxygen Species (ROS) dan penyebab terjadinya peroksidasi lipid. Walaupun tubuh

memiliki enzim-enzim antioksidan sendiri, namun kerjanya banyak berada di intrasel

(Goodman, 1995).

Perlindungan tubuh manusia terhadap radikal bebas bervariasi, yaitu saling melengkapi

satu dengan yang lain karena bekerja pada oksidan yang berbeda atau dalam bagian seluler

yang berbeda. Suatu garis pertahanan yang penting adalah sistem enzim, termasuk

superoksida dismutase (SOD), katalase, dan glutation peroksidase. SOD merupakan

golongan enzim antioksidan yang penting dalam pendekomposisian katalitik radikal

superoksida menjadi hidrogen peroksida dan oksigen. Katalase secara spesifik mengkatalisis

dekomposisi hidrogen peroksida. Glutation peroksidase merupakan golongan

enzim antioksidan yang mengandung selenium yang penting dalam mengurangi

hidroperoksida, sebagai contoh: hasil oksidasi lipid (Tuminah, 2000).

2.3. Malondialdehid (MDA)

Stres oksidatif adalah suatu keadaan dimana terjadi pembentukan radikal bebas yang

berlebihan sehingga melebihi kapasitas pertahanan antioksidan. Stres oksidatif disebabkan

adanya beberapa ROS di dalam sel yang tidak dapat distabilkan, sehingga terjadi beberapa

kerusakan biomolekuler termasuk DNA, protein dan lipid. Pada lipid akan terjadi

peroksidasi lipid, dimana peroksidasi lipid merupakan penanda stress oksidatif yang tidak

stabil. Hal ini mengubah suatu bentuk yang komplek menjadi reaktif. Penanda yang umum

digunakan untuk mendeteksi produk peroksidasi lipid antara lain malondialdehyde (MDA),

4-hydroxynoneal (4-HNE), dan 8-iso-Prostaglandin F2-alpha (8-isoprostane).


Beberapa penanda dari stres oksidatif dapat dideteksi dengan mudah dalam suatu sampel

seperti sel, jaringan, urine, dan darah. Dekomposisi peroksidasi lipid dapat diukur dengan

berbagai metode seperti thiobarbituric acid (TBA tes), fluoresensi untuk

malondialdehyde acid, spektrofotometri UV untuk konjugasi, GC-MS, HPCL untuk

isoprostane (Tsikas, 2016).

Peroksidasi lipid dalam bahan pangan akan terdekomposisi menjadi aldehid, keton dan

khususnya MDA. Senyawa-senyawa karbonil ini akan bereaksi dengan gugus amino protein

melalui reaksi amino-karbonil dan pembentukan basa Schiff. Reaksi MDA dengan

rantai samping lisil akan mengakibatkan cross-linking dan polimerisasi protein. Reaksi ini

berdampak pada menurunnya nilai gizi protein dan dapat menimbulkan off-flavour

(Apriyanto, 2002).

Pengukuran kadar MDA merupakan cara pengukuran aktivitas radikal bebas secara

tidak langsung, sebab yang diukur adalah produk dari reaksi radikal bebas bukan pengukuran

radikal bebas secara langsung (Edyson, 2003). Senyawa MDA dapat diukur secara kuantitatif

dengan menggunakan metode Thiobarbituric Acid Reactive Substance (TBARS) assay.

Reaksi yang terjadi antara asam thiobarbiturat (TBA) dan MDA membentuk kromogen

berwarna merah muda yang dapat diukur absorbansinya pada panjang gelombang 532 nm.


Gambar 4. MDA Sebagai produk akhir peroksidasi lipid (atas). Reaksi TBA dengan MDA

membentuk warna merah muda (bawah)

2.4. Efek MSG Terhadap Testis

MSG memiliki efek toksik pada testis yang menyebabkan oligozoospermia yang

signifikan dan meningkatkan morfologi sperma yang abnormal dengan bergantung dosis

yang diberikan pada tikus wistar. MSG juga dapat menyebabkan terjadinya peningkatan

kadar Ca2+ dalam intrasel Leydig, peningkatan Ca2+ akan menyebabkan gangguan pada

mitokondria dan mengaktifkan enzim ATPase, phospholipases, endonuklease, dan protease

sehingga terjadinya gangguan pada sintesis ATP dan gangguan pada permeabilitas

membran sel sehingga pada akhirnya akan menyebabkan kematian pada sel Leydig

(Tawfik and Al-Badr, 2012; Salim et al, 2017).

Penelitian terhadap sel Leydig yang dilakukan dengan pemberian MSG pada tikus putih

jantan (Rattus norvegicus) dengan dosis pemberian yang berbeda-beda pada tiap kelompok

yaitu 4 gr/kgBB/hari dan 6 gr/kgBB/hari selama 28 hari, didapatkan hasil pengamatan bahwa

terjadi penurunan jumlah sel Leydig dan kerusakan sel Leydig yang ditandai dengan inti sel

yang piknotik, menjadi padat, berwarna lebih gelap dan batas sel tidak teratur

(Salim et al, 2017).


Penelitian pada jumlah sel Leydig dan sel Sertoli pada tikus putih sebanyak 32 ekor yang

dibagi dalam 2 kelompok, dimana kelompok pertama diberi plasebo aquadest 2x seminggu

secara intraperitoneal, dan MSG 4 g/kgBB, kelompok kedua diberi Dexpanthenol

1000mg/kgBB tikus 2x seminggu secara intraperitoneal selama 14 hari, kemudian

jaringan testis diambil untuk dibuat preparat dan dihitung jumlah sel Leydig dan sel Sertoli.

Suplementasi Dexpanthenol dalam menghambat penurunan jumlah sel Leydig dan sel Sertoli

akibat stres oksidatif karena paparan MSG (Hartati et al, 2018).

Penelitian terhadap mencit jantan dewasa yang disuntikan MSG secara subkutan selama

6 hari dengan dosis 4 mg/grBB dan 8 mg/grBB menyebabkan peningkatan kadar glukosa,

kadar peroksidasi lipid, kadar total glutation dan protein yang terikat glutation.

Hal ini menggambarkan bahwa dengan pemberian MSG 4 mg/grBB dapat menimbulkan

terjadinya stres oksidatif (Ahluwalia et al, 1996).

Penelitian terhadap tikus yang pada makanannya ditambah MSG 10 gr/kgBB/hari,

setelah 45 hari memperlihatkan adanya disfungsi metabolik berupa peningkatan

kadar glukosa darah, triasilgliserol, insulin, dan leptin. Penelitian yang lain menunjukkan

bahwa pada tikus yang dipajankan MSG terjadi gangguan perkembangan testis, sel Sertoli,

dan sel Leydig pada masa prapubertasnya. Ternyata selain menyebabkan gangguan pada

aksis neuroendokrin sistem reproduksi, MSG juga mengakibatkan stres oksidatif yang dapat

menyebabkan gangguan pada sistem reproduksi. Penelitian Pizzi et al. pada anak mencit

jantan dan betina yang baru lahir dilakukan penyuntikan MSG secara subkutan dari hari ke-2

sampai hari ke-11, dengan dosis berangsur-angsur meningkat dari 2,2 – 4,2 mg/kgBB,

diperoleh hasil tanda-tanda infertilitas, seperti berkurangnya berat testis. Ternyata setelah

dewasa, bila mencit jantan dikawinkan dengan mencit betina yang diberi MSG, maka

jumlah kehamilan dan jumlah anak berkurang secara bermakna pada mencit betina yang

diberi MSG. Pada mencit jantan dan betina yang diberi MSG, terjadi penurunan


berat kelenjar endokrin, yaitu pada kelenjar hipofisis, tiroid, ovarium, dan testis (Wakidi,

2012).

Pemberian MSG pada tikus mengakibatkan penurunan berat kelenjar hipofisis dan testis

juga menurunkan kadar testosteron pada tikus jantan yang organ reproduksinya matang

secara seksual selama 4 bulan. MSG memiliki efek toksik pada testis dengan menyebabkan

oligozoospermia yang signifikan dan meningkatkan morfologi sperma yang abnormal

yang bergantung terhadap dosis pada tikus Wistar jantan (Sharma and Deshmukh, 2015).

Pada penelitian dengan menggunakan tikus jantan yang diberi MSG 4 g/kg BB secara

intraperitonial selama 15 hari dan 30 hari memperlihatkan pengaruhnya berupa penurunan

berat testis, jumlah sperma dan peningkatan jumlah sperma yang rusak atau abnormal

(Nayanatara, 2008).

Menurut penelitian Alalwani, MSG memiliki beberapa efek merusak pada testis

tikus Wistar terutama perubahan histologis dalam lamina tubulus seminiferus dan

jaringan interstisial serta pengelupasan spermatosit dan spermatid pada tikus yang terpapar

MSG. Banyak sel dari berbagai jenis spermatogenesis muncul nekrotik dengan

nuklei pyknotic. Pada tubulus seminiferus, pembuluh darah yang meluas dan

degenerasi vakuolar oleh perluasan dapat berkontribusi pada penyebab infertilitas pria

(Alalwani, 2014).

Ini telah terlibat dalam infertilitas pria dengan menyebabkan perdarahan testis,

degenerasi dan perubahan jumlah dan morfologi sel sperma. Moore melaporkan bahwa MSG

mempengaruhi struktur dan fungsi dari sistem reproduksi pria dan terbukti beracun bagi

testis manusia dan hewan percobaan. Boodnard et al. menyebutkan bahwa pemberian MSG

pada tikus menyebabkan atrofi pada testis dan kematian sel Sertoli dan sel Leydig.

Nayanatara et al. mencatat bahwa MSG mempengaruhi penurunan berat testis, diameter

tubular, jumlah sel sperma dan kelainan morfologi sperma (Sharma and Deshmukh, 2015).


Peroksidasi lipid adalah salah satu proses utama kerusakan oksidatif, yang memainkan

peran penting dalam toksisitas. Oleh karena itu, enzim antioksidan dapat memainkan peranan

penting pada toksisitas MSG. Menurut penelitian Tezcan et al. menyatakan bahwa MDA

adalah salah satu dekomposisi akhir dari peroksidasi lipid dan juga dibentuk sebagai produk

dari reaksi siklooksigenase dalam metabolisme prostaglandin dan ini memastikan temuan

yang menyimpulkan adanya stres oksidatif pada tikus yang diberikan MSG, dimana didapati

kadar MDA yang sangat tinggi (Hamza and Al-Harbi, 2014).

ROS sangat mudah menyebabkan kerusakan pada spermatozoa karena membran sel

sperma mengandung sejumlah besar asam lemak tidak jenuh, sehingga mudah teroksidasi

(peroksidasi lipid) dan sitoplasmanya hanya mengandung sedikit enzim antioksidan yang

dapat menetralisir ROS. Proses peroksidasi lipid akan mengakibatkan berkurangnya aktivitas

dan jumlah sel spermatozoa yang normal (Walczak-Jedrzejowska et al., 2013). Dalam

penelitian sebelumnya, kerentanan spermatozoa terhadap stress oksidatif sebagai konsekuensi

dari banyaknya asam lemak tak jenuh dalam membran plasma sperma dan rendahnya

konsentrasi antioksidan sitoplasma yang diketahui (Hamza and Al-Harbi, 2014).

Istilah peroksidasi lipid umumnya merupakan suatu proses terjadinya degradasi lipid

secara oksidatif. Peroksidasi lipid merupakan proses dimana radikal bebas mengikat elektron-

elektron lipid pada membran sel yang berakibat langsung pada kerusakan sel. Adapun zat

yang terlibat dalam proses peroksidasi lipid antara lain PUFA (Poly Unsaturatted Fatty

Acid), fosfolipid, glikolipid, dan kolesterol. Asam lemak tak jenuh (PUFA) merupakan bahan

yang paling sering terlibat dalam mekanisme oksidasi karena mengandung banyak

ikatan ganda diantara molekulnya (Niki et al, 2005).

Sel yang teroksidasi di testis merupakan sumber ROS bagi organ testis itu sendiri,

sehingga menyebabkan peningkatan stres oksidatif. Jika stres oksidatif berlebih, maka

komunikasi antar sel di testis seperti sel Sertoli, sel Leydig, dan sel spermatogenik lainnya


dapat mengalami kerusakan. Hal inilah yang secara langsung mengganggu

proses spermatogenesis di tubulus seminiferus, sehingga persentase jumlah

sel spermatogenik yang dihasilkan menurun (Suciati et al, 2014).

Radikal bebas dapat merusak beberapa komponen penting dalam tubuh antara lain:

membran sel, terutama komponen penyusun membran berupa asam lemak tak jenuh yang

merusak bagian dari fosfolipid dan mungkin juga protein bagian dalam, kerusakan protein,

kerusakan DNA, dan peroksidasi lipid. Keadaan stres oksidatif dapat menimbulkan

kerusakan oksidatif mulai dari tingkat sel, jaringan sampai ke organ tubuh.

Beberapa penyakit yang sudah diteliti dan diduga kuat berkaitan dengan aktifitas

radikal bebas mencakup lebih dari 50 jenis penyakit, salah satu diantaranya adalah infertilitas

(Hodgson and Levi, 2000). Dalam jaringan seperti testis dengan tingkat metabolisme dan

replikasi sel yang tinggi, stress oksidatif dapat dengan mudah terjadi (Pryor et al., 2006).

MSG juga dapat mempengaruhi fungsi reproduksi pria (Alalwani et al., 2014). Dalam

penelitiannya MSG menyebabkan beberapa perubahan histopatologis seperti

spermatogenic arrest, edema, dan hipospermia. Ini mungkin terkait dengan efek oksidatif

MSG pada membran sel testis dan juga jaringan testis. Kerusakan oksidatif terutama terjadi

melalui produksi ROS seperti anion superoksida, peroksida, dan dapat merusak lipid, protein,

dan DNA. Oleh karena itu, dapat menyebabkan hilangnya aktivitas enzimatik dan

integritas struktural enzim dan mengaktifkan proses peradangan. Disarankan bahwa

efek toksik dari MSG menyebabkan perubahan integritas struktural membran bagian dalam

mitokondria, yang mengakibatkan penurunan kadar GSH mitokondria dan peningkatan

pembentukan hidrogen peroksida oleh rantai transpor elektron mitokondria. Stres oksidatif

berperan penting dalam menyebabkan pembentukan sperma yang abnormal, fungsi, jumlah

sel sperma dan infertilitas pria (Hamza and Al-Harbi, 2014).


Menurut penelitian El-Wessemy, kelompok yang diberikan MSG berhubungan dengan

penghambatan testosteron yang menyebabkan penghentian spermatogenesis.

Penelitian sebelumnya telah menjelaskan mekanisme dimana MSG menghambat

spermatogenesis dalam percobaannya. Reseptor glutamat dijumpai dalam jaringan yang

berbeda seperti hipotalamus, limpa, timus, hati, ginjal, sistem endokrin, dan ovarium.

Hasil penelitian ini didukung dengan penelitian lain yang membuktikan adanya transporter

glutamat fungsional dan reseptor di testis tikus. Salah satu mekanisme mungkin merupakan

efek langsung dari MSG melalui reseptor glutamat dan transporter pada sel epitel

tubulus seminiferus (Hamza and Al-Harbi, 2014).

Pada penelitian Zarghami et al. (2005) menunjukkan bahwa pria yang mengalami

asthenozoospermic, kadar MDA di dalam semen menunjukkan terjadi peningkatan

dibandingkan pria yang normozoospermic, serta berkorelasi dengan penurunan

motilitas spermatozoa.

