465 PALUPI

LAPORAN PRAKTIKUM MATA KULIAH KIMIA LINGKUNGAN

Disusun Oleh : Nama Kelompok 1.Dadang Tri Wibowo 2.Dewi Septiana W 3.Fajar Febriani 4.G. Palupi Susanti Said Reguler I A (11) (14) (18) (19)

POLITEKNIK KESEHATAN YOGYAKARTA JURUSAN KESEHATAN LINGKUNGAN2008

KOMPLEKSOMETRI DAN PENENTUAN KESADAHANAcara Praktikum 8Membuat Larutan EDTA 0,01 M 9Pembukuan Larutan EDTA 0,01 M 10Pemeriksaan kesadahan air minum secara kompleksometri. Tujuan praktikum 11Untuk mengetahui standarisasi laturan EDTA 12Untuk mengetahui kesadahan air bersih Dasar Teori Komplesksometri merupakan analisa volumetric yang dilakukan dengan cara titrasi berdasarkan reaksi pebentukan komplek. Indikator yang dipakai dalam analisa ini adalah merupakan asam atau basa organik yang dapat membentuk komplek dengan ion logam (karena biasanya analisa ini dmaksudkan untuk penetapan kadar logam-logam) dan warna komplek indicator. Logam tersebut berbeda dengan warna indicator dalam keadaan bebas. Disamping itu komplek tersebut harus mempunyai sifat kurang stabil jika dibandingkan dengan komplek logam-titran, sehingga apabila ke dalam komplek indikator logam tersebut dirambangkan titran, komplek indicator logam akan terurai, logamnya akan bereaksi dengan titran membentuk komplek logam-titran, sedangkan indikatornya kembali dalam keadaan bebas. Prinsip dasar reaksi dalam analisa ini secara mudahnya dapat dimengerti sebagai berikut: Tahap 1: logam + indikator logam indikator Tahap 2 : logam indikator + titran logam-titran + indicator Larutan standar yang sering dipakai adalah EDTA (ethylene diamine tetraacetic Acid) atau dikenal juga dalam nama resmi lain yaitu Ethylene Dinitrilo Tetracaetic Acid. Dalam nama tidak resmi, EDTA sering dinamakan complexon, komplekson, mullapon, sequestrene, versene untuk garam dinatrium EDTA. Untuk sederhananya EDTA ini sering ditulis H4 Y, dan sering ditemukan sebagai kristal garam natriumnya (Na2H4Y2

H2O). H4Y dapat dipakai sebagai bahan baku primer setelah pengeringan selama beberapa

jam pada suhu 130-1450C, lalu dilarutkan dalam basa (NaOH) sesedikit mungkin sampai larut sempurna. Dalam titrasi dengan larutan standar EDTA ini perlu pengaturan pri larutan karena kesempurnaan reaksinya tergantung dari PH titran, semakin tinggi semakin baik. Umumnya titrasi EDTA dilakukan pada PH 8-10 dengan Eriochome blac-T (EBT) sebagai indikatornya. Untuk mencegah penurunan PH harus ditambahkan campuran penahan (buffer). Umumnya buffer yang dipakai adalah campuran NH4OH dan NH4Cl. EBT dalam keadaan berikatan dengan logam akan membentuk warna merah anggur, sedangkan dalam keadaan bebas berwarna biru. Dengan demikian perubahan warna dari merah anggur menjadi biru ini kadang-kadang terjadi blocking indicator (terjadi ikatan indikator dengan pengotor yang mempunyai sifat lebih sehingga ikatan tersebut sulit lepas. Dalam keadaa ini terjadinya perubahan warna biru terlambat dari keadaan yang seharusnya). Adanya blocking indikator ini dapat diatasi dengan pemberian making agent yaitu zat yang dapat mengkompleks pengotor (biasanya ion Fe 3+) misalnya ion sianida atau Horida. Larutan EDTA lebih sering distandarisasi dengan CaCo3 pa (mutu baku primer), karena CaCo3 sukar larut dalam air, maka dipakai beberapa Hcl 10% dengan hati-hati sekedar cukup untuk melarutkannya, sedangkan pengenceran selanjutnya menggunakan akuades sampai volume yang dikehendaki. Tidak tertutup kemungkinan bahwa sandarisasi larutan EDTA dapat dilakukan dengan zat-zat yang mengandung logam lain yang bermutu bahan baku primer. Alat dan Bahan 1.Buret asam/basa 2.pipet volume 25 ml 3.labu ukur 100 ml 4.botol ambang /beker kecil 5.labu elenmeyer 250 ml 6.pipet tetes 7.pengaduk kaca 8. corong 9. blaker glass besar/kecil 10. botol semprot 11. propipet 12. pipet ukur 13. larutan EDTA 14. indicator EBT

Cara kerja 1.Pembuatan larutan standar EDTA 0,01 M (1 liter) a. Ditimbang 3,72 gram kristal dinatrium EDTA (titriplex III) b. Dilarutkan dengan 1 liter akuades dalam labu ukur c. Digojok hingga homogen, selanjutnya disimpan dalam botol reagen polietilena. Catatan: Apabila pelarutan EDTA sulit, dapat dipakai NaOH 0,1 N beberapa ml sebatas sampai larut saja. 2.Standardisasi larutan EDTA 0,01 M (dengan CaCo3) d. Ditimbang teliti 100 mg kristal CaCo4 (bbp) dalam botol timbang atau gelas kimia kecil. e. Dilarutkan dengan beberapa tetes Hcl 10%, ditambah sedikit akades, dituang ke dalam labu ukur 100 ml. Botol/gelas timbang dibilas dengan akuades dan air bilasan dimasukkan ke dalam labu ukur yang sama. Ditambah akuades sampai tanda terra. Digojok hingga homogen. f. Larutan tersebut diambil sebanyak 25 ml dengan pipet gondok, selanjutnya dimasukkan ke dalam labu Erlenmeyer 250 ml. g. Ditambah 2 ml buffer NH4OH-NH4Cl dan sepucuk sendok indicator EBT 1%. h. Sititrasi dengan larutan EDTA yang akan dibakukan sampai tepat terjadi perubahan dari merah anggur menjadi biru. Dicatat ml titrasinya. 3.Standarisasi kesadahan air minum i. Dipipet 50 ml air sampel dengan ppet gondok, dimasukkan kedalam labu elenmeyer 250 ml j. Ditambah 2 ml buffer NH4OH NH4Cl, sepucuk sendok kristal NaCN dan sepucuk sendok indicator EBT 1%. k. Dititrasi dengan larutan standar EDTA 0,01 M sampai tepat terjadi perubahan warna dari merah anggur menjadi biru. Dicatat ml itrasinya. Data dan Praktikum A.Penimbangan

Berat CaCo3 = 0,0993 gr

B.Titrasi 1. Standardisasi larutan EDTA 0,01 M (dengan CaCo3). No 1 2 3 Volume awal 0 0 0 Volume akhir 26,49 ml 26 ml 26,1 ml ml Titrasi 26,49 ml 26 ml 26,1 ml X = 26,19 ml 2. Standardisasi kesadahan air minum No 1 2 3 Volume awal 0 0 0 Volume akhir 6,82 ml 5,92 ml 5,60 ml ml Titrasi 6,82 ml 5,92 ml 5,60 m X = 6,113 ml

EBT + logam EBT logam (merah anggur) EBT logam + EDTA logam EDTA + EDT (logam) C.Perhitungan 3. Standardisasi larutan EDTA 0,01 M (dengan CaCo3) mgberatCaCo3 hasilpertimbangan = BMCaCo3 xmllaru tan yangdibuat 0,0993 grm = 100 x0,1 = 9,93 x 10-3 M = 0,0099 M o Molaritas EDTA mlCaCo3 xMCaCo3 mlEDTA = 25mlx0,0099 = 26,19ml

o Molaritas CaCo3

0,2475 = 26,19 = 9,450 x 10-3 = 0,0095 M MEDTA o Faktor EDTA 0,01 M = 0,01 0,0095 = 0,01 = 0,950 4. Standardisasi kesadahan air minum o Kesadahan 1000 = 50 x ml titrasi x 0,01 x faktor EDTA x Mr CaCo3 1000 = 50 x 6,113 x 0,01 x 0,950 x 100 = 116,147 mg / CaCo3 o Kesadahan 1000 = 50 x ml titrasi x 0,01 x faktor EDTA x Mr Cao 1000 = 50 x 6,113 x 0,01 x 0,950 x 56 x 0,1 = 6,504 0D o Kesadahan 1000 = 50 x ml titrasi x 0,01 x faktor EDTA x Mr CaCo3 x 0,1 1000 = 50 x 6,113 x 0,01 x 0,950 x 100 x 0,1 = 11,615 0F

Pembahasan Pada laporan kali ini, kita melaporkan tentang praktikum analisis kesadahan. Pada praktikum kali ini, kita menganalisa volumetrik secara titrasi dengan larutan EDTA. Larutan EDTA ini sering ditemukan sebagai garam natriumnya. Pada, titrasi larutan EDTA berfungsi sebagai titran yang untuk melakukan titrasi. Titrasi ini berlangsung pada suasana asam maupun basa, jadi kita dapat menggunakan buret asam dan basa. Dalam standarisasi larutan EDTA 0,01 (dengan CaCo3), kita menggunakan cara titrasi, dengan pentitrasi larutan EDTA yang dilakukan sampai tepat terjadi perubahan dari merah anggur (dari indikator BT 1%) menjadi biru. Lalu catatan berapa ml yang digunakan untuk mentitrasi. Titrasi berakhir jika warna merah anggur tepat hilang dan berubah menjadi biru kehijauan. Dalam praktikum yang kami lakukan, di dapat data; I : 26,49 ml; II. 26 ml; III. 26,1 ml sehingga kita dapat menghitung: MgberatCaCo3 hasilpenimbangan = BMCaCo3 xmllaru tan yangdibuat mlCaCo 3 xMCaCo3 mlEDTA =

o Molaritas CaCo3 o Molaritas EDTA

MEDTA o Faktor EDTA 0,01 M = 0,01 Rumus-rumus dapat kita gunakan untuk mengetahui molaritas sertar faktor, EDTA yang telah kita buat dalam suatu larutan. Standardisasi kesadahan air minum, kita dapat mengetahui air minum tersebut layak digunakan atau tidak dengan cara titrasi dengan larutan EDTA. Dalam kesadahan air minum media yang digunakan ialah air kran. Air kran serta indicator EBT 1% kita gojok hingga merah anggur. Larutan tersebut yang kita titrasi dengan larutan EDTA. Titrasi berhenti saat warna merah anggur tepat hilang dan berubah menjadi biru kehijauan. Pada saat kami melakukan titrasi warna merah anggur berubah menjadi hijau tua atau tidak

berwarna. Hal-hal ini dipengaruhi oleh pemberian indicator EBT 1%, bila EBT kurang makan jumlah larutan EDTA akan banyak yang dikeluarkan atau dubutuhkan. Namun bila EBT lebih maka akan mempercepat titrasi namun juga pada saat tirasimaka kita harus memperhatikan tetesan-tetesan larutan EDTA juga. Pada umumya, pada standardisasi, larutan EDTA 0,01 M (dengan CaCo3) dan standardisasi kesadahan air minum adalah sama, yaitu pada saat titrasi pada akhir titrasi akan terbentuk larutan yang berwarna biru kehijauan. Namun yang membedakan ialah pada pengenceran, larutan EDTA menggunakan CaCo3 dan kesadahan air mnum menggunakan air kran. Penutup A. Kesimpulan o Faktor EDTA yang kita hasilkan dari hasil praktikum ini adalah 0,950 o Kesadahan Air Bersih 13kesadahan CaCo3 14kesadahan 15kesdahana = 116,147 mg / CaCo3 = 6,504 0D = 11,615 0F

o Standardisasi larutan EDTA dan standardisasi kesadahan air minum adalah sama yaitu dengan menggunakan indicator EDT 1%. B. Saran o Titrasi hendaknya berhenti saat warna merah anggur tepat hilang dan berubah menjadi biru.

