Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri · Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri 8 iki haftada bir 0.5 mL

141DERMAN MEDICAL PUBLISHING1

Mustafa İssi, Yusuf Gül

Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri

Kan AlınmasıGenel PrensiplerLaboratuvar hayvanlarından kan alma deneysel çalışmaların büyük bir çoğunluğun-da hematolojik ve biyokimyasal analizler için gereklidir [1, 2]. Hematolojik muayene-ler EDTA’lı (etilendiamin tetra asetik asit) tüplere alınan kanda, biyokimyasal analiz-ler ise serumda veya heparin ilave edilerek elde edilen plazmada yapılır [2, 3].Stres (özellikle hayvan tespit edilirken oluşan aşırı stres) hematolojik ve biyokimya-sal parametreleri oldukça etkiler [2, 4-6]. Stres durumunda hematokrit değer ve ak-yuvar sayısında artış olabilir, kan glikozu normalin 2 katı kadar yükselebilir ve bazı hormonların kandaki miktarları değişebilir [2, 5, 6]. Anestezik ve aneljeziklerin de he-matolojik ve biyokimyasal parametereleri etkileyebileceği dikkate alınmalıdır [2]. Strese neden olması yanında hayvanın refahı açısından uygun bir kan alma tekniği-nin belirlenmesine her zaman ihtiyaç vardır [2, 5-8]. Kan alma yönteminin deneyin planlama aşamasında düşünülmesi gerekir [5, 7] ve yöntemin seçimin de kan alma amacı (arteryel kan, venöz kan veya ikisinin karışımı gerektiğinde), kan alma süresi, sıklığı veya deneyin devam edip etmeyeceği etkilidir [5]. Laboratuvar hayvanlarından çeşitli amaçlar için değişik miktarlarda ve farklı bölge-lerden kan alınmaktadır [3, 9-11]. Bazı bölgelerden kan alımında ağrı meydana gel-diğinden dolayı anestezi yapılmalıdır [5, 7, 12-14].Kan almak için damar kesilmesi önerilmez. Şayet böyle bir işlem uygulanacaksa anestezi altında yapılmalıdır [7]. Parmak veya kuyruk ucu kesilerek kan alınması da yasaklanmıştır. Bu şekilde kan almada venden ziyade bir arterin kesilmesi sonucu şiddetli kanamalara neden olması daima mümkündür. Ayrıca yöntemin yeri enfeksi-yon, hemoraji ve diğer komplikasyonlar için çok hassastır [6, 7].Güvenli kan alımı için ratın vücut ağırlığına göre farklı volümlerde kan ihtiva ettiği unutulmamalıdır [7]. Erişkin bir rat yaklaşık olarak 70 mL/kg kan volümüne sahiptir [15]. Ratlar genel olarak 300-500 g geldiği için ortalama erişkin bir hayvanın kan vo-lümü yaklaşık olarak 30 mL’dir [2]. Ölümcül (terminal, hayvanı feda etmeyi gerekti-

142 DERMAN MEDICAL PUBLISHING

Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri

2

ren) kan alımında hayvanın vücut ağırlığının % 5’i kadarı alınabilir. Burada kan alımı, tam bir genel anestezi altında yapılmalı ve kan alımı sonrasında alternatif bir ötena-zi metodu uygulanarak ölüm sağlanmalıdır [7].Kan alındıktan sonra hayvanın yaşaması isteniyorsa dolaşımda bulunan kan miktarı-nın % 10’undan fazlasının alınmaması gerekir [5-7, 15]. Alınacak kan örneği mikta-rı maksimum 2.5 mL kadardır [2]. Zira bu miktardan daha az kan kaybında herhangi bir belirti görülmez. Tüm kanın % 15-20’sinin kaybında ise arteryel basınç ve kardi-yak atımda azalma görülür. Daha fazla miktarda kan alımının ise hipovolemi ve kar-diyovasküler yetmezlik sonucu ölüme neden olacağı dikkate alınmalıdır [2, 6-8, 15]. Bir kerede büyük volümlerde kan alınması gerekiyorsa alınan miktarı telafi etmek için i.v olarak izotonik sıvılar yavaşça verilmelidir [6, 7]. Deney hayvanlarından haftalık aralıklarla çok sayıda kan alınacaksa vücut ağırlığının maksimum % 1’i (kan volümünün % 5-10’u) alınabilir. Alınan bu volüm, sağlıklı eriş-kin hayvanlarda 24 saat içinde telafi edilmekle beraber bütün kan öğelerinin norma-le dönmesi için iki haftaya ihtiyaç vardır [7, 8]. Alınabilecek maksimum miktardan daha az kan örnekleri alındığında hayvan 1 mL/kg/gün oranında kan öğelerini yeni-leyecektir [7].Tekrarlayan kan alımları birkaç ay devam edecekse alyuvar sayısı, hematokrit değer ve kan frotisi yapılarak aneminin kontrol edilmesi gereklidir [6]. Yine tekrarlayan kan alımları gerektiği zaman her seferinde damarı delmek yeri-ne heparin/serum fizyolojik içeren kalıcı kanül yerleştirilebilir. Anestezi uygulamadan yüzlek (yüzeysel) venlere yerleştirilebileceği gibi anestezi altında derin venlere de sa-bitleştirilebilir. Bu durum hayvanlara sıkıntı vermeden kolayca kan almaya yardımcı olur. Ancak kalıcı katater yerleştirildiği zaman bazen ciddi kanamalara neden olabi-leceğinden 30–60 dakika aralıklarla kontrol edilmelidir [2].Kan alımından sonra bölgeye direkt olarak veya gazlı bir bez ile bastırılarak kanama-nın durdurulması sağlanmalıdır. Arteryel punksiyonlardan sonra birkaç dakika basınç uygulanması gerekebilir. Kan alma metodu ne olursa olsun tam hemostaz elde edi-lene kadar (kan alma yerinden hiç kan gelmeyinceye kadar) hayvanlar kafese bırakıl-mamalıdır [2, 7].Sağlıklı ratlarda hematolojik ve bazı biyokimyasal parametreler ile hormon düzeyle-ri Tablo 1, 2 ve 3’de verilmiştir.