2.5. Potensi Semangka sebagai Nutraceutical

2.5.1. Klasifikasi

Klasifikasi tanaman semangka menurut Erhirhie and Ekene (2013) sebagai berikut :

Kingdom : Plantae Familli : Cucurbitaceae

Phylum : Embryophyta Genus : Citrullus

Class : Magnoliophyta Spesies : Citrullus lanatus.

Ordo : Cucurbitales

Semangka berasal dari daerah tropis dan subtropis, tanaman semusim ini tumbuh

merambat dapat ditemukan dari dataran rendah sampai kurang lebih 1000 mdpl. Salah satu

penghasil buah semangka terbesar di Indonesia adalah Sumatera Utara (Zulkarnain, 2017).


Semangka berbentuk bola sampai oval, besar bervariasi dengan panjang 20-30 cm,

diameter 15-20 cm, dengan berat sekitar 4 kg sampai 20 kg. Kulit buahnya tebal dan

berdaging, licin, warna yang bervariasi seperti hijau tua, kuning agak putih, atau hijau muda

bergaris-garis putih. Daging buah warnanya merah, jingga, kuning, bahkan ada yang putih.

Biji berbentuk memanjang, pipih, warnanya hitam, putih, kuning, atau cokelat kemerahan.

Terdapat juga semangka tanpa biji (Dalimartha, 2003).

Gambar 5. Ilustrasi buah semangka dan bagian-bagiannya

2.5.2. Kandungan Semangka

Semangka adalah salah satu spesies dengan kandungan air yang tinggi sekitar 92% dari

berat total. Tanaman ini kaya akan flavonoid, alkaloid, saponin, glikosid, tannin dan fenol.

Semangka memiliki zat bernutrisi seperti vitamin A 3%, Thiamine (Vit. B1), Riboflavin

(Vit. B2), Niacin (Vit. B3), Asam Pantothenic (B5), vitamin B6 dan Folat (Vit. B9) yang

berkisar antara 1-3%, Vitamin C 14%. Komposisi mineral seperti kalsium 1%, Besi 2%,

Magnesium 3%, Fosfor 2%, Kalium 2% dan Seng 1%. Semangka (Citrullus lanatus) secara

alami juga kaya akan L-citrulline, bervariasi dalam jumlah dari 0,7 hingga 3,6 mg/g dalam

kondisi buah segar (Sharma and Deshmukh, 2015) dan karotenoid yang memiliki kandungan

likopen yang berfungsi sebagai antioksidan serta kandungan gula sekitar 6% berdasarkan

berat (fruktosa : rasio glukosa 1:0,55). Semangka sudah diketahui memainkan peran yang

efektif dalam mengurangi stress oksidatif melalui fitokimia lycopene (Imen et al, 2011;

Meroni and Raikos, 2018; Pinto et al, 2011).


Tabel 1. Kandungan nutrisi Semangka (Citrullus lanatus) segar, per 100 g,

(Sumber: dimodifikasi dari USDA National Nutrient Database 2018)

Zat gizi Nilai /

100 g Satuan Zat gizi

Nilai /

100 g Satuan

Vitamin

Energi

Protein

Lemak

Karbohidrat

Serat

Glukosa

30

0.61

0.15

7.55

0.4

6.20

kkal

g

g

g

g

g

Vitamin C

Thiamin

Riboflavin

Niacin

Asam Pantotenat

Vitamin B-6

8.1

0.033

0.021

0.178

0.221

0.045

mg

mg

mg

mg

mg

mg

Minerals Vitamin A 569 IU

Kalsium

Zat besi

Magnesium

Fosfor

7

0.24

10

11

mg

mg

mg

mg

Vitamin E

Karoten

Cryptoxanthin- β

Lutein+zeaxanthin

0.05

303

78

8

mg

µg

µg

µg

Natrium 1 mg Likopen 4532 µg

Zink

Tembaga

Mangan

0.10

0.042

0.038

mg

mg

mg

Pada penelitian Adetutu (2015), bahwa 100 g semangka yang di jus kemudian

di ekstrak dengan bahan metanol, penilaian antioksidan menggunakan DPPH

(1,1-diphenypieryl-hydrozyl) dan hidrogen peroksida radikal maka didapatkan 100 g ekstrak

semangka yang memiliki kandungan 4537 µg likopen (Adetutu et al, 2015).

2.5.3. Manfaat Semangka bagi Kesehatan

Membantu meningkatkan konsentrasi arginine dalam darah. Mengurangi nyeri otot

karena mengandung sitrulin yang dapat mempercepat pelepasan asam laktat dari otot.

Bersifat mengenyangkan, air dan kalium dapat menurunkan tekanan darah, anti oksidan dan

vit. C membantu tubuh mempertahankan kesehatan, merangsang air seni yang baik untuk

ginjal, dapat membantu menurunkan demam dan mencegah sariawan dengan kandungan air

yang banyak (Edwards, 2003; Jessimy, 2018).


Edwards (2003) mengemukakan bahwa semangka kaya akan sumber likopen,

karotenoid yang sangat penting karena peran antioksidannya dan bermanfaat bagi kesehatan.

Penelitian bertujuan memeriksa kandungan likopen dari jus semangka segar, dengan metode

crossover studi selama 19 minggu, didapatkan hasil penelitiannya bahwa konsentrasi likopen

dalam plasma secara signifikan meningkat dari 18 hingga 20 mg likopen perhari dari

jus semangka.

2.6. Likopen sebagai Bahan Aktif dalam Buah Semangka

2.6.1. Pengertian

Likopen adalah fitokimia hidrokarbon tak jenuh ganda, dengan rantai lurus yang terdiri

dari 2 ikatan rangkap tak terkonjugasi dan 11 ikatan rangkap terkonjugasi (Bacanli et al.,

2017).

Gambar 6. Struktur kimia Likopen (Bacanli et al., 2017)

Likopen merupakan senyawa flavonoid dari kelompok karotenoid yang berfungsi

sebagai antioksidan yang efektif, dan juga pigmen merah yang terdapat pada tumbuhan

baik buah maupun sayur seperti pepaya, tomat, paprika, dan semangka. Fungsi pigmen merah

tersebut untuk menyerap cahaya selama fotosintesis dan membantu melindungi tanaman

terhadap kerusakan akibat sinar matahari (Bacanli et al., 2017). Likopen yang berfungsi

sebagai antioksidan serta terkonjugasi dalam menangkal radikal bebas, ROS dan oksida nitrat

(Petyev, 2016).


Kebutuhan likopen pada saat ini belum ada angka pasti mengenai asupan harian

likopen, hal ini tergantung dari populasi yang diteliti. Menurut Lucarini (2006) dalam

Strory et al. (2010), rata-rata orang Italia mengkonsumsi 14,3 mg per hari, total karotenoid

likopen merupakan bagian terbesar dari karotenoid dalam makanan Italia, dengan asupan

rata-rata 7,4 mg/hari (Porrini and Riso 2005, dalam Strory et al, 2010). Asupan likopen

harian rata-rata di Amerika Serikat berkisar 6,6-10,5 mg/hari untuk pria dan 5,7-10,4 mg/hari

untuk wanita. Asupan likopen harian dari berbagai negara yang dilaporkan rata-rata adalah

1,1 mg/hari di Inggris, 1,6 mg/hari di Australia, 4,8 mg/hari di Perancis, dan 4,9 mg/hari

di Belanda. Sedangkan menurut Rao et al. (2002) merekomendasikan asupan harian rata-rata

likopen sebanyak 5-10 mg/hari. Pendapat Pinto (2011) bahwa dosis yang lebih tinggi dari

20-30 mg/hari tidak seefektif dosis yang lebih rendah karena penyerapan yang terbatas.

Likopen dapat meningkatkan kualitas jumlah sel sperma, memperbaiki struktur

sperma dan meningkatkan motilitas sperma sehingga dapat meningkatkan fertilitas pria.

Hal ini diperkuat dengan penelitian yang dilakukan pada pria infertil di India yang hasilnya

menyatakan bahwa pria yang mengonsumsi makanan yang kaya likopen dengan kadar

likopen 20 mg, 2 kali dalam sehari selama 3 bulan berturut-turut akan meningkatkan

jumlah sperma sekitar 67%, struktur sperma akan mengalami perbaikan sebanyak 63% dan

motilitas sperma meningkat sebesar 73% (Anas and Asterina, 2011).

2.6.2. Penyerapan Likopen

Penyerapan likopen dari sumber makanan berkisar antara 10-30 % pada manusia dan

sisanya di ekskresikan. Sebagian besar penyerapan karotenoid termasuk likopen,

terjadi bersamaan dengan lemak, setelah dimetabolisme oleh enzim lipase pankreas di dalam

duodenum dan di emulsi garam empedu, misel yang mengandung likopen masuk ke dalam

mukosa usus melalui difusi pasif, setelah dicerna likopen masuk lagi ke aliran darah melalui


sistem limfatik. Penyerapan likopen terakumulasi secara tidak merata di berbagai jaringan

yaitu hati, testis dan kelenjar adrenal, akan tetapi penyerapan likopen juga dipengaruhi oleh

umur, jenis kelamin, merokok, alkohol, dan kadar lemak dalam darah (Holzapfel et al., 2013;

Rao et al., 2006).

Tabel 2. Distribusi Likopen dalam jaringan (dimodifikasi dari Elumalai, 2015)

Gambar 7. Proses penyerapan likopen (dimodifikasi dari Naz, 2014)

2.6.3. Mekanisme kerja

Mekanisme kerja likopen sebagai antioksidan yaitu sebagai antioksidan sekunder yang

menunda, memperlambat serta mencegah proses stres oksidasi. Likopen merupakan

antioksidan yang sangat kuat, memberikan pertahanan terhadap kerusakan sel yang

disebabkan oleh ROS. Ikatan ganda likopen terkonjugasi dan tidak terkonjugasi membuatnya

sangat reaktif terhadap kerusakan akibat stres oksidatif. Likopen memiliki efek

Jaringan (nmol/g berat basah)

Hati

Ginjal

Adrenal

Testis

Ovarium

Jaringan Adiposa

Paru-paru

Kolon

Payudara

Kulit

1.28-5.72

0.15-0.62

1.9-21.6

4.34-21.4

0.25-0.28

0.2-1.3

0.22-0.57

0.31

0.78

0.42

Semangka Akumulasi

likopen

Hati, Prostat,

dan Kelenjar

Adrenal

Saluran

Pencernaan

Disimpan di

organ dalam

jaringan Adiposa

Absorpsi melalui

mekanisme yang

diperantarai

Chylomicron

Proses

pencernaan

Masuk ke

aliran darah Likopen dalam

bentuk Cis


melalui mekanisme molekuler pleiotropik, termasuk regulasi transkripsi, kontrol siklus sel,

apoptosis, keseimbangan hormon, peradangan, angiogenesis, dan metastasis (Prayoga, 2015).

Likopen tidak memiliki cincin beta-ionon dan karenanya tidak memiliki

aktivitas provitamin A. Namun, 11 ikatan ganda terkonjugasi dan tidak terkonjugasi dalam

likopen membuatnya sangat reaktif terhadap oksigen dan radikal bebas. Likopen telah

diusulkan untuk melindungi terhadap kanker melalui berbagai cara termasuk penurunan

oksidasi lipid, penghambatan proliferasi sel kanker, apoptosis, peningkatan komunikasi

celah-junctional, gangguan dalam jalur pensinyalan reseptor faktor pertumbuhan insulin, dan

perkembangan siklus sel. Studi praklinis dan uji klinis menunjukkan bahwa likopen memiliki

efek anti tumor in vitro dan in vivo yang kuat, menunjukkan peran pencegahan dan

terapi potensial untuk likopen.

Gambar 8. Mekanisme Likopen dalam menghambat ROS (Yong Kim et al., 2015)

Mekanisme likopen dalam mencegah stres oksidatif pada membran sel dengan cara

stres oksidatif memicu induksi ROS di membran sel. Kemudian ROS mengarah pada

fosforilasi ATM (ataksia telangiectasia bermutasi serine / threonine protein kinase) dan

jalur pensinyalan terkait apoptosis (p38 dan JNK), menghasilkan augmentasi fosforilasi p53.

Selain itu, ROS memecah keseimbangan antara Bax dan Bcl2, menghasilkan


induksi apoptosis melalui pembelahan PARP-1 (Poli ADP-ribosa Polimerase 1) dan

Caspase-3. Likopen menekan apoptosis yang diinduksi stres oksidatif melalui akt-MnSOD.

Selain itu, likopen menurunkan fosforilasi MAPK (Mitogen Activated Protein Kinase) terkait

apoptosis (p38 dan JNK). Efek likopen ini pada stres oksidatif menginduksi

penurunan fosforilasi jalur pensinyalan ATM-p53 dan perlindungan pembelahan PARP-1 dan

caspase-3, menghasilkan pencegahan apoptosis dan augmentasi kelangsungan hidup pada

membran sel (Yong Kim et al., 2015).

Aktivitas enzim antioksidan yang lebih tinggi (SOD dan CAT) pada tikus yang diberi

semangka mendukung bahwa konsumsi semangka meningkatkan kapasitas antioksidan yang

lebih tinggi dan mengurangi stres oksidatif. Sebuah penelitian menemukan peningkatan

signifikan yang serupa pada SOD dan peroksidasi lipid yang lebih rendah dengan konsumsi

jus semangka pada tikus dengan kerusakan oksidatif yang diinduksi. Likopen dan antioksidan

lain seperti β-karoten dalam semangka dapat berkontribusi pada peningkatan

kapasitas antioksidan.

2.7. Sistem Reproduksi Jantan dan Spermatogenesis

2.7.1. Organ Testis

Testis merupakan gonad jantan yang terbentuk selama gestasi sebagai respon terhadap

sintesis androgen oleh mudigah jantan. Androgen primer adalah testosteron, pada manusia

sintesisnya di mulai pada usia kehamilan 8 minggu. Selama masa gestasi dini, testis janin

terletak di dalam rongga abdomen. Pada usia gestasi sekitar 6 bulan, testis turun dari rongga

abdomen melalui kanalis inguinalis ke dalam kantong eksternal, yang disebut skrotum.

Pembuluh darah, saraf, dan corda penunjang juga ikut turun dari rongga abdomen secara

bersamaan, setelah itu lubang kanalis bagian abdomen tertutup. Skrotum terletak di sebelah

dorsal penis dan suhu pada skrotum lebih rendah daripada suhu tubuh karena letaknya


di luar abdomen. Hal ini memberikan kondisi optimum bagi spermatogenesis, atau

pembentukan sel spermatozoa (Corwin, 2008).

Selama masa perkembangan embrio, jaringan gonad pada individu betina

berdiferensiasi menjadi ovarium, sedangkan pada jantan menjadi testis. Pada semua spesies,

testis berkembang di dekat ginjal, yaitu pada daerah krista genitalis primitif. Pada mammalia,

testis mengalami penurunan yang cukup jauh, pada kebanyakan spesies berakhir pada

skrotum. Pada burung, testis tidak mengalami penurunan, tetap tinggal pada posisi di sekitar

daerah testis itu berasal. Fungsi testis ada 2 macam yaitu menghasilkan hormon seks jantan

disebut androgen dan menghasilkan gamet jantan disebut sperma (Nalbandov, 1990).

Sel spermatozoa dihasilkan di tubulus seminiferus yang merupakan lebih dari

90 persen dari massa testis. Tubulus-tubulus tersebut sangat berliku-liku, setiap testis

memiliki tubulus-tubulus yang panjangnya mencapai jarak bermil-mil bila direntangkan.

Struktur histologi tubulus berubah secara cepat dengan bertambahnya umur.

