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Universidade Federal de Alfenas – Unifal-MG Manual de Análises Físico-Químicas de Alimentos

apostila

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Universidade Federal de Alfenas – Unifal-MG

Manual de Análises

Físico-Químicas de Alimentos

Alfenas

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Agosto/2010

Universidade Federal de Alfenas – Unifal-MG

Manual de Análises

Físico-Químicas de Alimentos

Professoras Responsáveis:

Gislene Regina Fernandes

Luciana Azevedo

Acadêmicos Participantes:

Daniela Cristina da Silva

Débora Oliveira Selicani

Erik van Tilburg Bernardes

Larissa Rocha Arruda de Souza

Matheus Freitas Silva

Rodrigo Campos dos Santos

Síntia Carla Corrêa

Alfenas

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Agosto/2010

Índice:

1. Introdução à Análise Físico-Química de Alimentos

A. Métodos de Análise

B. Esquema Geral para Análise Quantitativa

C. Caracterização Físico-Química

2. Lipídios - Método de Bligh Dayer

3. Determinação da Fração Protéica – Método de Kjeldahl

4. Cinzas

5. Atividade de Água (Aw)

6. Coloração

7. Determinação de Sólidos Solúveis por Refratometria

8. pH e Acidez Total Titulável (ATT)

9. Determinação de Açúcares redutores

10. Determinação de Vitamina C pelo Iodato de Potássio

11. Perda por Dessecação (Secagem Direta em Estufa a 105ºC)

12. POPs dos Instrumentos Utilizados

A. POP do Refratômetro

B. POP do Colorímetro

C. POP da Estufa

D. POP do Vórtex

E. POP do Homogeneizador de Sangue

F. POP da Mufla

G. POP do Destilador de Nitrogênio

Pág.

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1. Introdução à Análise Físico-Química de Alimentos

A análise de alimentos é uma área muito abordada, pois atua diretamente

em vários segmentos do controle de qualidade, da fabricação, da estocagem, do

processamento e ainda da caracterização dos alimentos in natura. (CECCHI, 2003)

Os processos analíticos são utilizados frequentemente em universidades e

institutos de pesquisa na busca de novas metodologias analíticas, pesquisa de

novos produtos, controle de qualidade, padronização dos produtos existentes, entre

outros. (CECCHI, 2003)

A. Métodos de Análise

Em analise de alimentos, os objetivos se resumem em determinar

componentes específicos dos alimentos, sendo tal determinação feita pela medida

de alguma propriedade físico-química, medida da absorção de radiação, medida do

potencial elétrico etc. (CECCHI, 2003)

Nas analises de alimentos, existem dois métodos básicos de determinação

de seus constituintes: métodos convencionais, que não necessitam de nenhum

equipamento mais especifico, utilizando apenas vidrarias e reagentes e, métodos

instrumentais, que como o próprio nome diz, são realizados em equipamentos

eletrônicos mais sofisticados. (CECCHI, 2003)

Por isso, é necessária uma escolha prévia do melhor método de análise, já

que o alimento é, geralmente, uma amostra bem complexa, na qual vários

componentes da matriz podem estar interferindo entre si. Sendo assim, a escolha do

melhor método vai depender do produto a ser analisado, levando-se em

consideração fatores como: composição química da amostra, quantidade relativa do

componente analisado, exatidão buscada, recursos disponíveis, entro outros.

(CECCHI, 2003)

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B. Esquema Geral para Análise Quantitativa

Qualquer análise quantitativa realizada depende sempre da medida de uma

certa grandeza física, cuja magnitude deve estar relacionada a massa do

componente de interesse que se encontra na amostra pesquisada. Entretanto, na

maioria das vezes, essa medida vai ser apenas a última de uma série de etapas

operacionais, como representadas no fluxograma abaixo, que exemplifica todo um

processo funcional de uma análise quantitativa. (CECCHI, 2003)

Extraído de Stewart e Whitaker (1984)

C. Caracterização Físico-Química

Esse manual aborda e descreve análises de caracterização físico-química

de alimentos padronizadas no Laboratório de Análises Nutricionais e Toxicológicas in

vivo (LANTin), da Universidade Federal de Alfenas (Unifal-MG), sendo os testes

realizados:

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- Determinação da quantidade de lipídios pelo método de Bligh Dayer;

- Determinação de nitrogênio pelo método de Kjeldahl, para quantificação da

fração protéica no alimento;

- Quantificação de Cinzas;

- Determinação da Atividade de Água (Aw);

- Coloração realizada em Colorímetro;

- Determinação de Sólidos Solúveis por Refratometria;

- pH e Acidez Total Titulável;

- Quantificação de Açúcares redutores;

- Determinação da quantidade de Vitamina C (ácido L-ascórbico) no alimento

a partir de sua oxidação pelo Iodato de Potássio;

- Quantificação de umidade em estufa a 105°C.

2. Lipídios - Método de Bligh Dayer

Os lipídios são compostos orgânicos altamente energéticos, que contém

ácidos graxos essenciais ao organismo e atuam como transportadores das vitaminas

lipossolúveis. Os lipídios são substâncias insolúveis em água, mas solúveis em

solventes orgânicos, tais como éter, clorofórmio e acetona, dentre outros. Estes são

classificados em: simples (óleos e gorduras), compostos (fosfolipídios, ceras etc.) e

derivados (ácidos graxos, esteróis). Os óleos e gorduras diferem entre si apenas na

sua aparência física, sendo que à temperatura ambiente os óleos apresentam

aspecto líquido e as gorduras, pastoso ou sólido. (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008)

A determinação de lipídios em alimentos é feita, na maioria dos casos, pela

extração com solventes, como por exemplo: o éter. Quase sempre se torna mais

simples fazer uma extração contínua em aparelho do tipo Soxhlet, seguida da

remoção por evaporação ou destilação do solvente empregado. O resíduo obtido

não é constituído unicamente por lipídios, mas por todos os compostos que, nas

condições da determinação, possam ser extraídos pelo solvente. Estes conjuntos

incluem os ácidos graxos livres, os ésteres de ácidos graxos, as lecitinas, as ceras,

os carotenóides, a clorofila e outros pigmentos, além dos esteróis, fosfatídios,

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vitaminas A e D, óleos essenciais etc., mas em quantidades relativamente pequenas,

que não chegam a representar uma diferença significativa na determinação. (INSTI-

TUTO ADOLFO LUTZ, 2008)

Nos produtos em que estas concentrações se tornam maiores, a

determinação terá a denominação mais adequada de extrato etéreo. Uma extração

completa se torna difícil em produtos contendo alta proporção de açúcares, de

proteínas e umidade. (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008)

A determinação de lipídios pelo método de Bligh-Dayer utiliza a mistura de

três solventes, clorofórmio-metanol-água. A amostra é misturada com o metanol e

clorofórmio que estão numa proporção que formam uma só fase com a amostra.

Adiciona-se mais clorofórmio e água promovendo a formação de duas fases

distintas, uma de clorofórmio, contendo lipídios, e outra de metanol mais água,

contendo substâncias não lipídicas. A fase do clorofórmio com a gordura é isolada, e

após a evaporação do clorofórmio, obtém-se a quantidade de gordura por pesagem.