Kan Alma MetotlarıRatlardan kan alımı için farklı yöntemler belirtilmiştir. Bu yöntemler kanın alındığı yere göre sınıflandırılabileceği gibi (Arterlerden ve venlerden alınabildiği gibi göz da-marlarından ve kalbin punkisyonuyla da kan alınabilir) anestezi gerektiren veya anes-tezi gerektirmeyen yöntemler olarak ta ayrılabilir. Ayrıca hayvanın yaşamasına izin veren veya feda etmeyi gerektiren olarak ta adlandırılabilir (Tablo 4) [3, 6, 7, 15, 16, 20]. Özellikle büyük miktarlarda kan alımı için çoğu zaman işlemin başında veya so-nunda hayvanın feda edilmesi zorunludur [16].Venaya veya vasküler sistemin diğer kısımları içerisine kanülle uygun bir şekilde giril-mesi normal olarak yöntemin en zor kısmıdır. Bazı kurallar verilebilir, ama pratik bir beceri sağlanmalıdır [7, 8]. Kan almada kullanılacak iğneler (Şekil 1) ve çapları Tablo 5’de verilmiştir [16]. Uygulama bölgesindeki kıllar kırpılır veya tıraş edilir. Daha son-ra bölge dezenfektan veya deterjan ilave edilmiş ılık su ile temizlenir ve alkolle sili-nir [6-8].

143DERMAN MEDICAL PUBLISHING

Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma TeknikleriDeney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri

3

Tablo 1. Ratlar için normal hematolojik değerler

Tablo 2. Ratlar için normal serum biyokimyasal parametreleri



4

Tablo 3. Ratlardaki bazı hormonların plazma konsantrasyonları [18]

Tablo 4. Ratlarda kan alma metotları

Şekil 1. Kan almada kullanılabilecek farklı kalınlıklarda enjeksiyon iğneleri [16]



5

Kuyruktan Kan AlınmasıHem yeni sütten kesilen hem de erişkin ratlarda aralıklı kan örneği almak için en uy-gun yöntemdir [15]. Bu yöntemle ratın büyüklüğüne bağlı olmakla birlikte genellikle lateral kuyruk veni kullanılarak 0.1–2 mL kan alınabilir [9, 21]. Kuyrukta 2 lateral ve 1 dorsal olmak üzere üç tane ven, 1 tane de ventral arter vardır [15]. Genellikle kan alımı için tercih edilen lateral venler [9, 15, 21] ince duvarlı olma-larına rağmen kalıcı kanülasyon amacıyla da kullanılabilen damarlardır [16]. Kuyruk tıraş edilir ve antiseptiklerle temizlenir. Venlerin dilate olarak daha iyi görün-mesi için hayvanın kuyruğunun 5-8 dakika 370C’lik suya daldırılması (Şekil 2a), al-

kol ve ksilol ile friksiyon yapılması veya 5-15 dakika düşük wattlı ampülle ısıtılması venöz punksiyon öncesi önerilebilir [5, 7, 16, 21]. Teknik eğer yardımcı olmadan ya-pılacaksa kuyruktaki damarların iyi görünmesi için ısı uygulamaları yapılan hayvan tutma aparatına yerleştirildikten sonra lastik bir bant veya modifiye edilmiş enjek-tör (Şekil 3) turnike gibi kuyruk köküne uygulanır. İğneyle vene girildiğinde kan akı-

şına izin verilmesi için turnike serbest bırakılmalıdır [15, 22]. Ancak bu uygulamala-rın strese ve hipertermiye neden olması yanında salivasyon nedeniyle dehidrasyon sonucu metabolik değerleri artırabileceği de unutulmamalıdır [9]. Kuyruk venlerinin genç ratlarda kolayca görünmesine rağmen yaşlı ratlarda yerini belirlemek daha zor-dur [15, 16]. Punksiyon yeri; kuyruğun vücuda yakın kısımlarındaki (kuyruk kökü) deri-nin pullu ve kalın olmasından dolayı kuyruk kökünden yaklaşık olarak 1/3 uzaklıkta ol-

Şekil 2. Kan almadan önce kuyruk damarlarının daha iyi görünebilmesi için kuyruğun sıcak su içine batırılması(A) Kuyruktan kan alınması (B) [16]

Şekil 3. Turnike olarak kullanılabilecek modifiye edilmiş bir enjektör [15]



6

malıdır [6, 12, 16]. Zira kuyruk kökünden uzaklaştıkça deri daha ince olduğundan iğ-neyle kolayca delinir [16]. Bu yöntemle kan alınırken hayvan anesteziye alınabileceği gibi anestezi uygulanma-dan iyi bir tespit işlemi yapıldıktan sonra (uygun bir düzenekle veya tecrübeli bir yar-dımcı tarafından) insülin iğnesi gibi ince uçlu iğne ile lateral kuyruk veninden girile-rek kan alınabilir [6, 7, 9, 13, 16] (Şekil 2b). Kan almak için 21 veya 25 G’lık kanül ve 1 mL’lik enjektör kullanılabileceği gibi genellikle 21 G x 1 inch kelebek iğne de kulla-nılır [5, 9, 15, 16]. Operatör kuyruğun alt yüzeyinin yaklaşık üçte ikisinden sol eliyle kuyruğu tuttuğu yerden vene paralel olarak derin olmayacak şekilde kanülü yerleştirir (Şekil 2b). Kan enjektöre yavaşça çekilir veya doğrudan deney tüpüne damlatılır [9, 15, 22]. Bu iş-lem esnasında kan akımını artırmak için damara dokunulabilir. Bu şekilde alınan ka-nın lökosit tablosunda değişikliklere neden olabileceği unutulmamalıdır. Kanülün kal-dırılmasından sonra parmakla üzerine bastırılarak veya bant bandaj yerleştirilerek hemostazis sağlanır [9, 15]. Tekrar kan örneği alınması gerektiğinde, venin ilk girildiği yerin biraz ön kısmından veya diğer lateral ven kullanılabilir [15]. Kuyruk venine yapılan punksiyonda kanülün deriyi delerek geçişi sırasında iğne ucu doku sıvısı ile kontamine olabilir. Eğer araştırmada steril kan örneği alınması isteni-yorsa anestezi altında yapılacak bir operasyon ile ven dışarıdan görünür hale getiril-dikten sonra doğrudan damardan alınabilir [5]. Vakumlu aygıtlar (vacuum-assisted method) kullanılarak ta kuyruk kanı alınabilir [15, 16]. Ancak bu aygıtlar her laboratuvarda bulunmamaktadır [16].