Pada jantan usia muda struktur tubulus masih sederhana, epitelium lembaga hanya terdiri atas

sel spermatogonia dan sel Sertoli. Pada jantan usia yang lebih tua, sel spermatogonia tumbuh

menjadi spermatosit primer, yang setelah meiosis pertama tumbuh menjadi

spermatosit sekunder haploid. Selanjutnya spermatosit sekunder haploid menjadi spermatid,

yang setelah mengalami sederetan transformasi disebut spermiogenesis, kemudian tumbuh

menjadi satu sel spermatozoa yang terdiri dari bagian kepala, bagian tengah (badan) serta

bagian ekor (Nalbandov, 1990).

Fungsi testis lainnya yang penting adalah sekresi hormon seks jantan. Bukti-bukti yang

menunjukkan bahwa hanya sel Leydig yang terdapat pada jaringan interstisial yang

mensekresi hormon androgen, tetapi belum dapat dijelaskan secara spesifik karena adanya

sedikit kemungkinan bahwa komponen-komponen tubulus seminiferus mungkin

berperan serta pada fungsi ini. Spesies yang berbeda ataupun spesies yang sama terdapat


perbedaan perkembangan yang besar pada sel Leydig. Sel Leydig ditemukan pada semua

mammalia, tetapi terdapat perbedaan antarspesies tentang banyaknya jumlah sel Leydig yang

dapat ditemukan. Pada babi dan tikus, sel Leydig ini berkembang sangat baik dan kumpulan

sel-sel Leydig yang cukup luas berada hampir di seluruh bagian dari volume total testis.

Pada manusia dan sapi, sel-sel Leydig jauh lebih sedikit dan tidak membentuk kumpulan-

kumpulan yang besar seperti yang terjadi pada spesies lain. Sekresi hormon androgen oleh

sel Leydig dikontrol oleh hormon-hormon pituitari, dan tingkat sekresinya tergantung pada

tingkat fungsional kelenjar pituitari (Nalbandov, 1990).

Gambar 9. Histologi Testis dengan pembesaran 100x (A) dan 400x (B). Tampak Tubulus

Seminiferus (ST), Sel Sertoli (SC), Spermatid (SD), Spermatosit Primer (PS), Spermatogonia

(SG), Sel Leydig (LC) (Alalwani, 2014)

2.7.2. Sistem Duktus

Sistem duktus pada jantan sebagian besar berasal dari sistem duktus Wolff pada

ginjal mesonefrik yang sebagian dari sistem Muller, pada betina hampir seluruhnya

digunakan untuk pembentukan duktus-duktusnya. Pada jantan tetap bertahan sebagai

rudimen pada prostat, yakni dalam bentuk utrikel prostatic (uterus jantan atau

uterus maskulinus) (Nalbandov, 1990).

A B


Tubulus mesonefrik berkembang menjadi vas eferen, duktus mesonefrik menjadi

epididimis, sedangkan vas deferen dan vesikula seminalis dibentuk terakhir dari

evaginasi duktus. Sisa-sisa dari sistem duktus yang lain (uretra prostatic, membranosa dan

kavernosa) berkembang dari sinus urogenitalis seperti halnya dengan 2 kelenjar

aksesori jantan yang lain, yaitu kelenjar prostat dan kelenjar Cowper (kelenjar bulbo-uretra).

Duktuli efrensia menjadi berkelok-kelok, dan duktuli berasal dari rete testis. Duktuli tersebut

secara bergantian dibatasi oleh kelompok sel-sel epitelium berbentuk tinggi dan rendah yang

memiliki silia yang tidak dapat bergerak. Secara berangsur-angsur duktuli tersebut bersatu,

membentuk duktus tunggal yang berkelok-kelok serta membentuk bagian kepala, badan, dan

ekor epididimis, yang dibatasi oleh sel-sel epitelium berbentuk kompleks semu

berukuran tinggi dan memiliki stereosilia yang dapat bergerak (Nalbandov, 1990).

Epididimis merupakan saluran reproduksi jantan yang berfungsi menghasilkan

kelenjar reproduksi jantan, dan juga merupakan tempat penyimpanan sel spermatozoa

sementara sebelum dikeluarkan. Sel spermatozoa yang terdapat di dalam epididimis

merupakan sel tunggal dengan membran selnya mengandung kadar fosfolipid yang tinggi.

Senyawa lipid yang terdapat pada membran sel spermatozoa mengandung asam lemak

tidak jenuh yang sangat rentan mengalami oksidasi terutama oleh karena adanya induksi dari

senyawa-senyawa radikal bebas atau ROS. Selain lipid, kadar ROS yang tinggi dapat juga

mengoksidasi protein dan DNA (Sanocka et al, 2004).

2.7.3. Histologi Testis

Tubulus seminiferus mengandung banyak sel epitel germinativum yang berukuran

kecil sampai sedang yang dinamakan spermatogonia, yang terletak dalam dua sampai tiga

lapisan sepanjang pinggir luar epitel tubulus. Sel-sel ini terus mengalami proliferasi untuk

memperbanyak kembali sel-sel tersebut, sebagian dari sel tersebut berdiferensiasi melalui


stadium-stadium definitif perkembangan untuk membentuk sel spermatozoa

(Guyton and Hall, 2008).

Epitel tubulus seminiferus berada tepat di bawah membran basalis yang dikelilingi

oleh jaringan ikat fibrosa yang disebut jaringan peritubular yang mengandung serat-serat

jaringan ikat, sel-sel fibroblas dan sel otot polos yang disebut dengan sel mioid. Kontraksi

sel mioid ini dapat mengubah diameter tubulus seminiferus dan membantu pergerakan

sel spermatozoa. Setiap tubulus ini dilapisi oleh epitel berlapis majemuk (Junqueira, 2007).

Tubulus seminiferus merupakan tubulus yang bermuara di suatu saluran rete testis.

Irisan tubulus seminiferus memperlihatkan adanya epitel germinal, terdiri dari dua macam sel

yaitu sel spermatogenik dan sel non spermatogenik. Epitel germinal terdiri dari

spermatogonium, spermatosit dan spermatid. Sel spermatogenik terdiri dari 6-8 lapis sel yang

berada pada membran basalis. Sel spermatogenik adalah derivat gamet yang terdiri dari

spermatogonia, spermatosit, spermatid dan spermatozoa. Sel non spermatogenik disebut

dengan sel Sertoli yang terletak diantara sel-sel spermatogenik, puncak mencapai

lumen tubulus tingginya setebal epitel germinal. Epitel germinal ini disebut dengan

epitel seminiferus yang dikelilingi jaringan fibrosa konektivus yang tipis. Sel Sertoli

merupakan sel non spermatogenik yang berperan memberikan dukungan dan nutrisi

dalam perkembangan sel spermatozoa (Yatim and Wildan, 1994).

Tubulus seminiferus mengandung jaringan interstisial yang disebut dengan sel leydig

yang berukuran besar. Sel leydig merupakan sel yang memberikan gambaran mencolok

untuk jaringan tersebut. Sel Leydig letaknya berkelompok memadat pada daerah segitiga

yang terbentuk oleh susunan-susunan tubulus seminiferus. Sel Leydig tersebut

berukuran besar dengan sitoplasma sering bervakuola secara mikroskopis. Inti selnya

mengandung butir-butir kromatin kasar dan anak inti yang jelas. Umumnya pula dijumpai sel

yang memiliki dua inti. Sitoplasma sel banyak dengan benda-benda inklusi seperti titik lipid,


dan pada manusia juga mengandung kristaloid berbentuk batang. Celah di antara

tubulus seminiferus dalam testis diisi kumpulan jaringan ikat, saraf, pembuluh darah dan

limfe (Junqueira, 2007).

2.7.4. Proses Spermatogenesis

Pada waktu lahir atau menetas, jantan memiliki tubulus yang tidak berlumen dan

dibatasi oleh lapisan tunggal epitelium bernukleus kecil. Waktu jantan mencapai usia dewasa,

dalam tubulus secara perlahan terbentuk lumen dan epitelium lembaga (muasal) tumbuh dari

satu menjadi berlapis-lapis seperti terlihat pada hewan jantan dewasa. Dalam tubulus ini

dapat ditemukan semua tipe sel lembaga (spermatogonia, spermatosit primer serta sekunder,

dan spermatozoa). Diantara individu dan spesies terdapat variasi yang sangat besar mengenai

umur dimulainya spermatogenesis dan kecepatan perkembangannya. Spermatogenesis

berkembang paling cepat pada spesies yang jantannya mencapai kedewasaan seksual

relatif awal. Hewan yang berumur pendek (ayam) proses spermatogenesisnya berlanjut dan

tidak berkurang sampai mati, dan sebagian besar tubulus tampaknya berfungsi secara normal

sepanjang hidup. Pada mammalia umur panjang (manusia, babi, sapi) spermatogenesis

berlanjut sepanjang hidup, tetapi melewati umur pertengahan tubulus secara normal yang

lambat-laun akan mengalami atrofi, sampai akhirnya hanya sedikit yang menunjukkan

aktivitas spermatogenik (Nalbandov, 1990).

Seringkali individu tertentu mampu menghasilkan spermatozoa hidup dan mampu

mengadakan penangkaran jauh sebelum sebagian besar anggota spesies yang lain atau

anggota populasi yang lain dapat melakukannya. Kedewasaan seksual pada anak laki-laki dan

mammalia lain yang terjadi terlalu awal mungkin lebih umum daripada yang diperkirakan.

Spermatogenesis sempurna, dengan sel sperma dalam epididimis tampak pada testis seekor

domba berumur 72 hari, dan sperma yang motil dapat ditemukan pada ayam Leghorn 62 hari.


Umur kedewasaan seksual bersifat genetik, dan tampak dari kenyataan bahwa terdapat

perbedaan besar antara hewan domestik (sapi perah, sapi Brown Swiss) mencapai kedewasaan

empat sampai enam bulan lebih lambat dibanding sapi Jersey atau Guernsey. Kenyataannya

telah terbukti, bahwa pada semua bangsa hewan domestikasi, dapat dilakukan seleksi dengan

tujuan untuk hewan dengan kedewasaan seksual awal atau lambat (secara sadar atau tidak)

(Nalbandov, 1990).

Pada jantan penangkar musiman testis mengalami regresi sepenuhnya selama

diluar musim penangkaran, dan epitelium lembaga kembali pada keadaan seperti yang

umumnya terdapat pada hewan jantan yang belum dewasa secara seksual. Pada saat itu

tubulus seminiferus kehilangan lumennya dan dibatasi oleh spermatogonia kecil satu lapis.

Pada kebanyakan mammalia, testis bermigrasi dari skrotum ke rongga tubuh, dan

tetap tinggal di sini sampai sesaat sebelum dimulainya musim penangkaran berikutnya,

kemudian mereka mengalami perubahan yang sama seperti yang terjadi ketika mencapai

pubertas, dan terulang lagi pada setiap permulaan musim penangkaran berikutnya

(Nalbandov, 1990).

Gambar 10. Proses Spermatogenesis


2.8. Kerangka Teori

2.9. Kerangka Konsep

Variabel Independen Variabel Dependen

Kenaikan Berat Badan,

Stres Oksidatif, Analisa Sperma,

Berat Testis, Histologi Testis

Peroksidasi lipid

Stress Oksidatif

Jumlah Sel

Sperma

Kerusakan Membran Sel

Motilitas Sel

Sperma

Monosodium

Glutamat (MSG)

Asam Glutamat

Reactive Oxygen Species

(ROS) ↑

Jus

Semangka

Histologi Testis

Jus Semangka


BAB 3

METODE PENELITIAN

3.1. Desain Penelitian

Penelitian ini merupakan eksperimental dengan rancangan post test only control group

dengan cara membandingkan hasil observasi pada kelompok perlakuan (eksperimen) dengan

kelompok kontrol di akhir penelitian.

3.2. Waktu Dan Tempat Penelitian

3.2.1. Waktu Penelitian

Penelitian dilaksanakan pada bulan Maret sampai Agustus 2019.

3.2.2. Tempat Penelitian

a. Laboratorium Farmakologi dan Terapeutik Fakultas Kedokteran Universitas

Sumatera Utara, sebagai tempat dimulainya proses aklimatisasi, pemberian

perlakuan selama 30 hari dan pembedahan hewan coba, serta sebagai tempat

pemeriksaan analisa sperma tikus.

b. Laboratorium Terpadu Fakultas Kedokteran Universitas Sumatera Utara untuk

pemeriksaan kadar MDA.

c. Laboratorium Patologi Anatomi Fakultas Kedokteran Universitas Sumatera Utara

untuk pembuatan dan pembacaan preparat histologi testis.


3.3. Sampel Penelitian dan Besar Sampel

Penelitian ini menggunakan sampel hewan tikus wistar jantan (Rattus norvegicus),

dengan kriteria sampel: tikus Wistar jantan dewasa (usia 8 – 12 minggu), berat 150 - 200 gr,

aklimatisasi selama 7 hari sebelum perlakuan tikus tidak sakit, aktivitas normal, dan belum

pernah digunakan untuk penelitian.

Pengambilan sampel dilakukan secara acak dengan metode simple random sampling

yang memenuhi kriteria sampel.

Besar sampel penelitian ini dihitung menggunakan rumus Federer (Federer, 1963)

Keterangan t = banyak kelompok perlakuan

r = jumlah replikasi

Maka besar sampel yaitu :

(t-1) (r-1) ≥ 15

(5 – 1) (r-1) ≥ 15

4 (r-1) ≥ 15

r-1 ≥ 4 r ≥ 5

Berdasarkan hasil perhitungan menggunakan rumus Federer maka jumlah sampel

minimal perkelompok adalah 5 ekor. Dilakukan penambahan drop out sebesar 20% dari

jumlah sampel minimal dan penambahan sampel berdasarkan jumlah sampel penelitian yang

diperbolehkan secara statistik dan tidak melanggar prinsip 3 R (Reduction, Replacement,

Refinement) dalam penelitian hewan coba, maka jumlah sampel yang digunakan menjadi

7 ekor tikus untuk setiap kelompok. Jadi jumlah seluruh hewan coba yang dibutuhkan

sebanyak 35 ekor.

(t-1) (r-1) ≥ 15


Pemilihan sampel dan pengelompokkannya dilakukan menggunakan metode simple

random sampling, setiap 35 ekor sampel yang memenuhi kriteria akan diberi nomor, untuk

kemudian diambil secara acak oleh peneliti dan dibagi menjadi 5 kelompok yang sama besar.

3.4. Identifikasi Variabel Penelitian

3.4.1. Variabel Bebas (Independen)

Variabel bebas dalam penelitian ini adalah Jus Semangka.

3.4.2. Variabel Terikat (Dependen)

Kenaikan Berat Badan

Stres Oksidatif

Berat Testis

Analisa Sperma yaitu: Jumlah sel sperma dan Motilitas sel sperma

Histologi testis yaitu: Diameter Tubulus Seminiferus, Jumlah Sel Leydig, dan

Lebar Celah antara Tubulus Seminiferus dengan Sel Spermatogenik.

3.5. Definisi Operasional

Variabel Definisi

Operasional

Cara Ukur Alat Ukur Hasil Ukur

Skala

Ukur

Analisa

sperma

Pengamatan jumlah

dan motilitas sel

spermatozoa.

a. Jumlah

spermatozoa :

dihitung

berdasarkan

lapangan pandang

yang dibagi 5.

b. Motilitas :

persentase jumlah

sel sperma yang

bergerak aktif

yang diamati

pada 100 sel

sperma dalam

kamar hitung.

Diamati dari 5 kamar

hitung yang diberi

tanda ABCDE lalu

dihitung.