(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 2008)

Materiais:

1. Tubos de 70 mL e 30 mL

2. Placas de Petri

3. Homogeneizador

4. Papel de filtro

5. Erlenmeyer de 150 mL

6. Pipeta volumétrica

7. Pipetador

8. Funil pequeno

9. Pisseta com água destilada

10. Vórtex

11. Balança analítica

12. Estufa

13. Dessecador

Reagentes:

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- Clorofórmio P.A.

- Metanol P.A.

- Sulfato de sódio 1,5%.

- Sulfato de sódio anidro.

Procedimento:

Segundo os métodos descritos pela AOAC International (1997)

Produtos com porcentagem menor que 20% = pesar em torno de 3 e 3,5 g

de amostra e transferi-la para o tubo de 70 mL.

Em seguida adicionar:

- 10 mL de clorofórmio;

- 20 mL de metanol; e

- 5 mL de água destilada (de acordo com a amostra)

Tampar hermeticamente e colocar os tubos no homogeneizador por 30

minutos.

Adicionar depois, exatamente: 10 mL de clorofórmio e 10 mL de solução de

sulfato de sódio 1,5%, e agitar por 2 minutos no homogeneizador.

Deixar separar as camadas de forma natural ou centrifugar a 1000 rpm

(rotações por minuto) por 2 minutos.

Descartar a parte superior e retirar cerca de 15 mL da camada inferior e

colocar num tubo de 30 mL .

Adicionar aproximadamente 1g de sulfato de sódio anidro, tampar e agitar no

Vórtex para remover traços de água que não foram arrastados na pipetagem da

camada inferior.

Filtrar sem vácuo, rapidamente num funil pequeno com papel de filtro em

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tubo normal. A solução obtida deve ser límpida.

Medir com pipeta volumétrica 5 mL do filtrado e despejar em placas

previamente secas a 80°C, esfriadas e pesadas.

Colocar na estufa a 80°C até evaporar o solvente (em torno de 15 e 20

minutos), depois resfriar em dissecador e pesar.

Cálculos:

Solução de Sulfato de sódio 1,5%:

100 mL ----------------- 1,5 g

250 mL ----------------- X

X= 3.75 g de sulfato de sódio

% de lipídios totais = p x 4 x 100

g

Onde: p = peso de lipídios contidos em 5 mL

g = peso da amostra

Referências:

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Officil methods of

analysis of AOAC International. 16 ed. Maryland, 1997. 2v.

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos Físico-Químicos para Análise de

Alimentos - 4ª Edição - 1ª Edição Digital. São Paulo, 2008. p. 122.

3. Determinação da Fração Protéica - Método de Kjeldahl

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A determinação de protídios baseia-se na determinação de nitrogênio,

geralmente feita pelo processo de digestão Kjeldahl. Este método, idealizado em

1883, tem sofrido numerosas modificações e adaptações, porém sempre se baseia

em três etapas: digestão, destilação e titulação.

Digestão: A matéria orgânica existente na amostra é decomposta com ácido

sulfúrico e um catalisador, onde o nitrogênio é transformado em sal

amoniacal.

Destilação: A amônia é liberada do sal amoniacal pela reação com hidróxido e

recebida numa solução ácida de volume e concentração conhecidos.

Titulação: Determina-se a quantidade de nitrogênio presente na amostra

titulando-se o excesso do ácido utilizado na destilação com hidróxido.

(CECCHI, 2003)

Os alimentos podem apresentar nitrogênio proveniente de proteínas, bem

como de outras substâncias (bases nitrogenadas, sais de amônio, etc.). Na

determinação da fração protéica, o nitrogênio presente na amostra é transformado

em amônio (NH4+) e, posteriormente, separado por destilação e quantificado por

titulação do destilado (NH3). O nitrogênio total da amostra determinado é

transformado em nitrogênio protéico através de cálculos, considerando-se que cada

100g de proteína possui em média 16g de nitrogênio. Assim sendo, o fator 6,25

multiplicado pelo percentual de nitrogênio total da amostra, corresponderá ao

percentual de proteína da mesma. Em alguns casos, emprega-se um fator

diferenciado de 6,25, conforme descrito na Figura 1.

Amostras contendo nitratos podem perdê-los durante a digestão. Nestes

casos, deve-se adicionar ácido salicílico ou fenol (cerca de 1g), os quais retêm os

nitratos, como nitro-derivados. Procede-se então a digestão. (INSTITUTO ADOLFO

LUTZ)

100g de proteína --- 16g N0

X --- 1g N X = 6,25 (fator de conversão)

Figura 1: Fatores totais de conversão de nitrogênio total em proteínas

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Material:

1. Tubos de digestão apropriado

2. Espátula

3. Papel manteiga

4. Erlenmeyer de 150 mL

5. Pisseta (com água destilada)

6. Aparelho de micro-Kjeldahl

7. Balança analítica

8. Digestor de proteínas

Reagentes:

- K2SO4 anidro

- CuSO4 anidro

- H2SO4 P.A. d= 1,84

Introdução ao Procedimento:

O método é basicamente dividido em 3 etapas:

1) Digestão da matéria orgânica (utiliza-se o digestor de proteínas).

Nesta etapa o nitrogênio orgânico é transformado em amônio e os compostos

orgânicos são convertidos em SO2, CO2, H2O, etc.

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Matéria orgânica + H2SO4 (NH4)2SO4 + SO2 + CO2 + H2O . contendo N

K2SO4: PE do H2SO4 (180 para 400ºC), devido à formação de S2O7,

acelerando a digestão.

CuSO4 : aumenta o poder de oxidação do oxigênio (catalisador).

2) Destilação (utiliza-se o destilador de nitrogênio/micro Kjeldahl)

Etapa em que a amônia é separada e recolhida em uma solução receptora.

(NH4)2SO4 + 2NaOH 2NH4OH (hidróxido de amônio) + Na2SO4 2NH3 + 2H2O

NH3 + H3BO4 (ácido bórico + indicadores) NH4H2BO3 (borato de amônio)

Indicadores: solução alcoólica de vermelho de metila 0.2% e verde de

bromocresol 0,2%.

3) Titulação

Determinação quantitativa do amônio contido na solução receptora.

NH4H2BO3 + HCl NH4Cl (cloreto de amônio) + H3BO4

NH4H2BO3 (Borato de amônio) titulação com HCl 0,02 N (até cor violeta ou

rosa) NH4Cl (cloreto de amônio) + H3BO4

Procedimento

CuSO4 + K2SO4

cor verde azulada

Cor rósea

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A - Digestão

Pesar a amostra seca e desengordurada (o peso não deve ser superior a 100

mg), utilizando papel manteiga. Deve-se sempre utilizar amostras secas e

desengorduradas, para evitar formação de espuma durante a digestão.

Transferir (amostra + papel) para o tubo de micro Kjeldahl

Adicionar ao tubo 600 mg de K2SO4, 300 mg de CuSO4 e 4 a 6 mL de H2SO4.