Kalpten Kan AlınmasıBu teknik genellikle çalışmanın sonlandırılması esnasında ve fazla miktarda kan alın-ması gerektiği durumlarda tercih edilir [2, 7]. Ancak akciğer ve kalp damarları için muhtemel komplikasyonlardan dolayı anestezi altında uygulanması tavsiye edilir [17]. Bu teknikte kan direkt olarak ventrikülden alınır. Atriyumdan kan alınması, peri-karda kan sızması ve buna bağlı kalp durması nedeniyle ölüm riskinden dolayı sakın-calıdır. Deney hayvanının yaşaması isteniyorsa buna dikkat edilmelidir [5]. Açık veya kapalı yöntemle kan alınabilen [15, 16] bu teknik ile ratın büyüklüğüne bağlı olarak 10-15 mL kan alınabilir [1, 6]. Hayvanın feda edileceği durumlarda açık yöntemle kalpten kan alınır [16].Rastgele kan alınmasından sakınmak için açık kanülasyon ideal bir yöntemdir. Bu teknikte anesteziye alınan hayvanın toraksı orta hattan dikey insizyonla açıldıktan sonra kalp doğrudan kanüle edilerek kan örneği alınabilir [16]. Biraz beceri gerektiren kapalı punksiyonda [16] interkostal yol dışında ksifoid altın-dan girmek te mümkündür. Bu amaçla anestezi edilen rat soluna yatırılır (Şekil 4a). Sol elin baş ve işaret parmağı toraksın üzerine hafifçe bastırılarak kalp atımları his-sedilir [15]. Bu nokta sternumun orta hattının biraz solundadır. Hipodermik iğne takı-lan bir enjektör ile sternumun kenarından interkostal aralıktan girilebileceği gibi (Şe-kil 4b) [16] sırt üstü yatırılan ratın cartilago xiphoidea’sı sol elin işaret parmağı ön-cülüğünde hafifçe kaldırılarak 25-300’lik açı ile karın duvarı geçilerek diyafram de-linip göğüs boşluğuna girilir ve kalbe ulaşılır. Hafifçe vakum yapılan enjektöre ka-nın gelmesiyle kalbe ulaşıldığı anlaşılır (Şekil 5) [15]. Eğer ratın yaşaması isteniyor-sa kardiyak punksiyonda miyokartta meydana gelecek hasarı minimize etmek için 23-25 G’lık kanül kullanılması ve kalbi ilk seferde delmek önemlidir [2, 15, 16]. Rat-



7

larda trombosit sayısı fazla olduğundan ince çaplı kanüllerle kan alınırken pıhtılaşma ve tıkanma kolay olduğu için [16] 21 veya 23 G’lık kanül tercih edilmeli ve hızlı davra-nılmalıdır [2, 7]. Ancak kollapsı önlemek için kan yavaşça alınmalıdır [9]. Eğer hayvan feda edilecekse daha kalın iğne kullanmak tıkanma sorununu çözebilir [16]. Birkaç kez deneme kalpte yırtılmalara sebep olacağından hemorajilere, kanın göğüs boşlu-ğunda birikip pıhtılaşmasına ve ölüme sebep olabilir [2, 7]. Periorbital Kan AlınmasıRetro-orbital, posterior-orbital, retrobulbar pleksus, orbital sinus punksiyonu veya venöz pleksusun kanatılması olarak ta bilinir [9, 17, 20, 21]. Genellikle laboratuvar çalışmalarında kullanılan bir yöntem olup, bu teknik tecrübeli veteriner hekim veya veteriner teknisyenleri tarafından tercih edilmesine rağmen [17] bazı araştırıcılar bu tekniği hissi doğasından dolayı tercih etmezler [15]. Ancak iyi öğrenildiğinde göze ve hayvana zarar vermeden kolayca uygulanabilir [16].Bu teknik ile kan örneği alırken 60 g’dan daha büyük ratlara mutlaka anestezi uygu-lanması gerekir [16]. Anestezi altındaki ratlarda orbital ven pleksusları kapillar tüp-lerle yırtılarak kanın tüpe dolması sağlanır. Bu teknik kullanılarak haftada bir veya

Şekil 4. Kapalı kalp punkisyonu için hayvanın yatış pozisyonu (A) İnterkostal aralıktan kalbe girilerek kan alınması (B) [16]

Şekil 5. Sırt üstü yatırılan ratın cartilago xiphoidea’sı sol elin işaret parmağı öncülüğünde hafifçe kaldırılarak kalpten kan alınması [15]



8

iki haftada bir 0.5 mL kan tekrar alınabilir. Orbitanın venöz yapısının lokalizasyonunu bilmek başarılı bir periorbital kan alma tekniği için yardımcı olabilir (Şekil 6) [21, 23].

Teknik uygulanırken rat kafatası ve çenesinden tutularak başın hareket etmesine izin verilmez. İşlem sırasında baş bölgesindeki venlerin dolgunlaşması için jugular ven üzerine başparmakla bastırılır. İşaret parmağı ile üst gözkapağı geri çekilir. Middor-sal yaklaşımla mikrokapillar tüp veya ince duvarlı pastör pipetiyle gözün iç açısından yavaşça çevrilerek göz yuvarlağı doğrultusunda damarlara doğru ilerlenir. Tüpün da-marları yırtması sonucu kanama olur ve kan ince pipetin kapillaritesi sayesinde çeki-lir. (Şekil 7). Bu yöntemle 0.5 – 1 mL kan kolayca alınabilir ve emme gerekmez. Kan alma sonrası tüp çekildikten hemen sonra kanama durur. Eğer durmazsa basınç uy-gulanmalı ve gazlı bezle silinmelidir [15 -17]. Göz etrafına göz pomadı sürülmesini önerenler de vardır. İyileşme yaklaşık 4 hafta sürer. İki göz sırasıyla kullanılarak daha kısa aralıklarla birkaç kez kan almak olasıdır [16].Bu şekilde alınan kan örneğinin harderian bezinden salgılanan forfirin ve diğer vü-cut sıvıları ile kontaminasyonu olabilir. Bu sebeplerden dolayı steril kan alınmasında bu yöntem tercih edilmez. İşlem kaba yapılırsa retroorbital hematom oluşabilir. Olu-şan hematomun basıncı nedeniyle ağrı hissedilir. Ayrıca optik sinir zedelenebilir. Aynı gözden tekrar tekrar kan alınırsa intraorbital yapıların hasarı sonucu hemoraji, yangı ve körlük oluşabilir. Bu nedenlerden dolayı pek çok ülkede orbital damarların punksi-yonu uygun bir kan alma yöntemi olarak görülmemektedir [5, 7, 13, 23, 24].

