UNIVERSIDAD NACIONAL DEL SANTA

FACULTAD DE CIENCIAS

E.A..P. BIOLOGIA EN ACUICULTURA

PRÁCTICA N° 10,11,12

ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE CRUSTÁCEOS DE

IMPORTANCIA COMERCIAL; OBTENCION Y OBSERVACION DE GAMETOS EN

CRUSTACEOS DECAPODOS; ESTIMACION DE LA FECUNDIDAD EN

CRUSTACEOS – DISEÑO DEL FLUJO DE PRODUCCION DE SEMILLA

Alumno:

Jorge Vergaray Capristano

PRÁCTICA N° 10

ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE CRUSTÁCEOS DE

IMPORTANCIA COMERCIAL

I) OBJETIVOS

Conocer y describir las principales características del aparato reproductor de

los crustáceos de interés comercial.

II) MATERIALES Y MÉTODOS

Proporcionados por el alumno:

- Crustáceos frescos (peneidos, brachiuros, carideos)

- Claves taxonómicas.

Proporcionado por el laboratorio:

- Microscopio

- Estereoscopio

- Estuche de disección

- Láminas porta y cubre objetos

- Placas petri

Agrupe los crustáceos de acuerdo a su Clase, identificándolos taxonómicamente.

Observe si existe dimorfismos sexual externo. Identifique accesorios sexuales.

Observe si existen hembras ovígeras.

Diseccione los organismos procurando no dañar los órganos internos, identifique

y observe el aparato reproductor femenino y masculino, con sus distintos

órganos.

Prepare muestras en fresco de las gónadas masculinas y femeninas y

obsérvelas al microscopio.

III) RESULTADOS

Realice esquemas de lo observado en la práctica.

Fig. 01 Morfología externa de una hembra de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”

Fig. 02 Morfología externa de una macho de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”

Telson

Embriones

Telson

Pleópodos

masculinos

Fig. 03 Morfología externa de Macrobrachium inca “Camarón de Rio”

Fig. 04 Ovocitos de Macrobrachium rosembergii “Camarón de rio”.

Fig. 05 A: Conductos deferentes; B observacion de gónadas masculinas en

Macrobrachium inca “Camarón de Rio”

IV) DISCUSION

Los decápodos tienen un caparazón bien desarrollado, que se extiende lateralmente cubriendo la base de las patas y encerrando las branquias en un par de cámaras branquiales. Anteriormente el caparazón suele estar prolongado en un rostro. El tórax o pereion se une a la cabeza para formar el cefalotórax. Los ojos son compuestos y pedunculados. Las anténulas son birrámeas (en algunos casos el flagelo externo se encuentra bifurcado) al igual que las antenas. En las formas nadadoras el exopodito de las antenas está modificado en una escama, en los macrura (ej. gamba) se reduce y se pierde en los cangrejos marinos. Las mandíbulas están bien desarrolladas y las maxílulas y maxilas son foliáceas y provistas de enditos. También tienen tres pares de maxilípedos provistos de epipoditos. Los cinco últimos pares de patas torácicas (pereiópodos) son de tipo locomotor, uni o birrámeas y con o sin epipoditos reducidos; también tienen branquias en la base o en las inmediaciones. Las primeras patas suelen presentar pinzas. El abdomen presenta un grado de desarrollo variable, en los animales “tipo gamba” el abdomen está bien desarrollado y es musculoso. Al final del abdomen se encuentra el abanico caudal formado por el telson y los urópodos. Por lo que en práctica se diferencio a los camarones de los cangrejos, debido a que los camarones no presentan región cardiaca, ni región ventral, diferenciándolo así de los cangrejos ya que estos si lo presentan.

El aparato reproductor masculino presenta externamente una estructura ubicada en el primer par de pleópodos llamada petasma, cuya función es la transferencia del espermatóforo durante el apareamiento. La forma y tamaño del petasma varía según la edad. Los gonoporos se encuentran en posición ventral, en la base del quinto par de pereiópodos que es el lugar por donde es expulsado el espermatóforo durante la cópula. El apéndice masculino se presenta como una modificación de los endopoditos del segundo par de pleópodos y su función es ayudar a la fijación del espermatóforo durante el apareamiento. Internamente, el sistema reproductivo masculino está constituido por un par de testículos situados dorsalmente en el cefalotórax con ocho pares de lóbulos, los que rodean el hepatopáncreas. Conectados a los testículos y a ambos lados del corazón, se encuentran los vasos deferentes, que son unos túbulos enrollados en