Improved

Neubauer

Mikroskop

cahaya

dengan

pembesaran

100x dan

400x.

a. juta/ml

b. % motilitas

Rasio


Histologi

Testis

Histologi testis

terdiri dari :

a. Diameter tubulus

seminiferus

b. Jumlah sel leydig

c. Lebar Celah

antara tubulus

seminiferus dan

sel

spermatogenik.

Jaringan testis diwarnai

dengan pewarnaan

Hematoxylin Eosin

(HE).

a. Diameter Tubulus

Seminiferus:

diperoleh dengan

cara mengukur

diameter 5 tubulus

seminiferus dari 5

lapangan pandang

yang berbeda.

b. Jumlah sel leydig:

dihitung dari 5

lapangan pandang

yang berbeda.

c. Lebar celah:

diperoleh dengan

cara mengukur

diameter tubulus

dikurangi diameter

sel spermatogenik

dari 5 lapangan

pandang yang

berbeda.

Mikroskop

cahaya

dengan

pembesaran

100x dan

400x.

a. µm

b. Rata-rata

jumlah sel

c. µm

Rasio

Stres

Oksidatif Keadaan dimana

terjadi

pembentukan

radikal bebas

berlebihan, yang

menyebabkan

terjadinya

peroksidasi lipid.

Kadar MDA pada

plasma diukur dengan

menggunakan metode

TBARS dengan

absorbansi cahaya yang

dibaca pada panjang

gelombang 535 nm.

Spektrofoto-

meter merk

Thermo

Scientific

µmol/l Rasio

Jus

Semangka

Sari buah

semangka yang

diambil bagian dari

daging buah yang

berwarna merah.

Dilakukan

pengenceran

dengan konsentrasi

100%, 50%, dan

25%.

Jus semangka yang

didapat dibagi menjadi

3 konsentrasi dengan

cara pengenceran

menggunakan air biasa.

Gelas ukur

Konsentrasi

100%, 50%,

25%

Ordinal


3.6. Alat, Bahan, dan Cara Kerja

3.6.1. Alat-alat yang dibutuhkan dalam penelitian

Kandang tikus serta kawat penutupnya, tempat makanan dan botol minuman.

Jarum oral (gavage) untuk cekok tikus, spuit 3 cc, sarung tangan, timbangan

digital, dan sekam kayu.

Blender, pisau, plastik pembungkus, saringan teh dan saringan kopi.

Mesin tissue processing otomatis (merek Leica TP 1020), Waterbath, Object

glass, dan deck glass.

Alat bedah minor dan bak bedah, gelas arloji, tabung Vacutainer, cawan petri,

batang pengaduk, beker glass, vortex, oven, tabung ependorf®, alat sentrifuse

ependorf®, spektrofotometer UV Genesys

®, sarung tangan, masker,

kertas milli, Pot untuk tempat organ testis, mikropipet, deck glass, dan

Hemositometer Improved Neubauer.

Mikroskop binokuler dan Mikroskop camera.

3.6.2. Bahan-bahan yang dibutuhkan dalam penelitian

MSG merek Ajinomoto yang diproduksi oleh PT. Ajinomoto Indonesia.

Buah semangka yang diperoleh dari pasar tradisional lokal.

Pakan standar tikus berupa pellet 552 produksi PT. Charoen Pokphan Medan

yang dicampur jagung kasar dengan perbandingan 1 : 1.

2-Thiobarbituric acid (Merck), Tetramethoxypropane 99%,

Trichloroacetic acid 10%, Acetic acid glacial, Sodium hydroxyde (NaOH), dan

aquadest untuk pemeriksaan MDA.

Ketamin, xylazin, dan aquadest.

Formalin buffer 10%, NaCl 0,9%, Alkohol 70%-80%-96%, Xylol, parafin cair,

Methanol, glyserin, dan Hematoxylin eosin.


3.6.3. Cara Kerja

3.6.3.1. Pemeliharaan dan Pengelompokan Hewan Coba

Tikus dipelihara dalam kandang plastik (ukuran 30 x 20 x 10 cm) dengan

anyaman kawat sebagai penutup kandang, dasar kandang dilapisi sekam kayu setebal

1-1,5 cm dan diganti setiap tiga hari, ditempatkan dalam ruangan yang memiliki

ventilasi dan mendapat cahaya matahari secara tidak langsung. Sebelum perlakuan,

tikus di aklimatisasi selama seminggu. Pemberian minum dilakukan setiap hari secara

ad libitum dan pakan yang diberikan berupa pellet 552 produksi PT. Chaeron Pokphan

Medan. Cahaya, kelembaban, dan suhu ruangan berada pada kondisi alamiah.

Gambar 11. Kandang pemeliharaan tikus

Sebelum perlakuan, terlebih dahulu dilakukan penimbangan berat badan tikus.

Perlakuan diberikan sesuai dengan kelompok masing-masing. Tikus dibagi secara acak

dalam 5 kelompok, masing-masing kelompok 7 ekor. Tiap kelompok diberi kode

kelompok KN, KP, P1, P2, dan P3.

1. Kelompok KN: kelompok kontrol tanpa diberi MSG, hanya diberi aquadest sebanyak

5 ml/ekor/hari dan pellet dengan cara ad libithum selama 30 hari.


2. Kelompok KP: kelompok kontrol positif yang diberi MSG 10 mg/grBB/hari dengan

cara dicekok menggunakan jarum oral (gavage) setiap hari dan diberi aquadest

sebanyak 5 ml/ekor/hari serta pellet dengan cara ad libithum selama 30 hari.

3. Kelompok P1: kelompok perlakuan yang diberi MSG 10 mg/grBB/hari dengan cara

dicekok menggunakan jarum oral (gavage) dan dilanjutkan dengan pemberian jus

semangka 25% serta pellet diberikan setiap hari selama 30 hari.







Tabel 3. Dosis pemberian MSG dan jus semangka pada kelompok perlakuan

Kelompok Dosis

KN

KP

P1

P2

P3

Kontrol air + pellet.

Kontrol (MSG 10 mg/grBB)

MSG (10 mg/grBB/hari) + Jus semangka 25%



Pakan diberikan sejak tikus di aklimatisasi, berupa pelet dicampur jagung kasar

dengan perbandingan 1:1 diberikan setiap pagi jam 09.00 dan sore jam 16.00 sebanyak

2,5-5 gr/tikus serta air minum ad libitum dari Perusahaan Air Minum (PAM).


3.6.3.2. Perlakuan Hewan Coba

Kelompok perlakuan diberikan sesuai dosis masing-masing. Prosedur

pemberian MSG menggunakan sonde adalah sebagai berikut (Andrews and McErlane,

2015).

a. Lakukan pengukuran panjang sonde dari luar tubuh tikus, dimulai dari oral cavity

sampai processus xiphoideus (bagian kaudal dari sternum), kemudian ditandai bagian

sonde dengan menggunakan spidol.

Gambar 12. Metal gavage needle / sonde lambung 20-24 G (Kiri). Pengukuran Sonde

lambung pada tikus (Kanan) (Andra and Mcerine, 2015)

b. Spuit di isi dengan bahan dan volume yang sesuai. Bagian luar sonde dibersihkan

untuk menyingkirkan benda asing yang melekat di bagian tersebut.

c. Tikus dipegang secara perlahan dan tahan dengan posisi tegak. Pegang atau tarik

bagian kulit disekitar punggung tikus, sehingga bagian tungkai depan menjadi lurus

ke arah luar dan kepala juga leher menjadi terbatas pergerakannya (imobilisasi).

Pastikan tikus masih tetap dapat bernafas secara bebas.


Gambar 13. Cara memegang tikus saat pemberian perlakuan menggunakan sonde

(Andra and Mcerine, 2015)

d. Sonde diselipkan di ujung sisi kiri mulut tikus tepat di belakang gigi depan dan

di depan gigi molar I (diastema), sepanjang langit-langit mulut tikus secara perlahan

menuju bagian sisi kiri tikus (akan dirasakan hard palate saat sonde ditarik kembali).

e. Saat sonde telah berada dibelakang mulut (biasanya tikus akan muntah atau tercekik),

secara perlahan tarik kepala kebelakang (menuju spinal) sekaligus menekan sonde

secara perlahan. Hal ini memungkinkan posisi esofagus dalam keadaan tegak lurus

terhadap lambung. Pada posisi yang tepat sonde seharusnya terdorong dengan

sendirinya akibat gaya gravitasi.

f. Sonde diputar searah jarum jam secara perlahan saat melewati epiglotis menuju

esofagus. Sonde dimasukkan sampai bagian yang telah ditandai mencapai mulut.

Gambar 14. Cara memasukkan/mendorong sonde lambung (Andra and Mcerine, 2015)

g. Ketika sonde telah berada pada posisi yang tepat, pastikan tikus bernafas dengan

normal. Jika sonde berada pada trakea, tikus akan kesusahan untuk bernafas.

Setelah tikus bernafas dengan normal, injeksikan dosis minimal (~0,05 ml), jika


tidak ada perubahan usaha bernafas maka injeksikan cairan secara perlahan (lebih dari

2-3 detik) untuk mencegah cairan kembali ke esofagus.

h. Sonde dikeluarkan secara perlahan sehingga tidak ada substansi yang terbawa keluar

kembali ke esofagus atau kerongkongan.

Gambar 15. Pemberian MSG dengan menggunakan sonde

3.6.3.3. Pembuatan Jus Semangka

Buah semangka di cuci bersih untuk menghilangkan kotoran serta

residu insektisida. Setelah di cuci bersih potong buah semangka lalu pisahkan bagian

merah dan putih dari semangka, selanjutnya ditimbang bagian merah semangka

sebanyak 10.000g atau sama dengan 544,32 mg likopen. Semangka dihaluskan dengan

blender selama 45 detik kemudian di saring menggunakan saringan kasar dan halus serta

dipress untuk memisahkan air dengan ampasnya sehingga diperoleh jus semangka.

Setelah itu jus semangka di simpan dalam freezer dengan suhu -200C.

Sebelumnya sudah dipisahkan untuk per hari sebanyak 235,2/ml, pada saat pemberian

jus semangka di keluarkan terlebih dahulu ± 4 jam dengan suhu ruangan (tidak boleh

dipanaskan) agar jus semangka mencair, saat pemberian masukkan kedalam 3 gelas

masing-masing sebanyak 20 ml. Gelas pertama sebagai dosis I dengan

konsentrasi 100%, gelas kedua di tambahkan aquades sebanyak 20 ml sebagai dosis II

dengan konsentrasi 50% selanjutnya diambil 20 ml dari gelas kedua ditambahkan

aquades 20 ml sebagai dosis III dengan konsentrasi 25%.


Gambar 16. Proses pembuatan jus semangka

3.6.3.4. Prosedur pengambilan jaringan tikus

Prosedur pengambilan jaringan dilakukan melalui tahap persiapan, pembedahan,

dan sanitasi. Pada tahap persiapan, disiapkan pot yang sudah diberi label sesuai dengan

nomor perlakuan tikus yang akan dilakukan pembedahan. Pot organ di isi dengan

formalin buffer 10% untuk menyimpan organ. Disiapkan peralatan bedah seperti

gunting bedah, pinset, gelas arloji, cawan petri, papan bedah, pins, beker glass.

Tahap pembedahan, tikus dibunuh dengan cara dibius menggunakan

larutan ketamin / xylazin dengan dosis 0,1 ml / 100 gr BB tikus. Tikus diposisikan pada

papan bedah menggunakan pins dan di bedah mulai dari bagian perut sampai ke dada

dan kebawah menggunakan gunting bengkok. Darah tikus diambil menggunakan


jarum suntik kemudian organ testis diambil dan dibersihkan dari kotoran yang

menempel, jaringan lemak dibuang menggunakan gunting, lalu dicuci menggunakan

NaCl 0,9% sampai bersih. Secara makroskopik diamati, lalu organ testis dipisahkan dari

kauda epididimis dan ditimbang berat testis. Setelah testis ditimbang lalu dimasukkan

kedalam pot berisi formalin buffer 10%.

Gambar 17. Pembedahan tikus untuk pengambilan sampel darah dan organ testis

Tahap sanitasi dilakukan dengan cara memasukkan bangkai dan sisa jaringan

tikus yang tidak terpakai dalam kantong plastik yang akan dibuang. Tempat kerja

melakukan pembedahan dibersihkan dan semua peralatan bedah yang terpakai

dibersihkan.

3.6.3.5. Prosedur Pengambilan Sampel Darah Tikus

Setelah berat badan tikus ditimbang pada hari ke 31 kemudian tikus dibunuh

dengan cara dibius menggunakan ketamin / xylazin dengan dosis 0,1ml / 100grBB tikus.

Tikus dibedah dan langung dilakukan pengambilan sampel darah dengan cara

cardiac puncture sebanyak ± 5 ml. Sampel darah dimasukkan kedalam

tabung Vacutainer dan kemudian di sentrifugasi dengan kecepatan 6000 rpm selama

15 menit untuk mendapatkan serum. Setelah diperoleh serum, kemudian dipindahkan ke

tabung eppendorf lalu sampel serum tersebut yang akan digunakan disimpan dalam suhu

-200C sampai digunakan untuk pemeriksaan MDA.


3.6.3.6. Prosedur Pengambilan Sampel Sperma Tikus

Untuk mendapatkan sel spermatozoa di dalam sekresi kauda epididimis

dilakukan dengan cara yang telah dimodifikasi sebagai berikut: organ testis yang didapat

beserta epididimis sebelah kanan diambil dan diletakkan ke dalam cawan petri yang

berisi NaCl 0,9 %. Di bawah mikroskop bedah dengan pembesaran 40 kali,

kauda epididimis dipisahkan dengan cara memotong bagian proksimal korpus epididimis

dan bagian distal vas deferens. Selanjutnya kauda epididimis dimasukkan ke dalam

gelas arloji yang berisi 1 ml NaCl 0,9 % hangat (37oC), kemudian bagian

proksimal kauda dipotong sedikit dengan gunting lalu kauda ditekan dengan perlahan

hingga sekresi/cairan epididimis keluar dan tersuspensi dengan NaCl 0,9 %.

Suspensi spermatozoa yang telah diperoleh dapat digunakan untuk pengamatan

kualitas sel spermatozoa yang meliputi: jumlah, motilitas, kecepatan gerak, dan

morfologi spermatozoa (Fauzi, 2008).

Gambar 18. Anatomi dan saluran reproduksi testis tikus wistar jantan. Testis (a), Caput

epididimis (b), Cauda epididimis (c), dan Vas deferens (d). Tanda panah menunjukkan

bagian yang dipotong untuk mengisolasi cauda epididimis. Pembesaran 40x (Fauzi, 2008)


Gambar 19. Testis yang akan dipisahkan dari vas deferens (A). Testis kanan-kiri utuh (B).

Pemisahan testis dan vas deferens menggunakan kaca pembesar (C).

3.6.3.7. Pengamatan Analisa Sperma

Pengamatan analisa sperma dilakukan sebagai berikut :

a. Jumlah sel spermatozoa

Suspensi spermatozoa yang telah diperoleh terlebih dahulu dihomogenkan dan

dibiarkan terlebih dahulu selama 15 menit pada suhu kamar. Selanjutnya diambil

sebanyak 10 µl sampel dan dimasukkan pada kamar hitung Hemositometer Improved

Neubauer serta ditutup dengan deck glass. Di bawah mikroskop cahaya dengan

perbesaran lensa objektif 40 kali, hemositometer diletakkan dan dihitung jumlah sel

spermatozoa pada kotak / bidang A,B,C,D, dan E.