Yogyakarta, 21 November 2007 Praktikan, Pembimbing

G. Palupi Susanti Said

_______________________

AGENTOMETRI DAN PENENTUAN KLORIDAAcara Praktikum 1Pembuatan larutan AgNO3 0,01 N 2Standardisasi larutan AgNO3 0,01 N 3Penetapan kadar klorida dalam air Tujuan Praktikum 1Untuk mengetahui standardisasi larutan AgNO3 2Untuk mengetahui kadar klrida dalam air Dasar Teori Argentometri merupakan salah satu metode analisa presipitimetri yang dilakukan dengan cara titrasi dengan menggunakan larutan standar perak nitrat (AgNO3). Dalam analisa ini akan didapatkan suatu endapan (presipitat) sebagai hasil akhir. Berdasarkan indikator yang dipakai dalam penentuan titik akhir titrasi, argentometri dibedakan menjadi tiga macam: 1.Cara Mohr : Indikator yang dipakai adalah kalium kramak (K2Cr2O4) dan AgNO3 sebagai titrannya. Cara ini terutama digunakan untuk menentukan kadar garam klorida dengan titrasi langsung, atau menentukan garam perak dengan titrasi kembali setelah ditambah

larutan asam dan tidak terlalu basa (PH antara 6-10). 2.Cara Valhard : Indikator Fe3+, titran KCNS atau NH4CNS. Analisa ini digunakan untuk menentukn garam perak dengan titrasi langsung, atau untuk menentukan garam-garam klorida, bromida, iodide, tiosianak dengan titrasi kembali setelah ditambah larutan baku+ AgNO3 berlebh. PH larutan haus cukup rendah, H kira-kira 0,3 M agar Fe3+ tidak

[ ]

terhidrolisis. 3.Craa Fayans : Indikator yang digunakan adalah indikator adsorbsi menurut anion yang diendapkan oleh Ag+, titran AgNO3. PH larutan tergantung dari macam anion dan indikator yang dipakai. Kristal AgNO3 mudah didapatkan di pasaran dalam kadar minimum 99,8 %, berwarna ptih dan mudah larut dalam air dengan BM 169,87. Kristal ini apabila terkena udara dan cahaya dapat dengan mudah teroksidasi sehingga terlihat kehitam-hitaman, demikian juga apabila menenai klit yang dalam beberapa lama akan meninggalkan noda hitam. Dalam argentometri berat ekivalen dihitung sebagai berat zat yang bereaksi dengan atau melepaskan satu ion Ag+. Dengan demikian BE AgNO3 = BM-nya. Untuk standardisasi larutan AgNO3 kebanyakan mnggunakan NaC pa (BM = 58,44) menurut cara Mahr yang mana akan terbentuk endapan putih AgC sedemikian sampai C dalam larutan terenpadkan. Kelebihan sestets larutan AgNo3 akan membentuk ndapan merah bata dari Ag2CrC4 yang dapat digunakan sebagai petunjuk titik akhir titrasi. Hal ini dapat dimengerti bahwa Ksp AgC (1,82 x 10-10) lebih besar Ksp Ag2CrO4 (1,1 x 10-12), sehingga mendapat perak kramat belum akan terbentuk sebelum ion kloridanya terendapkan semuanya. Kalaupun pada saat penetesan larutan AgNO3 mungkin berbentuk warna kemerah-merahan dari Ag2CrO41 namun karena perak kramat ini lebih mudah laut dari pada perak klorida sehingga endapan tersebut terurai kembali, dengan ion Ag+ selanjutnya bereaksi dengan C - membentuk endapan AgC

yang lebih stabil (sukar larut). Alat dan Bahan 1.buret asam/basa 2.pipet volume 25 ml 3.labu ukur 100 ml 4.botol timbang 5.labu elenmeyer 250 ml 6.pipet tetes 7.pengaduk kaca 8.corong 9.beker glass Cara Kerja 1.Pembuatan larutan AgNo3 0,01 N (1 liter) 1,7 gram kristal AgNO3 dilarutkan dalam 1 akuades dalam labu ukur 2.Standardisasi larutan AgNO3 0,01 N (dengan NaC pa) 1.Ditimbang telti 0,05 gram NaC pa, dilarutkan dengan akuades dalam labu ukur sampai tepat tanda tera. Digojok hingga homogen. 3.Dipipet 25,00 ml larutan tersebut dan dipindahkan ke dalam labu elenmeyer 250 ml, ditambah 1 ml larutan K2CrO4 1%. 3.Dititrasi dengan larutan AgNO3 yang akan dibakkan sampai berwarna kemerahmerahan. Dicatat hasil titrasinya. 4.Penentuan kadar klorida dalam air a. Diambil 100ml air sampel, dimasukkan ke dalam labu elenmeyer 250 ml. b. Ke dalam labu elenmeyer tersebut dimasukkan sesobek kertas lakmus, ditambah beberapa tetes HNO3 10% sambil digojok hingga kertas lakmus berwarna merah, kemudian ditambahkan beberapa tetes NaOH 0,1 N sambil digojok hingga netral, kertas lakmus menjadi berwarna sedikit biru). 10. bobol semprot 11. propipet 12. pipet kur 13. kristal AgNO3 14. garam NaC 15. larutan K2CrO4 1% 16. Aquades 17. air sample 18. larutan NaOH

c. Ditambah 1 ml larutan K2CrO4 1%, kemudian dititrasi dengan larutan standar AgNO3 0,01 N sampai berwarna kuning kemerah-merahan. Dicatat ml AgNO3 0,01 N yang dibutuhkan. Data dan Praktikum A.Penimbangan Berat NaC = 0,051 gram B.Titrasi 1. Standardisasi larutan AgNO3 0,01 N (dengan NaC pa) No 1 2 3 ml awal 0 0 0 ml akhir 23,22 ml 22,12 ml 21,90 ml ml titrasi 23,22 ml 22,12 ml 21,90 ml X = 22,41 ml

2. Penentuan kadar klorida dalam air No 1 2 3 ml awal 0 0 0 ml akhir 9,21 ml 7,31 ml 7,49 ml ml titrasi 9,21 ml 7,31 ml 7,49 ml X = 8,0003 ml

C.Perhitungan 3. Standardisasi larutan AgNO3 0,01 N (dengan NaC pa) Normalitas NaC mgberatNaChasilpenimbangan BENaCx100 = 0,051gram 51mg MrNaC x100 1 = = 58,5 x100 51 = 0,0087 N = 5850 Normalitas AgNO3 sesungguhnya mlNaCxNNaC mltitrasi =

25mlx0,0087 22,41 = = 0,0097 N NAgNO3 sesungguhnya 0,01 Faktor AgNO3 0,01 N = 0,0097 N = 0,97 = 0,01 4. Penentuan kadar klorida dalam air Kadar klorida 1000 xmltitrasix0,01xfaktorAgNO3 x35,5 = 100 = 10 x 8,003 x 0,01 x 0,97 x 53,5 = 27,55 mg/

Pembahasan Pada praktikum kali ini, kita melakukan kegiatan pembuatan larutan AgNO3 0,01N dan penetapan kadar klorida dala air. Dalam praktikum tersebut larutan AgNO3 0,01N digunakan sebagai pentitrasi. Pada praktikum yang kami lakukan, kami menggunakan cara Mohr sebagai indicator yang dipakai yaitu dengan kalium kromat (K2CrO4) dan AgNO3 sebagai titrannya. Ini digunakan untuk menentukan kadar garam klorida dengan titrasi langsung. PH larutan harus diatur antara 6-1. serta cara fayans, yaitu indicator yang digunakan indicator absorsi menurut anion Ag+ dalam titran AgNO3. Dalam menentukan standardisasi larutan AgNO3 0,0N (dengan NaCl pa), kami menggunakan cara titrasi denga larutan AgNO3 dan dengan indicator K2CrO4. sebagai hasil akhir titrasi ditandai dengan larutan NaCl + indicator K2CrO4 yang berwarna kuning berubah menjadi warna merah. Standardisasi larutan AgNO3 akan menghasilkan ml titrasi yang dapat digunakan untuk menghitung rumus-rumus. Data-data yang kami dapat adalah I, 23, 23 ml, II, 22, 12 ml, III, 21,90 ml dengan rata-rata 22, 41 sehingga kita dapat

menghitung : 1Normalitas NaCl mgberatNaClhasilpenimbangan BENaClx100 =

mlNaClxNNal mltitrasi 2N AgNO3 sesungguhnya = NAgNO3 sesungguhnya 0,01 =

3Faktor AgNO3 0,01 N

Dalam penentuan kadar klorida dalam air, terdapat perbedaan antara standardisasi larutan AgNO3 0,01N yaitu larutan yang dipakai. Dalam standardisasi larutan AgNO3 kita menggunakan larutan NaCl dan penentuan kadar korida dala air yaitu dengan air kran. Dalam penentuan kadar klorida kami mendapat data sebagai berikut: I 9,21 ml, II, 7,31 ml, II 7,49 ml dan rata-ratanya adalah 8,003 ml sehingga kita dapat menghitung: 1000 Kadar klorida : 100 x ml titrasi x 0,01 x faktor AgNO3 x 35,5 Penentuan kadar klorida dilakukan dengan cara titrasi aitu berakhir dengan warna kuning berubah merah. Jadi, pada praktikum kali ini dengan menggunakan titrasi berakhir dengan warna kuning berubah menjadi merah. PENUTUP 16Kesimpulan 17Normalitas NaCl yang di dapat adalah 0,0087N 18N AgNO3 sesungguhnya adalah 0,0097N 19Faktor AgNO3 0,01N adalah 0,97 20Dalam titrasi penentuan kadar klorida dalam air dan standardisasi larutan Agno3 yaitu berakhir degan perubahan warna kuning menjadi merah. 21Indikator yang digunakan adalah K2CrO4 22Kadar klorida adalah 2,55 mg/ 23Saran 24Kita harus jeli dalam mengamati perubah warna dari kuning menjadi merah

25Kita harus berhati-hati dengan larutan AgNO3 karena bila mengenai tangan akan menimbulkan warna hitam dan agak lama dalam penyembuhan.