Digerir (em capela) no bloco digestor, até que a amostra se torne incolor

(aproximadamente 8 horas). O aquecimento é feito a 350ºC.

B - Destilação

Após a digestão, adaptar o tubo ao aparelho de micro-Kjeldahl (lavar com 10

mL de água), colocar o erlenmeyer (contendo 10 mL da solução de ácido bórico +

indicadores + 1 gota de vermelho de metila e 5 gotas de verde de bromocresol) na

sua posição para receber o destilado tomando-se o cuidado de mergulhar a ponta do

destilador na solução.

Adicionar 15 a 20 mL da solução de NaOH 50% lentamente. Receber o

destilado no erlenmeyer, coletando cerca de 50 mL do destilado. A cor passa de

rosa para azul esverdeado.

C – Titulação

Titular com a solução de HCl 0,02N (padronizado de acordo com a

Farmacopéia Brasileira) até o aparecimento de cor violeta ou rosa.

Cálculos:

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Determinar a quantidade de nitrogênio total na amostra e transformar em %

de proteína, utilizando o fator 6,25.

Calcular a % de proteína na amostra seca e integral.

- Amostra sólida:

Nitrogênio (g) = _V_x_N_ x 14_x_100_

A

Onde: V = volume de HCl (mL) gasto na titulação

A = peso amostra (mg) (tomada de ensaio)

N = Normalidade da solução de HCl utilizada na prática

Depois multiplicar por 6,25 para obter a porcentagem de proteínas.

Preparo das soluções:

1. Sol. NaOH 50%: Dissolver 500g de NaOH em aproximadamente 700 mL de

água destilada (balão volumétrico de 1000 mL), evitando aquecimento. Completar o

volume final para 1000 mL.

2. Indicador: Preparar solução alcoólica (1:5) de vermelho de metila a 0,2% e

de verde de bromocresol a 0,2%. Misturar uma parte da solução de vermelho de

metila com cinco partes da solução de verde de bromocresol.

Obs.: esta solução indicadora pode ser pré-adicionada à solução saturada de

H3BO3 fazendo-se os devidos cálculos para o volume desta.

3. Solução de HCl 0,02N: Colocar em balão volumétrico de 1000 mL cerca de

500 mL de água destilada. Adicionar 1,97 mL de HCl P.A., lentamente, e completar o

volume para 1000 mL. Fatorar esta solução com NaOH 0,02N recém preparada.

D = 1,19 c (T%) = 36%

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4. Solução de NaOH 0,02N: Pesar 0,825 g de NaOH e diluir em balão

volumétrico de 1000 mL com água destilada. Fatorar com solução de ácido oxálico

0,02N.

5. Solução de Ácido Oxálico 0,02N: Pesar exatamente 0,3152 g de ácido

oxálico e diluir para 250 mL com água destilada, em balão volumétrico.

Referências:

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of

analysis of AOAC International. 16 ed. Maryland, 1997. 2v.

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Métodos Físico-Químicos para Análise de

Alimentos. 4ª Edição - 1ª Edição Digital. São Paulo, 2008. p. 122.

CECCHI, H. M. FUNDAMENTOS TEÓRICOS E PRÁTICOS EM

ANÁLISE DE ALIMENTOS. 2. ed. São Paulo: Editora UNICAMP., 2003. p. 49-

50.

4. Cinzas

As cinzas de um alimento são os resíduos inorgânicos que permanecem

após a queima da matéria orgânica, que é transformada em CO2, H2O e NO2.

As cinzas são constituídas principalmente de K, Na, Ca, Mg, Al, Fe, Cu, Mn,

Zn, e alguns traços de Ar, I e F. (CECCHI, 2003)

As cinzas obtidas não têm necessariamente a mesma composição que a

matéria mineral presente originalmente no alimento, pois pode haver perdas

por vaporização ou alguma interação entre os constituintes da amostra. Os

elementos minerais se apresentam nas cinzas sob a forma de óxidos, sulfatos,

fosfatos, silicatos e cloretos, dependendo das condições de incineração e da

composição do alimento. Algumas mudanças podem ocorrer como a

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transformação de oxalato de cálcio em carbonatos, ou até em óxidos.

(CECCHI, 2003)

Materiais:

1. Cadinho de porcelana

2. Balança analítica

3. Dessecador

4. Mufla a 550º C

5. Espátula e pinça

Procedimento:

Segundo os métodos descritos nos Fundamentos Teóricos e Práticos

em Análise de Alimentos, 2003

Manipular o cadinho com a pinça afim de não transmitir água da mão

para o cadinho. E aquecê-lo na mufla por meia hora. Esfriar em dessecador e

pesar em balança analítica. Anotar o peso do cadinho vazio e dessecado.

Pesar 5g de amostra seca, em balança analítica e em seguida anotar o

peso do cadinho junto da amostra (cadinho + amostra)

Colocar o cadinho com a amostra na mufla pré aquecida a 550ºC, e

deixar por tempo o suficiente para que a amostra se torne branca ou cinza

claro (aproximadamente 24 horas).

Esfriar o cadinho no dessecador e pesá-lo, usando a pinça para

manuseio, e anotar o novo peso do cadinho junto da amostra (após 550C).

Cálculo:

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Calcular a porcentagem da cinza da amostra.

Pt ---------100%

Ps -------- X

Onde:

Pt = peso do cadinho + amostra antes de ir para a mufla.

Ps = peso do cadinho + cinzas após ser retirada da mufla.

Referências bibliográficas:

CECCHI, H. M. FUNDAMENTOS TEÓRICOS E PRÁTICOS EM

ANÁLISE DE ALIMENTOS. 2. ed. São Paulo: Editora UNICAMP., 2003. p. 49-

50.

5. Atividade de Água (Aw)

A quantidade de água presente em um alimento pode se encontrar na

forma de água ligada e não-ligada. A relação entre o teor de água não-ligada

ou disponível é denominada de atividade de água. Esse teor é designado como

Aa ou Aw e é definido em termos de equilíbrio termodinâmico. É um número

adimensional, resultado da pressão de vapor de água do produto pela pressão

de vapor da água pura, à mesma temperatura. Varia numericamente de 0 a 1 e

é proporcional à umidade relativa de equilíbrio. (www.setor1.com.br/analises/

aw/de_fi.htm)

Material:

1. Higrômetro

Procedimento:

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Segundo os métodos descritos pelo Instituto Adolfo Lutz (1985)

Inicialmente é necessário calibrar o aparelho, para isso recomenda-se o

uso de água recém destilada.

Pesar aproximadamente 1,5 g de amostra no recipiente próprio para ser

levado ao aparelho.

Iniciar a leitura pelo aparelho e aguardar os resultados (o resultado

esperado será entre 0 e 1).

Referências:

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo

Lutz. v. 1: Métodos químicos e físicos para análise de alimentos. 3. ed. São

Paulo: IMESP, 1985.

6. Coloração

A cor está presente em todos os aspectos da vida, mesmo que

frequentemente não se dê importância a ela. Para alguns estudiosos, “ela é uma das

características sensoriais mais importantes para a aceitabilidade. No entanto, muitas

vezes esse parâmetro não é estudado, devido à necessidade de equipamentos

específicos e de custo elevado.” (OLIVEIRA, FRASSON, YAMASHITA, BENASSI,

2003).