Gambar 20. Hemositometer Improved Neubauer

A B C

22


Hasil perhitungan jumlah sel spermatozoa kemudian dimasukkan ke dalam rumus

penentuan jumlah sel spermatozoa / mL suspensi sekresi kauda epididimis sebagai

berikut :

N = jumlah spermatozoa yang dihitung pada kotak A,B,C,D,dan E

b. Motilitas spermatozoa

Suspensi spermatozoa yang diperoleh terlebih dahulu dihomogenkan dan

dibiarkan terlebih dahulu selama 15 menit pada suhu kamar. Selanjutnya diambil

sebanyak 10 µl dan diteteskan suspensi ini pada kamar hitung Improved Neubauer

kemudian diamati di bawah mikroskop cahaya dengan perbesaran lensa objektif 40 kali.

Gerakan sel spermatozoa diamati dan dikategorikan menjadi dua yaitu

sel spermatozoa motil (bergerak) dan non motil (tidak bergerak). Biasanya empat sampai

enam lapangan pandang yang harus diperiksa untuk mendapat 100 sel spermatozoa

secara berurutan yang kemudian diklasifikasi sehingga menghasilkan persentase setiap

kategori motilitas.

3.6.3.8. Pemeriksaan Kadar MDA di dalam Darah

Pemeriksaan kadar MDA di dalam darah dilakukan menurut Rao et al dalam

Hsieh et al (2006) yang telah dimodifikasi sebagai berikut :

Reagensia

1. 2-Thiobarbituric acid (Merck ; Cat. No.1.08180.0025 )

2. 1,1,3,3-Tetramethoxypropane 99 % (Sigma ; Cat. No. 108383) 500 µM

3. Asam Asetat Glasial

4. Sodium hydroxide (NaOH)

5. Aquadest

Jumlah spermatozoa = N : 2 x 105 spermatozoa / mL supensi


Persiapan Regensia

1. TBA/Buffer Reagent

TBA/Buffer Reagent terdiri dari : 0,067 g 2-thiobarbituric acid dilarutkan

dalam 10 mL aquadest, selanjutnya ditambah 0,05 g sodium hidroxyde dan 10 mL

asam asetat glasial.

Gambar 21. Bahan-bahan pembuatan reagen TBA

2. Standar MDA

Sebanyak 250 µL 1,1,3,3-tetramethoxypropane (Malondialdehyde bis) 500 µM

dilarutkan dalam 750 µL aquadest untuk memperoleh larutan stok MDA 125 µM.

Selanjutnya dari larutan stok MDA 125 µM dilarutkan dalam aquadest dan dibuat

4 seri standar MDA yang dapat dilihat pada tabel dibawah ini :

Tabel 4. Persiapan standar MDA untuk spektrofotometer

Nomor

standard

Konsentrasi

MDA (µM)

Volume MDA

standard (µL) Volume pelarut (µL)

1

2

3

4

30

18

9

0

300

180

90

0

0

120

210

300

Prosedur Uji

1. Sebanyak 200 µl sampel (suspense serum) atau standar MDA dimasukkan dalam

tabung ependorf yang masing-masing telah diberi label.

2. Ditambahkan 0,5 mL aquadest pada masing-masing tabung.


3. Kemudian ditambahkan 0,5 ml TBA/Buffer Reagent

4. Selanjutnya masing-masing tabung diinkubasi di dalam oven dengan suhu 95oC

selama 60 menit

5. Setelah diinkubasi, masing-masing tabung di keluarkan dari oven dan setelah

dingin masing-masing tabung disentrifugasi dengan kecepatan 6000 rpm

selama 10 menit.

6. Supernatan diambil untuk selanjutnya dianalisis dengan spektrofotometer UV pada

panjang gelombang 535 nm.

3.6.3.9. Prosedur Pembuatan Preparat Histologi Testis Tikus

a) Sampel organ testis tikus diambil dan dicuci dengan NaCl fisiologis,

kemudian difiksasi dengan larutan formalin buffer 10% (0,1 mol/L

Phospat Buffer saline) PH 7, selama 6-48 jam.

b) Dilakukan dehidrasi secara bertahap, dengan menggunakan alkohol 70%

selama 10 menit, alkohol 80%, 90%, 96% masing-masing selama 60 menit,

kemudian dengan alkohol absolut selama 30 menit.

c) Clearing atau penjernihan menggunakan xylol 1, 2, dan 3 selama 1 jam,

setelah itu dilakukan Infiltrasi (penyusupan) parafin dengan parafin cair 1, 2,

dan 3 pada suhu 60-70oC masing-masing selama 1 jam. Pada penelitian ini

menggunakan mesin tissue prosescing otomatis dengan merk Leica TP 1020.


Gambar 22. Potongan organ yang dimasukkan ke dalam cassette (A). Proses

dehidrasi dan clearing yang dilakukan secara otomatis (B).

d) Embedding (parafinisasi) yaitu pembuatan blok parafin dengan cara

penanaman jaringan dalam kaset dan didinginkan, kemudian dilakukan

proses sectioning (pemotongan), dengan menggunakan mikrotom setebal

5μm dan selanjutnya dimasukkan ke dalam wadah penampung atau

waterbath.

e) Dilanjutkan dengan proses mounting dengan meletakkan sediaan di atas

object glass dan diolesi dengan glyserin. Proses terakhir adalah staining atau

pewarnaan dengan hematoksilin eosin.

f) Pewarnaan dengan hematoksilin eosin dilakukan secara bertahap yaitu

preparat di deparafinisasi dalam xylol, kemudian dimasukkan dalam alkohol

96%, 90%, 80%, 70%, 50% dan akuades, lalu dimasukkan dalam

larutan hematoksilin eosin selama 1 menit.

g) Preparat ditutup dengan menggunakan deck glass, kemudian diamati

tubulus seminiferus dan sel leydig di bawah mikroskop dengan pembesaran

40x, 100x dan 400x.

A B


3.7. Kerangka Operasional

Tikus

(n=7)

MSG

10 mg/grBB/hari

+ Jus semangka

25%

(n=7)

MSG

10 mg/grBB/hari

dan Aquadest

5ml

(n=7)

Aquadest

5 ml dan

pellet

Aklimatisasi ± 1 minggu

Randomisasi kedalam 5 kelompok

Kelompok KN Kelompok KP

Terminasi

Pengambilan Sampel Darah Analisa Sperma

Jumlah sel

spermatozoa

Persentase

Motilitas

Spermatozoa

Pemeriksaan MDA

(n=7)

MSG

10 mg/grBB/hari

+ Jus semangka

50%

Kelompok P1 Kelompok P2 Kelompok P3

(n=7)

MSG

10 mg/grBB/hari

+ Jus semangka

100%

Perlakuan selama 30 hari

Jaringan Testis

Pewarnaan HE

Diameter Tubulus Seminiferus,

Jumlah Sel Leydig, Lebar celah.


3.8. Analisis Data

Semua data dipresentasikan dalam bentuk nilai rata-rata dengan simpang baku

(rata-rata ± SD). Dilakukan uji normalitas data menggunakan uji Shapiro Wilk. Jika data

berdistribusi normal dilakukan uji ANOVA. Jika terdapat perbedaan yang bermakna

dilanjutkan dengan uji Post Hoc Tukey untuk melihat perbedaan antara kelompok kontrol

dari masing-masing perlakuan. Apabila distribusi data tidak normal maka digunakan uji

Kruskall Wallis. Semua analisis data dilakukan dengan menggunakan Prism Graphpad

versi 8. Dalam penelitian ini, hanya rata-rata perbedaan p<0,05 yang dianggap bermakna

(signifikan).


BAB 4

HASIL DAN PEMBAHASAN

4.1. Hasil Penelitian

4.1.1. Berat Badan

Berdasarkan data berat badan tikus pada awal dan akhir perlakuan didapatkan

rata-rata kenaikan berat badan tikus seperti yang ditampilkan pada tabel 5 dan 6.

Pada uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata kenaikan berat badan tikus terdistribusi

normal maka dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji perbedaan antar kelompok.

Tabel 5. Rata-rata kenaikan berat badan tikus setelah pemberian MSG

Kelompok Kenaikan berat badan (gram)

X ± SD

Nilai p*

KN 53,0 ± 14,9 0,64

KP 49,0 ± 16,7

* uji t-test

Tabel 6. Rata-rata kenaikan berat badan tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Kenaikan berat badan (gram)

X ± SD

Nilai p*

KP 49,0 ± 16,7 0,14

P1 36,0 ± 22,6

P2 27,6 ± 20,5

P3 28,0 ± 14,1

* uji ANOVA

Pada tabel 5 ditampilkan bahwa nilai rata-rata kenaikan berat badan tikus

yang diberikan MSG (kelompok KP) lebih rendah dibandingkan kelompok yang tidak

diberikan MSG (kelompok KN), namun secara statistik tidak bermakna.

Pada tabel 6 dapat dilihat bahwa nilai rata-rata kenaikan berat badan pada kelompok

yang mendapatkan MSG + jus semangka (P1, P2, dan P3) lebih rendah dibandingkan dengan

kelompok KP, namun secara statistik tidak bermakna.


4.1.2. Hasil Pemeriksaan MDA

Dari penelitian yang telah dilakukan diperoleh kadar MDA pada serum darah tikus

seperti yang ditampilkan pada tabel 7 dan 8. Pada uji normalitas didapatkan bahwa

nilai kadar MDA terdistribusi normal, maka selanjutnya dilakukan uji-t dan ANOVA untuk

menguji perbedaan antar kelompok.

Tabel 7. Kadar MDA pada serum darah tikus setelah pemberian MSG

Kelompok MDA (µmol/ml)

X ± SD

Nilai p*

KN 1,20 ± 0,23 0,01

KP 0,93 ± 0,08

* uji t-test

Pada tabel 7 kadar MDA pada tikus kelompok KP lebih rendah dibandingkan

kelompok KN, dan hasil uji statistik terdapat perbedaan yang bermakna pada kelompok KP

dibandingkan kelompok KN.

Tabel 8. Kadar MDA pada serum darah tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok MDA (µmol/ml)

X ± SD

Nilai p*

KP 0,93 ± 0,08 0,09

P1 0,97 ± 0,13

P2 1,11 ± 0,17

P3 1,03 ± 0,13

*uji ANOVA

Pada tabel 8 ditunjukkan bahwa hasil uji statistik nilai kadar MDA serum antar

kelompok tidak berbeda bermakna namun dapat dilihat adanya tren peningkatan kadar MDA

pada kelompok yang mendapat perlakuan MSG+Jus Semangka.

4.1.3. Analisa Spermatozoa

Pada analisa spermatozoa, dilakukan pemeriksaan terhadap parameter jumlah dan

motilitas spermatozoa. Pada penghitungan terhadap jumlah sel spermatozoa tikus maka

diperoleh rata-rata jumlah sel sperma tikus seperti yang ditampilkan pada tabel 9 dan 10.


Pada uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata jumlah sel spermatozoa tikus pada

kelompok KN dan KP terdistribusi normal sehingga dilakukan uji-t. Sementara pada tabel 10,

kelompok P2 tidak terdistribusi normal sehingga dilakukan uji Kruskal Wallis untuk menguji

perbedaan antar kelompok.

Tabel 9. Rata-rata jumlah sel spermatozoa tikus setelah pemberian MSG

Kelompok Jumlah Spermatozoa (juta/mL)

X ± SD

Nilai p*

KN 24,14 ± 3,26 0,002

KP 11,86 ± 7,83

*uji t-test

Tabel 10. Rata-rata jumlah sel spermatozoa tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Jumlah Spermatozoa (juta/mL)

X ± SD

Nilai p*

KP 11,86 ± 7,83 0,63

P1 8,50 ± 3,06

P2 11,36 ± 2,48

P3 10,29 ± 3,99

*uji Kruskal Wallis

Pada kelompok KP dijumpai penurunan jumlah sel spermatozoa yang bermakna

(sekitar 50 %) dibandingkan kelompok KN (tabel 9). Pemberian perlakuan dengan jus

semangka ternyata tidak menunjukkan peningkatan jumlah sel spermatozoa tikus yang

diberikan MSG (tabel 10).

Hasil pemeriksaan terhadap motilitas spermatozoa tikus ditampilkan pada tabel 11 dan

12. Dari uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata motilitas spermatozoa tikus

terdistribusi normal pada semua kelompok maka dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji


Pada kelompok KP terjadi penurunan nilai rata-rata motilitas spermatozoa

(sekitar 50%) dibandingkan kelompok KN. Dari hasil uji statistik dengan uji-t terdapat

perbedaan yang bermakna pada kelompok KP dibandingkan kelompok KN (tabel 11).

57


Tabel 11. Rata-rata motilitas spermatozoa tikus setelah pemberian MSG

Kelompok Motilitas Spermatozoa (%)

X ± SD

Nilai p*

KN 73.43 ± 11.07 0,0007

KP 36.71 ± 18.26

* uji t-test

Tabel 12. Rata-rata motilitas spermatozoa tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Motilitas Spermatozoa (%)

X ± SD

Nilai p*

KP 36.71 ± 18.26 0,003

P1 27.57 ± 10.53

P2 45.43 ± 12.53

P3 56.14 ± 8.59#

* uji ANOVA, # uji post hoc Tukey p<0,05 dibandingkan KP

Pada tabel 12 ditampilkan nilai rata-rata motilitas spermatozoa pada kelompok KP, P1,

P2, dan P3, dapat dilihat bahwa terdapat perbedaan yang bermakna pada kelompok yang

mendapatkan jus semangka dibandingkan dengan KP (p=0,003). Peningkatan motilitas

spermatozoa juga berbanding lurus dengan konsentrasi jus semangka yang diberikan.

Pada kelompok P2 dan P3 dijumpai nilai rata-rata motilitas spermatozoa yang semakin tinggi

dibandingkan kelompok KP. Kelompok P2 terjadi peningkatan motilitas spermatozoa

sebesar 20% dan kelompok P3 peningkatan motilitas spermatozoa sebesar 35% dibandingkan

kelompok KP. Dengan menggunakan uji post hoc Tukey, didapati bahwa hanya pada

konsentrasi jus semangka 100% (kelompok P3) yang memberikan peningkatan motilitas

spermatozoa yang bermakna dibandingkan dengan KP (p<0,05).

4.1.4. Berat Testis

Setelah dilakukan penimbangan terhadap semua sampel testis tikus didapatkan

rata-rata berat testis tikus seperti yang ditampilkan pada tabel 13 dan 14. Pada uji normalitas

terhadap semua kelompok didapatkan bahwa nilai rata-rata berat testis tikus terdistribusi

normal maka dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji perbedaan antar kelompok.


Tabel 13. Rata-rata berat testis tikus setelah pemberian MSG

Kelompok Berat Testis (gram)

X ± SD

Nilai p*

KN 1,348 ± 0,066 0,04

KP 1,228 ± 0,119

* t-test

Tabel 14. Rata-rata berat testis tikus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Berat Testis (gram)

X ± SD

Nilai p*

KP 1,228 ± 0,119 0,59

P1 1,263 ± 0,072

P2 1,271 ± 0,185

P3 1,320 ± 0,094

*uji ANOVA

Nilai rata-rata berat testis kelompok KP lebih kecil dibandingkan kelompok KN, dan

secara hasil uji statistik terdapat perbedaan yang bermakna (tabel 13). Pada kelompok P1, P2,

dan P3 nilai rata-rata berat testis semakin meningkat setelah pemberian jus semangka pada

tikus, tetapi dari hasil uji statistik tidak terdapat perbedaan yang bermakna pada kelompok

tersebut (tabel 14).