Yogyakarta, 28 November 2007 Praktikan Pembimbing

Dewi Septiana. W

Choirul Amri

PERMANGANOMETRI DAN PENENTUAN ZAT ORGANIK Acara Praktikum 1Pembuatan larutan KMnO4 0,01N 2Standardisasi larutan KMnO4 0,01N 3Penentuan zat organik secara permanganometri Tujuan Praktikum 4Untuk mengetahui standardisasi larutan KMnO4 0,01N 5Untuk mengetahui zat organic secara permanganometri

Dasar Teori Permanganometri merupakan analisa titrimetri yang berdasarkan reaksi reduksi oksidasi (rdoks) untuk tujuan penetapan kadar zat-zat yang bersifat reduktor dengan menggunakan larutan standar kalium Permanganat. Kalium Permanganat merupakan oksidator kuat yang dapat bereaksi dengan cara yang berbeda-beda tergantung dari susunan pH larutannya. Berikut ini merupakan reduksi ion permanganate (MnO4-) yang berlangsung pada suasana pH yang berbeda-beda itu: a.Dalam larutan asam, konsentrasi H+ 0,1 N atau lebih : 1 MnO4- + 8 H+ + Se- Mn2+ + 4 H2O ... BE KMnO4 = 5 BM b.Dalam larutan netral, pH 4-10 : 1 MnO4- + 4 H+ + 3e- MnO2 + 2H2O BE KMnO4 = 3 BM c.Dalam larutan basa, konsentrasi OH- 0,1N atau lebih : MnO4+ e- Mn2+ + 4H2O .. BE KMnO4 = BM

Kebanyakan titrasi dilakukan dalam suasana asam dengan cara langsung atas analat yang dapat dioksidasi seperti Fe2+, H2O2, asam atau garam oksalat ang dapat larut. Beberapa ion logam yang tidak dioksidasi dapat dititrasi secara tidak langsung, antara lain ion-ion Ca, Ba, Sr, Pb, Zn dan Hg (II) yang diendamkan terlebih dahulu sebagai garam oksalat. Setelah disaring dan dicuci dilarutkan dalam H2SO4 berlebih sehingga terbentuk asam oksalat secara kuantitatif. Asam oksalat inilah yang akhirnya dititrasi dengan standar Kalium Permanganat dalam suasana asam menurut di atas. Warna larutan KMnO4 sangat kelam dan dipakai untuk menunjukkan titik akhir titrasi. Hanya 0,01 0,02 ml KMnO4 0,02 M sudah cukup untuk memberikan warna yang tampak dalam 100 ml air. Selama titrasi berlangsung KMnO4 lenyap bereaksi, tetapi setelah analat habis maka kelebihan setetes KMnO4 menimbulkan warna yang dapa dipakai sebagai petunjuk berakhirnya titrasi. Kristal KMnO4 untuk pembuatan larutan sering sudah terkontaminasi oleh MnO2,

disamping itu MnO2 juga mudah terbentuk di dalam larutan karena adanya berbagai bahan organic. Oleh karena itu pada pembuatan larutannya sesudah kristal larut sebaiknay larutan dipanaskan untuk mempercepat oksidasi zat-zat organic. Setelah dingin, larutan disaring untuk memisahkan MnO2. tentu selanjunya ini tiadk boleh menggunakan kertas saring Karena mudah teroksidasi. Selanjutnya larutan disimpan dalam botol berwarna gelap. Standardisasi ulang perlu sering dilakukan. Standardisasi larutan KMnO4 dapat menggunakan A52 O3 Natrium Oksalat (Na2C2O4), Asam Oksalat dihidrat (H2C2O4.2H2O) atau Fe (yang dapat diperoleh sebagai kawat dengan kemurnian yang sangat tinggi). Pada standardisasi larutan KMnO4 dengan asam oksalat terjadi reaksi sebagai berikut: H2C2O4 + 2 KMnO4 + 6 H+ 2 Mn2+ + 10 CO2 + 8 H2O Pada awal titrasi reaksi berjalan lambat walaupun pada suhu tinggi, tetapi setelah mulai titrasi reaksi selanjutnya berlangsung lebih cepat karena dilatalisa oleh Mn2+ yang terbentuk (otokatalisa). Umumnya titrasi oksalat oleh KMnO4 berlangsung pada larutan yang sudah dipanaskan sampai sekitar 60-70 0C dengan penambahan KMnO4 tidak terlalu cepat dan juga tidak terlalu lambat. Titrasi yang terlalu cepat cenderung meyebabkan reaksi antara MnO4dengan Mn2+ (kesalahan positif), sedang bila terlalu lambat mungkin terjadi kehilangan oksalat karena membentuk peroksida yang kemudian terurai menjadi air (kesalahan negative). Dalam praktik, ini berarti bahwa tetesan larutan KMnO4 diberikan secepat mungkin setelah tetesan sebelumnya telah lenyap warnanya.

Alat dan Bahan Alat : 1.Buret asam/basa 2.Pipet volum 3.Labu ukur 7. Pengaduk kaca 8. Corong 9. Beter glas

4.Botol timbang 5.Labu Erlenmeyer 6.Pipet tetes Bahan : 1.Kristal KMnO4 2.Akuades 3.Asam Oksalat 4.H2SO4 4 N 5.Batu didih Cara Kerja

10. Botol semprot 11. Propipet 12. Pipet ukur

1.Pembuatan Larutan KMnO4 0,01N (1 liter): a. Ditimbang 0,32 gram kristal KMnO4 b. Dilarutkan dengan 500-700 mk akuades, larutan dimasukkan ke dalam labu erlenmeyer 1 liter atau 2 liter. Ipanaskan sampai mendidih selama + 15 menit. c. Setelah dingin disaring dengan gelas wool dengan bantuan corong kaca, filtrate ditampung dalam labu ukur 1 liter d. Ditambahkan akuades sampai tanda tera. Digojok bolak-balik sampai homogen. Disimpan dalam botol reagen warna coklat/gelap. 2.Standardisasi Larutan KMnO4 0,1 N (dengan H2C2O4 2H2O): e. Ditimbang teliti (50-60 mg/0,5 0,6 gr) asam oksalat dihidrat, dilarutkan dengan akuades dalam labu ukur 100 ml. digojok bolak-balik hingga homogen. f. Dipipet 25,00 ml dimasukkan ke dalam labu Erlenmeyer 250 ml, ditambah 15 ml H2SO4 4 N bebas zat organik. g. Dipanaskan sampai suhu sekitar 60-70 0C h. Dititrasi dengan larutan KMnO4 yang akan dibakukan sampai timbul warna merah sangat muda. Dicabut ml titrasinya.

3.Penentuan Kadar Zat Organik secara Permanganometri i. Membersihkan Labu Erlenmeyer dari zat Organik. 1) Dimasukkan 100 ml akuades ke dalam labu Erlenmeyer 250 ml yang akan dipakai untuk pemeriksaan zat organic, kemudian ditambahkan 2,5 ml H2SO4 4 N bebas zat organic dan 2-3 nutir batu didih. 2) Ditambahkan larutan KMnO4 (dapat 0,1 N atau 0,01 N) tetes demi tetes sampai warna merah. 3) Dipanaskan di atas kompor listrik sampai mendidih selama 10 menit. 4) Larutan dibuang (batu didih tetap di dalamnya), lalu dibilas dengan akuades sampai tidak ada warna merah lagi. j. Pemeriksaan Sampel 1) Dimasukkan 100 ml air sampel dengan menggunakan pipet volume ke dalam labu Erlenmeyer yang telah dibersihkan di atas 2) Ditambahkan 5 ml H2SO4 4 N bebas zat organic dan tetes deni tetes larutan KMnO4 4 N sampai warna roose sangat tipis stabil. 3) Dipanaskan larutan kompor listrik sampai mendidih, kemudian ditambahkan larutan KMnO4 0,01 N 10 ml dengan pipet volum. 4) Dididihkan kembali selama 10 menit. Apabila warna merah hilang, pmeriksaan diulangi dengan mengambil sampel yang diencerkan dengan akuades. 5) Ditambahkan 10 ml larutan asam oksalat 0,01 N dengan pipet volum. Dipanaskan lagi sampai warna merah hilang. 6) Dititrasi dengan larutan KMnO4 0,01 N sampai warna merah sangat tipis stabil. Data dan Praktikum A.Penimbangan Berat Asam Oksalat dihidrat (H2C2O4 2H2O) : 0,0586 gram.

B.Titrasi

1. Standardisasi Larutan KMnO4 0,1 N (dengan H2C2O4-2H2O) : No 1 2 3 Volume Awal 0 0 0 Volume Akhir 26,83 ml 26,91 ml 26,93 ml ml Titrasi 26,83 ml 26,91 ml 26,93 ml X = 26,89 ml

2. Penentuan Kadar Zat Organik secara Permanganometri No 1 2 Volume Awal 0 0 Volume Akhir 1,12 ml 0,99 ml ml Titrasi 1,12 ml 0,99 ml X = 1,05 ml

C.Perhitungan 3. Standardisasi larutan KMnO4 0,1 N (dengan H2C2O4.2H2O) Normalitas H2C2O4 mgberatasamokslatharilpenimbangan BEAsamOksalatdiidratx100 = 0,0586 gr = 58,6mg 63 x100 = 58,6 = 0,0093 N = 6300 Normalitas KMnO4 mlasamoksalatxNasamoksalat mltitrasi = 25x0,0093 = 26,89 = 0,0086 N NKMnO4 0,01 Faktor KMnO4 0,01N = 0,0086 = 0,01 = 0,86 4. Penentuan kadar zat organik secara Permanganometri

Kadar zat organik 1000 x[{ (10 + mltitrasi ) xFKMnO4 } {10 xFasamoksalat } ] x0,316 = 100 1000 x[{ (10 + 1,055 ) x0,86} {10 x0,93} ] x0,316 = 100 = 10 x[{11,055 x0,86} { 9,3} ] x0,316 = 10 x[ 9,5073 9,3] x 0,316 = 10 x( 0,2073 ) x0,316 = 0,6550 mg/ Pembahasan Pada praktikum kali ini, kami meneliti adanya zat organic secara permanganometri serta standarisasi larutan KMnO4 0,01 N. Permanganometri adalah analisa titrimetri yang berdasarkan reaksi reduksi oksidasi (redoks). Pada praktikum terjadi secara asam dan panas yaitu dengan reaksi: 1Dalam larutan asam, konsentrasi H+ 0,1 N atau lebih. 1 Mn 04- + 8 H+ +5e- Mn 2+ + 4H20 BE, KMNO4 = 5 BM Pada praktikum kami, menggunakan asam disebabkan karena KMnO4 berfungsi sebagai tritrasinya. Pada larutan asam oksalat yang kami buat lalu ditambah KMnO4 dengan fungsi sebagai titrannya menimbulkan warna merah yang sangat muda pada akhir tritrasi serta merupakan ahkir dari tritrasi yang pertama. Diperoleh data yang cukup akurat yaitu I 26,83 ml, II 26,91ml, III26,93ml. Data ini merupakan data pada standarisasi KMnO4. Dalam penentuan kadar zat organik secara permanganometri, dalam penentuan ini agak rumit karena dalam kita mentitrasi dalam suasana asam dan panas. Serta dibutuhkan ketelitian agar percobaan yang dilakukan dapat berhasil. Karena bila pada saat kita pemeriksaan sampel. Saat mendidihkan larutan setelah ditambah KMnO4 0,01n 10ml, bila saat mendidihkan warna merah hilang maka pemeriksaan diulangi dari

awal lagi. Namun bila tetap berwarna merah maka pemeriksaan dilanjutkan. Maka bila kita ingin berhasil lakukan dengan teliti. Kesimpulan 2Normalitas H2C204 adalah 0,0093 N 3Normalitas KMn04 adalah 0,0086 N 4Faktor KMn04 0,01 N adalah N KMn04