Jugular Venden Kan AlınmasıGenç hayvanlarda jugular ven kolayca görülebildiğinden anestezi uygulanmadan ka-nül ile kan alınabileceği gibi tercihen anestezi altında boynun alt bölümüne yapılan

Şekil 6. Orbital bölgenin şematize görünümü [23]



9

bir deri kesiti sonrası klavikulanın hemen üstünde jugular ven görülerek doğrudan kan alınabilir [15, 20]. Bu teknikle ratın büyüklüğüne bağlı olarak 0.1 – 2 mL (normal-de 0.1 – 0.3 mL) kan örneği alınabilir. Daha sonra deri bir veya iki dikişle kapatılır [9]. Pratikte anestezi uygulamadan bir ratın sağ jugular veninden kolayca kan alınır. Bu-nun için boynun sağ tarafındaki kıllar kesilir. Kısa 21 Gx5/8 inch bir iğne 2 mL’lik en-jektöre takılır. Çene rehber olarak kullanılarak (Şekil 8a) çok yüzeysel bir açı ile da-mara girilir (Şekil 8b). Kan örneği alındıktan sonra kanül geri çekildiğinde hemosta-zisi sağlamak için bölgeye hemen basınç uygulanmalıdır. Genellikle kanama veya he-matom oluşmaz [15, 16, 20]. Bu teknikle 24 saat veya tercihen 48 saat aralıklarla kan örneği alınabilir. Tecrübe-li kişiler tarafından iyi bir şekilde tespit edilen ratlar anestezi uygulamadan jugular venden kan alınması diğer metotlardan (kuyruk veninden veya orbital sinustan) daha az strese neden olabilir [15] ve bir saatte yaklaşık 60 rattan kan örneği alınabilir. Bu teknikle alınan kan örneklerindeki arginine, vasopressin ve kortikosteron konsantras-yonlarının dekapitasyon ve kalıcı kanülasyon teknikleriyle alınan kan örneklerindeki düzeylerden daha düşük olduğu belirlenmiştir [20].Deri kesisinin uygulandığı ve anesteziye alınmış ratlarda jugular vene doğrudan giri-lerek kan alınır. İşlem tamamlandıktan sonra deri kesiti birkaç dikişle kapatılmalıdır [15, 16, 20]. Tekrarlayan kan alımlarında kalıcı kateter konulabilir [6, 12] veya her iki jugular ven münevabeli olarak kullanılabilir [15].

Vena cava’dan Kan Alınması Bir mililitreden daha fazla kan alınacağı durumlarda (3-8 mL) bu teknik tercih edi-lir. Hayvan anestezi altında dorsal yatış pozisyonda tutulur. Deri ve abdomen duva-rı “V” şeklinde kesilir. Deri göğüs üzerine konur ve bağırsaklar ratın sol tarafına alı-nır (araştırmacının sağına). Böbrekler düzeyinde posterior vena cava’nın en geniş kıs-

Şekil 7. Orbital venöz plexusun punksiyonu için anestezi edilmiş bir rattan kan alınması [15]



10

mı görünür. İyi bir görünüm için karaciğer öne itilir. Üzerindeki yağlı doku sıyrıldıktan sonra 19 veya 21 G’lık kanül kullanılarak vena cava’ya girilir (Şekil 9) [15, 21]. Da-marın hareketini önlemek için üzerine serbest olan elin iki parmağıyla bastırılır. Da-mar yeniden dolana kadar kan alınması geçici olarak durdurulmalıdır. Yeterli miktar-

da kan alınıncaya kadar bu şekilde 3-4 kez tekrarlanabilir. Bu metot sadece de-neyin sonlandırılacağı ve ratın feda edi-leceği durumlarda kullanılır [16].

Sublingual Venden Kan AlınmasıSon yıllarda kan alınması için genel anestezi altında sublingual venin punk-siyonu bildirilmiştir. Ancak bu metodun hayvanların yem alımının azalmasına neden olabileceği belirtilmektedir. Rat anesteziye alındıktan sonra supine po-zisyonunda (baş aşağıda olacak şekil-de) tutulur. Hayvanın dilini dışarı çeken bir kişi tarafından sublingual venin punk-siyonu yapılır ve hemen kan örneği tüpe aktarılır [14].

Dorsal Aorta’dan Kan Alınmasıİyileşmesine izin verilmeyecek hayvan-larda büyük miktarda kan almak için al-

Şekil 8. Juguler ven boyundaki seyri (A), Aynı izdüşümün derisi uzaklaştırılmış kadavradaki görünümü (B) [16]

Şekil 9. Vena cava’dan kan alma [15]



11

ternatif bir metot olarak dorsal aorta’dan kan alınır. Genellikle iliac arterin distal bi-furkasyon yerinin hemen önünden kör disseksiyonu yapıldıktan sonra aorta bu nok-tadan sıkıştırılarak ta kan örneği alınabilir. Hayvanın önü hafifçe yükseltilir ve aor-ta bifurkasyon noktasından tamamen transekted (herhangi bir yapının uzun ekseni-ne dik olarak kesit yapmak) edilir. Kesme sonrası toplama kabı veya tüpü damarın ağzına yerleştirilir. Kanın kuvvetli fışkırmasından sakınmak için kıskaç yavaşça kal-dırılır. Hayvanı feda etmeyi gerektiren bu yöntem ile birkaç mililitre kan hızlıca top-lanabilir [15].

Aksillar Damarlardan Kan AlınmasıFiilen teknik bir hüner gerektirmeyen terminal kan örneği alımının alterna-tif bir metodudur. Bu yöntemde aneste-zi edilmiş ratın kuyruğu araştırıcıya ge-lecek şekilde sırt üstü yatırılır. Bir kanül veya toplu iğne ayağın üzerine batırıla-rak sabitlenir. Ön ayağın açısı içine to-raksın yanından deriye insizyon yapılır (aksilla bölgesi). Pensle deri altı yağı tu-tulur. Makasla jugular venide içine alan ön bacak açısındaki tüm damarlar hız-lıca kesilir. Aksillar bölgesindeki bu de-rin kesit kanamaya neden olur. Bu böl-gede biriken kan pastör pipetiyle topla-nır (Şekil 10). Bu teknikle büyük miktar-da kan alınabilir fakat doku sıvılarıyla kontamine olur [15]. Safenöz Venden Kan AlınmasıSefanöz ven genellikle uyluk bölgesine basınç yapılarak venöz durgunluk sağlandık-tan sonra az miktarda (0.2 mL’e kadar) kan almak için uygundur [7, 8, 10, 13]. Bu yöntem kardiyak ve retroorbital punksiyona alternatif olarak geliştirilen pratik insa-ni bir metottur. Hayvanı zapt etmek için 50 mL’lik tüp kullanılır. Tüpe hava giriş çıkı-şını sağlamak için tüpün koni kısmı delinir. Arka bacak gerilir. Kuyruk ve kalça arasın-daki deri kıvrımı tutularak sabitleştirilir. Bacağın kılları temizlendikten sonra 20 – 23 G’lık iğne ile vene girilir (Şekil 11). Çıkan kan tüpe serbestçe akıtılır [1, 10, 13, 19].Kan alınması sonrası basınç yapılarak hemostaz sağlanır. Pıhtılaşmayı ve koagulas-yonu azaltmak için silikon yağıyla deri yağlanabilir. Birden fazla örnek aynı yerden alınacağı zaman yara kabuğu kaldırılır. Bir günde birkaç kez kan alınabilir [10, 19].