A

B

los que se distinguen cuatro partes: una sección proximal estrecha y delgada, una porción media más engrosada con una doble curvatura, una región distal que es un tubo largo y estrecho; y por último una región terminal muscular muy dilatada, que es un receptáculo terminal, llamado ámpula terminal. En esta última región es donde se forman y almacenan los espermatóforos, que son las estructuras que el macho transfiere a la hembra durante el apareamiento y que contienen los espermatozoides. Estas ámpulas terminales desembocan en los poros genitales, por donde se expulsan los espermatóforos. El espermatóforo es una estructura constituida por dos placas quitinosas en forma de vaina que cubren a la masa espermática. Esta estructura está compuesta en realidad por dos unidades que se encuentran en los receptáculos terminales del macho y se unen en el momento de su expulsión, está dotada a cada lado de la parte anterior de un proceso aliforme armado de una pequeña proyección triangular en el borde posterior. Tiene además, dos placas laterales en su porción posterior. Por medio de estas estructuras el espermatóforo se fija al télico de la hembra, ayudado por una sustancia gelatinosa que lo acompaña cuando es expulsado.

En las hembras inequívocamente, a la presencia de huevos en los pleópodos es señal de haber alcanzado la madurez. Este criterio es algo inexacto si se quiere conocer el momento exacto de la primera maduración gonadal, ya que la presencia de huevos en el abdomen puede tener lugar varios meses después de la primera gametogénesis. Los ovarios tienen forma de H, constituidos por dos largos lóbulos paralelos que ocupan, cuando son maduros, todo el cefalotórax, llegando incluso hasta el telson en algunas especies de peneidos. El oviducto desciende desde cada lóbulo hacia las aberturas genitales, situadas en el segundo par de periópodos (coxa) o en el tercer somito cefalotorácico esternal en braquiuros.

V) REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

- BARNES, R. 1989. Zoología de los invertebrados. 5ta Edic. Edit.

Interamericana – Mc Graw Hill. México.

- CAYCIT. 1987. Reproducción en acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los

Monetros y Labarte Editores. Madrid.

- HIKCMAN, C; BERTS, L & A, LARSON. 1994. Zoología. Principios Integrales.

9a Edic. Edit. Interamericana – Mc Graw Hill. España

PRÁCTICA N° 11

OBTENCION Y OBSERVACION DE GAMETOS DE CRUSTACEOS DECÁPODOS

I. OBJETIVOS

Obtener y observar ovocitos frescos desde ejemplares maduros de damron

de rio.

Obtener y observar espermatóforos y espermatozoides desde ejemplares

maduros.

II. MATERIALES Y MÉTODOS

Proporcionados por el alumno:

Crustáceos decápodos vivos, y maduros, hembras y machos

Agua de mar

Proporcionado por el laboratorio:

Microscopio

Estereoscopio

Estuche de disección

Láminas porta y cubre objetos

Placas petri

Obtención de ovocitos:

Con ayuda de una tijera, se corta el cefalotórax en la región dorsal, realizando

una ventana. Se extrae el trozo del caparazón y se dejan expuestas las

estructuras internas del cefalotórax. En ejemplares maduros se observaran dos

ovarios que se extienden desde la parte posterior de los pedúnculos oculares

hasta el extremo distal posterior del cefalotórax. En camarones cuando el

ovario está maduro se extiende hasta el segundo segmento abdominal o más

allá de este. En la región media por encima de los ovarios se puede observar el

corazón.

Mediante una pinza, extraiga el tejido conjuntivo que rodea a los ovarios. Si los

ovocitos a punto de ser desovados, los observará libres, si aún no lo están,

permanecerán unidos al tejido ovárico.

Observe la coloración y diámetro de los ovocitos

Observe el cambio que presentan los ovocitos después de estar en contacto

con el agua de mar

Note la diferencia entre ovocitos inmaduros y ovocitos maduros

Obtención de espermatozoides:

En camarones, separe el cefalotórax del abdomen, mediante tracción. Con

ayuda de una pinza de punta fina ubique los dos conductos deferentes en el

cefalotórax, cuya porción distal se encuentra adosado a la pared lateral del

cefalotórax y desemboca en el gonoporo ubicado en la base del 5° par de

periópodos.

Extraiga los conductos cortando el extremo distal cercano al gonoporo y el

extremo cercano al testículo ubicado en la región dorsal del cefalotórax. Los

testículos al igual que los ovarios se extienden desde la región posterior de los

pedúnculos oculares hasta el extremo distal posterior del cefalotórax. En

camarones el par de testículos se extiende hasta el segundo segmento

abdominal.

Ponga el conducto deferente en una placa petri con agua de mar y corte en

pequeños trozos para que el cordón espermatofórico o los espermatóforos

salgan al exterior. Si no salen espontáneamente estruje con la pinza el

conducto.

Observe la presencia de espermatóforos o cordón espermatofórico según la

especie que está trabajando. Por lo general los anomuras tienen

espermatóforos en forma de botella, los carideas presentan un cordón

espermatofórico y los braquiuros, espermatóforos esféricos. Observe los

cambios al entrar en contacto con el agua de mar.