Yogyakarta, 29 November 2007 Praktikan Pembimbing

Fajar Febriani

Choirul Amri

IODOMETRI DAN PENENTUAN DO Acara Praktikum 1Pembuatan larutan Natrium Tiosulfat 0,025 N 2Standardisasi Larutan Natrium Tiosulfat 0.025 N 3Penentuan oksigen terlarut (DO) secara iodometri Tujuan 1Untuk mengetahui standarisasi larutan natrium fiosulfat 0,025 N 2Untuk mengetahui oksigen telarut (DO) secara Iodometri Dasar Teori Iodometri merupakan analisa volumetri yang dilakukan dengan jalan tritasi iodium dengan menggunakan larutan standar zat reduktor ( Natrium Fiosulfat). Iodium yang dititrasi disini ialah baik berupa larutan iodium sebagai hasil antar zat zat oksidataor dengan iodida ( kalium iodida atau natrium iodidea). Dalam hal reaksi tidak langsung tersebut dapat dimengerti bahwa alat harus berbentuk oksidator yang cukup kuat karena dalam metode ini alat selalu diredaksi dulu dengan KI sehingga terjadi iodium (I2). Iodium inilah yang selanjutnya dititrasi dengan natrium Fiosulfat ( Na2S203) Oksanalat + I- Red analat + I2 I2 + 2 Na2S203 Na2S406 + 2 Na I Daya reduksi dari ion dida cukup besar, sehingga titrasi banyak diterapkan dalam penepatan kadar brom, dor, iodat, bromat, dorat, peroksida, nitri, oksigen,ozon tembaga dan lain- lain. Dalam titrasi iodometri ini sebenarnya dapat dilakukan tanpa penambahan indikator dari luar karena I2 akan lenyap diikuti dengan hilangnya warna dari iodium. Warna itu mula mula coklat tua (sesuai dengan kadar I2 yang ada ) menjadi lebih muda. Kemudian kuning, kuning muda dan pada akhirnya pada titik ekuivalen warna tersebut akan hilang. Namun untuk memperjelas penentuan titik akhir biasanya ditmbahkan larutan amilum dari luar, yang nama sebelum titik akhir berwarna biru( karena terbentuknya

komplek iod-amilum). Sedang pada titik akhir Karena komplek iod-amilum keberadannya kurang stabil sehingga akan lepas untuk kemudian iod bereaksi dengan natrium fiosulfat. Sedangkan amilum dalam keadaan bebas. Amilum dalam keadaan bebas ( tidak berikatan denagan iod) tidak berwarna. Dengan demikian tercapainya titik akhir reaksi dapat ditandai dengan hilangnya warna biru. Apabila menggunakan amilium sebagai indikator, amilumhendaknya ditambahkan kedalam sistem setelah iodium dalam kadar yang rendah. Karena jika kadar iod masih tinggi dikwatirkan adanya iod yang terperangkap didalam globula amilum yang sulit lepas meskipun ditambahkan natrium fiosulfat kedalamnya. Larutan natrium fiosulfat biasanya dibuat dari penta hidratnya ( Na2S2035H20, BM = 248,17 ), selama dalam penyimpanan, tiosulfat ini data diubah menjadi SO3=,SO4=, dan S oleh aktifitas bakteri. Untuk itudidalam pembuatan larutannya hendaknya dipakai akuades yang telah didihkan, selain itu dapat juga ditambahkan pengawet klorofrom. Natrium benzoat atau Hg I2. Meskipun demikian hendaklah larutan ini sering dibakukan. Untuk tujuan pembakukan dapat digunakan I2 murni. (BE = 126,9) KI03(BE =35,67 ) atau K2CR207( BE = 49,03) Adanya oksigen yang terlarut (DO) dalam air dapat meningkatkan aktivitas kehidupan ikan dan organisme-organisme yang lebih kecil dalam air. Sebaliknya adanya oksigen terlarut yang cukup tinggi dalam air dapat menyebabkan korosi, apabila pada sistem saluran air panas. Untuk itu pada beberapa industri tidak menghendaki adanya kandungan oksigen terlarut yang tinggi dalam air yang akan digunakan untuk proses industri, terutama yang menggunakan alat- alat dari besi. Pada pemeriksaan oksigen terlarut ini mengalami beberapa proses reaksi, yang mana pada tahap awal oksigen diendapkan sebagai Mno2( berwarna kuning-coklat ) dengan penambahan Ion Mn (11) dalam suasana basa. Dengan penambangan asam kuat MNO2 akan larut yang selanjutnya diikuti pengoksidasian iodida menjadi iodium. Iodium yang terbentuk ditentukan dengan natrium Fiosulfat denagn indicator amilum. Pemeriksaan oksigen hendaknya dilakukan ( lokasi pengambilan sampel atau diendapkan terlebih dahulu sebagai Mno2, kemudian pemeriksaan selanjutnya dapat dilakukan dilaboratorium.

Alat dan Bahan Alat 26Alat penimbang + botol timbang 27Pipet volum 28Labu elenmeyer 29Botol oksigen 30Buret basa 31Pengaduk 32Gelas kimia 33Baki 34Corong Cara kerja 1.Pembuatan larutan Natrium tiosulfat 0,025 N ( 1 Liter): a.Ditimbang 6,2 garm Na2S2O35H2O dalam gelas kimia b.Dilarutkan dengan akuades dingin( yang telah didihkan selama 15 menit ) dalam labu ukur 1 liter c.Digosok hingga homogen dan selanjutnya disimpan dalam botol reagen berwarna coklat dan gelap 2.Standarisasi larutan natrium tiosulfat 0,025 N (dengan K2Cr2O7) a.Ditimbang teliti kalium dikromat murni ( K2Cr2O7) sebanyak 0,125 grm dilarutkan denagn, 100ml akuades dalam labu ukur. Digosok hingga homogen. b.Larutan tersebut diambil sebanyak 25 ml dipindahkan kedalam labu elenmeyer 250 ml ( bertutup asah). Ditambah satu sendok kecil kristal kI dan 50 ml akuades. c.Larutan natrium tiosulfat, yang akan dibakukan disiapkan dalam buret ( buret basa ). Volume harus tepat dan dicatat sebagai volume awal tritrasi. Bahan 35kristal kl 36kristal k2Cr207 37Kristal Na2S2035H20 38Akuades 39Larutan H2SO4 40Air sampel 41Larutan Amylum 1%

d.Setelah semua siap, larutan dalam labu elenmeyer tersebut diatas ditambah 10 ml HCL atau H2SO4 4 N. labu ditutup dan digoyang perlahan, kemudian segera dititrasi dengan natrium tiosulfat dengan cara sebagai berikut : Penambahan natrium tiosulfat (dari buret) dilakukan dengan cepat dan labu digoyangkan dengan perlahan-perlahan menghindari penguapan iodium hasil reaksi). Setelah larutan tersebut berwarna seperti air teh yang bening ( kuning jerami ) ditambah 2ml, larutan amilum 1%. Digosok sebentar, kemudian titrasi dilanjutkan. Pada tritasi ini penambahan larutan dari buret tetes demi tetes dan labu digoyangkan kuat kuat ( tidak perlu khawatir iodiom akan menguap karena iodium telah diikat oleh amilum). Titrasi terahkir tersebut dilakukan sampai terjadi sampai terjadi ( warna biru tepat hilang .Tritasi dihentikan dan volume dicatat sebagai volume ahkir. 3Penentuan kadar oksigen terlarut ( DO) secara iodometri . a.Botol oksigen yang telah diukur volumenya diisi dengan air sampel penuh. b.Ditambah 2ml larutan MnSO4 atau MnCl2 20%dan 2ml larutan iodide akali ( pereaksi oksigen ). Botol ditutup ( larutan yang tumpah ditampung supaya tidak tercecer pada meja.) dan digosok kuat kuat. c.Didiamkan sebentar, jika endapan berwarna putih berarti oksigen terlarut tidak ada oksigen terlarut ( dilanjutkan ). d.Dihitung koreksi volume cairan yang tumpah (x) e.Ditambahkan 2 ml H2SO4 pekat, dan digosok kuat-kuat sampai endapan larut sempurna f.Diambil (200 + x) dimauskkan kedalam labu elenmeyer 500 ml, jika larutan berwarna kuning tua terlebih dahulu di titrasi dengan larutan standar Na2S2O3 0,025 N sampai berwarna kuning muda, selanjutnya ditambah indicator amilyum 1-2 ml (larutan berwarna biru). Titrasi dilanjutkan sampai warna biru tepat hilang. Apabila larutan (sebelum titrasi) berwarna kuning muda, langsung ditambahkan indicator amilyum, selanjutnya di titrasi sampai warna biru tepat hilang. Di catat ml titrasi yang dibutuhkan. (hal ini dimaksudkan untuk

Data-Data Praktikum 1.Standardisasi larutan tiosulfat 0,025 N ( dengan K2CR2O7) NO 1 2 Ml awal 0 0 Ml akhir 26,00 27,14 x27,14 26,57 Ml tritasi 26,00

2.Penentuan kadar oksigen terlarut (PO) secara iodometri Hasil yang didapat adalah !,3 ml Perhitungan 1. Standardisasi larutan natrium tiosulfat 0,025 N (dengan K2Cr207) mgberatK 2 Cr2 07 7 hasilpenimbangan BEK 2 Cr2 0 7 x100 = 125,8mg = 49,3 x100 125,8 = = 4930 0,0255 N o Normalitas Na2 S2 03 mlK 2 Cr2 0 7 xNK 2 Cr2 0 7 mltitrasi = 25mlx0,0255 26,53 = 0,6375 = 26,53 = 0,023 NNa 2 S 2 0 3 o Faktor Na2 S2 03 0,025 N = 0,025

o Normalitas K2 Cr2 07

0,023 = 0,025 = 0,92 2. Penentuan Kadar Oksigen Terlarut (DO) secara Todometri o X V = 200 ( V 4 - 1), yang mana V adalah volume botol oksigen 310 = 200 ( 306 - 1 ) = 200 x 0,013 = 2,6 Kadar DO 1000 = 100 x ml titrasi x F Na2 S2 O3 x 0,025 x 8 = 10 x 1,3 x 0,92 x 0,025 x 8 = 2,93 mg /