Por ser algo subjetivo, não há uma escala física para medi-la. Desse modo,

cada pessoa a interpreta à sua maneira. Foi pensando nesse problema que a

tecnologia digital resolveu criar um aparelho capaz de mensurar as cores em

determinadas superfícies. Esse novo aparelho recebe o nome de Colorímetro.

Os Colorímetros usam sensores que simulam o modo como o olho humano

vê a cor e quantificam diferenças de cor entre um padrão e uma amostra. Utilizam

Page 19: apostila

para isso sempre a mesma fonte de luz e método de iluminação, para que as

condições de mensuração nunca mudem, não sendo relevante se a medição é feita

sob luz noturna ou diurna ou em ambiente aberto ou fechado. (KONICA MINOLTA,

Brasil).

A avaliação da cor constitui um fator importante para a manutenção da

qualidade de diversos produtos disponíveis no mercado e para o desenvolvimento

de novos. Dessa forma, o Colorímetro vem a ser uma ferramenta auxiliadora para os

analistas, podendo ser utilizado facilmente e a qualquer hora.

Materiais

1. Colorímetro;

2. Azulejo branco;

3. Papel filme.

Procedimento

Antes de ligar o aparelho certifique-se de que o Colorímetro está com todas

as pilhas colocadas de forma correta e se a tampa protetora foi retirada da lente.

Após isso, com a ajuda de um papel filme cubra a lente do aparelho, a fim de se

evitar algum estrago na mesma.

Feito isso, ligue o Colorímetro e calibre-o, fazendo a leitura em um objeto

branco como, por exemplo, um azulejo. Finalmente, o aparelho está pronto para ser

utilizado.

Referência:

OLIVEIRA, A. P. V., FRASSON, K., YAMASHITA, F., BENASSI, M. T..

Medida instrumental de cor em sobremesas lácteas de chocolate: uma técnica

de baixo custo e versátil utilizando câmera digital. Braz. J. Food Technol., v.6,

n.2, p. 191-196, jul./dez., 2003.

Page 20: apostila

KONICA MINOLTA Brasil. Disponível em: http://konicaminolta.com.br/.

Acessado em 17/08/2010 às 08:34:57.

7. Determinação de Sólidos Solúveis por Refratometria

Dentre os diversos componentes da fruta, os sólidos solúveis totais (°Brix)

desempenham um papel primordial para a sua qualidade, devido a influência nas

propriedades termofísicas, químicas e biológicas da fruta. Na indústria, a análise do

°Brix tem grande importância, no controle dos ingredientes a serem adicionados ao

produto e na qualidade final. A determinação do °Brix é utilizada na industrias de

doces, sucos, néctar, polpas, leite condensado, álcool, açúcar, sorvetes, licores e

bebidas em geral. (Araújo, 2001; Simões, 1997).Os sólidos solúveis presentes na

polpa dos frutos incluem importantes compostos responsáveis pelo sabor e pela

consequente aceitação por parte dos consumidores. Os mais importantes são os

açúcares e os ácidos orgânicos.(Embrapa, 2010).

Esta análise é aplicável em amostras de produtos de frutas com ou sem a

presença de sólidos insolúveis. A determinação de sólidos solúveis pode ser

estimada pela medida de seu índice de refração por comparação com tabelas de

referência (IAL, 1985).

Material:

1. Refratômetro, com escala graduada de Brix, em pelo menos 0,5%

2. Papel macio e absorvente

3. Espátula metálica

4. Bastão de vidro

5. Béquer de 25 mL

Procedimento:

Page 21: apostila

Zerar o refratômetro com água destilada. Transferir de 3 a 4 gotas da

amostra homogeneizada para o prisma do refratômetro. Após um minuto, ler

diretamente na escala os graus Brix. Se a determinação for realizada à temperatura

ambiente, diferente de 20°C, deve-se corrigir a leitura em relação à temperatura

segundo a Tabela 1.

Para frutos que não contém suco suficiente, deve-se diluir a polpa:

Ex l: Amostra a 50%:

10 g de polpa triturada com 20 mL de água (10 + 20 = 30)

Multiplica-se a leitura do refratômetro por 3 ( por que o volume final foi 3

vezes maior do que a amostra, ou seja, de 30 mL)

Ex II: Amostra a 5%

5 g de polpa triturada e completa em balão volumétrico até chegar a

100 mL de água ou 1,25 g de polpa triturada e completa em balão volumétrico até

chegar a 25 mL de água.

Multiplica-se a leitura do refratômetro por 20 (por que o volume final foi

20 vezes maior do que a amostra, ou seja, de 25 mL)

Tabela 1: Correção para obtenção do valor real de ºBrix em relação à temperatura.

Temperatura (ºC) Subtraia da leitura

obtida

Temperatura (ºC) Adicione à leitura

obtida

- - 21 0,08

- - 22 0,16

13 0,54 23 0,24

14 0,46 24 0,32

15 0,39 25 0,4

16 0,31 26 0,48

17 0,23 27 0,56

18 0,16 28 0,64

19 0,08 29 0,73

20 0 30 0,81

Page 22: apostila

Referências bibliográficas:

Araújo, J. L. Propriedades termofísicas da polpa do cupuaçu. 2001. 85f.

Campina Grande, Universidade Federal da Paraíba, (Mestrado em Engenharia

Agrícola).

Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – Embrapa. Disponível em:<http://www.agencia.cntia.embrapa.br/Agencia22/AG01/arvore/AG01_147_24112005115227.html>. Acesso em: 15 de agosto de 2010.

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz. v.

1: Métodos químicos e físicos para análise de alimentos. 3. ed. São Paulo: IMESP,

1985. p.181-182.

BRASIL, Leis, Decretos, etc. - Portaria no 76 de 27-11-86, do Ministério da

Agricultura. Diário Oficial, Brasília, 03-12-86. Seção I, p. 18152-18173.

Simões, R. M. Propriedades termofísicas da polpa de manga. 1997. 73p.

Campinas – SP, Universidade Estadual de Campinas, Faculdade de Engenharia de

Alimentos. (Mestrado cm Engenharia de Alimentos).

8. pH e Acidez Total Titulavel (ATT)

Representa todos os grupamentos ácidos presentes na amostra,

inclusive compostos fenólicos e aminoácidos. A ATT é usualmente determinada

por titulometria, através da neutralização do extrato com solução de hidróxido

de sódio 0,1M utilizando-se fenolftaleína ou um pHmetro (pH=8,1) como

indicadores do ponto de neutralização. Os resultados podem ser expressos em

mEq/100mL ou em porcentagem de acido principal, assumindo como o único

Page 23: apostila

presente. Como os ácidos orgânicos encontram-se presentes em misturas

complexas, a expressão do resultado em mEq é mais correta. No entanto, em

trabalhos de rotina, utiliza-se a expressão dos resultados em porcentagem do

acido predominante. (CECCHI, 2003)

Materiais:

1. Béquer de 125 mL.

2. pHmetro ou Fenolftaleína.