4.1.5. Diameter Tubulus Seminiferus

Pengukuran diameter tubulus seminiferus berdasarkan atas penelitian oleh

Wongkar (2014). Pengukuran diameter tubulus seminiferus dilakukan dengan cara mengukur

jarak terpanjang dan jarak terpendek dari tubulus seminiferus yang bentuknya bulat atau

dianggap bulat pada sediaan jaringan testis dengan pembesaran yang sama (100x).

Jumlah tubulus yang diukur adalah 5 tubulus dari masing-masing sediaan jaringan testis

kemudian dihitung nilai rata-ratanya. Setelah dilakukan pengukuran diameter tubulus

seminiferus didapatkan rata-rata diameter tubulus seminiferus seperti yang ditampilkan pada

tabel 15 dan 16. Pada uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata diameter tubulus


seminiferus terdistribusi normal maka dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji perbedaan

antar kelompok.

Tabel 15. Rata-rata diameter Tubulus Seminiferus setelah pemberian MSG

Kelompok Diameter Tubulus Seminiferus (µm)

X ± SD

Nilai p*

KN 232.59 ± 16.19 0,36

KP 218.24 ± 36.49

*uji t-test

Pada tabel 15 rata-rata diameter tubulus seminiferus kelompok KP lebih kecil

dibandingkan kelompok KN, tetapi hasil uji statistik tidak terdapat perbedaan yang bermakna

antara kelompok tersebut.

Tabel 16. Rata-rata diameter Tubulus Seminiferus setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Diameter Tubulus Seminiferus (µm)

X ± SD

Nilai p*

KP 218.24 ± 36.49 0,33

P1 230.55 ± 10.45

P2 234.33 ± 21.06

P3 240.78 ± 14.07

*uji ANOVA

Hasil pengukuran diameter tubulus seminiferus menunjukkan bahwa kelompok KP

yang diberi perlakuan MSG memiliki diameter tubulus seminiferus yang lebih kecil

dibandingkan kelompok lainnya. Secara statistik nilai rata-rata diameter tubulus seminiferus

tidak terdapat perbedaan yang bermakna pada masing-masing kelompok, namun dapat dilihat

pada tabel 16 bahwa ada perbaikan nilai rata-rata diameter tubulus seminiferus pada

kelompok perlakuan setelah pemberian jus semangka.

Gambaran histologi testis tikus Wistar kelompok KN tampak tubulus seminiferus

dengan gambaran mikroskopik yang baik dan susunan lapisan sel spermatogenik yang

normal dan sesuai dengan tingkat perkembangannya dari membran basalis ke arah

lumen tubulus. Jumlah sel leydig pada kelompok KN tampak padat diantara tubulus-tubulus

kelompok lainnya.


Gambar 23. Gambaran mikroskopik histologi testis tikus Wistar kelompok KN (A),

KP (B), P1 (C), P2 (D), dan P3 (E). Tampak tubulus seminiferus (panah merah) dan

sel leydig (panah hijau). Pembesaran 100x.

Tikus Wistar pada kelompok KP dijumpai gambaran tubulus seminiferus yang kosong,

hanya tampak spermatogonia pada membran basalis dan tidak terlihat perkembangan

sel-sel spermatogenik. Lapisan spermatogonia tampak jarang pada membran basalis

tubulus seminiferus dan jumlah sel leydig pada kelompok KP terlihat lebih sedikit

dibandingkan dengan kelompok lainnya. Pada kelompok KP jelas memperlihatkan

fokus-fokus tubulus seminiferus yang mengalami atrofi. Namun tidak semua

tubulus seminiferus pada sediaan testis kelompok KP terlihat atrofi, masih ada

tubulus seminiferus yang berisi sel-sel spermatogenik sesuai dengan tingkat

perkembangannya walaupun kepadatan sel-selnya secara kualitatif berbeda dengan yang

tampak pada kelompok KN.

A B

C D E


Tikus Wistar pada kelompok yang diberikan jus semangka (P1, P2, dan P3) pada

sediaan testisnya tampak tubulus seminiferus dengan gambaran mikroskopik yang hampir

sama dengan kelompok KN. Susunan lapisan sel-sel spermatogenik pada kelompok ini

tampak normal dan sesuai dengan tingkat perkembangannya dari membran basalis ke arah

lumen tubulus sehingga tampak tubulus seminiferus tidak mengalami atrofi. Kepadatan

sel leydig secara kualitatif pada kelompok ini terlihat lebih padat dibandingkan kelompok

KP.

4.1.6. Lebar Celah Antara Tubulus Seminiferus dengan Sel Spermatogenik

Pengukuran lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik

(gambar 24) diperoleh dengan menggunakan rumus berikut:

Gambar 24. Celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik.

Diameter tubulus seminiferus ditandai dengan garis kuning dan diameter

sel spermatogenik ditandai dengan garis merah.

Lebar Celah = (Diameter Tubulus – Diameter Sel Spermatogenik) : 2

D


Setelah dilakukan pengukuran lebar celah antara tubulus seminiferus dengan

sel spermatogenik, didapatkan rata-rata lebar celah pada masing-masing kelompok seperti

yang ditampilkan pada tabel 17 dan 18. Pada uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata

lebar celah terdistribusi normal maka selanjutnya dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji



setelah pemberian MSG

Kelompok Lebar celah antara tubulus

seminiferus dengan sel

spermatogenik (µm)

X ± SD

Nilai p*

KN 9.92 ± 4.87 0,006

KP 18.99 ± 5.24

*uji t-test


setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Lebar celah antara tubulus

seminiferus dengan sel

spermatogenik (µm)

X ± SD

Nilai p*

KP 18.99 ± 5.24 0,003

P1 16.53 ± 5.77

P2 11.18 ± 3.43#

P3 10.59 ± 2.49#

*uji ANOVA #uji post hoc Tukey p<0,05 dibandingkan KP

Nilai rata-rata lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik

kelompok KP lebih besar sekitar 45% dibandingkan kelompok KN, dan secara statistik

terdapat perbedaan yang bermakna (tabel 17). Pada kelompok yang diberikan jus semangka

(P1, P2, dan P3) nilai rata-rata lebar celahnya semakin mengecil dan mendekati

kelompok KN, secara statistik terdapat perbedaan yang bermakna dibandingkan kelompok

KP (tabel 18). Penghitungan lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik


dilakukan untuk menilai tubulus seminiferus yang mengalami atrofi akibat nekrosis sel-sel

spermatogenik.

4.1.7. Jumlah Sel Leydig

Sel Leydig normal memiliki nukleus tunggal yang berbentuk bulat dan anak inti

(nukleolus) yang gelap terletak ditengahnya, sedangkan sel Leydig tidak normal ditandai

dengan inti sel yang piknotik, menjadi padat, berwarna lebih gelap, dan batas sel

tidak teratur. Pengamatan gambaran mikroskopik terhadap jumlah sel interstisial (Leydig)

dilakukan secara kualitatif dengan cara melihat kumpulan sel Leydig yang berada diantara

3 sampai 4 tubulus seminiferus pada 5 lapangan pandang yang berbeda dengan

pembesaran 400x kemudian diinterpretasikan pada hasil gambaran mikroskopik

masing-masing kelompok.

Gambar 25. Gambaran mikroskopik sel Leydig tikus wistar kelompok KN(A), KP(B),

P1(C), P2(D), dan P3(E). Pembesaran 400x.

A B

C D E


Setelah dilakukan penghitungan jumlah sel Leydig maka didapatkan rata-rata jumlah

sel Leydig pada masing-masing kelompok seperti yang ditampilkan pada tabel 19 dan 20.

Pada uji normalitas didapatkan bahwa nilai rata-rata jumlah sel Leydig terdistribusi normal

maka dilakukan uji-t dan ANOVA untuk menguji perbedaan antar kelompok.

Tabel 19. Rata-rata jumlah sel leydig setelah pemberian MSG

Kelompok Jumlah Sel Leydig

X ± SD

Nilai p*

KN 25.94 ± 3.1 0,017

KP 21.14 ± 3.4

* uji t-test

Tabel 20. Rata-rata jumlah sel leydig setelah pemberian MSG dan jus semangka

Kelompok Jumlah Sel Leydig

X ± SD

Nilai p*

KP 21.14 ± 3.4 0,0004

P1 24.77 ± 2.0

P2 26.03 ± 1.9#

P3 27.71 ± 2.4#

* uji ANOVA # uji post hoc Tukey p<0,05 dibandingkan KP

Jumlah sel Leydig pada kelompok yang diberikan MSG (KP) terjadi penurunan

sekitar 20% dibandingkan kelompok yang tidak diberikan MSG (KN), dan secara statistik

terdapat perbedaan yang bermakna (tabel 19). Nilai rata-rata jumlah sel Leydig pada

kelompok P1, P2, dan P3 secara statistik terdapat perbedaan yang bermakna dibandingkan

kelompok KP (tabel 20).

Hasil pengamatan secara mikroskopis terhadap jumlah sel Leydig menunjukkan bahwa

pemberian MSG dengan dosis 10 mg/grBB menyebabkan menurunnya jumlah sel Leydig,

sedangkan pada kelompok P1, P2, dan P3 setelah diberikan jus semangka mengalami

peningkatan jumlah sel Leydig sejalan dengan konsentrasi jus semangka yang diberikan.


Rata-rata jumlah sel Leydig kelompok P1 meningkat sebesar 15%, kelompok P2 meningkat

sebesar 20%, dan kelompok P3 meningkat sebesar 25% dibandingkan kelompok KP.

4.2. Pembahasan

Pada penelitian ini didapati adanya peningkatan berat badan tikus pada semua kelompok

pada akhir penelitian. Kenaikan rata-rata berat badan tikus pada kelompok yang mendapatkan

MSG kelihatan lebih rendah dibandingkan dengan kelompok kontrol, meskipun

tidak bermakna secara statistik. Setelah pemberian jus semangka, kenaikan berat badan tikus

yang mendapatkan jus semangka juga lebih kecil dibandingkan dengan kelompok yang

mendapatkan MSG, meskipun tidak berbeda bermakna secara statistik. Hal ini sejalan dengan

penelitian Lum (2019) dimana konsumsi semangka tidak menaikkan berat badan secara

signifikan, oleh karena semangka memiliki volume air dan serat yang tinggi sehingga

menimbulkan rasa kenyang tanpa adanya penambahan kalori yang besar.

Konsumsi semangka juga meningkatkan hormon adiponektin yang juga berperan dalam

pengaturan berat badan (Lum et al., 2019).

Pada penelitian ini ditemukan kadar MDA serum yang lebih rendah dan

berbeda bermakna pada kelompok KP (p=0,01) dibandingkan kelompok KN. Kadar MDA

pada kelompok KP juga lebih rendah dibandingkan kelompok P1, P2, dan P3 setelah

diberikan jus semangka, tetapi hasil uji statistik tidak berbeda bermakna. Profil kadar MDA

pada penelitian ini berlawanan dengan penelitian yang lain, seperti halnya penelitian

Pavlovic et al. (2007) pemberian MSG merangsang terbentuknya peroksidasi lipid pada

membran sel yang disebabkan oleh ROS sehingga menyebabkan kadar MDA yang

meningkat (Pavlovic et al., 2007). Sebagian besar literatur menyebutkan bahwa pemberian

MSG dapat menimbulkan terjadinya stres oksidatif, dimana stres oksidatif disebabkan karena

adanya ROS didalam sel yang tidak dapat distabilkan, sehingga terjadi beberapa kerusakan


biomolekuler termasuk DNA, protein dan lipid. Pada lipid akan terjadi peroksidasi lipid yang

ditandai dengan terbentuknya senyawa MDA yang merupakan penanda stress oksidatif

(Ahluwalia et al., 1996; Tsikas, 2016). Namun hasil penelitian ini sejalan dengan

Mondal et al. yang menemukan penurunan fungsi ovarium dan uterus pada tikus betina

dengan kadar MDA yang juga menurun setelah dipapari dengan MSG. Menurunnya

kadar MDA ini kemungkinan disebabkan oleh karena terjadinya peningkatan produksi

antioksidan endogen berupa Superoxide Dismutase (SOD), Gluthation Peroxidase (GPx) dan

Catalase (Mondal et al, 2017).

Pada penelitian ini pemberian MSG 10 mg/grBB dan jus semangka menunjukkan

perbedaan yang bermakna secara statistik dalam hal jumlah dan motilitas sel spermatozoa,

berat testis, lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik, dan jumlah

sel Leydig. Jumlah sel spermatozoa pada kelompok KP lebih sedikit dibandingkan

kelompok KN dengan tingkat perbedaan yang bermakna terhadap kelompok KP (p=0,002)

dibandingkan dengan kelompok KN.

Sel spermatozoa yang dihasilkan di testis dalam perkembangannya sangat dipengaruhi

oleh beberapa hormon reproduksi yaitu gonadotropin, FSH (Follicle-Stimulating Hormone),

LH (Luteinizing Hormone), dan testosteron. FSH merangsang spermatogonium untuk

melakukan mitosis dan meiosis, sedangkan LH merangsang sel Leydig untuk menghasilkan

hormon testosteron yang berfungsi sebagai pematangan sel spermatozoa.

Berdasarkan beberapa penelitian sebelumnya, mekanisme yang berperan dalam hal

diameter tubulus seminiferus yang lebih kecil, jumlah lapisan sel-sel spermatogenik yang

lebih sedikit dan jumlah sel Leydig yang berkurang secara kualitatif dikarenakan adanya

efek neurotoksin yang ditimbulkan MSG pada sistem hipotalamus-hipofisis-Gonad

(Gong et al., 1995; Giovambattista et al., 2003). Dampak MSG dalam menimbulkan

kerusakan pada nukleus arkuata di hipotalamus mengakibatkan terjadinya penurunan


hormon reproduksi. Nukleus arkuata memiliki neuron yang mensekresikan

GnRH (Gonadotropin Releasing Hormone). Adanya lesi pada daerah ini akan mengganggu

sekresi GnRH yang menyebabkan penurunan sekresi hormon gonadotropin, LH, dan FSH

sehingga fungsi reproduksi testis dan proses spermatogenesis tidak dapat berlangsung baik

(Bilondatu et al., 2016). Pada penelitian yang dilakukan Franca et al., dengan memberikan

MSG 4 mg/grBB dapat menurunkan kadar FSH dan LH (Franca et al., 2006).

Penurunan jumlah sel Leydig akan mempengaruhi kadar hormon testosteron yang dihasilkan,

sehingga dapat mempengaruhi proses spermatogenesis. Di dalam tubuh terdapat 2 jenis

testosteron yaitu testosteron plasma/serum dan testosteron intratestikular. Kadar kedua

testosteron berbeda, dimana kadar testosteron intratestikular 3 kali lebih tinggi dibandingkan

dengan kadar testosteron serum. Testosteron yang berperan penting dalam mempengaruhi

spermatogenesis adalah testosteron intratestikular (Jarow et al, 2005).

Pada hasil penelitian ini juga didapati bahwa MSG dapat menurunkan jumlah sel leydig.

Dapat dilihat bahwa terjadi penurunan yang bermakna dari jumlah sel Leydig pada

kelompok KP dibandingkan kelompok KN. Hal ini sejalan dengan penelitian Suryadi (2007)

yang menyatakan bahwa tidak adanya rangsangan hormon gonadotropin terhadap

sel interstisial (Leydig) diakibatkan terganggunya sistem hipotalamus-hipofisis-gonad akibat

MSG akan menyebabkan terjadinya penurunan sekresi hormon gonadotropin, LH, dan FSH.

Penurunan hormon LH menyebabkan menurunnya stimulasi terhadap sel interstisial (Leydig)

sehingga dapat menurunkan aktivitas sel Leydig dalam proses pembelahan maupun dalam

mensintesis hormon testosteron. Akibatnya jumlah sel Leydig menjadi lebih sedikit dan

diameter intinya menjadi lebih kecil (Suryadi et al., 2007).