Pembahasan Pada praktikum kali ini, kami melakukan standardisasi larutan tiosulfat 0.025 N dengan cara titrasi dan sebagai indicator adalah K2Cr2O7. Titrasi ini berlangsung dalam suasana basa., sehingga menggunakan buret basa, serta pada praktikum kali ini kami melakukan penentuan kadar DO secara iodometri dengan indicator adalah larutan amilum. Dalam praktikum tidak terdapat kesalahan namun kita hendaknya teliti serta jeli mengamati setiap tahap/cara kerja jika salah langkah akan mengubah semuanya. Dalam standardisasi agak rumit maka butuh kesabaran. Dalam DO secara iodometri hasil kami dapatkan ml titrasinya sangat sedikit ialah 1.3 ml. ini menunjukan bahwa DO dari air sampel sangat sedikit. Dalam titrasi ini warna akan berakhir ditandai dengn warna kuning jerami akan berubah menjadi biru muda. Kesimpulan 42Indikator yang kami gunakan K2CR2O7 43N K2CR2O7 adalah 0.0255 N 44N Na2S203 adalah 0.023 N

45F Na2S2O3 0,025 sebesar 0.92 Serta X yang didapat 2,39 mg /l (sebagai O2)

Praktikan

Yogyakarta, 30 November 2007 Pembimbing


Choirul Amri

SPEKTROFOTOMETRI DAN PENENTUAN KADAR BESI (fe) TOTAL Acara Praktikum 1Teknik dasar analisis spektrofotometri 2Penentuan kadar fe botol secara spektrofotometri Tujuan praktikum 1Untuk mengetahui teknik dasar analisis spektrofotometri 2Untuk mengetahui kadar fe total secara spektrofotometri Dasar Teori Intensitas warna dari suatu larutan berubah-ubah karena perubahan konsentrasi komponen-komponenya, yang kemudian intensitasnya warna tersebut dibandingkan dengan intensitasnya warna dari suatu larutan standar yang telah ketahui konsentrasinya. Prinsip tersebut dipakai sebagai dasar analisa kolometri-spektrofotometri. Adanya warna larutan, bisanya disebabkan oleh pembentukan senyawa berwarna dengan penambahan suatu pereaksi atau dapat juga merupakan warna asli dari senyawa tersebut. Kalorimetri merupakan penetapan konsentrasi zat dengan mengukur sinar yang diserap oleh kalor tersebut. Dalam kalarimetri visual biasanya digunakan sinar tampak alam atau buatan sebagai sumber alam. Umumnya penetapannya dikerjakan dengan alat yang sederhana yang disebut kalori meter atau komparator warna. Kalorimeter yang

dilengkapi dengan sel fotometer/fotoelektris sebagai pengganti mat untuk pengamatan intensitas warna disebut kalorimeter fatolistrik/kalarimeter fotoelektris. Alat ini biasanya menggunakan sinar yang terdiri atas panjang gelombang tertentu yang diperoleh dengan filter fotometer ( fotometer penyaring ). Filter ini merupakan alat untuk membuat sinar polikromatik menjadi monokromatik. Kecuali filter, fungsi yang sama dimiliki oleh prisma, yaitu sinar putih diuraikan menjadi berbagai sinar berwarna ( pelangi), sinar mana yang diperlukan dapat dilakukan melalui celah. Oleh karena itu alat yang menggunakan spektrum ini disebut spektrofotometer. Apabila sinar, baik polikromatik maupun monokromatik mengenai suatu media, maka intensitasnya akan berkurang oleh karena adanya serapan media tersebut dan sebagian kecil dipantulkan dan dihamburkan.

Gambar berkas sinar melalui suatu media

Pada gambar tersebut diatas, dapat dilihat bahwa (Ia) adalah sinar yang masuk, (I) sinar yang diteruskan, (Ia) sinar yang diserap, (I5) sinar yang dipantulkan,(t) tebal media yang dilalui sinar, sedangkan (c) adalah kosentrasi dari larutannya. Dapat dimengerti bahwa : Ia = I + Ia + Ir Menurut hukum Lambert, apabila sinar manakromatik melalui media yang transparan, maka berkurangnya intensitas sinar adalah sebanding dengan pertambahan tebal media yang dilalui. Jumlah sinar yang dilewatkan merupakan fungsi eksponensial dari tabel media yang dilalui oleh sinar tersebut. I = I0 . 10-kt Di mana K adalah tetapan absorbsi larutan (koedisien serapan). Pada tahun 1952 Beer menyelidiki hubungan antara intensitas serapan dengan konsentrasi media yang berupa larutan pada tebal media yang tetap. Ternyata diperoleh hubungan yang mirip

dengan yang diperoleh Lambert, yang kemudian dinyatakan dalam hk. Beer I = I0 . 10-ke Dari kedua hukum tersebut diatas lahirlah apa yang sekarang ini dinamakan hukum Lambert-Beer yang menyatakan bahwa jumlah sinar yang diserap atau diteruskan oleh suatu larutan adalah merupakan suatu fungsi eksponensial dan konsentrasi larutan dan panjang/tebal larutan yang dilalui sinar. Hukum tersebut dapat dinyatakan dengan rumusan sebagai berikut : I = Ia. 10-ktc Bila kita melakukan hukum biasa, maka : Bila diperhitungkan dengan Logaritma, maka persamaan menjadi : I Ia Log Ia log 10-ktc = -ktc Log I = ktc = absorbans (A) Log Ia Log I = A Ia merupakan sinar yang diberikan mula-mula = 100%, sedangkan I adalah jumlah sinar setelah melalui media (larutan) = T %, dengan demikian : Log 100 log % T = A 2 log %T = A (% T = Transmitasi) Jadi menurut Hukum Lambers Beer, absorbans itu besarnya tergantung pada kadar zat dan panjang sinar yang dilalui larutan (kuvet). Kalau panjang sinar yang melalui kuvet sama, maka makin besar kadar zat makin besar absorbsans, dan kalau tidak ada zat, maka absorbans adalah nol atau dengan kata lain % T = 100. Dengan membandingkan absorbans larutan standar yang diketahui konsetrasinya terhadap absorbans suatu larutan, maka konsentrasi Larutan dapat dihitung. Karena harga k atau t selalu tetap sebab berasal dari Larutan yang sama A1 = ktc1 A1 C1 A2ktc 2 dan sel (kuvet) yang sama besarnya maka A2 = C 2 A1 dan A2 diperoleh dari pembacaan absorbans sampel dan standar, karena konsetrasi Larutan standar sudah diketahui, maka konsentrasi larutan zat yang dicari akan dapat diketahui pula. Prinsip dasar Hukum Lamert Beer diatas itulah yang digunakan sebagai dasar analisa secara kalarimetri (baik visual maupun foto elektris) dan spektrofotometri.

Alat dan Bahan 1 6 buah tabng elenmeyer 2 spektrofotometer 3 pipet volume 4 pengaduk 5 gelas kimia Cara Kerja

6 aquades 7 larutan standar Fe 8 larutan H2 SO4 4 N 9 larutan Kmn O4 0,1 N 10larutan NH4 CNs 20%

A.Pembuatan Kurva Kalibrasi untuk Pemeriksaan Fe Metode rhadantda : 1. Dibuat deretan standar fe mulai dari 0,0 ; 0,2 ; 0,4 ; 0,6 ; 0,8 ; dan 1,0 ppm : a. Disediakan 6 buah tabng elenmeyer volume 100 ml b. Masing-masing diisi dengan 100 ml aquadent, kemudian pada keenam tabung tersebut ditambah dengan larutan standar fe (1 ml = 0,1 mg) masing-masing 0,0 ml ; 0,2 ml ;, 04 ml ; 0,6 ml ; 0,8 ml ; 1,0 ml c. Pada masing-masing tabung ditambah 2,5 ml H2SO4 4 N dan larutan Kmn O4 0,1 N tetes demi tetes sambil digojog sampai berwarna rose tipis stabil. d. Keenam tabung tersebut ditambah 2,5 ml NH4 CNS 20% masing-masing digojok hingga homogen. 2. Menetapkan panjang gelombang yang akan dipakai untuk pembacaan absorbers pada spektropotometer : a. Larutan standar fe yang berkadar 0,6 ppm dilakukan pembacaan absorbans pada berbagai panjang gelombang antara lain : 450, 470, 480, 490, 500, 520, dan 550 nm. b. Dipilih absorbans terbesar yang didapat dari pembacaan itu dengan kata lain dipilih panjang gelombang yang memberikan absorbans terbesar, yang selanjutnya dipakai untuk penetapan fe seterusnya. 3. Deretan standar fe yang telah dibuat masing-masing dibaca absorbansinya panjang gelombang yang terpilih dengan blangko tabung standar berkadar 0,0 ppm. 4. Dara data absorbans yang diperoleh dibuat grafik hubungan absorbans dan kadar fe (ppm) atau dinyatakan dalam persaman regresi (lihat lampiran).

B.Pemeriksaan Fe total dalam sampel air : 5. Diambil 200 ml sampel, dimasukkan ke dalam tabung elenmeyer 100 ml 6. Ditambah 2,5 ml H2SO4 4 N dan tetes demi tetes larutan KMnO4 0,1 N sambil digojok sampai berwarna rose tipis stabil 7. Ditambah 2,5 ml larutan NH4 CNS 20%, dicampur hingga homogen, dibaca absorbansinya pada panjang gelombang yang dipilih dengan blangko tabung standar 0,0 ppm. 8. Absorbans yang didapat di baca dalam grafik / kurva kalibrasi untuk mendapatkan kadar fe-nya.

Data-Data Praktikum No nm Absorbansi 1 420 0,068 2 490 0,052 3 528 0,033 4 535 0,031 5 565 0,018 6 608 0,011

No 1 2 3 4 5

Standar fe (ppm) 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 Y =

Absorbansi (Y) 0,033 0,056 0,068 0,103 0,131 0,391

No 1 2

Larutan 1 2 X=

Absorbansi (Y) 0,196 0,239 0,217

Perhitungan No 1 2 3 4 5 N =5 Kadar Zat X (mg / ) 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 X = 3,0 Absorbansi 0,033 0,056 0,068 0,103 0,131 Y = 0,391 X2 0,04 0,16 0,36 0,64 1,0 2,2 X.Y. 0,0066 0,0224 0,0408 0,0824 0,131 0,2832

Persamaan Garis Lurus Y = mx + b n. XY X . Y m = n. X ( X )2 2

(5 x 0,2832 ) (3 x0,091) (5 x 2,2) (3) 2 = 6,243 = 2

(1,416) (1,173) 11 9 = = 0,1215

Y .m Xb = n 0,391x(0,3645) 5 = = 0,0285 1Peramaan gharis estimasi Y = mx + b Y = 0,1215 x + 0,0285

0,391x(0,1215 x3) 5 = 0,1425 5 =

0,217 0,285 absorbsi b 0,1215 m 2Kadar zat fe sampel : = 0,1885 = 0,1215 = 1,551 ppm Pembahasan Pada praktikum kali ini, kami melakukan spektrofonetri dan penentuan kadar besi (fe) total pada air sampel. Pada awal kegiatan kami membuat standar Fe yaitu sebanyak 6 buah 0,0 ; 0,2 ; 0,4 ; 0,6 ; 0,8 dan 1,0 ppm. Pada larutan 0,0 kita pakai sebagai blangko yang menjadi standar bagi larutan yang nanti. Dalam pemeriksaan Fe total sampel air yang telah disediakan, kami menggunakan indicator KMnO4 0,1 N sebagai indikator yang dapat membuat warna larutan menjadi rose tipis stabil. Namun sebelum larutan sampel kita tetapkan panjang gelombang. Hendaknya kita harus mengetahui / memilih panjang gelombang yang tinggi serta nilai absorbannya terbesar. Setelah semuanya selesai kita harus jeli untuk melihat besar panjang gelombang harus sesuai dengan data serta teliti dalam membaca nilai absorbansinya.