3. Agitador magnético.

4. Solução de NaOH 0,1M.

5. Bureta de 25 mL

6. Piceta de água destilada.

7. Soluções tampão de pH 7 e pH 10 (para calibrar o pHmetro).

8. Papel toalha.

Reagentes:

- Hidróxido de sódio

Procedimento

Segundo os métodos descritos pelo Instituto Adolfo Lutz (1985)

Escorvar a bureta de 25 mL com a solução de NaOH e desprezar a

solução usada para o preparo da bureta.

Completar a bureta com NaOH até que o menisco atinja o 0.

Em seguida pesar 10 g da amostra no béquer adicionar água destilada

até completar 100 mL de amostra diluída.

Page 24: apostila

Introduzir a extremidade do pHmetro, anteriormente calibrado, na

amostra sem que o mesmo toque o fundo ou as laterais do béquer (no caso de

amostra colorida) ou adicionar 2 a 3 gotas de fenolftaleína (no caso de amostra

incolor).

Jogar o imã dentro do béquer e manter o agitador ligado para constante

homogeneização da amostra.

Anotar o pH inicial e iniciar a titulação com o NaOH 0,1 M. A adição de

NaOH será interrompida assim que o pH da solução (amostra + NaOH) atingir

pH 8,1(no caso de titulação de amostras coloridas) ou notar-se mudança de cor

da solução (no caso de titulação com indicador).

Anotar o volume de NaOH usado no processo.

Obs: o pHmetro deve ser lavado com água destilada e seco

cuidadosamente entre uma titulação e outra.

Cálculo:

N° de mols de ácido= N° de mols de base

m a = MbVb ma = MbVb.Ma

Ma

onde:

ma = massa do ácido

Ma = molaridade do ácido

Vb = voluma da base

Mb = molaridade da base

Referências bibliográficas:

Page 25: apostila

FUNDAMENTOS TEÓRICOS E PRÁTICOS EM ANÁLISE DE

ALIMENTOS. 2. ed. São Paulo: Editora UNICAMP., 2003. p. 117-118.

9. Determinação de Açúcares Redutores

Os monossacarídeos glicose e frutose são açúcares redutores por possuírem

grupo carbonílicos e cetônicos livres, capazes de se oxidarem na presença de

agentes oxidantes em soluções alcalinas. A análise desses açúcares é uma

atividade rotineira nos laboratórios das indústrias alimentícias, nas quais se pode

observar certa carência, no que se refere a técnicas padronizadas para essas

análises (SILVA, MONTEIRO, ALCANFOR, ASSIS, ASQUIERI, 2003)

Diversos reativos são utilizados para demonstrar a presença de grupos

redutores, em açúcares como, por exemplo, os íons cúpricos (Cu2+). (SILVA,

MONTEIRO, ALCANFOR, ASSIS, ASQUIERI, 2003).

Para se estimar o teor de açúcares redutores em alimentos, existem vários

métodos químicos não seletivos que fornecem resultados, com elevado grau de

confiabilidade, quando utilizados corretamente após eliminação de interferentes. O

método químico clássico mais conhecido e utilizado para a análise de açúcares

redutores é aquele fundamentado na redução de íons cobre em soluções alcalinas

(solução de Fehling). (SILVA, MONTEIRO, ALCANFOR, ASSIS, ASQUIERI, 2003)

Justamente por este método ser o mais utilizado nessas análises é que o

presente trabalho está se processando, objetivando um maior esclarecimento por

parte dos analistas no que diz respeito à metodologia usada.

Materiais

1. Balança analítica

Page 26: apostila

2. Espátula de metal

3. Béquer de 100 mL

4. Proveta de 50 mL

5. Balão volumétrico de 100 mL

6. Frasco Erlenmeyer de 250 mL

7. Funil de vidro

8. Balão de fundo chato de 250 mL

9. Pipetas volumétricas de 5 e 10 mL

10. Buretas de 10 e 25 mL

11. Chapa elétrica

Reagentes

- Hidróxido de sódio a 40% m/v

- Carbonato de sódio anidro

- Ferrocianeto de potássio a 6% m/v

- Acetato de zinco a 12% m/v

- Solução saturada de acetato neutro de chumbo

- Sulfato de sódio anidro

- Soluções de Fehling A e B tituladas (Apêndice I)

Procedimento

Pesar de 2 a 5 g da amostra em um béquer de 100 mL. Transfirir a amostra

pesada para um balão volumétrico de 100 mL com o auxilio de água. Completar o

volume e agitar. Filtrar se necessário em papel de filtro seco e receber o filtrado em

um béquer de 300 mL.

Transfirir o filtrado para uma bureta de 50 mL. Colocar num balão em um

Fehling A e B, adicionando 40 mL de água destilada. Aquecer até ebulição.

Adicionar as gotas, a solução da bureta sobre a solução do erlenmeyer em

ebulição, agitando sempre, até que esta solução passe de azul a incolor (no fundo

do erlenmeyer deverá ficar um resíduo vermelho de Cu2O).

Page 27: apostila

Observações:

1. Em caso de amostras com alto teor de proteína: adicionar 5 mL de

ferrocianeto de potássio a 6% e 5 mL de acetato de zinco a 12%. Completar o

volume com água destilada, agitar e deixe em repouso por 15 minutos. Filtrar em

papel de filtro seco e receber o filtrado em um béquer de 300 mL. Verificar o pH da

solução. Caso esteja ácido, com pH abaixo de 6, colocar algumas gotas de hidróxido

de sódio a 40% ou carbonato de sódio anidro até que a solução se torne alcalina,

com pH próximo de 9,0 e filtrar novamente. Transfirir o filtrado para uma bureta;

2. Em caso de amostras com coloração intensa: clarificar a amostra

adicionando solução saturada de acetato neutro de chumbo, até não haver mais

precipitação (cerca de 1,5 mL). Completar o volume com água destilada. Filtrar em

papel de filtro seco e receber o filtrado em um béquer de 300 mL. Adicionar sulfato

de sódio anidro, até precipitar o excesso de chumbo. Filtrar em papel de filtro seco e

receber o filtrado em outro béquer de 300 mL. Transfirir o filtrado para uma bureta;

3. Em caso de amostras com alto teor de lipídios: adicionar a amostra

pesada, 50 mL de água destilada e aquecer em banho-maria por 5 minutos.

Transfirir a solução a quente para um balão volumétrico de 100 mL. Esfriar e

completar o volume com água destilada. Filtrar em papel de filtro seco e receber o

filtrado em um béquer de 300 mL. Transfirir o filtrado para uma bureta.

Cálculos:

100 x A x a = glicídios redutores em glicose, por cento, m/m P x V

Onde: A = no de mL da solução de P g da amostra a = g de glicose correspondente a 10 mL das soluções de Fehling

P = massa da amostra em g V = no de mL da solução da amostra gasto na titulação

Preparo de Soluções:

Page 28: apostila

1. Preparo da Solução de Fehling A

Pesar 17,320g de sulfato de cobre (CuSO4.5H20), transferir para um balão

volumétrico de 1000 mL e completar o volume com água destilada.