Jumlah sel Leydig yang lebih sedikit pada kelompok KP dapat juga terjadi akibat

degenerasi sel-sel Leydig melalui mekanisme apoptosis atau kematian pada beberapa sel

tanpa diikuti secara seimbang proses pembelahan atau penambahan sel Leydig yang baru.


Apoptosis atau kematian pada beberapa sel Leydig yang diakibatkan pemberian MSG dapat

disebabkan terjadinya peningkatan kadar Ca2+ dalam intrasel leydig, peningkatan Ca2+

dapat menyebabkan gangguan pada mitokondria dan mengaktifkan enzim ATPase,

phospholipase, endonuklease, dan protease sehingga terjadinya gangguan pada sintesis

ATP (Adenosin Triphosphate) dan gangguan pada permeabilitas membran sel

(Tawfik and Al-Badr, 2012; Salim et al., 2017).

Penurunan jumlah sel Leydig tersebut dapat menyebabkan kadar testosteron

intratestikular menurun. Hal ini berpengaruh terhadap penurunan spermatogenesis yang

ditandai dengan penurunan jumlah sel spermatozoa yang bermakna pada kelompok KP

dibandingkan kelompok KN. Efek negatif MSG terhadap testis dapat terjadi secara langsung

melalui transporter dan reseptor glutamat yang ada di testis yang dapat menimbulkan

penghambatan terhadap spermatogenesis (Alalwani, 2014). Pemberian jus semangka

pada penelitian ini tidak menunjukkan adanya perbaikan jumlah sel spermatozoa pada tikus

yang dipapari MSG. Hal ini kemungkinan disebabkan karena konsentrasi zat aktif yang

terkandung dalam jus semangka tidak mencukupi untuk mengatasi efek MSG dengan

dosis tinggi. Diperlukan kajian lanjutan dengan memberikan semangka dalam bentuk

ekstraksi sehingga konsentrasi zat aktif yang diberikan cukup tinggi.

Pada penelitian ini motilitas spermatozoa kelompok KP lebih sedikit dibandingkan

kelompok KN, dan secara statistik terdapat perbedaan yang bermakna. Pemberian MSG

menyebabkan terjadinya peningkatan kadar kalsium dan gangguan pada mitokondria

sehingga mengaktifkan enzim ATPase, hal ini menimbulkan gangguan sintesis ATP dan

gangguan permeabilitas membran sel (Tawfik and Al-Badr, 2012; Salim et al., 2017).

Penurunan motilitas spermatozoa pada kelompok yang diberikan MSG (KP) dapat terjadi

akibat gangguan sintesis ATP yang dapat menyebabkan gangguan pada motilitas

sel spermatozoa.


Pada kelompok P1, P2, dan P3 yang diberikan jus semangka, motilitas spermatozoa

semakin meningkat sesuai dengan konsentrasi jus semangka yang diberikan.

Motilitas spermatozoa yang meningkat dapat terjadi karena tikus diberi perlakuan berupa

jus semangka yang berfungsi sebagai antioksidan dan diharapkan dapat mengurangi

kerusakan akibat radikal bebas yang berlebihan tersebut. Pada penelitian sebelumnya bahwa

antioksidan likopen yang terdapat didalam buah semangka dapat meningkatkan motilitas

spermatozoa (Anas and Asterina, 2011). Kandungan likopen dalam buah semangka memiliki

kekuatan antioksidan yang lebih baik daripada vitamin C dan E (Bagiada et al, 2005).

Likopen sebagai antioksidan mempunyai kemampuan untuk mencegah kerusakan sel-sel

tubuh akibat radikal bebas dengan mengurangi efek toksik dari ROS (Sulistyowati, 2006).

Disamping itu, likopen juga memberikan efek melalui pengaturan komunikasi antar sel

(gap junction communication), modulasi ekspresi gen, regulasi siklus sel dan memperkuat

sistem imun (Durairajanayagam, et al. 2014).

Aktivitas sel-sel spermatogenik selama proses spermatogenesis sangat tinggi yaitu

terjadi perubahan-perubahan morfologi dan biokimia untuk membentuk sel spermatozoa.

Aktivitas tersebut bergantung pada sumber energi (glukosa) yang merupakan substrat penting

untuk sel-sel spermatogenik. Terjadinya peningkatan sel-sel spermatogenik disebabkan

karena transpor glukosa ke dalam sel-sel spermatogenik tidak terhambat, sehingga sel-sel

tersebut mendapatkan suplai energi yang cukup. Apabila terjadi hambatan transpor glukosa

ke dalam sel-sel spermatogenik maka dapat menyebabkan terhambatnya sintesis protein.

Namun peran zat aktif likopen dalam meningkatkan transpor glukosa dan sintesis protein

masih belum diketahui dengan pasti (Anas and Asterina, 2011).

Pada penelitian ini dari gambaran mikroskopik, rata-rata diameter tubulus seminiferus

menunjukkan diameter yang paling kecil pada kelompok KP dibandingkan kelompok

lainnya, namun secara statistik rata-rata diameter tubulus seminiferus tidak


berbeda bermakna. Pengamatan gambaran mikroskopik pada tubulus seminiferus

menunjukkan pemberian MSG pada kelompok KP terjadi hambatan dalam proses

spermatogenesis yang menyebabkan gangguan perkembangan sel-sel spermatogenik,

sehingga pada gambaran mikroskopik kelompok KP memperlihatkan tubulus seminiferus

dengan susunan sel-sel spermatogenik yang berkurang dan tidak sesuai tingkat

perkembangannya. Pada kelompok P1 memperlihatkan sediaan testis dengan gambaran

tubulus seminiferus yang tidak jauh berbeda dengan kelompok KP, namun pada kelompok ini

beberapa tubulus seminiferus didapati juga gambaran dengan susunan sel-sel spermatogenik

yang tampak sesuai dengan keadaan yang normal.

Gangguan pada perkembangan sel-sel spermatogenik dapat disebabkan menurunnya

sekresi FSH yang merangsang pertumbuhan sel-sel spermatogenik, sehingga pada

tubulus seminiferus mengalami atrofi, terlihat pada kelompok KP dengan tubulus seminiferus

yang lapisan sel-sel spermatogenik lebih sedikit dibandingkan kelompok lainnya. Lapisan

sel-sel spermatogenik ini memberi pengaruh pada ukuran diameter tubulus seminiferus.

Dengan berkurangnya lapisan sel-sel spermatogenik akibat penekanan pada proses

spermatogenesis menyebabkan dorongan sel spermatozoa dari dalam tubulus seminiferus

menjadi berkurang sehingga diameter tubulus seminiferus juga ikut mengecil. Hal ini sejalan

dengan penelitian Bilondatu et al. (2016) dan Sugeng et al. (2010) yang menyatakan bahwa

gangguan perkembangan spermatozoa mengakibatkan penurunan pada diameter

tubulus seminiferus, dan menurut Anindita et al. (2008) yang menyatakan bahwa

peningkatan proses spermatogenesis dapat meningkatkan diameter tubulus seminiferus dan

berat testis.

Hasil pengamatan terhadap berat testis dan lebar celah antara tubulus seminiferus

dengan sel spermatogenik pada penelitian ini menunjukan bahwa berat testis pada kelompok

KP lebih ringan dibandingkan kelompok lainnya dan pada lebar celah antara tubulus

71


seminiferus dengan sel spermatogenik pada kelompok KP menunjukkan bahwa

lebar celahnya lebih besar dibandingkan kelompok lainnya. Hal ini sesuai dengan

pengamatan secara mikroskopik pada kelompok KP yang tampak gangguan proses

spermatogenesis didalam tubulus seminiferus. Pengamatan yang dilakukan terhadap

variabel tersebut menunjukkan bahwa kemungkinan terjadinya atrofi pada

tubulus seminiferus.

Gangguan pada sistem reproduksi jantan yang ditimbulkan akibat pemberian MSG

tidak hanya disebabkan oleh karena efek MSG secara langsung terhadap testis melalui

reseptor dan transporter glutamat yang ada pada testis, namun juga melalui mekanisme

kerusakan yang mengganggu sistem hipotalamus-hipofisis-gonad. Namun bagaimana

mekanisme kerusakan yang ditimbulkan ini masih belum dapat dijelaskan dengan rinci dan

masih membutuhkan bukti-bukti penelitian ilmiah selanjutnya (Gill et al., 2000;

Takarada et al., 2004).


BAB 5

KESIMPULAN DAN SARAN

5.1. Kesimpulan

Pada penelitian ini diperoleh kesimpulan sebagai berikut:

1. Pemberian MSG 10 mg/gr BB secara bermakna mengurangi jumlah dan motilitas

spermatozoa, kadar MDA serum, berat testis, dan jumlah sel leydig, serta memperbesar

lebar celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik.

2. Pemberian jus semangka dengan konsentrasi 100% dapat membuat lebih besar persentase

motilitas spermatozoa dan jumlah sel leydig secara bermakna, serta memperkecil lebar

celah antara tubulus seminiferus dengan sel spermatogenik pada tikus yang dipapari MSG.

3. Pemberian jus semangka tidak dapat memperbanyak jumlah sel spermatozoa pada tikus

yang dipapari dengan MSG.

4. Pemberian jus semangka tidak secara signifikan membuat lebih lebar diameter

tubulus seminiferus pada tikus yang dipapari dengan MSG.

5.2. Saran

1. Perlu dilakukan penelitian lanjutan untuk mengukur kadar enzim antioksidan seperti:

Superoksida Dismutase (SOD) dan Glutation Peroksidase untuk menelaah kapasitas

antioksidan endogen di dalam tubuh.

2. Perlu dilakukan penelitian lanjutan terhadap ekstrak semangka yang di standarisasi

berdasarkan kadar likopen.

3. Perlu dilakukan pemeriksaan profil hormon reproduksi seperti FSH, LH, Testosteron, dan

GnRH untuk membuktikan mekanisme kerja MSG terhadap sistem endokrin reproduksi.


DAFTAR PUSTAKA

Abdel Moneim, W.M., Yassa, H.A., Makboul, R.A. and Mohamed, N.A. 2018. Monosodium

Glutamate Affects Cognitive Functions in Male Albino Rats. Egypt J Forensic Sci,

p.8-9.

Acharya, U.R., Acharya, S. and Mishra, M. 2003. Lead Acetate Induced Cytotoxicity

in Male Germinal Celss of Swiss Mice. Ind Health, 41: 291-294.

Adetutu, A., Olorunnisola, O. and Owoade, O. 2015. Nutritive Values and Antioxidant

Activity of Citrullus lanatus Fruit Extract. J Nutr Food Sci, 6: 1056–1064.

Ahluwalia, P., Tewari, K. and Choudhary, P. 1996. Studies on the Effects of

Monosodium Glutamate (MSG) on Oxidative Stress in Erithrocytes of

Adult Male Mice. Toxicol Lett, 84; 161-5.

Alalwani, A.D. 2014. Monosodium Glutamate Induced Testicular Lesions in Rats

(Histological Study). Middle East Fertil Soc J. Vol. 19(4), 274-280.

Albrahim, T. and Binobead, M.A. 2018. Roles of Moringa oleifera Leaf Extract in Improving

the Impact of High Dietary Intake of Monosodium Glutamate-Induced Liver Toxicity,

Oxidative Stress, Genotoxicity, DNA Damage, and PCNA Alterations in Male Rats.

Oxid Med Cell Longev, 1-11.

Anas, E. and Asterina. 2011. Efek Pemberian Jus Tomat (Lycopersicum pyriporme) Terhadap

Spermatogenesis pada Tikus Putih (Rattus norvegicus) Jantan Dewasa

Hyperkolesterolemia. MKA. No.1 Vol.35.

Anindita, K. and Sutyarso. 2008. Pengaruh Pemberian Vitamin C Terhadap Berat Testis,

Jumlah Sel Leydig, dan Diameter Tubulus Seminiferus Mencit (Mus musculus)

Jantan Dewasa yang Diinduksi Monosodium Glutamate. Digital Repository Unila.

Universitas Lampung.

Apryanto, A. 2002. Pengaruh Pengolahan Terhadap Nilai Gizi. Makalah Seminar Online

Kharisma Ke-2. Available at : http://www.kharisma.de/files/home/makalah_anton.pdf

Ardyanto and Dwi, T. 2004. MSG dan Kesehatan: Sejarah, Efek dan Kontroversinya.

INOVASI, 1 (XVI). hlm. 52-56.

Bacanli, M., Basaran, N. and Basaran, A.A. 2017. Lycopene: Is it Beneficial to Human

Health as an Antioxidant?. Turk J Pharm Sci, 14(3): 311-318.

Bagiada, A., Arcana, and Mahasucipta. 2005. Peran Antioksida Untuk Mencegah Beberapa

Kelainan Jaringan Tubuh. MKI; 55(6):455-8.

Balitbang Kemenkes RI. 2013. Riset Kesehatan Dasar; RISKESDAS. Jakarta: Balitbang

Kemenkes RI.


http://www.kharisma.de/

Bilondatu, R.S.S., Durry, M. and Lintong, P. 2016. Gambaran Histopatologik Testis Tikus

Wistar (Rattus norvegicus) Setelah Pemberian Monosodium Glutamate (MSG).

Jurnal e-Biomedik (eBm), Vol. 4. Nomor 2.

Brilliantina, L. 2013. Pengaruh Pemberian Monosodium Glutamat pada Induk Tikus hamil

Terhadap Berat Badan dan Perkembangan Otak Anaknya pada Usia 7-14 Hari.

UI Library. Jakarta: Fakultas Kedokteran Universitas Indonesia.

Calderone, L. 2016. Here’s how food companies sneak MSG into foods.

https://www.businessinsider.com/msg-goes-by-many-different-names-2016-1/?IR=T

(accessed May 12, 2019)

Corwin, E.J. 2008. Buku Saku Patofisiologi. Jakarta: EGC. hlm. 521-539.

Dalimartha, S. 2003. Atlas Tumbuhan Obat Indonesia. Jilid 3: Jakarta: Penerbit Puspasuara.

Cetak 1.

Danbolt, N.C. 2001. Glutamate as a Neurotransmitter-an Overview. Prog. Neurobiol;

65: 1-105.

Durairajanayagam, D., Agarwal, A., Ong, C. and Prashast, P. 2014. Lycopene and Male

Infertility. Asian J Androl; 16(3): 420-425.

Edyson. 2003. Pengaruh Pemberian Kombinasi Vitamin C dan E Terhadap

Aktivitas Superoxide Dismutase (SOD) dan Kadar Malondialdehyde (MDA) pada

Eritrosit Rattus norvegicus galur wistar yang Diinduksi L-tiroksin. J Biosains,

vol. 5(3) : 40-48.

Edwards, A.J., Vinyard, B.T., Wiley, E.R., Brown, E.D., Collins, J.K. et al. 2003.

Consumption of Watermelon Juice Increases Plasma Concentrations of Lycopene and

β-Carotene in Humans. J Nutr. vol.133(4): 1043–1050.

Eisenbrand, G. 2006. The Potential Involvement of Glutamate Ingestion in Chronic

Neurodegenerative Disease. Mol Nutr Food Res; 50(12): 1239-43.

Erb, J.E. and Erb, T.M. 2003. The slow poisoning of America. Virginia Beach: VA Paladins

Press.

Erhirhie, E.O. and Ekene, N.E. 2013. Medicinal Values on Citrullus lanatus (Watermelon).

IJRPBS : 4(4), 1305–1312.