Kesimpulan 1Penentuan titik kurva kalibrasi dibuat dari hasil pertemuan antara titik absorban dan titik konsentrasi 2Dalam membaca panjang gelombang suatu air sampel kita harus membuat larutan standar fe, dan kita mendapatkan nilai absorbansinya terbesar dari panjang gelombang yang tinggi. 3Kadar Fe yang kita dapat 1,551 ppm 4Sehingga dapat mengetahui persaman garis yaitu dengan menggunakan rumus : Y = MX + b

Yogyakarta, 4 Desember 2007 Praktikan Pembimbing

Dewi Septiana W

Choirul Amri

PEMERIKSAAN COD Acara Praktikum Pemeriksaan COD dalam air limbah Tujuan Untuk mengetahui kadar COD dalam air limbah Dasar Teori

Kebutuhan oksigen dalam air selain tergantung atas kontaknya dengan udara sekitar, juga sangat tergantung oleh organisme-organisme yang hidup dan bahan-bahan kimia (terutama zat reduktor) yang terkandung di dalam air tersebut. Semakin banyak organisme hidup dan zat reduktor (terutama zat organic) dalam air, semakin tinggi penurunan kadar oksigen dalam air. Untuk mengetahui jumlah oksigen yang dipakai oleh bahan-bahan kimia dalam air untuk keperluan oksidasi dilakukan pengukuran COD (Chemical Oxygen Demand) sedangkan untuk mengetahui banyaknya oksigen yang dipakai oleh mikroorganisme dalam air untuk kebutuhan hidupnya dilakukan pemeriksaan BOD. COD merupakan oksigen yang dibutuhkan untukn mengoksidasi bahan-bahan kimia reduktor (terutama zat organic). Penentuannya didasarkan pengoksidasi bahan-bahan kimia reduktor (terutama zat organik). Penentuaanya didasarkan pengoksidasian zat organic dalam air sampel oleh kalium di kromat dalam suasana panas (mendidih), asam kuat dan dengan adanya Ag2 SO4 sebagai katalisator, kemudian kelebihan kalium dikromot ditetapkan dengan teroanmonium sulfat dengan indicator feroin. Indicator feroin dalam keadaan bebas, berwarna biru hijau, sedangkan dalam keadaan komplek dengan ion Fe (II) berwarna coklat kemerahan. Zat organik yang teroksidasi dihitung sebagai oksigen. Reaksi reduksi-oksigen yang terjadi dapat dinyatakan sebagai berikut : Cn Ha Ob + n Cr2 07 2- + 8 CH + (Ag2 SO4 + H2 SO4) 3 a b Yang mana : 6 = 2 n + 6 x 3 Ion klori dad an mitri + yang tinggi akan menganggu pemeriksaan ini. Adanya ion Klori da dapat menghambat kerja karsator Ag2 SO4 x karena terbentuknya endapan AgCI. Akibat lebih lanjut adanya ion klorida dan mikro masing-masing akan ikut teroksidasi oleh kalium dikromat. Dalam hal ini in klorida dapat dihilangkan dengan penambahan Hg SO4, sedang mitrit dihilangkan dengan penambahan asam sufamat sebelum reaksi dimulai (10 mg tiap (mg NO2 / l) Alat dan Bahan a + 8C n n CO2 + H2 O + 2c cr 3+

Alat 5Tabung reaksi (bertutup ulir) 2 6Sendok penyu 7Labu elenmeyer 8Pendaguk 9Statis 10Buret Asam 11Pipet 12COD reaktor Bahan 13Akuades 14Indikator ferroin 15Kristal Hg SOq 16H2 SO4 pro COD 17K2 Cr2 07 0,25 N 18Larutan fero ammorium sulfat 6,1 N Cara Kerja Pemeriksaan COD 1.Disediakan 2 tabung reaksi (bertutup ulir) , salah satu tabung diisi 2 ml akuades (sebagai blangko), tabung lainnya diisi 2 ml air sampel. Masing-masing ditambah sepucuk sendok kristal, Hg SO4, 3 Ml H2 SO4 pro COD dan 1,0 ml k2 Cr2 07 0,25 N. Dicampur merata dan tabung ditutup. Dipanaskan dalam COD reactor selama 1 jam 2.Didinginkan sampai suhu kamar, larutan dipindahkan ke dalam labu Elenmeyer 100 ml secara kuantitatid (tabung dibilas dengan sedikit + akuades, air dibilas jadikan satu dalam labu elenmenyer). 3.Ditambahkan 1 tetes indicator terrain, selanjutnya dititrasi dengan fero arnmonium sulfat 0,1 N sampai berwarna coklat kemerahan. Dicatat ml fero ammonium sulfat 0,1 N yang dibutuhkan untuk blangko dan untuk sampel.

Data-Data Praktikum No 1 2 Nol awal titrasi 29 32 Akhir titrasi 31,28 39,91 Ml titrasi 2,28 2,91 Keterangan Sampel Blangko

Perhitungan COD 1000 = 2 x (ml titrasi balnko ml titrasi sampel) x 0,1 x faktor fas x 8 = 500 x (2,91 2,28) x 0,1 x 1 8 = 500 x 0,63 x 0,1 x 1 x 8 = 252 ppm Pembahasan Pada acara praktikum kali ini, kami melakukan percobaan pemeriksaan COD dalam air limbah. Dalam pemeriksaan COD digunakan fero ammohium sulfat sebagai kitran feroin. Dalam percobaan ini menggunakan metode titrasi yaitu dari kuning menjadi coklat kemerahan. Dalam titrasi kita akan menjumpai berbagai bentuk yaitu dari bentuk/warna kuning berubah menjadi hijau menjadi biru barulah coklat kemerahan. Titrasi berhenti saat adanya warna kuning tepat berubah menjadi coklat kemerahan. Dalam pemeriksaan COD, kita dituntut untuk bersabar karena larutan yang dibuat lalu dipanaskan dalam reactor baru kemdian di titrasi, serta dalam penggunaan K2Cr2O7 0,25 N kita harus menggunakan pipet 1 ml karena hasil yang dibutuhkan adalah secara kuantitatif.

Kesimpulan 19Indikator yang digunakan indicator terbin 20Titrasi berakhir dari kuning menjadi coklat kemerahan 21COD yang didapat adalah 252 ppm.



Choirul Amri

PEMERIKSAAN TSS (Zat Padat Tersuspensi)

Acara Praktikum 22Pemeriksaan zat padat tersuspensi (TSS) Tujuan 23Untuk mengetahui adanya TTS Dasar Teori Zat padat tersuspensi (TSS = Total Suspended Solid) merupakan residu yang tidak

lolos saring, yaitu yang tertahan oleh saringan, sedangkan zat terlarut (TDS = Total Dissolve Solid) adalah residu yang dapat melewati saringan. Sifat-sifat kimia dan fisika dan material dalam suspensi, besarnya ukuran pori saringan, luas dan ketebalan saringan, dan jumlah serta keadaan fisik dari material yang terendap padanya merupakan faktor penting yang mempengaruhi pemisahan zat padat teruspensi dan zat padat terlarut. Alat dan Bahan Alat 24Kertas saring 25Pipet 26Eeraca analitik 27Eksikator 28Oven 29Pengaduk 30Gelas kimia 31Komporlistrik 32Stopwatch Bahan 33Akuades 34Air sampel Cara kerja Pemeriksaan TTS 1. Disediakan kertas saring dangelas kimia 100 ml,masing-masing dikeringkan dalam oven pada suhu 103 150C minimal 1 jam, dieksitator selama 30 menit selanjutnya ditimbang ddengan neraca analitik. 2. Air sampel digojok atau diaduk hingga merata, kemudian diambil 100 ml, disaring dengan kertas saring (yang telah diketahui beratnya misalnya cg), sedangkan filtratnya (cairan yang lolos saring) ditampung ke dalam gelas kimia (yang telah diketahui beratnya misalnya x g).

3. Untuk mengurangi filtrate yang tertinggal pada kertas saring dapat dicuci dengan akuades secukupnya dan filtrate dijadikan satu. 4. Filtrat dalam gelas kimia dikeringkan diatas kompor listrik sehingga masih tersisa sedikit cairan, minimal 1 jam, dieskikator selama 30 menit, selanjutnya ditimbang dengan neraca analitik, sehingga diketahui berat kertas saring setelah perlakuan (missal Dg) dan berat gelas kimia setelah perlakuan (missal Yg). Data-data Praktikum 35Berat kertas saring setelah diperlakukan (misal D grm) = 0,2667 grm 36Berat kertas saring sebelum di mengalami perlakuan (misal c grm) = 0,2667 grm. Perhitungan TSS 1000 x( D C ) x1000 = 100 1000 (0,2667.0,2667 ) x1000 = 100 = 5 ppm Pembahasan Dalam percobaan kali ini, kami memeriksa TSS dalam akuades serta air sampel. Dalam TSS kita menghitung residu yang tak lolos dalam saringan atau yang terdapat dalam saringan. Namun, banyak sedikitnya residu bergantung pada air yang kita gunakan jika banyak terdapat residu maka TSS akan positif dan sebaliknya. Dalam pemeriksaan, kali ini juga harus sabar karena kita juga harus menunggu kurang lebih 1 jam untuk mengeringkn kertas saring dalam oven. Serta kita harus berteliti dalam netapkan kertas saring harus hati-hati karena dalam penyaringan kertas saring tidak boleh bolong/sobek. Dan dalam penyaringan harus menggunakan pengaduk agar mudah dalam penuangan. Kesimpulan 37Dalam percobaan yang kami lakukan TSS yang didapat adalah Nol (o). Ini berarti tidak

ada TSS yang terdapat dalam akuades dan air sampel.