Dekapitasyonla Kan AlmaAnestezi altında veya bilinçli ratlarda uygulanabilen bir metottur [20]. Ratın başını keserek kan örneği alınması istenmeyen bir yöntem olup, çoğu araştırıcılarında ho-şuna gitmez. Tecrübeli biri tarafından yapılırsa hayvanın ölümü oldukça hızlı olur ve büyük miktarda (10 mL’ye kadar) kan alınabilir [15].Bu teknik uygulanırken ya rat baş arkasından tutulur ve kuvvetli bir makasla kısmen veya tamamen boyun ayrılır ya da gyotin kullanılarak baş ayrılır [15]. Bu yöntemde alınan kan örneğinin arteryel ve venöz kan karışımı olması yanında doku sıvılarıyla da

Şekil 10. Aksillar damarlardan kan alma [15]



12

kontamine olması söz konusudur [20].

Neonatal Ratlardan Kan AlınmasıOnatlı günlüğe kadar olan ratladan kan almak için en uygun yöntem kardiyak punksiyondur. Bu teknik için vakumlu tüp ve ona uygun hipodermik bir iğneye ihti-yaç vardır. Rat sırt derisinden araştırıcıya doğru baş aşağı tutulur. İğne göğüs boş-luğuna girildikten hemen sonra vakum oluşturulur ve toplama tüpünde kan gö-rününceye kadar çok yavaş ilerletilir (Şe-kil 12). Ratın yaşına bağlı olarak 0.2 – 0.7 mL kan alınıncaya kadar kanül sabit tu-tulur [15]. Gaita ve İdrar Toplanması İdrar ve dışkı alımı metabolizma çalışma-ları için önemlidir. Genellikle gaita ve id-rar örneklerinin ayrı ayrı toplanması için olanak sağlayan metabolik kafesler kul-lanılır. İdrar ve gaita örnekleri normal üri-nasyon ve defakasyon sırasında alınabi-lirse de bunu gözlemlemek çok zordur. Fakat ratlar tutulup bırakıldıklarında ço-ğunlukla spontan olarak gaita ve idrar yapabilirler. İdrar kesesi üzerine baskı yapa-rak idrarın boşalması sağlanabilir. Ayrıca sistosentez, sistotomi, idrar kesesi katete-rizasyon ve idrar fistülü sayesinde de idrar örneği alınabilir [20].Metabolik kafeslerin (Şekil 12) prensibi huni üzerine yerleştirilmiş tel ızgara döşeli bir kafes sistemidir. Tüm idrar ve gaita ızgaranın altına dökülür. İdrar huninin kenarında-ki kanal vasıtasıyla toplanır. Dışkı peletleri ise toplama kavanozu üzerine düşer. Me-

Şekil 11. Bir ratta safenöz venden kan alma [19] Şekil 11. Neonatal bir rattan kan alınması [15]

Şekil 12. Ratlardan dışkı ve idrar toplamak içinkullanılan bir metabolizma kefesi [15]



13

tabolizma kafesleri idrar ve dışkıyı ayırmakla birlikte yine de yem ve suyla veya bir-biriyle kontamine olabilir. Daha detaylı metabolizma kafeslerinde ise yem ve suyun idrar ve dışkıyla kontamine olmaması için yemleme ve sulama kompartmanları içer-mektedir [15]. Yine bazı metabolizma kafeslerinde özel düzenekle idrar ve gaita bir-biriyle temas etmeden ayrı ayrı toplanabildiği gibi ratın soluduğu gazların (CO2, N2 gibi) ölçümü de mümkündür. Ancak bu tür kafesler pahalı olduğundan her araştırma labortuvarında bulunmamaktadır [15, 16].

Tablo 5. Kan almada kullanılacak iğnelerin numarası, dış çapı ve rengi [16]

Tablo 6. Ratlarda idrar değerleri ve böbrek fonksiyonlarının fizyolojik değerleri [16]



14

Kontamine olmamış dışkı toplanabilmesi için pratik olmamakla birlikte ya çocuk bezi veya anal kap uygulaması yapılabilir (Şekil 13) [15, 16, 25].Ratlar tespit edilirken ele alındığında genellikle idrar ve gaitasını yaptıklarından [5, 16, 20] az miktarda kullanılacak numuneler için bu yöntem kullanılabilir. Eğer hay-van araştırmacıya alışmışsa bu şekilde idrar yapmayabilir. Bu gibi durumda hayvanın burnuna eterli pamuk sürmek hayvanı uyarır ve idrar yapmış ratların bile idrar yap-masına neden olabilir [16]. İdrar kesesinin kateterizasyonu ile de idrar alınabilir. Ancak erkek ratlarda üretranın çok kıvrımlı olması nedeniyle uygulanamaz, sadece dişi hayvanlarda uygulanır. Bu iş-lem anestezi altında uygulanmalı ve steril çalışılmadığı taktirde sistitis meydana ge-lebilir. Sırt üstü yatırılmış hayvanın karnına parmakla hafif bastırarak idrar yolu açı-lır. Üretra ağzı görününce 22 G kateter önce kaudal yönde içeriye doğru ilerletilir. Daha sonra kraniyale doğru çevrilerek idrar kesesine girilir (Şekil 14) [16, 20]. Tab-lo 6’da ratlarda normal idrar değerleri ile bazı böbrek fonksiyonları için değerler ve-rilmiştir [16].Ratların gaitayı yeme alışkanlığı (koprofaji) olduğundan günlük dışkı miktarının belir-lenmesinde özel kafesler gereklidir. Ancak koprofaji hayvanın beslenmesi açısından önemli bir gereksinim olduğundan tüm gaitanın toplanması hem hayvanın beslenme-sini hem de bağırsak florasını değiştirebileceği dikkate alınmalıdır [15, 16].

Safra Kanalının KateterizasyonuSafra ve pankreatik sekresyonların toplanması amacıyla yapılır [15].Safra ToplamasıRatlarda safra kesesi yoktur. Safra kanalı ise yaklaşık 1 mm genişliğinde, yarı şef-faf ve pankreatik sekresyonların toplanması için ana kanal olarak ta hizmet eder. Bu kanalın karaciğer hilum’un yakınından kateterizasyonu saf safranın toplanması-nı sağlayacaktır (Şekil 15) [15]. Safranın toplanması için birkaç yöntem bildirilmiş-tir [26-28].