Con ayuda de un par de pinzas de punta fina, rompa los espermatóforos para

liberar los espermatozoides al agua de mar. Observe los cambios producidos.

III. RESULTADOS e INTERPRETACION:

Fig. 1 Obtención y Observación de gameto de Platixantus orbigni “cangrejo violáceo”

Fig. 2 Obtención y Observación de gametos (ovocitos) de Macrobrachium inca “Camarón de

Rio”

Fig. 3 Obtención y Observación de conductos deferentes de Macrobrachium inca “Camarón

de rio”.

IV. DISCUSION

Alfaro (1993) describe que la maduración de los machos de L. stylirostris tiene al menos

tres niveles independientes. El primero es la maduración de los testículos, los cuales

producen células inmaduras (espermátidas). El segundo es la maduración de los vasos

deferentes, en los cuales se completa la maduración de los espermatozoides con la

formación del ¨spike¨. El tercer nivel es la síntesis del espermatóforo en las ámpulas

terminales, donde el producto final se completa. Todo este proceso está sujeto a diversos

factores, entre ellos, el grado de desarrollo del animal (edad y tamaño), el ambiente y la

nutrición, que pueden afectar el proceso de maduración gonádica y por lo tanto la calidad

espermática. Así mismo a diferencia de las hembras, la maduración gonádica de los

machos no se ha descrito con la asignación de estadios de desarrollo a partir de la

visualización macroscópica de los cambios en cuanto a forma, tamaño y coloración. Su

maduración se ha asociado principalmente con cambios en la estructura de los genitales

externos, con cambios histológicos que ocurren en los testículos y ámpulas terminales de

los vasos deferentes y con el grado de desarrollo del espermatóforo. En práctica pudimos

observar que los conductos deferentes eran inmaduros debido a que no presentaba

espermatóforos en su interior, deduciendo así que el camarón utilizado era inmaduro.

El conocimiento de los factores que inducen o favorecen la ovoposición, sería muy útil

para estudios de acuicultura y maricultura en crustáceos. Aiken (1968-69) comprueba

que agua más caliente y fotoperíodo diurno más largo inducen ovoposición. La sujeción

de los huevos en los pleópodos puede realizarse de varias formas; siendo la primera

mediante la prolongación de los folículos envolventes de los huevos, los cuales se

enrollan en las sedas. También gracias a una substancia pegajosa segregada por la

“glándula del cemento”, situada en la parte interna de las pleuras abdominales y en los

endopoditos de Homarus. Así mismo debido a una secreción de la capsula de los huevos,

producida después de la fertilización. Las principales funciones de estas substancias

serían facilitar la fecundación, endurecer posteriormente la membrana del huevo y sujetar

los huevos a los pleópodos.

El éxito de la sujeción de los huevos depende de los movimientos y colocación de la

hembra en el momento de la deposición. Posteriormente se van perdiendo huevos bien

por desprendimiento, bien por canibalismo o parasitismo (Caycit, 1987).

La nutrición es importante en la maduración de crustáceos (Cahu 1998). En peneidos, se

emplean dietas secas, con calamar, ostras (Gómez y Arellano 1987), almejas (Millanema

y Quinito 2000), poliquetos (Wouters et al. 2001), logrando incrementar la frecuencia de

maduración, el número de huevos y larvas por desove y la eclosión. El empleo de estos

tipos de alimento no se ha investigado en C. caementarius. Por lo que aquí en la practica

aunque hubo dos diferentes tamaños de hembras de Macrobrachium rosenbergii

“Camarón de rio”, ambas presentaban el mismo tamaño de ovocitos siendo de 1.7 a

1.8, debido quizá a como cita este autor, la alimentación influye mucho en ello.

Conclusiones:

Se observo ovocitos de Macrobrachium inca “Camarón de rio”.

Se observo conductos deferentes de Macrobrachium inca“Camarón de río”.

Se llevo a diferencias los gametos de machos y hembras de Macrobrachium

inca“Camarón de río”.

V. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

http://sisbib.unmsm.edu.pe/bvrevistas/biologia/v16n2/pdf/a11v16n2.pdf

Alfaro, J., 1993. Reproductive quality evaluation of male Penaeus stylirostris from

a grow-out pond. J. World Aquacult. Soc. 24: 6-11.

Caycit.1987. Reproducción en Acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los

Monteros y Labarte Editores. Madrid.

PRÁCTICA N° 12

ESTIMACION DE LA FGECUNDIDAD EN CRUSTACEOS – DISEÑO DEL FLUJO

DE PRODUCCION DE SEMILLA

I. OBJETIVOS.

Estimar la fecundidad en crustáceos.

Elaborar un flujo de producción de semilla.

II. MATERIALES Y METODOS

Proporcionado por el alumno.