Choirul Amri

LAPORAN PRAKTIKUM MATA KULIAH MIKROBIOLOGI LINGKUNGAN

Disusun Oleh :

Kelompok Reguler A4 Praktikan 1.Dadang Tri Wibowo 2.Dewi Septiana W 3.Fajar Febriani 4.G. Palupi Susanti Said (11) (14) (18) (19)

POLITEKNIK KESEHATAN YOGYAKARTA JURUSAN KESEHATAN LINGKUNGAN 2008

PENGENALAN ALAT DAN BAHAN UNTUK PRAKTIKUM MIKROBIOLOGI Tujuan a.Agar mahasiswa mengerti, mampu mengenal alat-alat, mengenal spesifikasi alat dan bahan untuk laboratorium biologi dan mikrobiologi lingkungan b.Agar mahasiswa mampu menggunakan alat dan bahan dengan baik yang dipakai untuk praktikum biologi dan mikrobiologi. c.Dalam melaksanakan praktikum biologi dan mikrobiologi, perlu diberikan pengenalan alat dan bahan, hal tersebut perlu ditekan apabila mahasiswa yang sudah menyelesaikan pendidikannya akan mampu merencanakan dan mengelola laboratorium

biologi dan mikrobiologi lingkungan dengan baik. No 1 Nama Alat Ose Gambar Spesifikasi / Ukuran Merek Fungsi ose tumpul Ose berupa logam tahan karet dengan adalah mengambil/ ujung di buat bulat menanam bakteri yang diberi pegangan dari kayu atau kaca. berasal dari media padat /cair Ose Tusuk Fungsi ose tusuk adalah mengambil/ menanam bakteri/ koloni bakteri yang berasal dari media padat/media cair dengan cara penusukan. Cara Penggunaan : Sebelum, sesudah ose harus dipanaskan di atas nyala lampu spritus sampai membara

No Nama Alat 2 Tabung Reaksi

Gambar

Spesifikasi / Ukuran Macam Tabung Reaksi a. Kecil b. Besar c. Tanggung Fungsi : sebagai tempat pembuatan media padat/maupun cair Cara Penggunaan : Diisi sesuai dengan

Merek Terbuat dari kukuran dari : a. 5 x 50 ml b. 2 x 250 ml merek :

kaca

Schot, Pyrex RRC

Dan lain-lain

3

Tabung Durham

kebutuhan (media) Fungsi : 1 Untuk adanya karena Penggunaan : 2 Tabung dimasukkan durham dalam gas

Ukuran, kecil yang Panjang diameter

mengetahui Antara 1 2 cm oleh antara 0,4 0,5 cm. adanya

disebabkan aktivitas bakteri

tabung reaksi yang telah diisi larutan lalu 4 Botol Sampel a. Dengan tali dan pemberat dibalik Digunakan untuk Botol warna gelap kira kira 300 ml. dengan pemberat dan tali.

mengambil sampel yang dengan volume kiramemiliki kedalaman mata air, kolam renang Contoh : air sungai, dilengkapi

No

Nama Alat b. Tanpa tali dan pemberat

Gambar

Spesifikasi / Ukuran Merek Digunakan untuk Botol warna gelap mengambil tanpa kedalaman Contoh : sampel air kran, sumur bor 3 Digunakan yang lapangan ada untuk di mengambil sampel sampel dengan volume kirakira 300 ml.

5

Petridish

Fungsi :

Terdiri dari tempat

(cawan petri)

Tempat media plate.

pembuatan dan tutup diameter 5 padat bentuk cm-20 cm Merek : schot, pyrex RRC dan lain-lain

6

Kruistang

Fungsi : 4 Membantu pengambilan sampel air secara aseptic.Cara Penggunaan : Pada satu bagian, dipasang kapas, lalu kapas dibasahi spritus, lalu api yang menyala dinginkan untuk menyeterilkan mulut kian yang akan diambil sampelnya.

7

Penjepit Tabung

Fungsi : Untuk menjepit tabung pada saat dalam Merek dipanaskan/

No Nama Alat 8 Pinset

Gambar

keadaan panas Spesifikasi / Ukuran Fungsi : 5 Untuk makanan bentuk padat 6 Mengambil kemungkinan terkontaminasi oleh bakteri Fungsi : bendabenda yang terjatuh membantu sampel dalam mengambil

9

Montir (Penggerus)

Untuk

menggerus bagi sampel-

10

Timbangan Kodok

sampel padat Fungsi : 7 8 Menimbang menimbang yang sampel makanan bahan-bahan

11

Sendok Kayu

dibuat untuk media Fungsi : Untuk mengambil bahan-bahan kimia Fungsi meletakkan reaksi

12

Rak Tabung Reaksi

:

Untuk Rak

tabung reaksi sebanyak dari kayu,

tabung dilengkapi hole atau lubang terbuat 10,12, 20 atau 24, atau stanless steel.

No Nama Alat 13 Lampu Spritus (Busen Barner)

Gambar

Spesifikasi / Ukuran Fungsi : Untuk melidah apikan tabung dan peralatan lain pada saat melakukan pemeriksaan sampel Fungsi mengukur mencampur media

Merek

14

Beker Glass / Gelas Kimia

:

Tempat Ukuran, dan sampai

10 2000

ml ml.

Merek schit, Pyrex RRC dan lain-lain.

Yogyakarta, 28 November 2007 Praktikan, Pembimbing

G. Palupi Susanti Said.

Seno Wibowo

PRINSIP STERILISASI ALAT DAN BAHAN PRAKTIKUM BIOLOGI DAN MIKROBIOLOGI SERTA PERSIAPAN ALAT SAMPLING Acara Praktikum Memperkenalkan, cara strelisasi pada persiapan alat, pembuatan media dan pada waktu melakukan pemeriksaan Mikrobiologi. Tujuan a.Agar Mahasiswa mengerti, mampu mengenal prinsip sterilisasi b.Agar Mahasiswa mampu melakukan sterilisasi terhadap alat dan pembuatan media yang dipakai untuk praktikum biologi dan mikrobilogi baik untuk pengambilan sampel, pembuatan media dan pada saat melakukan pemeriksaan sampel. Teori Sterilasi Alat Sterilisasi pada prinsipnya mematikan mikroorganisme agar mikroorganisme tersebut tidak mengkontaminasi bahan/alat yang akan dipakai pada pengambilan sampel maupun pemeriksaan kualitas lingkungan (air, makanan dan specimen lainnya). Sterilasasi dapat dilakukan dengan beberapa cara, yaitu mekanis maupun khemis. Secara mekanik dilakukan dengan :

a.Pembakaran b.Melidahkan apikan (flamir) dengan krusting maupun dengan api lampu spritus Secara Kimia dapat digunakan : o Mengusap dengan alkohol 70% o Merendam dengan alkohol 70% o Memberi larutan kaporit o Larutan yodium dan sebagainya. Berbagai peralatan sampling dan pemerikasaan mikrobiologi perlu dilakukan sterilisasi dulu sebelum dipakai. Alat tersebut antara lain : o Botol timba dengan pemberat o Botol timba tanpa pemberat o Spcitula o Botol sampel makanan o Gunting o Paking petri o Tabung reaksi Cara Sterilisasi Alat Semua alat yang akan disterilisasi dicuci terlebih dahulu dengan memakai bahan pencuci bebas lemak, dan ditiriskan hingga kering. Setelah kering, masing-masing alat dibungkus dengan kertas kayu, selanjutnya kumpulkan alat sejenis bungkus lagi dalam bungkus yang lebih besar. Lakukan sterilisasi dengan autoclaf dengan cara sebagai berikut : 1Auto claf diberi air hingga tanda batas, pasang angsang, masukkan dan tata alat yang akan disterilisasikan. 2Tutup. hingga rapat, dengan cara memutar tombol autoclaf yang saling bersilangan hingga betul-betul rapat. 3Hubungkan auto claf dengan sumber listrik 4Panaskan auto claf hingga temperatur 1100 C dan tekanan 1 atm selama 30 menit. 5Setelah mencapai apa yang diharapkan, auto claf dimatikan, ditunggu hingga dingin.

6Setelah dingin auto claf dibuka dengan cara yang sama ketika menutup, yaitu membuka kran yang saling bersilangan. 7Angkat semua alat yang sudah sterilkan, masukkan dalam oven keringkan selama (2 jam 24 jam) 8Alat siap pakai. Pembahasan Pada praktikum kami kali ini, kami melakukan sterilisasi alat-alat mikrobiologi seperti botol sampel dan pemberat serta botol sempel, pipet 10 ml, tabung reaksi dan lainlain. Dalam pembungkusan alat-alat tersebut telah ada ukuran serta teknik-teknik dalam penggunaannya. Maka kita harus sesuai dengan petunjuk yang ada dalam cara kerja alat tersebut. Sterilisasi alat-alat yang kami gunakan kami lakukan sebagai dasar kita dalam melakukan praktikum selanjutnya. Karena dalam prinsip mikrobiologi segala sesuatu yang kita kerjakan atau lakukan harus stel (bebas kuman) Contohnya : dalam mengambil kita dalam mengambil air dari tempat yang dikehendaki harus steril. Dalam arti meminimalkan bakteri luar masuk, agar bakteri dari sampel yang ada sehingga tercapai hasil yang tepat/akurat terhadap sampel tersebut. Kesimpulan Dalam percobaan, tersebut kami dapat menyimpulkan bahwa : 1Dalam suatu sterilisasi terlebih dahulu kita membungkusnya dengan kertas pada larang, namun dalam teknik pembukusan kita harus teliti serta hati-hati. 2Stetilisasi alat dapat kita lakukan dalam autoclave yang berbentuk kompor Dhandang. 3Alat yang telah steril dapat kita gunakan dalam mengambil sampel, dan lain dalam kegiatan praktikum mikrobiologi.

Yogyakarta, 08 Desember 2007

Praktikan,

Pembimbing


Seno Wibowo

PEMBUATAN MEDIA UNTUK PEMERIKSAAN BAKTERIOLOGI (Media Brilliant Green Lactosa Bile Broth) BGLB Acara Praktikan Pembuatan media untuk pemeriksaan bakteriologi dalam praktikum mikrobiologi. Tujuan 1Agar Mahasiswa mengetahui pembuatan media untuk pemeriksaan bakteriologi Coli serta Collfrom) 2Agar Mahasiswa mengetahui jenis-jenis media dalam pemeriksaan bakteriologi 3Agar Mahasiswa mengetahui pembuatan media BGLB Dasar Teori Media Briliant Green Lactosa Bile Broth, digunakan pada waktu pemeriksaan sampel Coliform dan Colitinja pada tahap test penegasan. Cara Kerja Pembuatan Briliant Green Lactosa Bile Brouth dilakukan dengan cara sebagai berikut : 1Timbang 40 gram/100 ml = 8 gr/200 ml gram BGLB media, larutakan dengan 1 liter aquadest, masukkan dalam beaker glass, gojok sampai homogen masukkan semua (E.

media kedalam tabung-tabung reaksi yang sudah diberi tabung Durham. 2Pemasangan tabung Durham sedemikian, sehingga bagian tabung dimasukkan terbalik, sehingga pada saat terjadi reaksi pembentukan gas, maka gas tersebut akan terlihat. 3Masing-masing tabung diisi 8 ml 10 ml BGLB. Tabung-tabung segera ditutup dengan kapas, diletakkan dalam tempat tertentu, tutup dengan kertas payung dan disterilisasikan dengan auto dave selama 15 menit pada 1210C 4Apabila sudah dingin, angkat simpan dalam almari es. Alat dan Bahan Alat 1Timbangan 2Sendok penyu 3Pengaduk 4Beaker glass 5Tabung Durham 6Rak tabung reaksi 7Tabung reaksi 8Auto clave 9Alat tulis 10Kapas Bahan 11BGLB Media 12Akuades Pembahasan Dalam percobaan praktikum kami, melakukan praktikum pembuatan media BGLB, yaitu Briliant Green Lactosa Bile Borth. Larutan BGLB yang kami buat berwarna hijau yaitu sesuai dengan namanya. Media BGLB yang dibuat dapat digunakan untuk test penegasan coliform dan coli tinja. Pembuatan media cukup mudah hanya kita menimbang, larutan, letakan dalam

tabung. Reaksi diberi tabung durham lalu sterilisasi. lakukan sterilisasi selama 1x 24 jam lalu jika sudah jika kita belum mau memeriksa sampel, maka media dapat kita simpan dalam kulkas. Selain media BGLB,kita dapat juga mengetahui jenis jenis media, seperti LB (lactosa broth 0,5% dan lactosa broth 1,5%), larutan garam steril (Nacl steril), plate count agar. Masing masing media terdapat kegunaan sediri sendiri bergantung terhadap apa yang akan kita periksa bakteriologinya.