2. Preparo da Solução de Fehling B

Pesar 86,500g de tartarato de sódio e potássio (NaKC4H4O6.4H2O) e

dissolver em 250 mL de água destilada. Adicionar 250 mL de solução de NaOH a

20%, recém-preparada. Completar o volume até 1000 mL com água destilada.

Titulação das soluções de Fehling:

Transferir para o erlenmeyer 10 mL de cada uma das soluções, A e B.

Adicionar 40 mL de água. Aquecer até a ebulição e adicionar, com auxílio de bureta,

a solução padrão de glicose a 1%, m/v, sob agitação, mantendo-se a fervura, até a

solução se tornar incolor (no fundo do balão deverá aparecer um resíduo

avermelhado).

Nota: a massa de glicose usada deverá ser conhecida até a 3ª casa decimal.

Cálculo:

Cálculo do fator (f) das soluções, que é a massa de glicose correspondente

a 10 mL de cada uma das soluções A e B.

V x 0,01 = f

Onde: V = mL da solução de glicose gastos

P = título da solução de glicose (g%)

f = fator das soluções

Nota: o valor de f deverá ser da ordem de 0,05 g.

Referências bibliográficas

Page 29: apostila

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz.

v. 1: Métodos químicos e físicos para análise de alimentos, 3. ed. Sao Paulo: IMESP,

1985. p. 49- 50.

ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official Methods

of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (method 958.06).

Arlington: A.O.A.C. 1995, chapter 39. p. 21.

SILVA, R. N., MONTEIRO, V. N., ALCANFOR, J. D. X., ASSIS, E. M.,

ASQUIERI, E. R.. Comparação de Métodos para a Determinação de Açúcares

Redutores eTtotais em Mel. Revista SBCTA, vol. 23, n. 3, Sept.-Dec., 2003.

10. Determinação de vitamina C pelo Iodato de Potássio

Este método é aplicado para a determinação de vitamina C ou ácido L-

ascórbico, em alimentos in natura ou enriquecidos, quando a quantidade da referida

vitamina for maior que 5 mg e baseia-se na oxidação do acido ascórbico pelo iodato

de potássio.

Emprega-se como titulante uma solução padrão de iodato de potássio

(padrão primário) em presença de excesso de iodeto (iodatometria) e posteriormente

utiliza-se o amido (amilose reage com iodo em presença de iodeto) como indicador

no final da titulação, facilitando a verificação da viragem (formação de um complexo

azul escuro, observável em concentrações mínimas de iodo). O iodo e o iodato são

oxidantes fracos que fazem passar o ácido ascórbico para a sua forma oxidada que

é o ácido dehidroascórbico, sendo esta reação reversível. (Villela e Pecci, 1943)

Materiais:

1. Balança analítica

2. Erlenmeyer de 250 ml

3. Papel alumínio, proveta de 50 mL

4. Pipeta de 10 mL

5. Papel de filtro

Page 30: apostila

6. Gase

7. Pipeta de 1 mL

8. Bureta

9. Balão volumétrico de 100 ml

10. Balão volumétrico de 1000 mL.

Reagentes:

- Ácido sulfúrico

- Iodeto de potássio

- Amido P.A.

- Iodato de potássio

Procedimento:

Homogeneizar a amostra imediatamente antes de iniciar a análise; e pesar

15g desta (aproximadamente 5 mg de acido ascórbico);

Transferir para o erlenmeyer de 250 ml coberto com papel alumínio e

adicionar cerca de 50ml de água e 10ml de acido sulfúrico (20%) e homogeneizar;

Filtrar em papel filtro e gase (lavar filtro e gase com água e depois com 10 ml

de acido sulfúrico 20%);

Adicionar 1 ml de iodeto de potássio a 10%; 1ml de solução de amido a 1%;

Titular com solução de iodato de potássio 0,02M ou 0,002M até a solução

atingir uma coloração azul.

Cálculos:

100 x V x F = mg em 100 g de amostra

Page 31: apostila

P

Onde:

V = volume gasto na titulação.

F = 8,806 ou 0,8806, respectivamente, para 0,02 ou 0,002 M.

P = nº de g ou ml medida da amostra.

Soluções:

1) Acido sulfúrico 20%: adicionar 20 ml de acido sulfúrico concentrado em

um balão volumétrico de 100 ml e completar com água destilada.

Obs: sempre colocar ácido na água e nunca o contrário.

2) Iodeto de potássio a 10%: solubilizar 10g de iodeto de potássio em

100ml de água destilada (armazenar solução na geladeira).

3) Amido a 1%: diluir 1g de amido P.A. em 100 ml de água destilada

fervente (armazenar solução na geladeira).

4) Iodato de potássio 0,02 M: secar 5g de iodato de potássio a 110cº

1mol de iodato --- 214g

0,02 mol de iodato --- x = 4,28g

Pesar 4,28g de iodato de potássio e transferir para um balão volumétrico de

1000 ml, completando com água destilada.

5) Iodato de potássio 0,002 M: diluir 10 mL da solução de iodato de

potássio 0,02 M em 100 mL de água destilada (balão volumétrico de 100 mL).

Referências:

Page 32: apostila

FARMACOPÉIA BRASILEIRA. 3. ed. São Paulo: Organização Andrei Editora

S.A.,1977. p. 82-83.

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz: v. 1. Métodos químicos e físicos para análise de alimentos. 3. ed. São Paulo: IMESP, 1985. p. 393.

Teófilo, R.F. , Braathen, P.C. Reação relógio iodeto/iodo. QUÍMICA NOVA NA ESCOLA, N. 16. 2002. Disponível em: <http://qnesc.sbq.org.br/ online/qnesc16/v16_A10.pdf >. Acesso em: 15 de agosto de 2010.

Villela, G.G. e Pecci, J.D. Nota sobre a dosagem iodométrica da vitamina C nos frutos cítricos. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 39 (3), 1943.

11. Umidade (Secagem Direta em Estufa a 105ºC)

Todos os alimentos, qualquer que seja o método de industrialização ao qual

tenham sido submetidos, contêm água em maior ou menor proporção. Algumas

características como a estabilidade, qualidade e composição estão relacionados com

a umidade de um alimento que pode ser afetada pelos seguintes itens:

Estocagem: o excesso de umidade na estocagem de alimentos acelera o

processo de deterioração.

Embalagem: alimento com umidade excessiva pode ter sua deterioração

acelerada caso as embalagens sejam permeáveis à luz e ao oxigênio.

(CECCHI, 2003)

Processamento: é importante verificar a quantidade de água no

processamento dos alimentos. (CECCHI, 2003)

A umidade corresponde à perda em peso sofrida pelo produto quando

aquecido em condições nas quais a água e removida. Geralmente a umidade

representa a água contida no alimento, que pode ser classificada em:

Page 33: apostila

Água livre: está presente nos espaços intergranulares e entre os poros do

material. (CECCHI,2003).