Camarones o cangrejos hembra con huevos

Proporcionado por el laboratorio.

Microscopio

Balanza analítica

Estuche de disección

Placas petri

Determinación de la fecundidad por conteo de huevos fertilizados

Pese y mida al organismo con el que se va trabajar.

Extraiga la totalidad la carga ovígera con la ayuda de pinzas, colóquela en una

placa petri y pesarla. Extraiga una sub muestra de 0.1g aproximadamente y

cuente el numero de huevos presentes. Realice el cálculo matemático

correspondiente para expresar la fecundidad de ese organismo en número de

huevos por gramo

Diseño de flujo de producción de semilla:

Con los datos obtenidos realice un diseño de flujo para producir una tonelada

de producto teniendo, como datos lo siguiente.

- Del paso de ovas embriones hasta larvas existe una mortalidad de 30%

- Del paso de larvas a post larvas existe una mortalidad de 20%

- Del paso de post larvas a juveniles existe una mortalidad de 20%

- Del paso de post larvas a adultos existe una mortalidad de 15%

III. RESULATDOS E INTERPRETACION

Fig. 1 Obtención de sub muestra de la carga ovígera de Platixantus orbigni “Cangrejo

violaceo”

Para estimar la fecundidad se tomo los siguientes datos

Peso cangrejo = 148 gr.

Peso gónada = 22 gr.

0.1 g = 1330 huevos

Peso Camarón = 3.7 gr.

Peso gónada = 0.4 gr.

En 0.1 gr. = 1604 huevos

Lo mismo se hizo para le caso de

Macrobrachium inca “Camarón de Rio” de

cual se extrajo toda la carga ovígera y se

saco una sub muestra par el conteo de

huevos

Fecundidad para camarón

0.1g -------------- 1604 huevos

3.7g--------------- X

X = 3.7g x 1604 huevos X = 59 348 huevos

La fecundidad para camarón de rio Macrobrachium inca es de 16040 huevos/g

Fecundidad para cangrejo

0.1g -------------- 1330 huevos

148g--------------- X

X = 148g x 1330 huevos X = 1 968 400 huevos

La fecundidad para cangrejo violáceo Platixantus orbigni es de 13300 huevos /g

Diseño de flujo de producción de semilla:

Calculo para plantel de reproductores de camarón de rio Macrobrachium inca la

meta es 1000 kilos de camarón con un peso de 25 gr c/individuo.

Estado Embriones Larvas post

larvas Juveniles

Adultos

cantidad 105 050 73532 58 825 47 060 40 000

Mortalidad

supervivencia

Para producir una tonelada de camaron se necesita 105 050 embriones

0.1g

0.1g

30% 20% 20% 15%

70% 80% 80% 85%

IV. DISCUSION.

El potencial reproductor se determina generalmente contando el número de

huevos fertilizados o transportados por las hembras, el número de óvulos

producidos por las gónadas o el número de larvas eclosionadas. Cada uno de

los métodos depende de si las hembras incuban o no los huevos en el

abdomen o si son susceptibles de eclosionar en laboratorio.

La estimación la fecundidad también puede realizarse por métodos

volumétricos, método de filtrado o mediante contadores electrónicos. Para el

caso de nuestra practica la estimación de la fecundidad se realizo con el conteo

de huevos de los cuales se obtuvieron resultados de la fecundidad para

camarón de rio Macrobrachium inca siendo de 16040 huevos g-1 y la

fecundidad para cangrejo violáceo Platixantus orbigni fue de 13300 g-1

huevos por cada individuo respectivamente

Estudios realizados por Walter et al (2005) indica que el número de huevos

(2627 huevos g-1) y de larvas (2566 larvas g-1) en las hembras de cryphiops

rosembergi alimentadas con poliqueto; seguida por pota (1377 huevos g-1 y

1364 larvas g-1), balanceado (924 huevos g-1 y 896 larvas g-1) y almeja (355

huevos g-1 y 333 larvas g -1

Loa valores de fecundidad absoluta para pleoticus muelleri (BATE, 1888)

oscilan entre 129 000 y 477 000 por hembra La fecundidad del camarón nylon

(hectocarpus reedi) para las tallas de 20 a 36 mm se encontró que el número

total de huevos varía entre 1912 9837 dependiente de la talla. Para el caso de

nuestra especie en estudio el numero de huevos por hembra fue de 59 348

huevos por hembra

V. BIBLIOGRAFIA.

Magali Bazán1, Silvia Gámez1 y Walter Eduardo Reyes (2005)Rendimiento reproductivo de hembras de Cryphiops caementarius (Crustacea: Palaemonidae) mantenidas con alimento natural.

CAYCIT. 1987. Reproducción en acuicultura. J. 1era. Edic. Espinoza de los

Monetros y Labarte Editores. Madrid.