Kesimpulan 1Pembuatan Media BGLB mudah, larutan berwarna hijau 2Digunakan untuk test penegasan coliform dan colitinja Yogyakarta, 08 Desember 2007 Praktikan Pembimbing


Seno Wibowo

PENGAMBILAN SAMPEL Acara Praktikum Memberikan pengalaman, kemampuan, keterampilan pada mahasiswa caracara pengambilan sampel biologi dan mikrobiologi lingkungan. Tujuan 1Agar mahasiswa mengerti, mampu melakukan observasai untuk pengambilan sampel dengan benar. 2Agar mahasiswa mampu menggunakan alat dan bahan pengambilan sampel dengan benar dan baik. 3Agar mahasiswa mampu menggunakan metode dan cara pengambilan sampel yang benar. 4Apabila mahasiswa sudah menyelesaikan pendidikan akan mampu merencanakan dan melakukan pengambilan sampel lingkungan dengan benar Teori Pada pengambilan sampelsampel lingkungan perlu dilakukan tahapantahapan

sebagai berikut : 1Teknik observasi 2Penentuan titik sampling 3Metode pengambilan sampel 4Cara pengambilan sampel 5Cara pencatatan lembar kerja hasil pengambilan sample 6Pengambilan sample bakteri air perpipaan 7Pengambilan samplesample bakteri air sumur 8Pengambilan sampel bakteri kolam renang 9Pengambilan sampel plankton 10Pengambilan sampel bethos

11Teknik observasi Observasi sangat perlu dilakukan sebelum sesorang melakukan pengambilan sampel, hal tersebut perlu dilakukan agar sampel yang diambil benarbenar mewalili dari populasi sampel yang dikehendaki. 12Penentuan titik sampling Penentuan titik sampling diambil dari hasil observasi yang dilakukan. Penentuan titik sampling ini sangat penting, karena sample yang diambil hendaknya mewakili dari seluruh populasi sampel yang ada. Penentuan titik sampling yang salah akan menyebabkan salahnya evaluasi sampel dan kebijakan yang dilakukan. Alat dan Bahan Alat 13Krustang 14Kapas 15Spritus 16Korek api 17Botol sampel dan pemberat / botol sampel tanpa pemberat (yang sudah steril)

18Alat tulis +label / etiket Cara kerja Lokasi : Kampus Politeknik kesehatan Sumber : Kolam ikan Pengambilan sampel : 1Buka bungkus kertas botol dengan pemberat, secara hatihati jangan sampai botol tersentuh tangan 2Apabila sudah terbuka, ambil ujung tali, lilitkan ditangan (lilitan jangan terlalu kencang) sisakan hingga 2 atau 3 lilitan. 3Buka tutup botol dengan kapas dan kertasnya secara keseluruhan. Mulut botol di flambir. Perlu diingat pada saat menaruh tutup botol jangan sampai dalam posisi tengkurap. 4Setelah penuh tarik kembali botol sampel, dan tuang isi botol hingga kirakira tinggal 100 ml, flambir mulut botol kembali dengan tutup yang tersedia. 5Lilitkan talipada botol. 6Tempel label yang telah disiapkan, yang meliputi : Nama pengirim Alamat Tanggal pengirim Tanggal pengambilan Lokasi Jenis sampel Jenis pemeriksaan

Pembahasan Pada pengambilan sampel yang kami lakukan dikolam ikan poltekes Yogyakarta,kami menggunakan botol dan pemberat karena pemeriksaan dilakukan pada kolam ikan yang memiliki kedalaman. Dalam pengambilan sampel kami cukup mengalami kesulitan karena dalam sterilisasi alat tidak membawa korek api. serta dalam menentukan jarak antara reservoir ke kran terdekat karena tidak terdapat orang yang ditanya. Namun, dalam pengambilan sampel

dapat berjalan dengan lancar. Kesimpulan 1Dalam pengambilan sampel jangan sampai terlupa alat- alatnya. 2Kita harus hati dalam pengambilan karena botol harus steril. 3 Kita harus teliti dalam pengetahui jarak antar reservoir ke kran yang sering digunakan.



Seno Wibowo

PEMERIKSAAN COLIFORM DAN COLITINJAAcara Praktikum Pemeriksaan coliform dan colitinja Tujuan 1Agar mahasiswa mengerti dan mampu melakukan pemeriksaan coliform dan colitinja pada semua jenis air sampel 2Agar mahasiswa mampu melakukan pemeriksaan coliform dan colitinja Maksud Acara Praktikum Memberikan keterampilan pada mahasiswa untuk melakukan pemeriksaan sampel-sampel biologi dan mikrobiologi lingkungan. Dasar Teori Bakteri coli merupakan yang banyak terdapat pada sistem pencernaan hewan

berdarah panas, termasuk manusia. Dengan demikian keberadan bakteri coli dalam suatu perairan tersebut sudah tercemar oleh buangan rumah tangga. Bakteri golongan coli merupakan bakteri bentuk batang bersifat anaerob dan falkutatif anaerob, bersifat gram negati, tidak berspora dan mampu memfermentasikan laktosa pada temperatur 350c-380c selama 48 jam Ada 2 macam pemeriksaan coliform dan colitinja, yaitu : 1Metode Membran filter 2Metode Multiple Tube Fermentation. Pemeriksaan colifrom dan colitinja yang kita lakukan dengan metode multipe tube fermentation. Pada pengguaan metode ini hasil yang didapat bukan nilai mutlak, tetapi perkiraan terdekat jumlah kuman ( N = most probable number ), hasil berdasarkan atas ada tidaknya gas yang terbentuk selam fermentasi berlangsung. Ada berbagai tahap pada penggunaan metode ini, yaitu tes perkiraan dan tes penegasan. tes perkiraan dilakukan dengan menanam sampel pada media lactosa broth, sedang test penegasan dilakukan dengan menanam sampel pada media BGLB. Pada pemeriksaan hendaknya menggunakan alatalat dan bahan yang sudah tersedia dalam keadaan steril dan disiapkan lampu spiritus. Alat dan bahan 1Inkubator 2Rak tabung reaksi 3Bunsen burner 4Ose tumpul 5Pipet ukur 10 ml steril 6Media BGLB ( dalam tabung steril dan berisi tabung durham ) 7Media LB (dalam tabung steril dan berisi tabung durham ) 8Lampu spritus Cara Kerja 9Letakkan LB dan pisahkan antara LB triple strenght yang berjumlah 5 buah dan LN single strenght yang berjumlah 2 buah. 10Pada LB triple strenght ambil 101 ml air sampel dan masukkan ke dalamnya secara

steril. 11Pada LB single strenght 1 buah di isi dengan 1 ml air sampet, sedang 1 buah diisi dengan 0,1 ml (setara dengan 2 tetes) dengan air sampel secara steril. 12Lalu namai setiap tabung 13Si ikat dalam satu kertas, masukkan dalam beaker glass 14Letakkan dalam , dieramkan/diinkubasi dalam suhu 37 0C waktu 2 x 24 jam (2 hari). Pada hari III 15Media LB yang telah dieramkan dalam inkubator 37 0C 2 x 24 jam, kita keluarkan lalu siapkan rak tabung reaksi dan tata dengan rapi. 16Setelah siap kita ambil media BGLB. Namun sebelum itu kita lihat/perhatikan tabung durham terdapat gas atau tidak. Jika di temukan maka larutan tersebut diperiksa lagi namun jika kita kocok tidak terdapat gas maka pemeriksaan kita hentikan. 17Ambil media BGLB sesuai dengan jumlah tabung yang terdapat gas dalam tabung durham. 18Ambil ose tumpul. 19Ambil media LB yang terdapat gas dalam tabung durham, ambil dengan ose tumpul catatan harus steril, yaitu sebelum dan setelah dipanaskan dengan lampu spritus. 20Lakukan hingga semua tabung telah ditanam dalam BGLB 21Media BGLB yang telah tertanam bakteri dalam LB kita kumpulkan lagi dan masukkan dalam beker glass. 22Masukkan dalam inkubator, dieramkan 1 x 24 jam dalam suhu 44 0C (karena kita akan memeriksa bakteri (oli tinja) Pada hari ke IV 23Kita keluarkan media BGLB yang telah dieramkan dalam inkubator 24Kita tata di rak tabung reaksi 25Perhatikan tabung mana yang terdapat gas dalam tabung durham 26Catat 27Lalu cuci tabung kalau dirasa sudah.

Data Praktikum 28Pada pemeriksaan hari ke III Jumlah tabung sebelum 7 buah, setelah dieramkan menjadi 6 buah tabung, sehingga media BGLB yang ditanam 6 buah. 29Pada pemeriksaan hari ke IV Menggunakan ragam 5 : 1 : 1 Kode Sampel A5 A3 A2 A-4 Pembahasan Pada kesempatan kali ini, kami melakukan pemeriksaan air sampel yaitu kemungkinan terdapat Coli fom atau E.Coli Tinja. Media yang digunakan adalah LB dan BGLB. Media LB terdapat 2 jenis yaitu LB Triple Strengh dan LB Single Strenght sebagai test perkiraan. Media BGLB digunakan untuk test penegasan terhadap bakteri Coli Form atau Coli Tinja. Pada hari ke-2, kita akan dapat mengetahui air sampel tersebut tercemar atau tidak dengan adanya/terbentuknya gas dalam tabung durham. Terbentuknya gas karena adanya bakteri anaerob yang berkembang biak, dengan mengeluarkan gas, lalu dilanjutka ke hari ke-3 dengan dipindah pada media BGLB. Pada hari ke-3, adalah hari penegasan karena menggunakan media BGLB sebagai media penegasan. Pada hari ini, merupakan hasil untuk mengetahui ada tidaknya Coli form atau Coli Tinja, Jika BGLB di tanam pada suhu 440C selama 1 x 24 jam maka bakteri yang di dapat adalah Coli Tinja, sedang jika BGLB di tanam pada suhu 370C 2 x 24 maka bakteri yang kita dapat adalah Coliform. Kesimpulan 30Jumlah tabung yang digunakan untuk test penegasan sebanyak 6 buah 31Menggunakan 2 buah media yaitu media LB dan media BGLB 10 ml 2+ 1+ 2+ 0 1 ml 0 0 0 0 0,1 ml 0 0 0 0 2 5 0 Hasil MPN E coli Per-100 m 5

32Bakteri yang di dapat adalah E. Coli / Tinja 33Bahwa air sampel tersebut menunjukkan negatif C. Coli Tinja.

Yogyakarta, 8 Desember 2007 Praktikan, Pembimbing


Seno Wibowo

Documents

465 PALUPI