Água absorvida: presente na superfície de macromoléculas por forças de

Van der Walls e por pontes de hidrogênio. (CECCHI, 2003)

Água de hidratação ou ligada: ligada quimicamente com outras substâncias

do alimento. (CECCHI, 2003).

Dentre esses tipos citados, somente a água livre é medida com certeza em

todos os métodos de análises da umidade. (CECCHI, 2003). Na realidade, não e

somente a água a ser removida que é medida, mas outras substâncias que se

volatilizam nessas condições. O resíduo obtido no aquecimento direto e chamado de

resíduo seco. (INSTITUTO ADOLFO LUTZ)

A análise de umidade em um alimento é uma das análises mais importantes e

mais utilizadas, porém até o momento não existe nenhum método que seja ao

mesmo tempo exato, preciso e prático. Isso se deve a algumas dificuldades

encontradas como a separação incompleta da água do produto, decomposição do

produto com formação de água além da original, perda das substâncias voláteis do

alimento que serão computadas como peso em água. (CECCHI, 2003).

O aquecimento direto da amostra a 105°C é o processo mais usual. Amostras

de alimentos que se decompõem ou iniciam transformações a esta temperatura,

devem ser aquecidas em estufas a vácuo, onde se reduz a pressão e se mantém a

temperatura de 70°C. Nos casos em que outras substâncias voláteis estão

presentes, a determinação de umidade real deve ser feita por processo de

destilação com líquidos imiscíveis. Outros processos usados são baseados em

reações que se dão em presença de água. Dentre estes, o método de Karl Fischer é

baseado na redução de iodo pelo dióxido de enxofre, na presença de água. Assim, a

reação entre a água e a solução de dióxido de enxofre, iodo e reagente orgânico faz-

se em aparelho especial que exclui a influência da umidade do ar e fornece

condições para uma titulação cujo ponto final seja bem determinado. Em alimentos

de composição padronizada, certas medidas físicas, como índice de refração,

Page 34: apostila

densidade etc., fornecem uma avaliação da umidade de modo rápido, mediante o

uso de tabelas ou gráficos já estabelecidos. (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 1985)

Material

1. Estufa,

2. Balança analítica,

3. Dessecador com sílica gel,

4. Cápsula de porcelana ou de metal de 8,5 cm de diâmetro,

5. Pinça

6. Espátula de metal.

Procedimento

Pese de 2 a 10 g da amostra em cápsula de porcelana ou de metal,

previamente tarada. Aqueça durante 3 horas. Resfrie em dessecador até a

temperatura ambiente. Pese. Repita a operação de aquecimento e resfriamento ate

peso constante.

Cálculo

100 x N = Umidade ou substâncias voláteis a 105°C, por cento, m/m P

Onde: N = n° de gramas de umidade (perda de massa em g)

P = n° de gramas da amostra

Referência bibliográfica

Page 35: apostila

INSTITUTO ADOLFO LUTZ. Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz. v.

1: Métodos químicos e físicos para análise de alimentos, 3. ed. São Paulo: IMESP,

1985. p. 21-22.

CECCHI, H. M. FUNDAMENTOS TEÓRICOS E PRÁTICOS EM ANÁLISE DE

ALIMENTOS. 2. ed. São Paulo: Editora UNICAMP., 2003. p. 49-50.

12. POPs dos Instrumentos Utilizados

A. POP do refratômetro

- Inserir a bateria na parte inferior do refratômetro

- Pressionar a tecla START/OFF

- Gotejar água destilada sobre o prisma

- Apertar a tecla ZERO

- Secar com papel absorvente de boa qualidade

- Gotejar a amostra sobre o prisma

- Apertar a tecla START/OFF

- Secar com papel absorvente de boa qualidade

- Entre uma amostra e outra, não é necessário zerar o refratômetro

- Ao final do processo, gotejar água destilada para limpar e secar com papel

absorvente

- Para desligar, precionar a tecla START/OFF, retirar a bateria e guardá-la

no compartimento adequado

- Colocar o aparelho dentro da caixa.

B. POP do Colorímetro

Page 36: apostila

- Abrir o compartimento das pilhas e colocar as mesmas de maneira correta,

observando se o pólo positivo está no lado positivo assim como o negativo;

- Retirar a tampa protetora da lente do colorímetro;

- Pegar um pedaço de filme plástico e envolver a lente, tomando o cuidado de

não deixar rugas sobre o papel o que pode acarretar uma leitura incorreta;

- Ligar o aparelho;

- Fazer a leitura de uma superfície branca para calibrar o colorímetro;

- Apertar o botão TARGET, zerando o aparelho para posteriormente começar

a fazer suas leituras.

- Após o término do trabalho, tirar o papel filme da lente, tampar a mesma e

retirar as pilhas para guardar o aparelho.

C. POP da Estufa

Apresentação inicial:

1- Alarme de temperatura alta

2- Alarme de temperatura baixa

3- Autokine

4- Indicação de aquecimento

5- Tecla de acesso ao programa de gravar dados

6- Tecla de seleção de dígitos

7- Tecla para incremento de valores

8- Teclar para decréscimo de valores

9- Display do valor programado (SV)

10- Display de leitura do processo (PV) (precisa???)

Programando a temperatura

- Para programar a temperatura siga os passos seguintes:

• Apertar a tecla PROG-ENTRA, o último dígito do display do valor

programado SV(VERDE) irá piscar.

• Apertar a tecla SELEÇÂO-DÍGITO para mudar o dígito que deseja

alterar

Page 37: apostila

• Nas teclas de incremento ( ) e decréscimo ( ) inserir o valor

desejado.

• Após selecionar a temperatura , apertar a tecla PROG-ENTRA para

gravar o valor inicial e iniciar o processo de aquecimento.

• Quando a lâmpada piloto do controlador se apagar, indica que a

temperatura foi atingida, e após isto , iniciam-se os ciclos de liga e

desliga para a manutenção da temperatura.

Observações

No caso de necessidade de ajuste na pressão da porta, deslocar para

frente ou pra trás o parafuso que serve de trinco para a mesma.

No caso de queima das resistências, remover o fundo para troca

Caso o digital venha marcar temperatura bem acima ( próximo ao fim da

escala), verificar o sensor de temperatura.

Se a temperatura da câmara não ficar estável na pressão de (+/- 3°C),

ou se não parar de subir é sinal que o termostato está com defeito .

(PRECISA????)

De onde a Larissa tirou esse pop, ela mesmo montou esse pop olhando

o funcionamento da estufa do Lantin? Pq se for da bromato ou da net

tem q verificar se é igual... poderia ser mais simples, parecido com o da

mufla abaixo.

Atenção :

Sempre que for utilizar temperatura acima de 120°C, desligar somente o

aquecimento, mantendo a circulação de ar ligada até que a temperatura da

câmara fique aproximadamente 70°C, para que o motor não queime.

A cada 4000 horas de trabalho os rolamentos do motor deverão ser

substituídos.

Não colocar para secar ou evaporar peças com solventes ou resíduos

inflamáveis. Apesar de ter as resistências blindadas há perigo de inflamação e

explosão.

Page 38: apostila

A carga colocada sobre a prateleira não pode exceder a 40% do volume

total da câmara, a fim de proporcionar a perfeita circulação do ar e manter suas

características térmicas.