Şekil 13. Bir ratta anal kap uygulaması [25]

Şekil 14. Bir ratda idrar kesesinin kateterizasyonu [16]



15

Genel anestezi altındaki hayvanın karın boşluğu açılır ve safra kanalına (Ductus cho-ledochus) kanül yerleştirilir. Safra kanalı karaciğerin portal bölgesinden duodenuma doğru uzanır. Kanül yerleştirilmesinden sonra ince bağırsaklara safra geçişi olmaz ve yiyeceklerin sindiriminde sorunlar ortaya çıkması nedeniyle genellikle bir çalışmanın son safhasında gerçekleştirilir [5]. Uzun süreli çalışmalarda kanül safra kanalına yerleştirilip sabitlenebilir. Bu tür ça-lışmalarda iki adet kanül yerleştirilir. Bunlardan biri safra yolunun karaciğer doğrul-tusuna diğeri ise bağırsak doğrultusuna yerleştirilir. Bu iki kanülün diğer uçları daha sonra birleştirilir. Birleştirilen uçlara hemen ulaşılacak şekilde veya sadece uçlar dı-şarıda kalacak şekilde kanüller deri altına yerleştirilir. Kanüllerin uçları dışarıda bir-leştirildiği için safranın enterohepatik dolaşımı yeniden düzenlenmiş olur [5].Safranın üretimi 24 saatte yaklaşık 10 – 15 mL’dir. Eğer istenirse safra birkaç haf-ta toplanabilir [15].

Pankreatik Sekresyonların ToplanmasıPankratik sekrasyonların toplanması için safra alma tekniğinde anlatıldığı şekilde rat anesteziye alınarak karın boşluğu açılır ve kanül yerleştirilir (Şekil 15). Bir ligatür saf-ra kanlının duodenuma girdiği yere diğeri ise safra kanalının bifurkasyonundan önce karaciğer hilum’una konur. Bu ligatürlerin kanala yakın olan kısmına katater yerleşti-rilerek saf pankretatik sekresyon toplanır [15]. Pankreatik sekresyonun akış oranı değişken olmakla birlikte 0.5 – 1 mL/saat’tir. Pankreas sekresyonunun kateterizasyonu yapılan ratlar birkaç hafta hayatta kaldı-ğında safra tıkanıklığı nedeniyle sarılık gözlenir [15].

Lenf Sıvısının ToplanmasıTorasik ve mezenteriyal lenf kanallarının kateterizasyonuyla lenf sıvısı toplanabilir-se de [15] bu işlem için en güvenilir yol ductus thorasicus’un kanüle edilmesidir (Şe-kil 16) [5, 15, 16]. Ductus thorasicus aorta ile vertebralar arasında, vertebraların di-zilişine paralel uzanacak şekilde bulunur [5].

Lenf kanalları çok şeffaf ve duvar yapıları ince olduğundan çevre dokulardan ayırt edilmeleri zordur. Kanülasyon ancak lup yardımıyla ya da mikroskop büyütmesiyle yapılabilir [15, 16]. İşleme başlamadan önce lenf sıvısını boyamak iyi bir yöntemdir. Bunun için karın açıldıktan sonra mezenteriyal lenf nodüllerinden birinin içine evans blue veya trypan blue gibi boya maddelerinden birinin %1 solüsyonundan 50-100 µL enjekte edilir. En-jeksiyondan sonra yaklaşık 1 dk süreyle lenf mavimsi göründüğünden büyük kanal-

Şekil 15. Ratta safra ve pankreatik kanalın şematize görünümü [15]

Şekil 16. Ratta ductus thorasicus’un şematize görünümü [15]



16

lar kolayca seçilebilir. Boyanın 5 mL’si ameliyattan 30 dk önce intraperitoneal ola-rak uygulanırsa aynı etki sağlanabilir. Alternatif olarak operasyondan 1 saat önce gavage’la 0.5 – 1 mL zeytin yağı veya glycerol trioleate verilmesi de lenfin beyaz gö-rünmesine neden olacaktır [15]. Yine ameliyattan birkaç gün öncesinden başlayarak hayvana yağlı diyet vermek, bir gece önce su yerine süt içirmek ya da 1 – 2 saat ön-cesinde gavage yoluyla 5 mL kremalı süt verilmesi de lenf sıvısını beyaz renkli veya koyu kıvamlı hale getirip lenf kanallarının belirgin hale gelmesini sağlar [16]. Ductus thorasicus belirgin hale getirildikten sonra operasyon için anesteziye alınan rat sırt üstü yatırılarak üst kadran kesisi ile batına girilir. Bağırsaklar nemli bir gaz-lı bez ile ekarte edilir. Sol böbrek ve sürrenal bez açığa çıkarıldıktan sonra yatağın-dan dikkatlice ayrılarak mediyale doğru kaldırılır. Böylece aortun yakınında bulunan cisterna chyli duktus torasikus kanalına ulaşılır. Ductus thorasicus dikkatli bir şekilde çevresinden serbestleştirilip askıya alınarak 20 G kanül ile kalıcı kateterizasyon ya-pılır veya ince bir iğne ile girilip bir seferlik lenf sıvısı örneği alınabilir. Kalıcı katete-rizasyon için kanülü kese ağzı dikişiyle tespit etmek gerekir [16]. Lenf en az bir hafta süreyle sürekli olarak toplanabilir. Eğer lenf soğuk bir kapta top-lanırsa lenfositlerin yaşama şansı %90’dan daha fazla olur (3 veya 4. güne kadar sa-yıda şiddetli bir azalma olur) [15].

Kemik İliği AspirasyonuEritrositlerin rejenerasyonu veya immun fonksiyonlar hakkındaki soruları cevapla-mak için kemik iliği alınabilir [20]. İleum, tibia, sternum, femur veya kuyruğun proksi-mal üçte birindeki kemiklerden ilik örnekleri alınabilir [17]. Örneği alınması nekropsi veya genel anestezi altındaki ratlara uygulanır. Kemik korteksleri düşük devirli elekt-rikli matkapla delinip polietilen tüpe 18 G 1 inch nekropsi iğnesi ile ilik örneği aspi-re edilebilir [16, 20].

Serebrospinal Sıvı AlınmasıSerebrospinal sıvı, biri serebromedüllar sisternanın kafatası ile ilk boyun vertebra-sı arası, diğeri ise son lumbal vertebra ile sakrum arasındaki lumbosakral boşluğun punksiyonu ile iki farklı yerden alınabilir. Serebrospinal sıvı alınırken durameterin punksiyonu, sıvının akmasına izin vermeyecek şekilde dıştaki ucu kapalı bir kanül ile yapılır. Bu kapalı uç daha sonra açılır ve gerektiği kadar spinal sıvı alınır [5]. Bu işlem için hayvanın feda edilmesine gerek yoktur [16]. Ancak sedasyon veya lokal aneste-zi şarttır [5]. Ayrıca işlemin komplikasyona açık bir girişim olduğu bilinmelidir [16]. Sisternal punksiyon için anestezi altındaki hayvanın başının arka kısmındaki deri traş edilir [15]. Hayvan zemine 50o açı yapan özel bir eğik düzlem üzerine kafası yukarı-da kalacak şekilde yüz üstü yatırılır [15, 16]. Eğik düzlemin ortası çene ve boynun içi-ne yerleşip trekeaya baskıyı önleyecek şekilde oluk biçimli olmalıdır. Bu konumu sağ-lamanın en kolay yolu bir masa kenarından hayvanın kafasını sarkıtmaktır. Punksi-yon sırasında başa küçük hareketler yaptırabilmek için sabitlenmemesi gerekir [16]. Baş öne doğru eğildiğinde boyun bölgesindeki occipital çıkıntı belirgin hale gelir. Bu çıkıntı ile atlasın dikeni arasındaki çukurlukta atlanto-occipital membran bulunur. Bir serum setine veya polietilen tüpe 24 G’lık kanül takılarak bu çukurluktan girilir (Şe-kil 17). İğne itilirken hissedilen direncin sisterna magna’ya ulaşılınca aniden kaybol-duğu hissedilir [15, 16]. Serebrosipinal sıvı hemen akar ve genellikle akışın kesilme-mesi için polietilen tüp cisterna yüzeyinden 3 cm aşağıda tutulmalıdır. Bazı olgular-da akışı başlatmak için iğnenin hafifçe geri çekilmesi veya hafifçe emilmesi gereke-