Fauzi, T.M. 2008. Pengaruh Pemberian Timbal Asetat dan Vitamin C Terhadap Peroksidasi

Lipid dan Kualitas Spermatozoa di dalam Sekresi Epididimis Mencit albino

(Mus musculus L) Strain BALB/C. [Thesis]. Medan: Universitas Sumatera Utara.

Program Pascasarjana.

Federer, W. 1963. Experimental Design, Theory and Application. New York, Mac Millan.


https://www.businessinsider.com/msg-goes-by-many-different-names-2016-1/?IR=T

Franca, L.R., Suescun, M.O., Miranda, J.R., Giovambattista, A., Perello, M. et al. 2006.

Testis Structure and Function in a Nongenetic Hyperadipose Rat Model at Prepubertal

and Adult Ages. Endocrinology, 147, 1556-63.

Garret, R. and Grisham, C. 2007. Biochemistry, 4th

edition. Virginia: Brooks/Cole,

Cengage learning: 776-779.

Ghosh, S.K. 2017. Studies on Monosodium L-Glutamate (MSG): Harmful Effects of

Prolonged and High Dose Administration of MSG on Animal Body. WJPPS; 6(4):

500–503.

Gill, S., Mueller, R., Mcguire P., and Pulido O. 2000. Potential target sites in peripheral

tissues for excitatory neurotransmission and excitotoxicity. Toxicol Pathol; 28: 277-

84.

Giovambattista, A., Suescun, M., Nessralla, C., Franca, L., Spinedi, E., and Calandra, R.

2003. Modulatory Effects of Leptin on Leydig Cell Function of Normal and

Hyperleptinemic Rats. Neuroendocrinology; 78:270-9.

Gong, S.L., Xia, F.Q., Wei, J., Li, X.Y., Sun, T.H. et al. 1995. Harmful Effects of MSG on

Function of Hypothalamus-pituitary-target Gland System. Biomed Environ Sci.;

8:310-7.

Goodman, S. 1995. Ester-C® : Vitamin C Generasi III. Cetakan ketiga. Penerbit Gramedia

Pustaka Utama. hlm 97-100.

Gupta, S., Pandey, R., Katyal, R., Aggarwal, H.K., Aggarwal, R.P. and Aggarwal, S.K. 2005.

Lipid Peroxide Levels and Antioxidant Status in Alcoholic Liver Disease. Indian J

Clin Biochem; 20 (1) : 67-71.

Guyton, A.C. and Hall, J.E. 2008. Fungsi Reproduksi Hormonal Pria. Fisiologi Kedokteran

alih bahasa Irawati et al. ed 11. Jakarta: EGC. hlm.1055.

Hamza, R.Z. and AL-Harbi, M.S. 2014. Monosodium Glutamate Induced Testicular Toxicity

and the Possible Ameliorative Role of Vitamin E or Selenium in Male Rats.

Toxicol Rep. 1037-1045.

Hartati, S.M., Pangkahila, W. and Aman, IGM. 2018. Pemberian Dexpanthenol

Intraperitoneal Menghambat Penurunan Jumlah Sel Leydig dan Sel Sertoli pada

Testis Tikus Putih (Rattus norvegicus) galur Wistar yang Dipapar Monosodium

Glutamate. IJAAM. Vol. 2(1): 9-13.

He, K., Du, S., Xun, P., Sharma, S., Wang, H. et al. 2011. Consumption of Monosodium

Glutamate in Relation to Incidence of Overweight in Chinese adults: China Health

and Nutrition Survey (CHNS). Am J Clin Nutr; 93(6):1328-36.

Hodgson, E. and Levi, P.E. 2000. A Textbook of Modern Toxicology. New York:

McGraw-Hill Companies, Inc. 207-10.


Holzapfel, N.P., Holzapfel, B.M., Champ, S., Feldthusen, J., Clements, J. et al. 2013.

The Potential Role of Lycopene for the Prevention and Therapy of Prostate Cancer :

from Molecular Mechanisms to Clinical Evidence. Int J Mol Sci; 14(7): 14620–46.

Husaini, M.A. 2001. Gizi, Proses Penuaan dan Umur Panjang. CDK; 73 : 22-25.

IHS. Monosodium Glutamate (MSG). 2018. Chemical economics handbook: html

https://www.ihsmarkit.com/products/monosodium-glutamate-chemicaleconomics-

handbook.html (accessed March 17, 2019)

Ingels, D. 2003. Consumption of Watermelon Juice can Increases Blood Concentrations of

Lycopene and Beta-carotene. J Nutr. 133:1043-50.

Ito, M. 2009. Domestic and overseas food products business FY 2008-2010 medium term

plan. Available from: http://www.ajinomoto.com/ir/pdf/08July02-food-E.pdf

Jarow, J.P., Chen, H., Rosner, W., Trentacoste, S. and Zirkin, B.R. 2005. Assesment of

Androgen Environment Within the Human Testis: Minimally Invasive Method to

Obtain Intratesticular Fluid. J Androl; 22(4):640-5.

Jinap, S. and Hajeb, P. 2010. Glutamate. Its Application In Food and Contribution to Health.

Appetite. 55(1): 1-10

Junqueira, L.C. and Carneiro. 2007. Histologi Dasar : Teks & Atlas, Penerjemah: Jan

Tambayong, editor. Frans Dany, Edisi 10, Jakarta : EGC. Terjemahan dari: Basic-

histologi : text & atlas.

Kim, J.Y., Lee, J., Han, Y., Lee, J.H., Bae, I. et al. 2015. Pretreatment with Lycopene

Attenuates Oxidative Stress-Induced Apoptosis in Human Mesenchymal Stem Cells.

Biomol Ther; Vol.23(6): 517-24.

Lautan, J. 1997. Radikal Bebas pada Eritrosit dan Leukosit. CDK, 116 : 49-51.

Lum, T., Connolly, M., Marx, A., Beidler, J., Hooshmand, S. et al. 2019. Effects of Fresh

Watermelon Consumption on the Acute Satiety Response and Cardiometabolic Risk

Factors in Overweight and Obese Adults. Nutrients, 11;595.

McErlane, S. and Andrews, K. 2015. Oral Dosing (Gavage) in Adult Mice and Rats SOP.

Canadian Council on Animal Care guidelines; 1–7.

Meldrum, B.S. 2000. Glutamate and Glutamine in the Brain Glutamate as a Neurotransmitter

in the Brain : Review of Physiology and Pathology 1, 8, 1007–15.

Meroni, E. and Raikos, V. 2018. Lycopene in Beverage Emulsions: Optimizing Formulation

Design and Processing Effects for Enhanced Delivery. Beverages; Vol.4(14): 1-10.

Mondal, M., Sarkar, K., Nath, P.P. and Paul, G. 2017. Monosodium Glutamate Suppresses

the Female Reproductive Function by Impairing the Functions of Ovary and Uterus in

Rat. Environ Toxicol; p.1-11.


https://www.ihsmarkit.com/products/monosodium-glutamate-chemicaleconomics-handbook.html

https://www.ihsmarkit.com/products/monosodium-glutamate-chemicaleconomics-handbook.html

http://www.ajinomoto.com/ir/pdf/08July02-food-E.pdf

Monti, P. 2017. Monosodium glutamate - The Molecule that Enhances Taste in Food.

[Archived version]. figshare. diaksestanggal 7 April 2019.

Nalbandov, A.V. 1990. Fisiologi Reproduksi pada Mammalia dan Unggas. Cetakan 1.

Edisi ketiga. Universitas Indonesia, Jakarta. hlm 41-53, 247-265.

Nayanatara, A., Vinodini, N., Damadar, G., Ahemed, B., Ramaswamy, C. et al. 2008. Role

of Ascorbic Acid in Monosodium Glutamate Mediated Effect on Testicular Weight,

Sperm Morphology and Sperm Count in Rat Testis. J. Chin. Clin. Med., Vol. 3(1).

p.1-5.

Niaz, K., Zaplatic, E. and Spoor, J. 2018. Guest editorial : Extensive Use of

Monosodium Glutamate : a Threat to Public Health? Exp Clin Sci J; 17:273–278.

Niki, E., Yoshida, Y., Saito, Y. and Noguchi, N. 2005. Lipid Peroxidation: Mechanisms,

Inhibition, and Biological Effects. BBRC. 338(1): 668-76.

Pavlovic, V., Pavlovic, D., Kocic, G., Sokolovic, D., Jevtovic-Stoimenov, T., et al. 2007.

Effect of Monosodium Glutamate on Oxidative Stress and Apoptosis in Rat Thymus.

Mol Cell Biochem; 303: 161-166.

Petyaev, I.M. 2016. Lycopene Deficiency in Aging and Cardiovascular Disease.

Oxid Med Cell Longev. Vol.3:1-6.

Pinto, M.P., Nunes dos Santos, C., Henriquesa, C., Lima, G. and Quedas, F. 2011. Lycopene

Content and Antioxidant Capacity of Portuguese Watermelon Fruits. EJEAFChe;

10(4): 2090-2097.

Prawirohardjono, W., Dwiprahasto, I., Astuti, I., Hadiwandono, S., Kristin, E. et al. 2000.

The Administration to Indonesians of Monosodium L-Glutamate in Indonesian

Foods : An Assessment of Adverse Reactions in a Randomized Double-Blind,

Crossover, Placebo-Controlled Study. J Nutr; 130: 1074–1076.

Prayoga, P.R. 2015. The Effect of Tomato (Lycopersicum esculentum Mill.) to Amount,

Motility, and Morphology of Spermatozoa in Cigarettes Induced Infertility Patients.

J Majority. Vol. 4 Nomor 5.

Pryor, W.A., Houk, K.N., Foote, C.S., Fukuto, J.M., Ignarro, L.J. et al. 2006. Free Radical

Biology and Medicine: it’s a gas, man!. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol.

291: R491-511.

Rao, A.V., Ray, M.R. and Rao, L.G. 2006. Lycopene. Adv Food Nutr Res. Vol.51:99-164.

Salim, L., Nawangsari, Ilmiawan, M.I. and Pratiwi, S.E. 2017. Pengaruh Penghentian

Monosodium Glutamat terhadap Jumlah Sel Leydig Tikus Putih (Rattus norvegicus)

Jantan Dewasa. J Cereb, Vol. 3 No.3.

Sanocka, D. and Kurpiz, M. 2004. Reactive Oxygen Species and Sperm Cells.

Reprod Biol Endocrinol; 2 (12) : 1–7.


Sharma, V. and Deshmukh, R. 2015. Ajimomoto (MSG): A Fifth Taste Or A Bio Bomb.

EJPMR; 2(2): 381-400.

Smith, Q.R. 2000. Glutamate and Glutamine in the Brain : transport of glutamate and

other amino acids at the blood-brain barrier. American Society for Nutritional

Sciences. J Nutr. 130: 1016-22.

Suciati, T., Ismono, D. and Iwan, J. 2014. Pengaruh Likopen Terhadap Gambaran

Tubulus Seminiferus dan Kualitas Sperma Mencit (Mus musculus L.) yang Terpapar

Asap Rokok. Jurnal Anatomi dan Fisiologi Hewan. Vol.1(1).

Sufitni, Feriyawati, L., Pane, Y.S. and Lelo, A. 2019. The Effect of Torbangun Leaves Tea

on MSG-Induced Fetal Development Disorder in Mice. SUMEJ; Vol.2(1): 34-38.

Sugeng, S.I., Tiono, H. and Anandaputri, V.N. 2010. Pengaruh Pasta Tomat

(solanum lycopersicum) Terhadap Diameter Tubulus Seminiferus Mencit

(Mus musculus) galur DDY yang Terpajan Asap Rokok Berfilter. J Med. 10:47-54.

Sukmaningsih, A.A., Ermayanti, I.G.A.M., Wiratmini, N.I. and Sudatri, N.W. 2011.

Gangguan Spermatogenesis setelah Pemberian Monosodium Glutamate pada Mencit

(Mus musculus L). J Biol, Des;(2):15.

Sulistyowati, Y. 2006. Pengaruh Pemberian Likopen Terhadap Status Antioksidan

(Vitamin C, vitamin E dan Gluthathion Peroksidase) Tikus (Rattus norvegicus galur

Sprague Dawley) Hiperkolesterolemik. [Thesis]. Semarang: Program Studi

Magister Ilmu Biomedik.

Suryadi, E., Iryani, D. and Suryono, S.K. 2007. Perubahan Sel-sel Leydig Tikus Putih Jantan

Dewasa Setelah Pemberian Monosodium Glutamat Oral. JAI. Vol.1(1):120-32.

Takarada, T., Hinoi, Balcar, V., Taniura, H. and Yoneda, Y. 2004. Possible Expression of

Functional Glutamate Transporters in the Rat Testis. J Endocrinol; 181:233-44.

Tawfik, M.S. and Al-Badr, N. 2012. Adverse Effects of Monosodium Glutamate on Liver

and Kidney Functions in Adult Rats and Potential Protective Effect of Vitamins C

and E. FNS; 3: 651-659.

Tlili, I., Hdider, C., Lenucci, M.S., Riadh, I., Jebari, H. et al. 2011. Bioactive Compounds

and Antioxidant Activities of Different Watermelon (Citrullus lanatus) Cultivars as

Affected by Fruit Sampling Area. J Food Compos. Anal. Vol.24(3): 307–314.

Tsikas, D. 2016. Assesment of Lipid Peroxidation by Measuring Malondialdehyde (MDA)

and Relatives in Biological Samples: Analytical and Biological Challenges.

Anal Biochem; 524: 13-30.

Tuminah, S. 2000. Radikal Bebas dan Antioksidan : Kaitannya Dengan Nutrisi dan Penyakit.

CDK; 128 : 49-50.

USDA. 2018. National Nutrient Database for Standard Reference. Release 1 April, 2018.

Full Report (All Nutrients), Watermelon. 1–7.


Wakidi, R.F. 2012. Efek Protektif Vitamin C dan E Terhadap Mutu Sperma Mencit Jantan

Dewasa yang di Pajan dengan Monosodium Glutamat. [Thesis]. Medan:

Fakultas Farmasi Universitas Sumatera Utara.

Walczak-Jedrzejowska, R., Wolski, J.K. and Slowikowska-Hilczer, J. 2013. The Role of

Oxidative Stress and Antioxidants in Male Fertility. Cent European J Urol; 66(1):

60-7.

WHO. 1987. Laboratory Manual for the Examination of Human Semen and Semen-cervical

mucus interaction. Cambridge university press, Melbourne, 31: p.7-11.

Winarsih, H. 2007. Antioksidan Alami dan radikal Bebas. Edisi V. Yogyakarta: Kanisius.

hlm.49-50.

Yatim and Wildan. 1994. Reproduksi dan Embryologi. Bandung: Penerbit Tarsito. Ed.3:

hlm.323.

Yonata, A. and Iswara, I. 2016. Efek Toksik Konsumsi Monosodium Glutamate. J Majority;

Vol.5(3): 100–4.

Zarghami, N. and Khosrowbeygi, A. 2005. Seminal Plasma Levels of 15-F2α-Isoprostane,

Malondialdehyde and Total Homocysteine in Normozoospermic and

Asthenozoospermic Males. Indian J Clin Biochem; 20(2): 86-91.

Zhu, S. and Gouaux, E. 2017. Structure and Symmetry Inform Gating Principles of

Ionotropic Glutamate Receptors. Neuropharmacology; 112: 11-5.

Zulkarnain. 2017. Budidaya buah-buahan tropis. Edisi 1.Cetakan 1. Deepublish. Yogyakarta.






Documents

EFEK PEMBERIAN JUS SEMANGKA (Citrullus lanatus)