D. POP do Vórtex

- Ajustar a velocidade e a rotação girando o potenciômetro.

- Após ajustada, apertar o botão ligar.

- Terminado o trabalho, desligar e girar o potenciômetro para a menor

rotação.

E. POP do Homogeneizador de Sangue

- Prender os tubos hermeticamente fechados nas garras do

homogeneizador.

- Definir a velocidade de rotação do motor do suporte com garras

(velocidade regulável de 8 a 22 rpm).

- Ajustar o tempo de rotação desejado.

- Desligar o equipamento após o uso.

F. POP da Mufla

- Ligar a mufla;

- Nas teclas de incremento ( ) e decréscimo ( ) inserir o valor

desejado;

- Desligar após o término do procedimento.

G. POP do Destilador de Nitrogênio

Page 39: apostila

- Antes de ligar o aparelho verificar se o mesmo está conectado à torneira

através do tubo em Y.

- Colocar um tubo de digestão contendo água destilada apoiado na base do

macaco e girar a plataforma do macaco para prender o tudo no bocal

apropriado. A pressão exercida não deverá ser muito forte, apenas o suficiente

para acoplar bem o tubo no bocal. Fechar a porta de acrílico.

- Verificar se o potenciômetro de aquecimento está na posição mínimo e se

a chave geral e a chave de aquecimento estão desligadas.

- Ligar o aparelho em 220V.

- Ligar a chave geral e verificar se a luz interna do aparelho acendeu, bem

como o led (sinal luminoso indicativo geral).

- Abrir a torneira de água, aguardando que a mesma flua pela mangueira de

saída em direção a pia. Deixar sempre a água escoando, portanto a torneira

permanecerá sempre aberta.

- Se a caldeira não estiver cheia, completar o volume de água, porém esta

operação deverá ser feita sempre com o aparelho frio. Para isso apertar o

interruptor indicativo da caldeira/H2O, localizado na frente do painel, mantendo

apertado até que o led alaranjado (mínimo) e o led vermelho (máximo)

acendam. Assim que o led vermelho aparecer iluminado, soltar imediatamente

o interruptor.

Atenção: Não esquecer do nível de água da caldeira. Sempre completá-lo

quando o led alaranjado (mínimo) estiver apagado. Nunca operar o aparelho

(acionar a chave de aquecimento) sem água na caldeira, o led alaranjado

(mínimo) não deverá apagar-se durante o trabalho. Neste caso esfriar o

aparelho e encher a caldeira.

- Acionar o interruptor de aquecimento, girar o potenciômetro para a posição

máxima (sentido horário) e aguardar a fervura ou produção de vapor, que saíra

pelo tubo de teflon, mergulhado na água destilada contida no tubo de digestão.

- Quando houver fervura da água, desligar a chave do aquecimento e voltar

o potenciômetro para a posição ½ ou ¾ de volta. O ideal é trabalhar na posição

½ onde a potência de aquecimento é mais baixa evitando com isso over-flow

Page 40: apostila

(refluxo) na segunda bola de Kjeldahl, situação que poderia ser visualizada

através do visor cilíndrico do painel.

- INICIAR agora as análises do material digerido

1. Colocar a solução de ácido bórico contendo os indicadores em

erlenmeyer de 125 mL.

2. Deslocar a mesa suporte do erlenmeyer, introduzir o recipiente pelo bico

do condensador. Regular a altura da mesa através do parafuso com canopla

preta, de forma a deixar o tubo sempre mergulhado no líquido. Tomar cuidado

para que o tudo não fique muito encostado no fundo do erlenmeyer, pois desta

forma o NH3 destilado não poderia borbulhar na solução de ácido bórico.

3. Para erlenmeyer de capacidade superior a 125 mL, utilizar borracha de

silicone para tornar mais comprido o tubo de vidro do condensador. Corte a

borracha em bisel e não deixá-la muito prensada no fundo do erlenmeyer

coletor.

4. Abrir a porta de acrílico e retirar o tubo contendo água. Utilizar um pano

ou luva térmica, pois o tubo estará muito quente.

5. Colocar agora, neste compartimento, o tubo contendo a amostra

digerida, misturada com um pouco de água destilada (cerca de 10 mL)

acoplando bem de forma a eliminar a possibilidade de quebra do tubo ou

escape de nitrogênio.

6. Com o botão regulador da adição de soda (NaOH) fechado adicionar

soda suficiente para completar o volume do copo para 150 mL, utilizando um

funil e tomando cuidado para não transbordar ou derramar soda pela borda do

copo.

Obs.: A finalidade da soda é transformar o nitrogênio numa forma volátil,

por isso deve ser colocada em excesso, permitindo que todo o nitrogênio (na

forma de (NH4)2SO4, passe para NH4OH e depois para NH3).

7. Deixar a dosa escoar lentamente no tubo de digestão, girando a válvula

frontal. A passagem é do diâmetro de um tubo capilar. Antes de iniciar a

análise, somente na primeira destilação, verificar se os dois leds indicadores de

Page 41: apostila

nível (vermelho e alaranjado) estão acesos. Colocar dosa até a cor do líquido

do tubo de digestão tornar-se marrom. Fechar a válvula frontal.

8. Acionar a chave de aquecimento geradora de vapor e iniciar a

destilação. O volume de destilado depende do método em uso. Alguns

operadores duplicam o volume inicial do erlenmeyer e, em alguns casos até

triplicam. Quando a destilação ocorrer, haverá mudança da cor da solução, que

de acastanhado passará a azul. Destilar até obter de 50 a 75 ml, o que gastará

mais ou menos 10 minutos.

9. Abrir a mesa do erlenmeyer, baixar o frasco, sem retirar, lavar o bico do

condensador com uma pisseta, conduzindo a lavagem para dentro no

erlenmeyer. Retirá-lo e levá-lo para a titulação.

10.Desligar a chave de aquecimento, aguardar alguns segundos e retirar o

tubo com o resíduo. Despejar o conteúdo em um frasco e guardar o tubo para

lavagem. Cuidado com a temperatura do tubo, pois estará quente. Usar luva.

Não mudar a posição do potenciômetro caso tenha mais tubos para destilar.

Começar a próxima destilação obedecendo à sequência, e assim

sucessivamente, ou então encerrar a operação.

- Para encerrar a operação:

a) Esgotar a soda contida no copo. Colocar o tubo de digestão

contendo água destilada no local e lavar o copo com água destilada, não

fazendo economia de água.

b) O condensador e as bolas de Kjeldahl são limpos na própria

destilação. Todavia poderão ser limpos colocando-se um tubo vazio limpo no

local apropriado (macaco) e um frasco na mesa de coleta e destilar alguns

minutos.

c) Desligar o aquecimento, desligar a chave geral, deixar o

potenciômetro no mínimo, retirar o tubo e o frasco coletor. Enxugar o assoalho

do equipamento e o macaco e limpar os respingos de líquidos. Deixar a água

circulando até que a água da caldeira esfrie.

d) Retirar o aparelho da tomada e fechar a torneira de água.