17

bilir. Üç dakika içerisinde yaklaşık olarak 0.1 – 0.15 mL alınabilir. Serebrosipinal sıvı genellikle berraktır. Ama çok az kanla kontamine olabilir. Kontaminasyonun derece-si tekrar yapılan sisternal punksiyonun sıklığına bağlıdır. Birkaç saat aralıklarla yapı-lan punksiyonlarda çok sayıda eritrosit kontamine olabilir. Bu istenmeyen komplikas-yonları en aza indirmek için sisternal punkisyonlar arasında 3 – 7 gün olmalıdır [15]. Peritoneal Hücrelerin veya Asites Sıvısının Alınmasıİmmun fonksiyonlar veya antikor üretim protokolleri için peritoneal hücreler veya asites sıvısı toplanabilir. Bu işlem için bilinçli, anesteziye alınmış veya ötenazi edil-miş ratlarda iğne veya enjektör kullanılarak perkutanöz aspirasyon yöntemiyle veya anesteziye alınmış veya ötenazi edilmiş ratlarda abdominal ensizyon yöntemiyle ve-yahut cam pipete peritoneal hücreler veya silikon tüplerin cerrahi implatasyonuyla peritoneal hücreler veya asites sıvısı toplanabilir [20]. Asites alınırken karın boşluğu punksiyonu genel anestezi altında yapılmalıdır ve alı-nacak sıvı vücut ağırlığının %20’sinden fazla olmamalıdır. Birden fazla punksiyon ya-pılması hemoraji ve peritonitise neden olabileceğinden sakıncalıdır. Bu uygulamanın hayvanda ciddi rahatsızlıklara neden olacağı unutulmamalıdır [5].

Süt ToplanmasıLaktasyondaki ratlardan kontrollü şartlar altında basitçe kurulan sağım makinesi ile süt alınabilir (Şekil 18). Bu düzeneğe metal çatalın takılı olduğu musluğu döndürmek için dakikada 25 kez dönebilen motor takılır [15].

Sütün sağımı için yaklaşık 4 saat öncesinden yavru annesinin yanından alınarak meme bezlerinde süt birikmesi sağlanmalıdır. Sağımdan 30 dk önce sütün ejeksi-yonunu sağlamak için deri altı olarak 5 IU oksitosin yapılır. Meme başı fincanı aynı anda iki memeye yerleştirilir ve vakumun başlaması için vücut duvarına bastırılır. Meme başı etrafına biraz petrolium jel sürülmesi bu işlemin başarılmasına yardım edecektir. Sağım esnasında meme başına doğru masaj yapılmalıdır. Süt akmaya başladığında birkaç dakika içinde alınabilir. Rat huzursuzlandığında sağım durdurul-malıdır. Yedi günden beri laktasyonda olan ratlardan günlük her sağımda 3 – 7 mL süt alınabilir. Eğer sık sık birkaç damla süt alınacaksa meme başına doğru yavaşça masaj yapılarak alınabilir [15].

Şekil 18. Ratlardan süt alınabilmesi için kurulan basit bir sağım makinası [15]

Şekil 17. Bir rattan beyin omurilik sıvısı alınması [16]



18

Semen Toplanması Elektroejakulatla canlı (hareketli) spermatozoa içeren semen alınabilir. Doğal şartlar altında rat semeni coagulating gland enzyme vesiculase nedeniyle ejakulattan he-men sonra pıhtılaşır. Pıhtılaşmadan korunmak için pıhtılaşmaya sebep olan bu bezin kaldırıldığı ratta elektroejakulasyon uygulanabilir [15, 20]. Elektroejakulasyon aynı rat kullanılarak birkaç kez tercih edilebilir. Hatta elekrikal uyarım öncesi aşağı çekme esnasında kendiliğinden de ejakulat alınabilir. Bir ejaku-latta beklenen sperm sayısı yaklaşık olarak 60 milyondur [15, 20]. Eğer sperma suni tohumlama için kullanılacaksa 7 mL distile su, 3 g yumurta sarısı, 15 mg sodyum bi-karbonat ve 300 mg glikoz içeren karışım da saklanır [15].

Oküler Sıvıların AlınmasıOküler toksisite veya metabolizma çalışmaları gibi spesifik araştırmalarda oküler sı-vıların toplanması gerekebilir. Sulu sıvı (aqueous humor) 26 G iğne ve tüberkülin en-jektörü kullanılarak anestesizi edilmiş ratlardan kolayca toplanabilir. Camsı (Vitreo-us) sıvı enükleasyon sonrası enjektör içine toplanabilir [20].

Lakrimal Sıvıların AlınmasıLakrimal bez fonksiyonlarının araştırılması için gerekli olabilir. Pilokarpin gibi para-simpatomimetik ilaçlarla tedavi sonrası medial canthus’ten toplanabilir [20, 29]. Sıvı genellikle kapillar tüplere toplanır. Göz yaşı örneklerinin de bir Schirmer strip’i 5 mm katlanarak alt kapak kenarından toplanabileceği bildirilmiştir [20, 30]. Ayrıca sekres-yonları toplamak için anestezi edilmiş ratlarda lakrimal bez akıtıcı kanalı direkt ola-rak kanüle edilebilir [20, 31].

Pulmoner Hücre ve Sıvıların AlınmasıDiagnositik amaçla çeşitli laboratuvar analizleri için respiartorik kanaldan toplanan hücre ve sıvılar kullanılır. Ötenazi edilmiş ratlardan lavaj tekniğiyle pulmoner ve alve-oler makrofajlar alınabilir. Yine anestezi edilmiş ratlarda iki polietilen katater kulla-nılarak trakeobronşial sekresyon toplanabilir [20].

Salya AlınmasıRatlarda oral sıvıların toplanması oral sıvı immunolojisi, 24 saatlik akım fizyolo-jisi, oral elektrolit fizyolojisi ve ilaç metabolizması gibi kontrollü araştırmalar için önemlidir. Oral sıvıların toplanması için sayısız metotlar bildirilmiştir. Genellikle oral cavity’den direkt alma, tükürük kanalının kanülasyonu, cerrahi yöntemlerle izole edil-miş tükürük kanalının kesilmesiyle direkt olarak toplama veya nekropside tükürük ka-nalının alınmasıyla toplanabilir [20].

Kaynaklar1. Beton C, Garcia A, Chandy KG. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. J Vis Exp, 2007: http://www.jove.com/index/details.stp?id=266, doi: 10.3791/266.2. Durgut R, Yarsan E, editors. Laboratuvar Hayvanları Hastalıkları ve Sağaltımı. Ankara. Medisan Yayınları: 2007. 3. Campbell TW. Mammalian hematology: Laboratory animals and miscellaneous species. In: Thrall MA, editor. Veterinary hematology and clinical chemistry. USA: Blackwell publishing; 2006. p. 211-224.4. Conahan ST, Narayan S, Vogel WH. Effect of decapitation and stres on some plasma electrolite levels in rats. Pharma-col Biochem Behav, 1985: 23; 1: 147-149.5. İde T, editor. Laboratuar Hayvanları Biliminin Temel İlkeleri. p. 292-297. Çeviri: Zutphen LFM, Baumans V, Beynen AC, editors. Principles of Laboratory Animal Science. Ankara. Ökan Matbaacılık Ltd. Şti., Medipres: 2003.6. Morton DB, Abbot D, Barclay R, Close BS, Ewbank R, Gask D, Heath M, Mattic S, Poole T, Seamer J, Southee J, Thomp-son A, Trussell B, West C, Jennings M. Removal of blood from laboratory mammals and birds. Lab Anim, 1993: 27: 1-22.



19

7. Anon. Guidelines for collection of blood from experimental animals. http://www.ahc.umn.edu/rar/BLOOD.HTML. 10.06.2008.8. İssi M. Laboratuvar hayvanlarında kan alma teknikleri, Bornova Vet Kont Araşt Enst Derg, 2008: 30; 44: 43-48.9. Anon. Rat: Blood vessel cannulation. http://www.nc3rs.org.uk. 18.12.2010.10. Bronstad, A. (2008) Blood collection using the saphenous vein: An alternative to retro-orbital collection. http://www.uib.no/vivariet/mou_blood/Blood_coll_mice_.html. 05.06.2008.11. Nahas K, Provost JP. Blood sampling in the rat: Current practices and limitations. Comp Clin Path, 2002: 11: 14-3712. Meredith A, Redrobe S. BSAVA Manual of Exotic Pets. 4th ed. England: British Small Animal Veterinary Associati-on, 2002.13. Van Herck H, Baumans V, Brandt CJWM, Boere HAG, Hesp APM, van Lith HA, Schurink M, Beynen AC. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Lab Anim, 2001: 35: 131-139.14. Zeller W, Weber H, Panoussis B, Bürge T, Bergmann R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Lab Anim, 1998: 32: 369-376.15. Waynforth HB, Flecknell PA. Experimental and surgical technique in the rat. 2nd ed, San Diego, San Francisco, New York, Boston, London, Sydney, Tokyo: Academic pres. 1992. 16. Bayramiçli M. editors. Deneysel Mikrocerrahi Temel Araştırma, Doku ve Organ Nakil Modelleri. İstanbul. A4 Ofset Matbaacılık: 2005.17. Mitchell MA, Tully TN. Manual of exotic pet practice. St Louis, Missouri: Saunders Elsevier, 2009.18. Campbell TW. Clinical chemistry of mammals: Laboratory animals and miscellaneous species. In: Thrall MA, editor. Veterinary hematology and clinical chemistry. USA: Blackwell publishing; 2006. p. 463-778.19. Hem A, Smith AJ, Solberg P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim, 1998: 32; 364-368.20. Koch MA. Experimental modelling and research methodology. In: Suckow MA, Weisbroth SH, Franklin CL, editors. The Laboratory Rat. 2n ed, USA: American collage of laboratory, Animal Medicine Series; 2006, p. 587-618.21. Diehl KH, Hull R, Morton D, Pfister R, Rabemampianina Y, Smith D, Vidal JM, Vorstenbosch C. A good practice guide to the adminstration of substances and removal of blood ıncluding routes and volumes, J Appl Toxicol, 2001: 21; 15-23.22. Omaye ST, Skala JH, Gretz MD, Schaus EE, Wade CE. Simple method for bleeding the unanaesthetized rat by tail ve-nipuncture. Lab Anim, 1987: 21: 261-264.23. Van Herck H, Baumans V, Van Der Craats NR, Hesp APM, Meijer GW, van Tintelen G, Walvoort HC, Beynen AC. Histo-logical changes in the region of rats after orbital puncture. Lab Anim, 1992: 26: 53-58.24. Van Herck H, Baumans V, Boere HAG, Hesp APM, van Lith HA, Beynen AC. Orbital sinus blood sampling in rats: effects upon selected behavioural variables. Lab Anim, 2000: 34: 10-19.25. Kurien BT, Everds NE, Schofield RH. Experimental animal urine collection: a review. Lab Anim,2004: 38; 333-361. 26. Johnson P, Rising PA. Techniques for assessment of biliary excretion and enterohepatic circulation in the rat. Xeno-biotica, 1978: 8;1: 27-36.27. Rath L, Hutchison M. A new method of bile duct cannulation allowing bile collection and re-infusion in the conscio-us rat, Lab Anim, 1989: 23: 163-168.28. Tomlinson PW, Jeffery DJ, Filer CW. A novel technique for assessment of biliary secretion and enterohepatic circulati-on in the unrestrained conscious rat. Xenobiotica, 1981: 11; 12: 863-870.29. Weiss J, Taylor GR, Zimmermann F, Nebendahl K. Collecrion of body fluids. In: Krinke GJ, editor. The Laboratory Rat. London: Academic Pres. 2000, p. 485-510. 30. Kapıcıoğlu Z, Kalyoncu IN, Değer O, Can G. Effect of a somatostatin analogue (SMS 201-995) on tear secretion in rats. Int Ophthalmol, 1998: 22: 43-45.31. Thorig I, van Haeringen NJ, Wijngaards G. Comparison of enzymes of tears, lacrimal gland fluid and lacrimal gland tissue in the rat. Exp Eye Res, 1984: 38; 6: 605-609.

Documents

Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri · Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri Deney Hayvanlarında Kan ve Örnek Alma Teknikleri 8 iki haftada bir 0.5 mL